Notre recherche se concentre sur le développement de la bioélectronique qui intègre le transfert d’électrons extracellulaires bactériens ou EET pour élargir les applications de biodétection et de bioinformatique. Nous cherchons des réponses sur la façon dont l’EET interagit avec les matériaux électroniques, comment réguler génétiquement l’EET afin d’optimiser les performances électriques et s’il existe de nouvelles caractéristiques émergentes dans ces systèmes électrochimiques qui contiennent des cellules vivantes. Les progrès de la recherche sur les cellules HR bactériennes ou le transfert d’électrons utilisent la biologie synthétique pour l’ingénierie des voies EET, le système électrochimique pour la surveillance de l’oxydoréduction, par exemple, et la microscopie aux activités cellulaires, la microscopie à force atomique et les macro-électrodes pour l’analyse du flux d’électrons et la spectroscopie avancée comme les drones Raman pour la caractérisation de l’interface de biologie des matériaux.
Nous démontrons que le génie génétique montré sur la maladie pourrait moduler les sorties d’OECT, permettant des réponses électriques biologiques. Les résultats comprennent l’illustration des voies EET directes et indirectes ayant un impact sur les performances bioélectroniques, le couplage de la logique génétique aux résultats électriques et l’ajustement de la plasticité génétique via l’EET. Par rapport au travail OECT traditionnel, les cellules vivantes offrent des avantages tels que des contrôles dynamiques génétiquement programmables par transfert d’électrons extracellulaires et la capacité d’exploiter les métabolismes cellulaires pour des réponses en temps réel.
Par rapport aux circuits biologiques traditionnels qui utilisent des rapporteurs de fluorescence, les utilisateurs d’OECT fournissent des résultats électriques directs plus rapides avec une sensibilité élevée. Nos travaux futurs comprennent l’expansion des circuits génétiques pour piloter l’EET et le développement de l’épigénétique ou de l’optogénétique pour permettre à l’électronique de moduler l’expression du gène EET. Nous sommes également intéressés par la création de boucles de contrôle pour des applications telles que l’entraînement de réseaux neuronaux.
Enfin, nous explorons divers matériaux de canaux OECT et l’inclusion de la microfluidique et de la génération d’oxygène pour contrôler davantage les performances des dispositifs. Pour commencer l’autoclave, le transistor électrochimique organique ou les lames OECT, les feuilles de polydiméthylsiloxane ou PDMS et l’argent, l’électrode de référence en chlorure d’argent. Faites cuire les composants de l’autoclave à 80 degrés Celsius pour les sécher.
Transférez les lames OECT de l’autoclave et l’électrode de référence en argent, chlorure d’argent dans la boîte à gants. Soumettez les feuilles PDMS à un vide dans l’antichambre de la boîte à gants pendant quatre heures pour désorber l’oxygène piégé. Ensuite, pour assembler le dispositif OECT, placez les feuilles PDMS sur les lames OECT.
Injectez 45 microlitres de milieu basal Shewanella, ou SBM, dans chaque chambre OECT. Couvrez les orifices de la chambre OECT avec des feuilles PDMS pour éviter l’évaporation et la contamination du fluide. Commencez la mesure électrochimique OECT initiale en mesurant le courant IDS de la voie pour un pas de tension de grille de zéro à 0,2 volts.
Surveillez le courant de course de drain de canal OECT ou IDS sous une tension de source de drain de canal constant ou VDS de moins 0,05 volts et une tension de grille VGS de 0,2 volts jusqu’à ce que le courant se stabilise. Configurez le premier canal de l’instrument pour mesurer l’IDS de courant du canal OECT. Réglez le nom de la technique sur l’ampérométrie rapide, le temps d’équilibrage sur une seconde, la tension d’équilibrage sur moins 0,05 volts, la tension de polarisation sur moins 0,05 volts, le temps d’exécution sur 14 secondes et l’intervalle d’échantillonnage sur 0,5 milliseconde.
Ensuite, configurez le canal d’instrument deux pour contrôler la tension de grille VGS. Définissez le nom de la technique sur Mode mixte, le temps de condition sur une seconde, la tension de condition sur zéro volt, le mode de premier étage sur E constant, la tension de polarisation du premier étage sur zéro volt. Passez la première étape à quatre secondes.
Mode de polarisation de l’étage deux à E constant, tension de polarisation de l’étage deux à 0,2 volts. La durée d’exécution de la deuxième étape est de 10 secondes et l’intervalle d’échantillonnage de 0,5 milliseconde. Appliquez une tension de canal constante VDS de moins 0,05 volt et une tension de grille VGS de 0,2 volts à tous les dispositifs OECT.
Centrifugez la suspension de Shewanella oneidensis à 1500 3G pendant quatre minutes et lavez la pastille cellulaire trois fois avec un millilitre de milieu de croissance frais. Après le dernier lavage, remettre en suspension les cellules dans 0,5 millilitre ou la moitié du volume de culture d’origine pour obtenir une suspension cellulaire concentrée avec une densité optique de 600 de un à 3,5. Transférez la suspension cellulaire concentrée dans la boîte à gants.
Préparez l’inoculum en diluant les cellules à une densité optique voulue de 0,1, en utilisant le SBM+ complété par du lactate fraîchement préparé dans la boîte à gants avec des supports purgés. Arrêtez le potentiostat. Injecter cinq microlitres de l’inoculum préparé dans la chambre OECT contenant 45 microlitres de SBM pour obtenir une absorbance finale de 0,01.
Couvrez les orifices de la chambre OECT avec des feuilles PDMS pour éviter l’évaporation et la contamination du fluide. Pour les cultures anaérobies, diluer dix fois la culture cellulaire de Shewanella à l’aide d’un milieu de dilution de même constitution que le milieu de croissance. Après avoir arrêté le potentiostat, injectez cinq microlitres d’inoculum anaérobie dans la chambre OECT, contenant 45 microlitres de milieu SBM.
Couvrez les ports de la chambre OECT avec des feuilles PDMS. Appliquez des tensions de polarisation constantes aux voies OECT avec une tension de canal VDS de moins 0,05 volt et une tension de grille VGS de 0,2 volt pendant 24 heures. Déconnectez la statistique potentielle des dispositifs OECT individuels uniquement pendant les mesures ponctuelles à des fins de caractérisation.
Surveiller les changements significatifs dans l’état de dopage du canal OECT au cours des huit premières heures. Après 24 heures, insérez l’électrode de référence en argent et chlorure d’argent dans la chambre OECT en la tournant doucement et en la poussant à travers l’orifice d’échange de fluide. Mesurez les courbes de transfert de l’OECT en balayant la tension de grille de moins 0,1 volt à 0,6 volt tout en surveillant le courant de canal IDS avec une tension de polarisation constante VDS de moins 0,05 volts.
Simultanément, mesurez les potentiels précis de l’électrode de grille et de l’électrode source par rapport à l’électrode de référence. Configurez le canal un de l’instrument pour mesurer le courant IDS du canal OECT à l’aide de la technique de chronoampérométrie. Réglez le temps d’équilibrage à cinq secondes, la tension d’équilibrage à moins 0,05 volts, la tension de polarisation à moins 0,05 volts, la durée de fonctionnement à 35 secondes et l’intervalle d’échantillonnage à 0,09915 seconde.
Configurez ensuite le canal deux de l’instrument pour contrôler la tension de grille OECT VGS à l’aide de la voltampérométrie à balayage linéaire. Réglez le temps d’équilibrage sur cinq secondes, la tension d’équilibrage sur moins 0,1 volts. Tension de départ à moins 0,1 volts.
Tension finale à 0,6 volts. Pas de tension à 0,002 volts et vitesse de balayage à 0,02 volts par seconde. Configurez le canal trois de l’instrument pour mesurer le potentiel de la source OECT VS par rapport à l’électrode de référence en argent et chlorure d’argent à l’aide de la potentiométrie en circuit ouvert.
Définissez la durée d’exécution sur 40 secondes et l’intervalle d’échantillonnage sur 0,09915 seconde. Configurez le canal quatre de l’instrument pour mesurer le potentiel de grille OECT VG par rapport à l’électrode de référence à l’aide de la potentiométrie en circuit ouvert. Définissez la durée d’exécution sur 40 secondes et l’intervalle d’échantillonnage sur 0,09915 seconde.
Après chaque mesure, rincez l’électrode de référence avec de l’éthanol à 70 % et essuyez-la avec une nouvelle serviette à faible peluche. Les constantes de vitesse ajustées pour l’activité de transfert d’électrons ont montré des différences significatives entre les souches, les mutants Delta MtrC et Delta MTR affichant des constantes réduites par rapport à S. oneidensis MR-1 de type sauvage. La complémentation des mutants avec MtrC ou MTRC AB a rétabli les taux à des niveaux de type sauvage dans des conditions d’inducteur.
Le courant du canal OECT a démontré une détection rapide de l’activité de transfert d’électrons avec le courant de la source de drainage et le courant de la source de drainage normalisé, montrant des différences statistiquement significatives entre les souches dans les 1,5 heures suivant l’inoculation. Les contrôles abiotiques et les mutants non induits ont montré des changements minimes, renforçant la sensibilité du système hybride.
