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Dans cet article

  • Résumé
  • Résumé
  • Protocole
  • Discussion
  • matériels
  • Références
  • Réimpressions et Autorisations

Résumé

Prélèvements sanguins sont nécessaires dans un grand nombre d'études, par exemple pour étudier le profil pharmacocinétique d'un composé. Ici, nous montrons comment prélever du sang de rats en utilisant deux techniques: prélever du sang de la veine saphène ou par ponction cardiaque.

Résumé

Dessin de sang de rongeurs est nécessaire pour un grand nombre de fois in vitro et in vivo. Sites de prélèvements sanguins sont nombreux chez les rongeurs: le cœur du sinus rétro-orbitaires, la veine jugulaire, veine maxillaire, la veine saphène,. Chaque technique a ses avantages et ses inconvénients, et certains ne sont pas approuvés plus dans certains pays (par exemple, rétro-orbitaires dessine en Hollande). Une discussion sur les différentes techniques de dessin sont disponibles sanguins 1-3. Ici, nous présentons deux techniques pour prélever du sang à partir de rats, chacun avec ses applications spécifiques.

Prélever du sang de la veine saphène, à condition qu'il soit fait correctement, induit une détresse minimale chez les animaux et ne nécessite pas d'anesthésie. Cette technique permet des tirages répétés de petites quantités de sang, comme nécessaires pour les études pharmacocinétiques 4,5, la détermination de la chimie du plasma, ou numération globulaire 6.

Ponction cardiaque permet la collecte de grandes quantités de sang à partir d'un seul animal (jusqu'à 10 ml de sang peuvent être tirées d'un rat de 150 g). Cette technique est donc très utile en tant que procédure de terminal lors de l'élaboration de sang de la saphène ne serait pas de fournir un échantillon suffisamment grand. Nous utilisons ponction cardiaque quand nous avons besoin des quantités suffisantes de sérum provenant d'une souche spécifique de rats à croître T lymphocytes in vitro lignes 4-9.

Protocole

Dessin de sang de rats à travers la veine saphène et par ponction cardiaque

Remarque: Toutes les procédures doivent être approuvées par les soins des animaux de votre institut et au comité d'utilisation.

1. Prélever du sang de la veine saphène

  1. Cette procédure est effectuée sans anesthésie et nécessite deux personnes, celui qui gère le rat, et celui qui effectue le tirage au sort.
  2. Faire un cône sur une serviette ou de détenir le rat avec des gants de manipulation de rongeurs, en laissant une patte arrière exposés.
  3. Rasage à l'arrière de la jambe avec une tondeuse électrique jusqu'à ce que la veine saphène est visible. Rasage une superficie assez grande, de sorte qu'aucun poil entrera en contact avec le site de ponction. Utilisez une petite quantité de lotion pour les mains non parfumée pour garder les cheveux non rasés loin du site de ponction.
  4. Faire un point de compression à la base de la jambe pour faire sortir l'saphène renflement (similaire à l'aide d'un garrot lors de l'élaboration du sang d'un humain ou un animal de grande taille). Piquer la veine avec une aiguille de 20G et une pelle le sang comme elle vient à l'aide d'une microvette. Pompage avec la jambe aidera à attirer plus de sang. Lorsque vous avez collecté suffisamment de sang, tenir une compresse propre sur le site de ponction pour arrêter le saignement.

2. Prélever du sang par ponction cardiaque

  1. Cette procédure nécessite l'anesthésie et est en phase terminale. Les animaux doivent être immédiatement euthanasié à l'issue d'une ponction cardiaque.
  2. Préparer une seringue de 5 ml avec une aiguille 23G1.
  3. Profondément anesthesize le rat et le chèque pour l'anesthésie par le manque de mouvement spontané, le taux de respiration lente, et l'absence de réponse à des stimuli (tels que le pincement d'un orteil). Pour assurer une anesthésie prolongée, placez une seringue contenant une serviette trempée dans du papier anesthésiques volatils sur le nez du rat pendant la procédure.
  4. Placez le rat sur son dos, face à vous.
  5. Si vous êtes droitier, placez votre index gauche au niveau des plus bas des côtes, sans appliquer aucune pression. Le coeur sera situé ~ 1 cm au-dessus ce point, légèrement vers la droite.
  6. Retenir votre seringue à un angle de 45 degrés, insérer l'aiguille entre deux côtes et regarder pour une goutte de sang à venir dans l'aiguille. Ceci est une indication que vous êtes dans le cœur. Sans bouger de votre seringue, tirez sur le piston pour remplir la seringue. Lorsque la seringue est pleine, soigneusement le déconnecter de l'aiguille et le vider dans un tube. La seringue peut alors être ré-attaché à l'aiguille pour le dessin plus de sang. Il devrait être possible de tirer des 5-10 ml de sang d'un rat 120-180 g.
  7. Immédiatement euthanasier le rat.

Discussion

Dessin de sang de la veine saphène est une façon pratique d'obtenir de petites quantités de sang, sans anesthésie. Si l'échantillonnage répété est nécessaire, consulter les règlements pour vous assurer de ne pas tirer trop de sang d'un rat.

Dessin de sang par ponction cardiaque est une façon pratique d'obtenir de grandes quantités de sang, mais c'est une procédure terminale. L'animal doit être euthanasié à l'issue du tirage au sort du sang.

Ces techniques (comme toutes les techniqu...

matériels

Material NameTypeCompanyCatalogue NumberComment
NameCompanyCatalog NumberComments
Needle 20G 1/2ToolBecton Dickinson305176For puncturing the saphenous vein
Microvette 300ToolSarstedt20.1308.100To collect blood from the saphenous vein
Electric trimmerToolBraintreeCLP-32130 
Needle 23 G 1ToolBecton Dickinson305145For cardiac puncture
5 ml plastic syringe, slip tipToolFisher14-826-12For cardiac puncture

Références

  1. Van Herck, H., Baumans, V., Brandt, C. J. W. M., Boere, H. A. G., Hesp, A. P. M., Van Lith, H. A., Schurink, M., Beynen, A. C. Blood sampling from the retro-orbital plexus, the saphenous vein and the tail vein in rats: comparative effects on selected behavioural and blood variables. Laboratory Animals. 35, 131-139 (2001).
  2. Luzzi, M., Skoumbourdis, E., Baumans, V., Conte, A., Sherwin, C., Kerwin, A., Lang, T., Morton, D., Barley, J., Moreau, E., Weilenmann, R. F., Reinhardt, V. Collecting blood from rodents: a discussion by the laboratory animal refinement and enrichment forum. Animal Technology and Welfare. 4, 99-102 (2005).
  3. Angelow, O., Schroer, R. A., Heft, S., James, V. C., Noble, J. A comparison of two methods of bleeding rats: the venous plexus of the eye versus the vena sublingualis. Jounal of Applied Toxicology. 4, 258-260 (2006).
  4. Beeton, C., Wulff, H., Barbaria, J., Clot-Faybesse, O., Pennington, M., Bernard, D., Cahalan, M. D., Chandy, K. G., Beraud, E. Selective blockade of T lymphocyte K+ channels ameliorates experimental autoimmune encephalomyelitis, a model for multiple sclerosis. Proc. Natl. Acad. , 13942-13947 (2001).
  5. Beeton, C., Pennington, M. W., Wulff, H., Singh, S., Nugent, D., Crossley, G., Khaytin, I., Chen, C. Y., Calabresi, P. A., Chandy, K. G. Targeting effector memory T cells with a selective peptide inhibitor of Kv1.3 channels for therapy of autoimmune diseases. Mol. Pharmacol. , 1369-1381 (2005).
  6. Beeton, C., Wulff, H., Standifer, N. E., Azam, P., Mullen, K. M., Pennington, M. W., Kolski-Andreaco, A., Wei, E., Grino, A., Counts, D. R., Wang, P. H., LeeHealey, C. J., Andrews, B. S., Sankaranarayanan, A., Homerick, D., Roeck, W. W., Tehranzadeh, J., Stanhope, K. L., Zimin, P., Havel, P. J., Griffey, S., Knaus, H. G., Nepom, G. T., Gutman, G. A., Calabresi, P. A., Chandy, K. G. Kv1.3 channels are a therapeutic target for T cell mediated autoimmune diseases. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. , 17414-17419 (2006).
  7. Beeton, C., Barbaria, J., Devaux, J., Benoliel, A. -. M., Gola, M., Sabatier, J. -. M., Bernard, D., Crest, M., Beraud, E. Selective blocking of voltage-gated K+ channels treats experimental autoimmune encephalomyelitis and inhibits T-cell activation. J. Immunol. , 936-944 (2001).
  8. Devaux, J., Forni, C., Beeton, C., Barbaria, J., Beraud, E., Gola, M., Crest, M. Myelin basic protein-reactive T cells induce conduction failure in vivo but not in vitro. Neuroreport. , 317-320 (2003).
  9. Beeton, C., Chandy, K. G. Induction and monitoring of adoptive delayed type hypersensitivity in rats. Journal of Visualized Experiments. 8, (2007).

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