Nossa pesquisa se concentra no desenvolvimento de bioeletrônica que integra a transferência de elétrons extracelular bacteriano ou EET para expandir as aplicações de biossensoriamento e biocomputação. Estamos buscando respostas sobre como o EET interage com materiais eletrônicos, como regular geneticamente o EET para otimizar o desempenho elétrico e se existem novos recursos emergentes nesses sistemas eletroquímicos que contêm células vivas. Os avanços na pesquisa de células HR bacterianas ou transferência de elétrons usam biologia sintética para projetar vias EET, sistema eletroquímico para monitoramento redox, por exemplo, e microscopia para atividades celulares, conduzindo microscopia de força atômica e macro eletrodos para análise de fluxo de elétrons e espectroscopia avançada como UAVs Raman para caracterização de interface de biologia de materiais.
Demonstramos que a engenharia genética mostrada na doença pode modular as saídas de OECT, permitindo respostas elétricas biologicamente orientadas. As descobertas incluem ilustrar as vias diretas e indiretas do EET que afetam o desempenho da bioeletrônica, acoplar a lógica genética aos resultados elétricos e ajustar a plasticidade genética via EET. Em comparação com o trabalho tradicional do OECT, as células vivas oferecem vantagens como controles dinâmicos geneticamente programáveis por meio da transferência de elétrons extracelulares e capacidade de alavancar o metabolismo celular para respostas em tempo real.
Em comparação com os circuitos biológicos tradicionais que usam repórteres de fluorescência, os usuários do OECT fornecem resultados elétricos diretos mais rápidos com alta sensibilidade. Nosso trabalho futuro inclui a expansão de circuitos genéticos para impulsionar o EET e o desenvolvimento de epigenética ou optogenética para permitir que a eletrônica module a expressão gênica do EET. Também estamos interessados em criar malhas de controle para aplicações como treinamento de redes neurais.
Finalmente, estamos explorando diversos materiais de canal OECT e a inclusão de microfluídica e geração de oxigênio instituído para controlar ainda mais o desempenho do dispositivo. Para iniciar a autoclave o transistor eletroquímico orgânico ou lâminas OECT, folhas de polidimetilsiloxano ou PDMS e prata, eletrodo de referência de cloreto de prata. Asse os componentes da autoclave a 80 graus Celsius para secá-los.
Transfira as corrediças OECT da autoclave e o eletrodo de referência de cloreto de prata para o porta-luvas. Sujeitar as folhas de PDMS a um vácuo na anticâmara do porta-luvas durante quatro horas para dessorver o oxigénio retido. Em seguida, para montar o dispositivo OECT, coloque as folhas PDMS sobre as lâminas OECT.
Injete 45 microlitros de meio basal de Shewanella, ou SBM, em cada câmara OECT. Cubra as portas da câmara OECT com folhas PDMS para evitar evaporação e contaminação do meio. Comece a medição eletroquímica inicial do OECT medindo o IDS da corrente do canal para um passo de tensão de porta de zero a 0,2 volts.
Monitore a corrente de curso de drenagem do canal OECT ou IDS sob uma tensão de fonte de drenagem de canal constante ou VDS de menos 0,05 volts e tensão de porta VGS de 0,2 volts até que a corrente se estabilize. Configure o canal de instrumento um para medir o IDS atual do canal OECT. Defina o nome da técnica para Fast Amperometria, tempo de equilíbrio para um segundo, tensão de equilíbrio para menos 0,05 volts, tensão de polarização para menos 0,05 volts, tempo de execução para 14 segundos e intervalo de amostragem para 0,5 milissegundos.
Em seguida, configure o canal dois do instrumento para controlar a tensão da porta VGS. Defina o nome da técnica para Modo Misto, tempo de condição para um segundo, tensão de condição para zero volts, stage modo um para E constante, stage um tensão de polarização para zero volts. Estágio um tempo de execução para quatro segundos.
Stage modo dois para E constante, stage dois tensão de polarização para 0,2 volts. Estágio dois tempo de execução para 10 segundos e intervalo de amostragem para 0,5 milissegundos. Aplique um volume de canal constante voltage VDS de menos 0,05 volts e tensão de porta VGS de 0,2 volts a todos os dispositivos OECT.
Centrifugar a suspensão de Shewanella oneidensis a 1500 3G durante quatro minutos e lavar o sedimento celular três vezes com um mililitro de meio de cultura fresco. Após a última lavagem, ressuspenda as células em 0,5 mililitro ou metade do volume de cultura original para obter uma suspensão celular concentrada com uma densidade óptica de 600 de um a 3,5. Transfira a suspensão de célula concentrada para o porta-luvas.
Prepare o inóculo diluindo as células até uma densidade óptica pretendida de 0,1, usando o SBM+suplementado com lactato preparado recentemente no porta-luvas com estoques de meios purgados. Pare o potenciostato. Injectar cinco microlitros do inóculo preparado na câmara OECT contendo 45 microlitros SBM para obter uma absorvância final de 0,01.
Cubra as portas da câmara OECT com folhas PDMS para evitar evaporação e contaminação do meio. Para culturas anaeróbicas, diluir a cultura de células Shewanella dez vezes usando um meio de diluição com a mesma constituição do meio de cultivo. Após a interrupção do potenciostato, injectar cinco microlitros do inóculo anaeróbio na câmara OECT, contendo 45 microlitros de meio SBM.
Cubra as portas da câmara OECT com folhas PDMS. Aplique tensões de polarização constantes aos canais OECT com uma tensão de canal VDS de menos 0,05 volts e tensão de porta VGS de 0,2 volts por 24 horas. Desconecte a estatística potencial de dispositivos OECT individuais apenas durante medições de ponto de tempo para caracterização.
Monitorizar alterações significativas no estado de dopagem do canal OECT durante as oito horas iniciais. Após 24 horas, insira o eletrodo de referência de prata e cloreto de prata na câmara OECT girando-o suavemente e empurrando-o através da porta de troca de fluido. Meça as curvas de transferência do OECT varrendo a tensão da porta de menos 0,1 volts a 0,6 volts enquanto monitora a corrente do canal IDS com uma tensão de polarização constante VDS de menos 0,05 volts.
Simultaneamente, meça os potenciais precisos do eletrodo de porta e fonte em relação ao eletrodo de referência. Configure o canal um do instrumento para medir o IDS atual do canal OECT usando a técnica de cronoamperometria. Defina o tempo de equilíbrio para cinco segundos, a tensão de equilíbrio para menos 0,05 volts, a tensão de polarização para menos 0,05 volts, o tempo de execução para 35 segundos e o intervalo de amostragem para 0,09915 segundos.
Em seguida, configure o canal dois do instrumento para controlar a tensão da porta OECT VGS usando voltametria de varredura linear. Defina o tempo de equilíbrio para cinco segundos, a tensão de equilíbrio para menos 0,1 volts. Comece a tensão para menos 0,1 volts.
Tensão final para 0,6 volts. Passo de tensão para 0,002 volts e taxa de varredura para 0,02 volts por segundo. Configure o canal três do instrumento para medir o potencial da fonte OECT VS em relação ao eletrodo de referência de prata e cloreto de prata usando potenciometria de circuito aberto.
Defina o tempo de execução como 40 segundos e o intervalo de amostragem como 0,09915 segundos. Configure o canal quatro do instrumento para medir o potencial da porta OECT VG em relação ao eletrodo de referência usando potenciometria de circuito aberto. Defina o tempo de execução como 40 segundos e o intervalo de amostragem como 0,09915 segundos.
Após cada medição, enxágue o eletrodo de referência com etanol a 70% e limpe-o com uma nova toalha de baixa fiapos. As constantes de taxa ajustadas para a atividade de transferência de elétrons mostraram diferenças significativas entre as cepas com os mutantes Delta MtrC e Delta MTR exibindo constantes reduzidas em comparação com S.oneidensis MR-1 do tipo selvagem. A complementação de mutantes com MtrC ou MTRC AB restaurou as taxas para níveis de tipo selvagem sob condições indutoras.
A corrente do canal OECT demonstrou detecção rápida da atividade de transferência de elétrons com corrente da fonte de drenagem e corrente da fonte de drenagem normalizada, mostrando diferenças estatisticamente significativas entre as cepas dentro de 1,5 horas após a inoculação. Controles abióticos e mutantes não induzidos apresentaram alterações mínimas, reforçando a sensibilidade do sistema híbrido.
