JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • протокол
  • Обсуждение
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Крови привлекает необходимы в большом количестве исследований, например для изучения фармакокинетики профиля соединения. Здесь мы показываем, как рисовать крови у крыс с помощью двух методов: кровь извлечь из подкожной вены или пункции сердца.

Аннотация

Рисование крови от грызунов необходимо для большого числа как в пробирке и в естественных исследованиях. Сайты крови привлекает множество у грызунов: ретро-орбитальной пазухи, яремной вены, верхнечелюстной вены, подкожной вены, сердце. Каждый метод имеет свои преимущества и недостатки, а некоторые из них не одобрен уже не в некоторых странах (например, ретро-орбитальной привлекает в Голландии). Обсуждение различных методов для рисования крови имеются 1-3. Здесь мы приведем два способа забора крови у крыс, каждый со своими специфическими приложениями.

Кровь извлечь из подкожной вены, если это сделано должным образом, вызывает минимальное бедствие у животных и не требует анестезии. Эта техника позволяет повторять привлекает небольших количеств крови, например, сколько необходимо для фармакокинетических исследований 4,5, определяющих плазмохимии, или анализ крови 6.

Сердечная пункция позволяет собирать большое количество крови от одного животного (до 10 мл крови можно сделать из 150 крыс г). Этот метод, следовательно, очень полезны в качестве терминала процедуры при взятии крови из подкожной не обеспечит достаточно большой выборке. Мы используем пункции сердца, когда нам нужно достаточное количество сыворотки от конкретного штамма крыс расти Т-лимфоцитов в пробирке линиями 4-9.

протокол

Взятии крови у крыс путем подкожной вены и пункции сердца

Примечание: Все процедуры должны быть одобрены животного ваш институт по уходу и использованию комитета.

1. Кровь извлечь из подкожной вены

  1. Эта процедура проводится без анестезии и требует два человека, один, кто обращается с крысой, и тот, кто выполняет ничьей.
  2. Сделать конус из полотенца или держать крысу с грызунами обработки перчатки, оставляя одну задних конечностей подвергается.
  3. Бритье задней ноге электрический триммер до подкожной вены видны. Бритье достаточно большой области, так что нет волос будет вступать в контакт с места прокола. Используйте небольшое количество не-ароматный крем для рук, чтобы сохранить, не бритые волосы от места прокола.
  4. Сделать точки сжатия у основания ног, чтобы сделать из подкожной вены выпуклость (по аналогии с использованием жгута при взятии крови у человека или крупное животное). Прокол вены с использованием иглы 20G и совок крови, как это происходит с использованием microvette. Насосная с ног поможет привлечь больше крови. Когда вы собрали достаточное количество крови, держите чистую компресс на месте прокола, чтобы остановить кровотечение.

2. Кровь ничью пункции сердца

  1. Эта процедура требует анестезии и терминала. Животные должны быть немедленно эвтаназии в конце пункции сердца.
  2. Подготовка 5 мл шприц с иглой 23G1.
  3. Глубоко anesthesize крысы и проверить его на наркоз из-за отсутствия стихийным движением, медленный темп дыхания, и отсутствие реакции на раздражители (например, зажимая палец ноги). Для обеспечения длительной анестезии, место шприца содержащих бумажные полотенца пропитанной в летучих анестетиков на носу крыс во время процедуры.
  4. Место крысы на спине, лицом от себя.
  5. Если вы правша, поместите указательный палец левой руки на уровне самых низких ребер, без применения каких-либо давления. Сердце будет располагаться ~ 1 см выше этой точки, слегка вправо.
  6. Холдинг ваш шприц на 45-градусный угол, вставить иглу между двумя ребрами и наблюдать за каплю крови, чтобы вступить в иглу. Это признак того, что вы находитесь в сердце. Не двигая вашу шприца, наденьте на поршень, чтобы заполнить шприц. После шприц полной, тщательно отключите его от иглы и проводить его в трубочку. Шприц может быть повторное подключение к игле для рисования больше крови. Должна быть возможность привлечь 5-10 мл крови из 120-180 г крысы.
  7. Сразу же усыпить крысу.

Обсуждение

Рисование крови из подкожной вены является удобным способом получить небольшое количество крови без наркоза. Если повторный отбор требуется, проверьте правила, чтобы обеспечить Вам не привлекают слишком много крови из одной крысы.

Рисование крови пункции сердца является удобный способ полу...

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
Needle 20G 1/2ToolBD Biosciences305176For puncturing the saphenous vein
Microvette 300ToolSarstedt Ltd20.1308.100To collect blood from the saphenous vein
Electric trimmerToolBraintree Scientific, Inc.CLP-32130
Needle 23 G 1ToolBD Biosciences305145For cardiac puncture
5 ml plastic syringe, slip tipToolFisher Scientific14-826-12For cardiac puncture

Ссылки

  1. Van Herck, H., Baumans, V., Brandt, C. J. W. M., Boere, H. A. G., Hesp, A. P. M., Van Lith, H. A., Schurink, M., Beynen, A. C. Blood sampling from the retro-orbital plexus, the saphenous vein and the tail vein in rats: comparative effects on selected behavioural and blood variables. Laboratory Animals. 35, 131-139 (2001).
  2. Luzzi, M., Skoumbourdis, E., Baumans, V., Conte, A., Sherwin, C., Kerwin, A., Lang, T., Morton, D., Barley, J., Moreau, E., Weilenmann, R. F., Reinhardt, V. Collecting blood from rodents: a discussion by the laboratory animal refinement and enrichment forum. Animal Technology and Welfare. 4, 99-102 (2005).
  3. Angelow, O., Schroer, R. A., Heft, S., James, V. C., Noble, J. A comparison of two methods of bleeding rats: the venous plexus of the eye versus the vena sublingualis. Jounal of Applied Toxicology. 4, 258-260 (2006).
  4. Beeton, C., Wulff, H., Barbaria, J., Clot-Faybesse, O., Pennington, M., Bernard, D., Cahalan, M. D., Chandy, K. G., Beraud, E. Selective blockade of T lymphocyte K+ channels ameliorates experimental autoimmune encephalomyelitis, a model for multiple sclerosis. Proc. Natl. Acad. , 13942-13947 (2001).
  5. Beeton, C., Pennington, M. W., Wulff, H., Singh, S., Nugent, D., Crossley, G., Khaytin, I., Chen, C. Y., Calabresi, P. A., Chandy, K. G. Targeting effector memory T cells with a selective peptide inhibitor of Kv1.3 channels for therapy of autoimmune diseases. Mol. Pharmacol. , 1369-1381 (2005).
  6. Beeton, C., Wulff, H., Standifer, N. E., Azam, P., Mullen, K. M., Pennington, M. W., Kolski-Andreaco, A., Wei, E., Grino, A., Counts, D. R., Wang, P. H., LeeHealey, C. J., Andrews, B. S., Sankaranarayanan, A., Homerick, D., Roeck, W. W., Tehranzadeh, J., Stanhope, K. L., Zimin, P., Havel, P. J., Griffey, S., Knaus, H. G., Nepom, G. T., Gutman, G. A., Calabresi, P. A., Chandy, K. G. Kv1.3 channels are a therapeutic target for T cell mediated autoimmune diseases. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. , 17414-17419 (2006).
  7. Beeton, C., Barbaria, J., Devaux, J., Benoliel, A. -. M., Gola, M., Sabatier, J. -. M., Bernard, D., Crest, M., Beraud, E. Selective blocking of voltage-gated K+ channels treats experimental autoimmune encephalomyelitis and inhibits T-cell activation. J. Immunol. , 936-944 (2001).
  8. Devaux, J., Forni, C., Beeton, C., Barbaria, J., Beraud, E., Gola, M., Crest, M. Myelin basic protein-reactive T cells induce conduction failure in vivo but not in vitro. Neuroreport. , 317-320 (2003).
  9. Beeton, C., Chandy, K. G. Induction and monitoring of adoptive delayed type hypersensitivity in rats. Journal of Visualized Experiments. 8, (2007).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

7Draw

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены