Couplage neurovasculaire Muscle squelettique, la capacité oxydative et microvasculaire fonction avec « One Stop Shop » de spectroscopie proche infrarouge

Résumé

Nous décrivons ici une approche simple et non invasif, à l’aide de la spectroscopie proche infrarouge pour évaluer l’hyperémie réactive, couplage neurovasculaire et la capacité oxydative du muscle squelettique en une seule visite clinique ou un laboratoire.

Résumé

Exercice représente une contrainte majeure hémodynamique qui exige une réponse neurovasculaire hautement coordonnée afin de correspondre à l’apport d’oxygène à la demande métabolique. Hyperémie réactive (en réponse à une brève période d’ischémie tissulaire) est un facteur prédictif indépendant d’événements cardiovasculaires et donne un aperçu important de la santé vasculaire et capacité vasodilatatrice. La capacité oxydative du muscle squelettique est tout aussi importante dans la santé et la maladie, car elle détermine l’alimentation en énergie pour les processus myocellulaire. Nous décrivons ici une approche simple et non invasif, à l’aide de la spectroscopie proche infrarouge à évaluer chacun de ces paramètres cliniques majeurs (hyperémie réactive, couplage neurovasculaire et capacité oxydative du muscle) lors d’une visite clinique ou un laboratoire unique. Contrairement à l’échographie Doppler, images/spectroscopie de résonance magnétique, ou de mesures du débit de base de cathéter invasif ou biopsies musculaires, notre approche est moins dépendante des opérateur, peu coûteux et totalement non invasive. Des données représentatives de notre laboratoire avec des données de synthèse de la littérature publiée précédemment illustrent l’utilité de chacun de ces paramètres. Une fois que cette technique est maîtrisée, l’application aux populations cliniques fournira important aperçu mécaniste intolérance à l’exercice et trouble cardiovasculaire.

Introduction

La réponse hyperémique à une brève période d’ischémie tissulaire est apparue comme une clé mesure non invasive de la fonction vasculaire (micro). Durant l’occlusion d’une artère conduit, en aval artérioles se dilatent afin de compenser l’accident ischémique. Dès la sortie de l’occlusion, la diminution de la résistance vasculaire entraîne une hyperémie, dont l’ampleur est dictée par sa capacité à se dilater la microcirculation en aval. Hyperémie réactive est un prédicteur indépendant des événements cardiovasculaires^1,2 et, par conséquent, un point de terminaison cliniquement significative, son importance fonctionnelle faire preuve de tolérance et la qualité de vie est moins claire.

En effet, l’exercice dynamique représente un stress cardiovasculaire majeur qui exige une réponse neurovasculaire hautement coordonnée afin de correspondre à l’apport d’oxygène à la demande métabolique. Par exemple, le débit sanguin musculaire squelettique peut augmenter presque 100 fois pendant le muscle isolé des contractions³, qui submergerait la capacité de pompage du cœur, si une telle réponse hémodynamique ont été extrapolée à l’exercice de l’ensemble du corps. Par conséquent, pour éviter une hypotension grave, sympathique (c.-à-d., vasoconstricteur) activité nerveuse augmente pour redistribuer le débit cardiaque de tissus inactifs et viscérales et vers les muscles squelettiques active⁴. Débit sympathique visent aussi à l’exercice du muscle squelettique⁵; Toutefois, la signalisation métabolique local atténue la réponse vasoconstrictrice afin d’assurer le tissu adéquat d’oxygène livraison^{6,7,8,9,10, 11}. collectivement, ce processus s’appelle fonctionnelle sympatholysis¹²et est indispensable à la régulation normale de la circulation sanguine du muscle squelettique au cours de l’exercice. Étant donné que la circulation sanguine du muscle squelettique est un élément déterminant de la capacité aérobie — un facteur prédictif indépendant de la qualité de vie et maladies cardiovasculaires de la morbidité et la mortalité¹³— comprendre le contrôle de l’oxygène dans le sang du muscle squelettique flux et tissus livraison au cours de l’exercice est d’une grande importance clinique.

L’apport d’oxygène est seulement la moitié de l’équation de Fick, cependant, avec l’utilisation de l’oxygène satisfaire l’autre moitié de l’équation. Parmi les principaux déterminants de l’utilisation de l’oxygène, la phosphorylation oxydative mitochondriale joue un rôle essentiel dans la fourniture d’énergie suffisante pour les processus cellulaires aussi bien au repos et au cours de l’exercice. En effet, une déficience de la capacité oxydative du muscle peut limiter fonctionnelle capacité et qualité de vie^14,15,16. Diverses mesures sont couramment utilisés pour fournir un indice de la capacité oxydative musculaires, y compris les biopsies musculaires envahissantes et les techniques de spectroscopie de résonance magnétique et coûteux.

Ici, nous proposons une approche innovatrice et non invasif, à l’aide de la spectroscopie proche infrarouge (NIRS), à évaluer chacun de ces trois paramètres cliniques majeurs (hyperémie réactive, sympatholysis et la capacité oxydative du muscle) en une seule visite clinique ou un laboratoire. Les principaux avantages de cette approche sont de trois ordres : tout d’abord, cette technique est facile à transporter, relativement bon marché et facile à exécuter. Les approches actuelles de l’échographie Doppler pour mesurer l’hyperémie réactive sont très dépendants de l’opérateur — nécessitant de vastes compétences et de formation — et exige des données sophistiqué et coûteux, acquisition matériel et post-traitement logiciel. En outre, cela en théorie pourrait être introduite dans la clinique et/ou importants essais cliniques pour chevet ou test efficacité thérapeutique. Deuxièmement, en vertu de la méthodologie, cette technique se concentre spécifiquement sur la microcirculation de muscle squelettique, augmentant la spécificité globale de la technique. Approches alternatives en utilisant des ultrasons Doppler se concentrent entièrement sur les navires conduit en amont et en aval, des changements qui peuvent atténuer le signal en déduire. En troisième lieu, cette technique est totalement non invasive. La capacité oxydative du muscle squelettique est traditionnellement évaluée avec envahissantes et biopsies musculaires douloureux et sympatholysis fonctionnelle peut être évalué avec une injection intra-artérielle de sympathomimétiques et sympatholytiques. Cette approche évite ces exigences tous ensemble.

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Protocole

Ce protocole suit les directives de la Commission de révision institutionnelle à l’Université du Texas à Arlington et est conforme aux normes définies par la dernière version de la déclaration d’Helsinki. En conséquence, consentement éclairé a été (et doit être) obtenu avant le début des procédures de recherche.

1. instrumentation

NOTE : La description suivante d’instrumentation est basée sur le proche infrarouge (NIR) spectromètre et données système d’acquisition utilisé dans notre laboratoire (voir Table des matières). Ainsi, les instructions des étapes qui sont nécessaires pour le fonctionnement optimal de ces dispositifs. Ces étapes comprennent l’étalonnage de la sonde NIR en utilisant le logiciel et le calibrage fantôme qui l’accompagne et l’application d’un tissu sombre à exclure de la lumière ambiante. Dans le cas où des données différentes collection matériel et/ou logiciel est utilisé, les enquêteurs devraient consulter leurs propres manuels utilisateur spécifique d’étalonnage et des considérations de lumière ambiantes. La figure 1 illustre le montage expérimental et instrumentation suit immédiatement.

1. Instruire le sujet à mentir en position couchée avec les jambes à l’intérieur d’une chambre basse de pression négative (LBNP) corps (Figure 1 a), afin que leur ligne de ceinture est environ même avec l’ouverture de la boîte de LBNP. Pour obtenir des instructions sur la façon de construire une chambre LBNP, voir références¹⁷.
2. Placez trois électrodes ECG sur le sujet : deux dans une situation inférieur et médio-claviculaire et l’autre sur le sujet du côté gauche médial à la crête iliaque. Cette configuration fournit les meilleurs résultats en raison d’un accès limité aux membres inférieurs, instrumentation des membres supérieurs et mouvement du bras au cours de l’exercice de poignée de main.
3. Placer un module de surveillance de la pression artérielle non invasive poignet dominants du sujet. Placez le brassard de tensiomètre doigt sur chaque doigt et les connecter au module (Figure 1 b). S’assurer que les brassards de pression artérielle de doigt sont correctement calibrés selon le manuel qui accompagne votre appareil.
4. Indiquer à l’objet à saisir un dynamomètre de poignée de main (HGD) avec leurs bras non dominant dans une position légèrement enlevée. Le bras doit reposer confortablement sur une table de chevet. La distance et l’angle de l’HGD doivent être ajustées pour tenir compte de la force de préhension optimale avec le mouvement du bras minime (Figure 1).
5. Fixez le HGD à une table de chevet.
6. Mesurer la contraction maximale volontaire (MVC) du participant. Dire le participant que, lorsque vous êtes invité, ils doivent squeeze le HGD aussi dur que possible tout en utilisant seulement les muscles de la main et l’avant-bras. Indiquer l’objet qu’ils doivent s’abstenir de recruter leurs bras, poitrine, épaule ou muscles abdominaux lors de l’exécution de l’adhérence maximale.
7. Répéter étape 1.6 trois fois, séparés par au moins 60 s. Record la force maximale atteinte (le meilleur de 3). Cette force maximale servira à calculer l’intensité de l’exercice de la capacité oxydative du muscle squelettique et neurovasculaires de couplage (ci-dessous).
8. Placez un manchon de rapid-inflation autour du bras de la main qui exerce. Connectez la compagnie aérienne du contrôleur une inflation rapide du manchon.
9. Identifier le flexor digitorum Profundu. Utilisez un marqueur de peau pour délimiter les frontières du muscle palpable.
10. Veiller à ce que le spectromètre NIR est correctement calibré selon le manuel d’utilisation fourni avec votre appareil. Nettoyer la peau au cours de laquelle la sonde NIR sera positionnée avec une préparation imbibé d’alcool.
11. Placer la sonde NIR sur le centre du ventre du muscle (flexor digitorum Profundu) et fixez-la solidement à l’avant-bras.
12. Envelopper la sonde et l’avant-bras d’un tissu sombre, minimisant les interférences de la lumière ambiante (Figure 1, Figure 1).
13. Lorsque vous êtes prêt à effectuer la partie fonctionnelle de sympatholysis de l’étude, sceller l’objet dans la chambre de LBNP.

2. squelettique Muscle capacité oxydative

Remarque : Un traçage de données représentatives illustrant la procédure expérimentale pour mesurer la capacité oxydative du muscle squelettique est représenté à la Figure 2. Cette approche expérimentale a précédemment été validée contre in vivo phosphore MRS¹⁸ et in situ muscle respirométrie¹⁹et gagne l’acceptation généralisée de²⁰.

1. Instrumenter l’objet comme il est indiqué ci-dessus (Instrumentation).
2. Instruire le sujet à mentir encore pendant 2 minutes tandis que la surveillance de désoxyhémoglobine (HHb) et de l’oxyhémoglobine (HbO₂) via la sonde NIR.
   Remarque : Cette période de repos permet à l’objet à récupérer à partir de n’importe quel artefact de mouvement associé au processus d’instrumentation et assure des mesures de base stable. Si après 2 min sans fluctuations importantes ont eu lieu, le sujet peut être considéré à un état d’équilibre, ou de base au repos.
3. Avant l’occlusion brassard, aviser votre sujet que vous va gonfler le brassard. Gonfler le bras brassard au moins 30 mmHg au-dessus de la pression artérielle systolique pendant 5 min (p. ex., suprasystolic). Instruire le sujet à garder leurs bras comme tranquilles et détendue que possible, aussi bien pendant le gonflage du brassard et suivant le dégonflage du ballonnet.
   Remarque : Ce 5 min protocole occlusion de l’artère brachiale brassard reflète fidèlement que la norme clinique actuellement acceptée pour occlusion vasculaire teste^{21,22,23,24,25}.
4. Enregistrer la valeur initiale/baseline (avant l’occlusion brassard) et la valeur de nadir de saturation tissulaire (StO₂) durant l’occlusion de la manchette et déterminer le point médian entre ces deux valeurs.
   
5. Permettre à l’objet à récupérer de l’occlusion de la manchette et retourner les valeurs de base au repos. Une fois que le sujet a maintenu une ligne de base au repos pendant au moins 1 minute pleine, passez à l’étape suivante.
6. Instruire sous réserve de squeeze et maintenir une poignée de main isométrique à 50 % de leur MVC. Encourager le sujet à maintenir leur contraction isométrique, jusqu'à ce que le tissu désature par 50 %. À la réalisation de cette valeur, dire le sujet à se détendre leur main et de les informer qu’aucun exercice ou mouvement n’est nécessaire.
7. Dans 3-5 s qui suit l’exercice cessation, administrer la série occlusion de Brassard rapide à l’adresse suivante (une série = 1 inflation + 1 déflation), précédemment établis¹⁸:
   Série #1 - 6 : 5 s/5 s hors
   Série #7 - 10 : 7 s/10 s éteint
   Série #11-14:10 s sur/15 s éteint
   Série #15-18:10 s/20 s éteint
8. Après avoir terminé la série de gonflage/dégonflage 18^ème , instruire le sujet au repos, permettant la saturation des tissus revenir aux valeurs de base initial. Après que ces valeurs ont été cohérentes pendant au moins 2 minutes, répétez les étapes 2.4 et 2.5.
9. Calcul de la capacité oxydative du Muscle squelettique
   1. Calculer la pente d’un changement de la StO₂pour chacun de l’occlusion 18 brassard individuels formant les points de récupération monoexponentielles illustrées à la Figure 2.
   2. Ajuster les données calculées de 2,7 à la monoexponentielles suivant courbe^18,19,26
      y = fin - Δ x e^-kt
      Remarque : « y » est le taux de consommation d’oxygène musculaire relative (mV̇O₂) pendant le gonflage du brassard, « End » représente le mV̇O₂ , immédiatement après la cessation de l’exercice ; Delta (« Δ ») signifie le changement de mV̇O₂ reste à la fin de l’exercice ; «k» c’est la constante de vitesse ; ' t ' est temps. Tau est égale à 1/k.

3. réactive hyperémie

Remarque : Un traçage de données représentatives illustrant la procédure expérimentale pour mesurer l’hyperémie réactive est représenté à la Figure 3.

1. Avec le sujet allongé en décubitus dorsal et instrumentée comme décrit ci-dessus (Instrumentation), charger le sujet à mentir aussi immobile que possible.
2. Une fois que le sujet a atteint un état cohérent au repos, continuent d’enregistrer au moins 1 min de données de base et ensuite rapidement gonfler un brassard sur le bras supérieur à une pression de suprasystolic (30 mmHg au-dessus de la pression artérielle systolique).
3. À la marque de 5 min, rapidement dégonfler le ballonnet lors de l’enregistrement de la réponse hyperémique.
4. Continuer pendant au moins 3 minutes d’enregistrement pour capturer la récupération du sujet.
5. Calcul d’hyperémie réactive
   Remarque : Les paramètres NIRS calculés sont représentés dans la Figure 3.
   1. Calculer la base StO₂ comme le moyen de StO₂ plus 1 min pleine avant l’apparition de l’occlusion artérielle brassard.
   2. Déterminer le taux métabolique au repos du muscle squelettique comme le taux de désaturation (c'est-à-dire, la pente moyenne) au cours de la manchette occlusion (définie comme la pente 1)^27,28.
   3. Calculez l’hyperémie réactive comme suit :
      a) la pente moyenne après publication de Brassard (p. ex., taux de reperfusion, défini comme pente 2), calculée à partir du moment de Brassard communiqué par l’intermédiaire de la phase linéairement croissante de la trace de rebond ;
      b) valeur de₂ StO la plus élevée a atteint après la libération de Brassard (dénotée comme StO_2max) ;
      c) la zone de l’hyperémie réactive sous la courbe (ASC) ; calculé à partir du moment de la libération de brassard à 1-, 2 - et 3 min après brassard-occlusion (AUC 1 min, AUC 2 min et AUC 3 min, respectivement) ; et
      d) la hyperémique réserve, calculé comme le changement de StO₂ niveau de référence et signalée comme une variation en pourcentage (%). Cette valeur est calculée comme la saturation plus élevée réalisée au cours de l’occlusive après rebond moins la saturation moyenne calculée à l’étape 3.5.1 (voir ci-dessus).
      NOTE : Les grandes différences dans les données de base affectera grandement l’interprétation de la réserve hyperémique.

4. fonctionnelle Sympatholysis

Remarque : Un traçage de données représentatives illustrant la procédure expérimentale pour mesurer sympatholysis fonctionnelle est représenté à la Figure 4.

1. Instrumenter l’objet comme il est indiqué ci-dessus (Instrumentation).
2. Assurez-vous que le joint étanche à l’air dans la chambre de LBNP.
3. Le sujet se trouvant encore et au repos, recueillir 3 min de données de base.
4. À la marque de 3 min, allumez l’aspirateur. Ajustez le vide pour que la pression à l’intérieur de la chambre LBNP est entre-20 et -30 mmHg. Laissez le vide à courir pendant 2 minutes tout en surveillant la réponse du sujet.
5. À la marque de 5 min, éteindre l’aspirateur et laisser le sujet se reposer pendant 3 min.
6. Au niveau du repère min 8, lancer l’invite vocale guidant le sujet à travers l’exercice de poignée de main rythmique (20 % MVC).
7. Confirmer que le sujet est maintenant leur squeeze tout au long de la totalité de chaque phase de préhension et se détendre complètement pendant entre chaque répétition. Contrôlent leur production de force et confirment qu’ils atteignent 20 % MVC avec chaque poignée. Exercice, continuer jusqu'à la marque de 11 min.
8. À la marque de 11 min, allumez l’aspirateur encourager le sujet à continuer leur exercice rythmique. Laissez le vide exécuter à partir de 11-13 min, puis éteignez-le.
9. Avoir le sujet à continuer d’exercer la rythmique Main poignée exercice à 20 % de leur MVC pour un 2 min supplémentaire. Dès la cessation de l’exercice, ont du reste sujet tranquillement et se trouvent toujours.
10. Calcul fonctionnel Sympatholysis
    1. Normaliser le changement de l’oxyhémoglobine avec LBNP sur le signal total labile (TLS), déterminé durant 5 min l’occlusion brassard :
       
       
    2. Calculer chaque événement comme la moyenne finale 20 min de chaque événement.
    3. Calculer l’atténuation induite par l’exercice de la réduction de l’oxyhémoglobine :
       

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Résultats

Capacité oxydative du muscle squelettique

La figure 2 illustre une réponse participante représentante pendant une évaluation de la capacité oxydative NIRS dérivé du muscle squelettique. Panneau A indique la saturation tissulaire profil pendant 5 minutes artériel cuff protocole d’occlusion, l’exercice de la poignée et l’occlusion artérielle intermittente pend...

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Discussion

Les méthodes décrites dans les présentes permettent une évaluation non invasive, clinique d’hyperémie réactive, couplage neurovasculaire et la capacité oxydative du muscle squelettique en une seule visite clinique ou un laboratoire.

Considérations critiques

Bien que la NIRS est relativement robuste et facile à utiliser, collecte de ces données nécessitent attention mise en place de l’optodes directement sur le ventre du muscl...

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matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
Dual-channel OxiplexTS Near-infrared spectroscopy machine	Iss Medical	101
NIRS muscle sensor	Iss Medical	201.2
E20 Rapid cuff inflation system	Hokanson	E20
AG101 Air Source	Hokanson	AG101
Smedley Handgrip dynometer (recording)	Stolting	56380
Powerlab 16/35, 16 Channel Recorder	ADInstruments	PL3516
Human NIBP Set	ADInstruments	ML282-SM
Bio Amp	ADInstruments	FE132
Quad Bridge Amp	ADInstruments	FE224
Connex Spot Monitor	Welch Allyn	71WX-B
Origin(Pro) graphing software	OrignPro	Pro
Lower body negative pressure chamber	Physiology Research Instruments	standard unit