Envahissante hémodynamique caractérisation du Syndrome chez les Rats cirrhotiques portail-hypertendus

Résumé

Nous décrivons ici un protocole détaillé pour les mesures envahissantes des paramètres hémodynamiques, y compris la pression portale, débit sanguin splanchnique et hémodynamique systémique afin de caractériser le syndrome d’hypertension chez les rats.

Résumé

Il s’agit d’un protocole détaillé décrivant des mesures hémodynamiques invasives chez les rats cirrhotiques pour la caractérisation du syndrome d’hypertension portale. L’hypertension portale (PHT) à cause de la cirrhose est responsable de complications plus graves chez les patients avec une maladie du foie. Le tableau complet du syndrome portale est caractérisé par l’augmentation de la pression portale (PP) en raison de l’augmentation de la résistance vasculaire intrahépatique (IHVR), la circulation hyperdynamique et débit sanguin splanchnique accrue. La vasodilatation artérielle splanchnique progressive et un débit cardiaque accru avec fréquence cardiaque élevée (HR) mais la pression artérielle faible caractérise le syndrome d’hypertension portale.

Nouveaux traitements sont en cours d’élaboration visant à diminuer les PP par un ciblage IHVR ou a augmenté le débit sanguin splanchnique — mais les effets secondaires sur l’hémodynamique systémique peut survenir. Ainsi, une caractérisation détaillée de portail veineux, splanchnique et paramètres hémodynamiques systémiques, y compris la mesure de PP, débit sanguin veineux (PVBF), la circulation sanguine artérielle mésentérique, pression artérielle moyenne (PAM) et RH sont nécessaire pour préclinique évaluation de l’efficacité de nouveaux traitements pour PHT. Notre article vidéo fournit au lecteur un protocole structuré permettant d’effectuer des mesures hémodynamiques invasives chez les rats cirrhotiques. En particulier, nous décrivons le cathétérisme de l’artère fémorale et la veine porte par une veine iléo et la mesure du portail veineux et sanguin splanchnique flux via des sondes de débit périvasculaires Doppler-échographie. Les résultats représentatifs des modèles différents de rat de PHT sont indiqués.

Introduction

PHT est défini comme pathologiquement augmentation de la pression sanguine dans le système veineux portal qui peut causer des complications graves chez les patients atteints de cirrhose comme saignement de varices et ascite¹. Alors que le pré hépatique (p. ex., thrombose de la veine porte) et post hépatique (p. ex., Syndrome de Budd-Chiari) PHT sont rares, PHT intra-hépatique due à une cirrhose du foie représente la cause la plus fréquente des PHT².

Dans la cirrhose du foie, PP est principalement augmenté par suite de l’élévation IHVR³. À un stade avancé, PHT est aggravée par la PVBF accrue en raison de l’augmentation débit cardiaque et une diminution de la résistance vasculaire systémique et splanchnique — définissant le portale syndrome⁴. Loi d’Ohm (ΔP = Q * R) implique que la IHVR et la circulation sanguine sont proportionnels aux PP⁵. Chez les patients, une mesure directe de PP est risqué et pas régulièrement accomplies ; au lieu de cela, le gradient de pression veineuse hépatique (HVPG) est utilisé comme une mesure indirecte du PP^6,7. Le HVPG est calculée en soustrayant la pression veineuse hépatique (FHVP) libre de la pression veineuse hépatique coincée (WHVP), qui sont mesurées à l’aide d’un cathéter à ballonnet placé dans une veine hépatique⁸. L’HVPG physiologique varie de 1 à 5 mmHg, alors qu’un HVPG ≥ 10 mmHg définit l’hypertension portale cliniquement significative (CSPH) et indiquant un risque accru de complications liées à PHT, tels que des saignements varices, ascite et encéphalopathie hépatique⁹ . Bien que le PP (p. ex., HVPG) est le paramètre plus pertinent pour gravité PHT, informations sur les autres composants du PHT, y compris la gravité de la circulation hyperdynamique (HR, carte), le flux sanguin artériel splanchnique/mésentérique et IHVR, sont essentiels à obtenir une compréhension globale des mécanismes sous-jacents distincts de PHT.

Ainsi, contrairement à des mesures indirectes de PP chez les humains, la méthodologie introduite pour les rats offre l’avantage d’une mesure directe de PP et permet l’enregistrement des paramètres hémodynamiques supplémentaires qui caractérisent le syndrome d’hypertension portale. En outre, la mesure directe du PP est un excellent affichage intégratif de la quantité de fibrose du foie (un déterminant majeur de IHVR) et surmonte certaines limites de quantification de la fibrose liée à des erreurs d’échantillonnage de tissu hépatique.

Les plus couramment utilisés rongeurs des cirrhotique PHT ultrarésistant ligature chirurgicale des canaux biliaires (BDL), lésion hépatique induite par la toxine (c'est-à-dire, par le tétrachlorure de carbone, thioacétamide ou l’administration de la diméthylnitrosamine) et le foie métabolique induite par l’alimentation modèles de maladies. Prehepatic PHT (non cirrhotique) peut être induite par la veine partielle ligature (PPVL)¹⁰.

Petits rongeurs sont bien adaptés à la méthode présentée, y compris les souris, les hamsters, les rats ou les lapins et sont associés à relativement faible coût d’entretien. Malgré cela, toutes les évaluations hémodynamiques sont réalisables à effectuer chez les souris, meilleure précision et reproductibilité des résultats sont vus avec les rats ou les plus grands rongeurs en raison de l’avantage évident de la taille de l’animal. En outre, certains micro-instruments et appareils sont nécessaires pour obtenir les paramètres hémodynamiques similaires chez les souris. Enfin, les rats sont plus robustes avec une mortalité et une morbidité associée inférieure et ainsi, le taux d’abandon est susceptibles plus bas chez les rats que chez les souris.

La méthodologie présentée est bien adaptée pour l’évaluation des traitements spécifiques d’une maladie du foie (par exemple, les médicaments anti-fibrosants ou anti-inflammatoire) ou pharmacologiques de nouvelles approches qui influence tonus vasculaire et/ou la biologie endothéliale ; et ainsi, effet probable de paramètres hémodynamiques chez PHT.

Protocole

Toutes les méthodes décrites ici ont été approuvés par le Comité d’éthique de l’Université médicale de Vienne et le Ministère autrichien de la Science, de recherche et de l’économie (BMWFW). Les procédures doivent être exécutées dans des conditions aseptiques, dans une salle d’opération ou similaire nettoyer l’espace de travail étant donné que les mesures hémodynamiques représentent des interventions chirurgicales. Généralement, travaillant dans des conditions stériles est recommandée. Lorsque vous utilisez une anesthésie par inhalation, envisager une ventilation adéquate de la salle de chirurgie pour la sécurité au travail. Une période de 40 à 50 min/animal doit être examinée dans l’affaire de tous les affichages hémodynamiques présentées dans le présent protocole.

1. pré-chirurgicale préparations

1. Allumez et calibrer l’enregistreur multicanaux électronique, y compris les transducteurs de pression selon les instructions du fabricant.
2. Connecter les sondes de débit à ultrasons (1 mm et 2 mm) à l’amplificateur de pont.
3. Préparer un réservoir de solution de sérum physiologique stérile, chauffé à température du corps, 37 ° C, pour humidifier les tissus ou les compresses de gaze.
4. Noter le poids de l’animal au corps pour fournir le poids ajusté l’anesthésie et la normalisation des paramètres hémodynamiques selon le poids du corps.
5. Préparer tout le matériel pour une anesthésie par inhalation.
   Remarque : Si l’anesthésie par inhalation ou l’équipement nécessaire est possible ou pas sur le site, puis anesthésie d’injection à l’aide de kétamine et xylazine peut être utilisé (80 à 100 mg/kg la kétamine avec 5 à 10 mg/kg de xylazine dans une solution de sérum physiologique, intrapéritonéale (i.p.)). Un nouveau dosage de kétamine (dose réduite de 20 à 30 mg/kg, intramusculaire (i.m.)) après 30 – 45 min est nécessaire pour induire l’anesthésie chirurgicale plan continu.
6. Mettre l’animal sous l’anesthésie isoflurane à court terme en utilisant une boîte d’induction pour l’anesthésie par inhalation (5 min, 5 % v/v isoflurane, 3 – 4 L O₂-débit). Avec précaution, incliner la boîte et vérifier la profondeur de l’anesthésie par le statut de l’immobilité de l’animal.
7. Intuber le rat avec un tube endotrachéal self-made adapté.
   Remarque : Pour le personnel qui sont nouveaux dans la technique d’intubation, l’analgésie/anesthésie (étape 1.10) peut être donnée tout de suite après l’anesthésie par inhalation à court terme pour permettre plus de temps pour l’intubation. Une autre option est un masque d’animal spécifique pour l’anesthésie par inhalation.
   1. Utiliser un tube endotrachéal autodidacte depuis un mis à jour le cathéter veineux périphérique (14 G). Couper les ailes de manipulation et d’apposer une boucle de ruban adhésif pour fixation postérieure à joues du rat pour empêcher la dislocation de la sonde endotrachéale (Figure 1 a).
   2. Utiliser un dispositif de fil guide self-made d’une canule artérielle modifiée comme un support du fil guide et un fil de pointe blunt approprié (Figure 1 b).
   3. Utiliser un bureau intubation adaptée pour un positionnement correct de l’animal. Placer l’animal dans la position en décubitus dorsal avec la tête en position inclinée.
      Remarque : Si aucun bureau d’intubation n’est disponible, il est possible de placer l’animal en décubitus dorsal avec le cou soigneusement tendu sur le bord de la table. Toutefois, cette procédure n’est pas recommandée en raison du risque accru de blessures.
   4. Fixer une suture derrière les incisives sur un côté du rat, puis étirez doucement le cou de l’animal en liant la suture vers le bas de l’autre côté (Figure 1).
   5. Éclairer la zone de pré trachéale collier ventral par un faisceau de lumière concentré. Surtout chez les animaux albinos, veiller à ce que les cordes vocales sont allumés à travers la peau pour permettre une visualisation améliorée et intubation rapide.
      Remarque : Utiliser un laryngoscope animal spécifique pour l’intubation des animaux pigmentés.
   6. Saisir la langue et tirez-le doucement à l’aide de deux doigts.
   7. Utiliser un coton tige traité par la lidocaïne (vaporisateur) pour soigneusement anesthésier la zone laryngée.
   8. Intuber l’animal en insérant le tube endotrachéal entre les plis de la voix et dans la trachée, à l’aide de la prise en charge du dispositif guide fil (Figure 1).
   9. Enlever le fil guide.
   10. Brancher le tube au ventilateur.
   11. Démarrer le ventilateur en utilisant les paramètres appropriés pour l’animal (1 L/min O₂-Flow, Auto Flow = 90/min ; pression inspiratoire : 18 mmHg ; PEEP : 3 mmHg, I / E = 1:2) et cocher pour l’intubation appropriée.
       Remarque : Si l’inflation de l’estomac est remarquée, retirez le tube et réessayez. En outre, comparer l’activité respiratoire au rythme du ventilateur ou placez deux doigts sur la paroi de l’abdomen à droite sur l’estomac pour évaluer l’inflation potentielle de l’estomac.
8. Commencer l’anesthésie isoflurane à 0,5 à 1,0 % v/v et 1 L/min O₂-couler immédiatement après intubation réussie (Figure 2 a).
9. Fixer la sonde endotrachéale par une suture de transbuccal à travers la joue et la boucle d’un ruban adhésif apposé du tube.
10. Administrer les autre anesthésie et analgésie par deux seringues de 1 mL, par exemple, la kétamine (100 mg/kg), i.p. (canule de 23 G) [ou i.m. en distribuant le volume injecté (dose) en injections bilatérales dans le muscle de la cuisse caudal (canule de 30 G)] et piritramide (2 mg/kg) par voie sous-cutanée (s.c.) (canule de 23 G). Noter le volume maximal d’injections i.m. par site d’injection (Figure 2 b).
11. Appliquer la pommade ophtalmique. Couper les cheveux de corps à la région abdominale et les deux cuisses. Désinfecter la peau.
    Remarque : Les deux cuisses intérieures doivent être rasés pour permettre l’utilisation de l’artère fémorale controlatérale pour les mesures de RH et de la carte dans le cas où le cathétérisme de l’artère fémorale n’a pas un seul côté. Rasage à un moment ultérieur peut causer des cheveux contaminer le champ chirurgical.
12. Fixer l’animal en décubitus dorsal sur un coussin chauffant (38 ° C) avec du ruban adhésif (Figure 2).
13. Surveiller la température du corps de l’animal en permanence, par exemple, en utilisant une sonde de température rectale (Figure 2D).
14. Évaluer la profondeur de l’anesthésie par fermeture couvercle réflexe et orteil-pincement-test avant toute intervention ou la chirurgie.

2. mesure des RH et de la carte

1. Inciser la peau de l’intérieur de la cuisse (sélectionnez un côté) au-dessus de l’emplacement présumé de l’artère fémorale en soulevant la peau par forceps tissue et supprimer une zone de peau d’environ 2 cm de longueur par Mayo ciseaux (Figure 3 a).
2. Exposer et carrément disséquer l’artère-veine-nerf complexe qui inclut l’artère fémorale du tissu conjonctif (adventice) en ouvrant à plusieurs reprises une pince hémostatique le long du complexe.
3. Disséquer le complexe d’artère-veine-nerf de tissu environnant le long de ~1–1.5 cm (Figure 3 b).
4. Si nécessaire, enlever la graisse sous-cutanée/périvasculaire pour une meilleure vue et la dissection.
   Remarque : Soyez prudent lorsque la graisse sous-cutanée/périvasculaires de ciseaux cuticules, car blessé des vaisseaux sanguins peut provoquer des saignements. Si le saignement est remarqué, appliquer une pression sur la zone de saignement à l’aide d’une petite gaze ou arrêter le saignement par une pince hémostatique.
5. Séparer l’artère fémorale de la veine fémorale et le nerf avec deux haute précision 45° angle large point pinces (considèrent que la veine fémorale est la structure plus médiale et l’artère fémorale se trouve plus latéral) (Figure 3-F).
6. Placer une ligature sur l’artère fémorale distale que possible et utiliser une pince courbée sur la suture à appliquer une traction longitudinale douce à l’artère fémorale.
7. Placer une seconde suture pré nouée (mais pas fermé noeud) sur l’artère fémorale proximale aussi comme possible (Figure 3).
8. Préparer un cathéter adapté (PE-50 pour l’artère fémorale de rat) avec une pointe de coupure inclinée (~ 45°) rincée avec une solution héparinée sérum physiologique stérile (5 mL seringue et 23 G émoussé canule). Assurer qu'aucune bulle d’air n’est à l’intérieur du cathéter car ils entravent la pression artérielle et la lecture HR (Figure 3 H).
9. Comprimer l’artère fémorale à l’extrémité proximale de la section exposée à l’aide d’une pince micro temporairement stopper l’afflux de sang artériel (Figure 3I).
10. Perforer la paroi artérielle à un endroit distale de la section découpé à l’aide d’une canule courbée (23 G) tout en mettant une spatule métallique micro prise en charge sous l’artère fémorale (Figure 3J).
11. Soigneusement section de l’artère fémorale à travers la perforation avec la pointe inclinée du cathéter vers le haut. Avance le cathéter jusqu'à ce que la pince micro est approchée (Figure 3 K).
    Remarque : En cas d’échec cathétérisme de l’artère fémorale au premier essai, une deuxième tentative plus proximale peut être effectuée (commencent à étape 2.8). Si surviendrait la rupture de l’artère ou une hémorragie sévère, ligaturer ou bloquer l’artère aussi près que possible de prévenir la perte de sang. Si le saignement est minime, essayez catheterizing de l’artère fémorale controlatérale (commencent à l’étape 2.1).
12. Ouvrez la pince micro et vérifiez le débit sanguin artériel pulsatile dans le cathéter (Figure 3 L).
13. Enrayer l’afflux de sang dans le cathéter en bloquant la sortie du cathéter.
14. Fixer le cathéter dans son emplacement intraluminal en fermant la ligature proximale disposée autour de l’artère fémorale et le cathéter introduit (Figure 3 M).
15. Rincer et aspirer le cathéter dans l’artère fémorale pour évaluer un placement correct intravasculaire à plusieurs reprises. Des pulsations artérielles dans la colonne de sang aspiré doivent être facilement visible.
16. Fixer la position de la sonde le long du vaisseau à l’aide de l’extrémité de la ligature distale pour éviter la dislocation et garantir une position longitudinale du cathéter (Figure 3N).
17. En outre, le cathéter à proximité de l’animal sur la table d’opération chirurgicale à sécuriser et à empêcher le déplacement accidentel du ruban.
18. Raccorder le cathéter rempli de solution saline physiologique vers le transducteur de pression tout en évitant la formation de bulles d’air.
19. Démarrer l’enregistrement de la RH et la carte à l’aide de l’interface numérique (Figure 3O).
20. Couvrir la surface exposée à l’intérieur de la cuisse avec une compresse de gaze humide petit (Figure 3 P).
21. Calculer l’indice hyperdynamique (HD) : HD = carte/HR.
    NOTE : PHT avancé, l’indice HD est surélevée par rapport à des animaux non-portail hypertensifs. Cependant, une augmentation de l’indice HD pendant une intervention chirurgicale peut indiquer aussi saignement, hypovolémie ou douleur. Si les valeurs de carte enregistrées sont très faibles mais le signal est bon et flux pulsatile est détecté dans le cathéter, vérifier le niveau de l’anesthésie et potentiellement réduire le niveau de l’anesthésie. N’arrêtez pas complètement anesthésie isoflurane, car cela peut conduire à la profondeur de l’anesthésie insuffisante selon le bien-être des animaux et des bonnes pratiques scientifiques.

3. une artère mésentérique du débit sanguin (SMABF)

1. Effectuer une laparotomie médiane (Figure 4 a-C)
   1. Soulevez la couche de peau à l’aide de forceps tissue 5 à 6 cm au-dessous de la xiphoïde et enlever une fine bande de peau à l’aide d’une Mayo ciseaux au-dessus de la linea alba jusqu'à la xiphoïde est atteint.
   2. Au milieu l’incision cutanée, soulevez la couche musculaire par forceps de tissu le long de la linea alba à créer une distance entre la paroi abdominale et les organes splanchniques.
   3. Ouvrir la cavité péritonéale par incision de la paroi abdominale avec un scalpel à la linea alba. Étendre l’ouverture tout en soulevant la paroi abdominale par forceps tissue avec un ciseaux de Metzenbaum le long de la linea alba sur la même distance que la couche de la peau.
2. Soigneusement creuser l’intestin à l’aide des cotons-tiges mouillés en commençant par le coecum et placez-la sur une compresse de gaze grand trempée dans une solution de sérum physiologique stérile à côté de l’incision (Figure 4-F).
3. Envelopper l’intestin dans la compresse de gaze et assurez-vous qu’il est imbibé de solution de sérum physiologique stérile (Figure 4).
4. Localiser et exposer l’artère mésentérique supérieure.
5. Disséquer l’artère mésentérique supérieure avec deux émoussé self-made « Schwabl »-crochets : soulever l’artère avec le premier crochet et essayez de placer l’autre tunnel du même tissu. Exposer l’artère mésentérique supérieure, le long d’une distance de 5 mm afin d’assurer à que la sonde de débit (1 mm) peut être placée autour d’elle (Figure 4 H-K).
   Remarque : Si vous préférez, une pince précision 45° angle large point peut servir à soulever l’artère ainsi. « Schwabl »-crochets sont préparés à partir des canules de 30 G avec pointes carrément cassés plié à une forme de crochet. Si les artères collatérales sont étendues, le « Schwabl »-crochets peuvent être plus sûrs que des saignées de collatéraux tandis que la dissection de l’artère mésentérique supérieure peut être évité. Si le saignement se produit pendant la préparation de l’artère mésentérique supérieure, placez une compresse de gaze petit sur le site d’un saignement pendant 1 à 2 min avec une pression modérée. Petit saignement s’arrête habituellement rapidement ; toujours garder à l’esprit pour humidifier le tissu périodiquement (étape 1.12). Si l’artère mésentérique supérieure elle-même est bafouée, les évaluations hémodynamiques doivent se terminer.
6. Appliquer le gel d’échographie au capteur de la sonde de débit à ultrasons et l’attacher à l’artère mésentérique splanchnique. Aligner sur la voie naturelle de l’artère mésentérique supérieure (Figure 4,L.-m.).
7. Fermer la sonde de débit (1 mm) et si nécessaire doucement appliquer gel ultrasonique supplémentaires sur la sonde Doppler afin d’améliorer la qualité du signal. Le faire à l’aide d’une seringue (20 mL), remplie de gel ultrasonique et une canule à bout émoussé (18 G) (Figure 4N-O).
   NOTE : Si la sonde de débit n’est pas bien alignée le long du parcours naturel du navire, tension peut causer la constriction vasculaire et donc, écoulement turbulent, ce qui réduit la précision de la mesure de débit. Essayez de ré-aligner l’orientation de la sonde de flux le long de la voie naturelle du navire et suffisamment fixer ensuite la sonde de débit dans une position appropriée.
8. Mesurer la SMABF et d’évaluer la conformité du signal de débit pulsatile vers les pics de pression systoliques de l’enregistrement de l’artère fémorale.
   Remarque : Si les valeurs enregistrées de la carte sont très faibles, mais le signal est bon et flux pulsatile est détecté dans le cathéter, contrôlent le niveau de l’anesthésie et potentiellement réduire le niveau de l’anesthésie. N’arrêtez pas complètement anesthésie isoflurane, car cela peut conduire à une profondeur insuffisante de l’anesthésie selon le bien-être des animaux et des bonnes pratiques scientifiques.
9. Trouver une position stable de la sonde de débit (1 mm) et fixer le câble de la sonde de débit. Démarrer l’enregistrement de la SMABF sans plus de manipulation de la sonde de débit (1 mm) (Figure 4 P).

4. PVBF

1. Localiser et exposer la veine porte sur la face dorsale du mésentère qui se trouve à proximité du hile hépatique (Figure 5 a).
2. Disséquer doucement la veine des tissus environnants à l’aide d’une pince haute précision 45° angle large point : isoler la veine en le poussant doucement et de manière répétée la pince dans la veine porte pour créer un tunnel tissulaire (Figure 5 b).
   Remarque : Si un saignement se produit dans les tissus périportale pendant la préparation de la veine porte, appliquez une légère pression sur le site d’un saignement pendant 1 à 2 min à l’aide d’un coton tige ; souvent, cela s’arrête le saignement.
3. Agrandir le tunnel en ouvrant la pince haute précision 45° angle large point lentement et exposer la veine porte, le long d’une distance de 5 à 6 mm pour permettre le placement de la sonde de débit périvasculaires (2 mm) (Figure 5, D).
4. Appliquer le gel d’échographie au capteur de la sonde de débit à ultrasons et l’attacher à la veine porte, alignée avec sa voie naturelle (Figure 5E).
5. Fermer la sonde de débit (2 mm) et appliquer le gel d’échographie supplémentaire si nécessaire, comme décrit précédemment (étape 3,7) (Figure 5F).
6. Veillez à ce que la sonde de débit est placée de manière non-constrictive autour de la veine porte (Figure 5).
   NOTE : Si la sonde de débit n’est pas bien alignée le long du parcours naturel du navire, tension peut causer la constriction vasculaire et donc, écoulement turbulent, ce qui réduit la précision de la mesure de débit. Essayez de ré-aligner l’orientation de la sonde de flux le long de la voie naturelle du navire et suffisamment fixer ensuite la sonde de débit dans une position appropriée.
7. Trouver une position stable de la sonde de débit (2 mm) et fixer le câble de la sonde de débit. Ensuite, commencez à enregistrer le PVBF (Figure 5 H).
   Remarque : Si les valeurs enregistrées de la carte sont très faibles, mais le signal est bon et flux pulsatile est détecté dans le cathéter, contrôlent le niveau de l’anesthésie et potentiellement réduire le niveau de l’anesthésie. N’arrêtez pas complètement anesthésie isoflurane, car cela peut conduire à une profondeur insuffisante de l’anesthésie selon le bien-être des animaux et des bonnes pratiques scientifiques.

5. PP

1. Préparer un cathéter (PE-50 pour les veines mésentériques de rat) avec une oblique (45° environ) pointe de coupure qui est rincé avec une solution de sérum physiologique stérile (seringue de 5 mL et canule émoussée de 23 G). Veillez à ce qu’aucune bulle d’air n’est à l’intérieur de la sonde comme ils obstruent l’affichage de la PP (Figure 6 a).
2. Gérer l’intestin avec des gants mouillés et lieu qu'il dispersé à travers les doigts (Figure 6 b).
3. Optimiser la vue du lit vasculaire mésentérique à proximité de l’intestin grêle (Figure 6).
4. Identifier les vaisseaux veineux mésentériques principales, menant à la veine porte (veine ileocolica - superior-vena mesenterica - vena portae).
5. Trouver une jonction convenable de la veine ileocolonic qui est accessible au cathétérisme.
6. Tout d’abord coller le cathéter dans le tissu mésentérique par perforation du péritoine viscéral du mésentère près de la jonction vasculaire choisie au cathétérisme.
7. Avancer avec précaution la pointe inclinée du cathéter plus près à une bifurcation de la veine iléo jusqu'à ce qu’une légère impression de la jonction du navire est considérée (Figure 6).
8. Enfin, section le système veineux de la route joignant de navire par perforation de la paroi vasculaire à l’angle de croisement des bateaux. (Figure 6E).
   Remarque : Si le saignement se produit dans le cathétérisme de la veine iléo, en utilisant une presse de pouce avec une compresse de gaze petit à la zone de saignement. Cette pression doit être maintenue pendant 1 à 2 min à stopper l’hémorragie. Ensuite, essayez d’insérer le cathéter à une branche plus proximale de la veine iléo.
9. Avancez la sonde soigneusement plus loin sur la route principal vaisseau veineux de la veine porte sans perforation de la veine (Figure 6F).
   Remarque : Maintenez le cathéter à une distance suffisante pour la sonde de débit placée autour de la principale branche de la veine porte pour éviter les artefacts dans le signal de débit et d’empêcher la perforation de la veine porte.
10. Raccorder le cathéter rempli de solution saline physiologique vers le transducteur de pression tout en évitant la formation de bulles d’air.
11. Démarrer l’enregistrement de la PP.
12. Enregistrer tous les paramètres hémodynamiques simultanément dans des conditions stables pendant plusieurs minutes (Figure 6, H). Éventuellement, la voie veineuse portale peut être fixé à l’aide de colle tissulaire et l’intestin peut être re-localisé dans la cavité abdominale.
    Remarque : Si les valeurs enregistrées de la carte sont très faibles, mais le signal est bon et flux pulsatile est détecté dans le cathéter, contrôlent le niveau de l’anesthésie et potentiellement réduire le niveau de l’anesthésie. N’arrêtez pas complètement anesthésie isoflurane, car cela peut conduire à une profondeur insuffisante de l’anesthésie selon le bien-être des animaux et des bonnes pratiques scientifiques.

6. IHVR

1. Après avoir sacrifié l’animal, mesurer le poids du foie. Calculer le IHVR : IHVR = PVBF/PP. normaliser cette valeur PVBF au poids du foie.

Résultats

Selon le modèle animal et la gravité des maladies du foie, le degré de PHT et la gravité du syndrome portale sont différent (Figure 7).

Le modèle de la BDL provoque une cirrhose biliaire à cause de la cholestase. En conséquence, la PP augmente avec le temps et un hyperdynamique circulation se développe, comme en témoigne l’augmentation des ressources humaines et de la diminution de la ca...

Discussion

PP est le paramètre principal résultat pour l’évaluation du syndrome portale et reflète la gravité de la cirrhose sous-jacente. Les dépôts de matrice (c'est-à-dire, fibrose) et vasoconstriction sinusoïdale (due à a augmenté l’expression hépatique de vasoconstricteurs et diminution de réactivité aux vasodilatateurs) causent IHVR accrue. L’importance du PP et son impact sur la maladie chronique du foie a été démontré dans plusieurs précliniques^11,

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
Instruments
LabChart 7 Pro software	ADInstruments, Colorado Springs, CO, USA	-	Software
ML870 PowerLab 8/30	ADInstruments, Colorado Springs, CO, USA	-	Electronic multichannel recorder
MLT0380/D	ADInstruments, Colorado Springs, CO, USA	-	Pressure transducer (x2: for Portal Pressure and Arterial Pressure)
ML112 Quad Bridge Amplifier	ADInstruments, Colorado Springs, CO, USA	-	Bridge amplifier
TS420	Transonic Systems Inc., Ithaca, NY, USA	-	Flowmeter module
Biological Research Apparatus 7025	UGO BASILE S.R.L., Comerio, Italy	-	Ventilator
Vapor 2000	Dräger Medical AG & Co. KG, Lübeck, Germany	-	Isofluran Vaporizer
Perivascular probes (rat) for Transonic systems (Superior Mesenteric Artery)	Transonic Systems Inc., Ithaca, NY, USA	#MA1PRB	Ultrasonic flow probe (1mm)
Perivascular probes (rat) for Transonic systems (Portal Vein)	Transonic Systems Inc., Ithaca, NY, USA	#MA2PSB	Ultrasonic flow probe (2mm)
1st for intubation & 2nd for clean skin incisions	-	-	Mayo scissor [x2]
Metzenbaum scissor	-	-	-
Cuticle scissor	-	-	-
e.g. Adson Brown tissue forceps	-	-	Tissue Forceps
High precision 45° angle broad point forceps [x2]	-	-	-
Hemostat [x4]	-	-	-
e.g. Mikulicz peritoneal clamp	-	-	Curved clamp
e.g. Dieffenbach clamp	-	-	Micro clamp
e.g. micro spatula with flat ends, width 4 mm,	-	-	Micro metal spatula
for transbuccal suture at intubation	-	-	Needle holder
Scalpel grip	-	-	-
selfmade	-	-	Intubation desk
blut, flexible and with a suitable diameter for arterial cannula and venflow	-	-	Blunt steel wire
modified arterial line 20G with Flowstich	Becton Dickinson, Farady Road, Swindon, UK	#682245	Arterial line
Heating pad	-	-	-
Rectal temerature probe	-	-	-
Saline heater	-	-	-
Laryngoscope (specific for animal size, e.g. rat)	-	-	-
Inductionbox for inhalation anesthesia	-	-	-
Scale (able to measure mg)	-	-	-
Hair clipper	-	-	-
Name	Company	Catalog Number	Comments
Consumables
e.g. modified BD Venflon Pro Safety 14GA	Becton Dickinson Infusion Therapy, AB, SE251 06 Helsingborg, Sweden	#393230	Peripheral venous catheter (14G)
Fine-Bore Polyethylene Tubing, ID 0.58mm, OD 0.96mm, Portex,	Smiths Medical International Ltd., Kent, UK	#800/100/200	Catheter tube (PE-50)
e.g. Omnifix-F Solo	B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany	#9161406V	Syringe 1mL
e.g. Injekt Solo	B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany	#4606051V	Syringe 5mL
e.g. Injekt Solo	B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany	#4606205V	Syringe 20mL
e.g. BD Microlance 3, 18G - 1 1/2"	Becton Dickinson S.A., Fraga, Spain	#304622	Cannula (18G)
e.g. BD Microlance 3, 23G - 1"	Becton Dickinson S.A., Fraga, Spain	#300800	Cannula (23G)
e.g. BD Microlance 3, 30G - 1/2"	Becton Dickinson S.A., Fraga, Spain	#304000	Cannula (30G)
e.g. Leukoplast S	BSN medical GmbH, Hamburg,  Germany	#47619-00	Adhesive tape
e.g. Gazin RK Mullkompressen (18x8cm)	Lohmann & Rauscher, Vienna, Austria	#10972	Gauze compress (small)
e.g. Gazin RK Mullkompressen (5x5cm)	Lohmann & Rauscher, Vienna, Austria	#10961	Gauze compress (big)
Silk Braided black, USP 4/0, EP 1.5	SMI AG, St. Vith, Belgium	#2021-04	Suture (Silk 4/0, EP 1.5)
e.g. Mersilk, 2-0 (3 Ph. Eur.), PS-1 Prime	Johnson & Johnson Medical GmbH - Ethicon Deutschland, Germany	#EH7552	Transbuccal suture
e.g. Cottonbuds (2.2mm, 15cm)	Paul Hartmann AG, Heidenheim, Germany	#967936	Cotton buds
e.g. Vue Ultrasoundgel	Optimum Medical Limited, UK	#1157	Ultrasound gel
e.g. Glubran 2	Gem srl, Viareggio, Italy	#G-NB2-50	Tissue glue
e.g. Surgical scalpell knife Nr. 10 - carbon steel	Swann-Morton, England, B.S.	#202	Scalpel Knife
Heparin, 5000 i.E./mL (Natriumheparin)	Medicamentum Pharma GmbH, Allerheiligen im Mürztal, Austria	-	Heparin
Florane	Aesica Queenborough Ltd., Queenborough, UK	-	Isoflurane
OeloVital (5g)	Fresenius Kabi Austira Gmbh, Graz, Austria	-	Eye gel
Ketasol	aniMedica GmbH, Senden-Bösensell, Germany	-	Ketamine
Rompun	Bayer Austria Ges.m.b.H., Vienna, Austria	-	Xylazine
Xylocain 10% Pumpspray	AstraZeneca Österreich GmbH, Vienna, Austria	-	Lidocaine pump spray
Dipidolor	Jansen-Cilag Pharma GmbH, Vienna, Austria	-	Piritramide
NaCl 0.9% Fresenius, 1L	Fresenius Kabi Austira GmbH, Graz, Austria	#13LIP132	Physiological saline solution