Angiographie deux dimensions aux rayons x pour examiner la Structure vasculaire Fine à l’aide d’un mélange d’Injection de caoutchouc Silicone

Résumé

Cette étude présente une méthode simple d’angiographique bidimensionnelle afin d’examiner les structures vasculaires fines à l’aide d’un silicone caoutchouc injection composé et des tissus mous système à rayons x.

Résumé

L’angiographie est un outil essentiel pour l’étude des structures vasculaires dans divers domaines de recherche. Le but de cette étude est de présenter une méthode simple et angiographique pour examiner la structure vasculaire fine de tissu frais, non fixée à l’aide d’un silicone caoutchouc injection composé et des tissus mous système à rayons x. Cette étude se concentre surtout sur les territoires de Rabat utilisées en chirurgie reconstructrice. Cette étude emploie angiographie avec une injection de caoutchouc de silicone composée dans différentes conditions expérimentales utilisant des rats Sprague-Dawley. Tout d’abord, 15 MV composé et 15 mL de diluant est mélangé. Puis, 1,5 mL de la salaison est préparé, et un cathéter de 24G est canulé dans l’artère carotide commune du rat. Un robinet à trois voies est alors connecté à un cathéter et l’agent radio-opaque, après mélange avec l’adjuvant de salaison préparée, est immédiatement injecté sans débordement. Enfin, comme l’agent se solidifie, le spécimen est récolté et une image angiographique est obtenue en utilisant un système à rayons x des tissus mous. Cette méthode indique que qualité angiographie montrant des structures vasculaires fines puisse être facilement et simplement obtenu dans un court laps de temps.

Introduction

Examiner les structures vasculaires telles que les artères et les veines est une importante zone d’intérêt, particulièrement à la chirurgie réparatrice. Dans ce domaine, Rabat chirurgie est largement réalisée. Par conséquent, imagerie angiographique est activement utilisé pour étudier le territoire de Rabat, angiosome et apport vasculaire des tissus frais¹. Plus précisément, il y a eu des efforts continus pour observer la vascularisation fine, y compris les vaisseaux fins tels que des veines perforantes (vaisseaux qui sortent d’un vaisseaux profonds pour atteindre la peau) et étouffer les vaisseaux (reliant les navires entre angiosomes adjacentes)² . Ces deux types de navires sont importants en matière de reconstruction perforator flap et sont l’objet principal de la recherche^3,4.

Divers matériaux sont utilisés dans l’angiographie. Tout d’abord, il y a l’encre de Chine, qui est utile à l’observation de l’anatomie générale des vaisseaux sanguins. Toutefois, il est radiotransparente, donc impossible d’obtenir des images angiographiques. Les matériaux radio-opaques plus couramment utilisés sont oxyde de plomb et de baryum. Cependant, la toxicité est un inconvénient essentiel d’oxyde de plomb, et c’est gênant d’utiliser lorsqu’il est mélangé avec de l’eau en raison de sa forme en poudre. Baryum est exempt de toxicité ; Cependant, il n’est pas très faisable, tel qu’il devrait être utilisé après dilution. Deux de ces matériaux radio-opaque ne peuvent pas traverser capillaires ; par conséquent, si une structure vasculaire tout doit être analysée, il est nécessaire d’injecter dans l’artère et la veine séparément⁵. En outre, les deux matériaux de provoquer des fuites de colorant au cours de la dissection anatomique, donc ils devraient être combinés avec de la gélatine. Des mélanges d’oxyde-gélatine et baryum-gélatine plomb prennent au moins un jour à se solidifier^1,6,7.

Angiographie de la tomodensitométrie (TDM) est une autre méthode couramment utilisée et peut aider dans la visualisation des structures tridimensionnelles (3D)⁸. Cependant, les veines ne peuvent être visualisées efficacement⁵. Dans cette modalité, visualisation claire de la vascularisation fine tels que veines Starter est difficile, sauf si vous utilisez des équipements spécifiques. Le besoin d’équipements plus coûteux peut être un désavantage, alors angiographie ne peuvent pas être utilisé dans tous les laboratoires. En revanche, le système de radiographie des tissus mous sont relativement bon marché et peuvent opérer plus facilement. Ce système est optimal pour la visualisation des tissus mous et peut fournir des images des tissus mous plus élevée que le système de radiographie simple. Bien que le système de radiographie elle-même des tissus mous ne peut pas afficher des images en 3D, il peut aider à visualiser les structures vasculaires bien plus clairement que l’angiographie. Par conséquent, nous avons utilisé le système de radiographie des tissus mous dans nombreuses expériences, notamment dans les différents modèles de Rabat et anatomie de base^2,9.

Enfin, l’utilisation de l’angiographie composé du injection caoutchouc silicone offre de nombreux avantages. Parce que les divers agents de couleur sont préparés, il peut être injecté et afficher les couleurs reconnaissables comme l’encre de Chine. Donc, il est possible d’étudier simultanément l’anatomie générale et l’angiographie. Il peut aussi bien traverser capillaires et permettre les veines à visualiser, permettant les examens des fines structures vasculaires. À la différence du mélange de gélatine, l’injection de caoutchouc de silicone composée se solidifie dans un court laps de temps, environ 15 minutes, sans aucune procédure supplémentaire. L’ensemble du processus est résumé dans l’image schématique à la Figure 1.

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Protocole

Toutes les procédures, y compris les sujets animaux, ont été approuvés par l’animalier institutionnel et utilisation comités de Seoul National University Hospital (IACUC no 10-0184). Ce protocole est optimisé pour la recherche sur la vascularisation du lambeau. Cet exemple est basé sur un modèle quatre-territoire rabat dans nos rapports précédents.

1. établir une Condition de Rabat

Remarque : Il est important de générer un changement vasculaire dans un modèle de rat rabat 4 à 5 jours avant l’estimation visible^6,7.

1. Utilisez pesant 200-250 g de rats Sprague-Dawley mâles de 7 semaines.
2. Anesthésier les rats l’isoflurane à 3-5 % pour l’induction et 2 à 2,5 % pour l’entretien. Effectuer un essai de réflexion orteil pincée retrait pour confirmer que la profondeur de l’anesthésie est suffisante.  Injecter le meloxicam 5mg/kg par voie sous-cutanée pour soulager la douleur.
3. Raser le tronc à l’aide d’une tondeuse de poils d’animaux et de la crème dépilatoire (thioglycolique acide, 80 %). Préparer un champ opératoire stérile avec 10 % polyvidone iodée et un drap stérile pour maintenir cet état tout au long de la procédure. Appliquer une pommade vétérinaire aux yeux à prévenir le dessèchement. Garder tous les instruments dans des conditions stériles.
4. Établir le cas échéant la condition de Rabat.
   1. Marquer une conception de Rabat circonférentielle de la peau de l’abdomen inférieur vers l’arrière, mesure 4 x 12 cm. Repérez le centre de la poitrine à mi-chemin entre le processus xiphoïde et le pénis (Figure 1).
   2. Faire l’incision dans la mesure indiquée à l’aide d’une lame chirurgicale.
   3. Disséquer le rabat à l’aide de ciseaux, y compris la peau et panniculus carnosus.
   4. Disséquer autour du pédicule vasculaire [bilatérale profonde circonflexe iliaque (DCI) et bilatérales superficielle inférieure épigastrique (SIE) navires] au bas de l’abdomen et exposer le pédicule vasculaire à l’aide d’une loupe chirurgicale et instruments microchirurgicaux.
   5. Maintenir ou ligaturer les vaisseaux selon les conditions souhaitées.
   6. Diviser le rabat le long de la ligne dorsale médiane avec une lame chirurgicale ou des ciseaux.
   7. Posez le rabat dans sa position d’origine et fixer avec une agrafeuse de peau.
   8. Appliquez un onguent topique sur la plaie chirurgicale pendant 3 jours et de fournir l’analgésie postopératoire en administrant le meloxicam à une dose de 5 mg/kg par voie orale une fois par jour pendant 3 jours.
   9. Confirmer que le rat reprend conscience suffisante pour maintenir le décubitus sternal. Retourner le rat dans la cage et le déplacer dans le secteur du logement. Appliquer un style élisabéthain collier pour chaque rat.

2. préparation des Instruments

1. Préparer un cathéter de 24G et d’un robinet à trois voies.
2. Préparer les pinces de moustique, petits ciseaux, un bistouri et une lame chirurgicale.
3. Préparer l’agent angiographique (injection de caoutchouc silicone composée).
   1. Mélanger l’agent couleur composé avec le diluant dans le godet à urine stérile. Assurer une quantité égale de poids : 15 d’agent de couleur composé et 15 mL de diluant MV chez un rat (rat Sprague-Dawley, 200-250 g).
   2. Ajouter l’agent de durcissement par 5 % de la masse ou le volume de la solution de mélange immédiatement avant l’injection : 1,5 mL de polymérisation agent dans un rat (rat Sprague-Dawley, 200-250 g).

3. préparation de l’artère de rat

1. Isoflurane permet d’anesthésier les rats (3-5 % pour l’induction) et 2 à 2,5 % pour l’entretien. Effectuer un essai de réflexion orteil pincée retrait pour confirmer que la profondeur de l’anesthésie est suffisante.
2. Raser le cou à l’aide d’une tondeuse de poils d’animaux et de la crème dépilatoire (thioglycolique acide, 80 %).
3. Exposer le de l’artère carotide commune¹⁰.
   1. Faire une incision de 2 cm médiane entre les omoplates.
   2. Disséquer plus profondément à l’aide de pinces de moustique et ciseaux émoussé jusqu'à ce que le complexe de la glande salivaire est exposé.
   3. Rétraction de la glande salivaire et carrément disséquer le muscle omohyoid longitudinalement.
   4. Disséquer autour de l’artère carotide commune.
4. Accrochez les côtés céphaliques et caudales de l’artère carotide commune avec de la soie noire et fixez-la.
   1. Réaliser une cravate sur la suture proximale et traction pour maintenir l’engorgement de l’artère.
   2. Préparer une suture de soie à la partie caudale pour la fixation du cathéter à 24G.

4. canulation

1. Cathétériser la carotide préparée à l’aide d’un cathéter de 24G.
2. Serrer la cravate pré-faites dans la partie caudale et veillez à ne pas supprimer le cathéter pendant l’injection.
3. Préparer la salaison (étape 1.3.2).
4. Connecter le robinet à trois voies sur le cathéter.
   1. Confirmer le sang régurgité dans le cathéter en ajoutant une pression négative à l’aide d’une seringue vide.

5. injection

1. Injecter l’injection de caoutchouc de silicone composée jusqu'à ce que la couleur de le œil et pied a changé.
   Remarque : Le changement de couleur devrait apparaître en cours de fluide injectés (quantité d’injection est environ 25-30 mL pour chaque rat).
2. Verrouiller le robinet à trois voies et attendez que l’agent se solidifie.
   1. Veillez à ne pas contaminer avec l’agent, en particulier lorsque vous retirez la seringue du robinet à trois voies. Utiliser une barrière de protection tels que de la gaze ou vinyle pour séparer l’espace injection de son environnement.
      Attention : Toute contamination rend difficile d’analyser l’image angiographique parce que le composé est radio-opaque.
   2. Confirmer la cessation des battements du coeur et la respiration. Arrêter l’anesthésie.
   3. Observer le taux de dureté avec l’agent reste comme une référence (environ 15 min nécessaire).

6. récolte d’échantillon

1. Faites une incision à l’aide d’une lame chirurgicale à la panniculus carnosus 1 cm en dehors de la trappe pour prévenir les dommages à toute structure vasculaire à l’intérieur de la trappe.
2. Disséquer le long du plan préalablement découpé à l’étape 1.4 (sous le plan de panniculus carnosus) et récolter les tissus, y compris le volet et le pédicule vasculaire à l’aide de ciseaux (la structure vasculaire est incluse dans le rabat).
3. Ligaturer le pédicule du lambeau utilisant une suture de soie de 5-0 et séparer le rabat du corps. Veillez à ne pas endommager la structure vasculaire.

7. capturer l’Image angiographique

1. Étaler le spécimen, en veillant à ce qu’il ne fait pas plier et placez-le délicatement sur le drapé chirurgical avec une pincette.
2. Prendre une image de radiographie.
   1. Transférer le spécimen couché sur la cassette de film dans l’échantillon de l’espace de chargement.
   2. La valeur des tissus mous système rayons x 60 kVp, 5 mA et l’exposition s 5.
3. Développer le film dans une chambre noire à l’aide d’une machine de développement automatique.
4. Scanner de film avec la meilleure résolution possible.

8. analyser l’Image^6,7,11

1. Distinguer les artères et veines basées sur la continuité de l’écoulement et de diamètre.
   1. Début de l’afflux de l’artère du pédicule mettant l’accent sur le bateau de cible en cours d’examen.
   2. Mesurer les diamètres avec le logiciel de la première ouverture de l’image.
      1. Cliquez sur le bouton de droite et tracez une ligne sur la barre d’échelle qui a la même longueur.
      2. Ouvert le analyser | Définissez l’échelle menu et entrez la valeur de la barre d’échelle dans la distance connue.
      3. Cliquez sur le bouton de droite et tracer une ligne à bord du navire dont le diamètre doit être mesurée.
      4. Ouvert le analyser | Mesure menu et confirmer la longueur.
2. Analyser le modèle vasculaire rabat de la zone de survie.

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Résultats

Par suite de ce protocole, la vascularisation de rabat du rat Sprague-Dawley a été examinée. Un lambeau de peau circonférentielle du bas du ventre à l’arrière qui mesurait 4 x 12 cm a été marquer selon nos rapports précédents. Chaque échantillon était dans un état vasculaire différent.

Tous les volets étaient élevées issu de l’artère iliaque circonflexe profond (DCIA) et de la veine et puis suralimenté ave...

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Discussion

Injection de caoutchouc de silicone angiographie composé peut être effectuée facilement, ne nécessite pas de matériel coûteux et offre de nombreux avantages. Contrairement aux évaluations préopératoires et peropératoires des patients, expériences utilisant des animaux et des cadavres peuvent fournir des détails sur des conditions spécifiques, ce qui permet des études plus diversifiés et approfondies. Le modèle de rabat à l’aide de rats est particulièrement utile aux cliniciens parce que les changement...

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matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
MICROFIL Silicone Rubber Injection Compounds	Flow Tech Inc.	MV-112	White color agent
MICROFIL Silicone Rubber Injection Compounds	Flow Tech Inc.	MV-117	Orange color agent
MICROFIL Silicone Rubber Injection Compounds	Flow Tech Inc.	MV-120	Blue color agent
MICROFIL Silicone Rubber Injection Compounds	Flow Tech Inc.	MV-122	Yellow color agent
MICROFIL Silicone Rubber Injection Compounds	Flow Tech Inc.	MV-130	Red color agent
MICROFIL Silicone Rubber Injection Compounds	Flow Tech Inc.	MV-132	Clear agent
MICROFIL Silicone Rubber Injection Compounds	Flow Tech Inc.	MV-Diluent	Diluent
MICROFIL CP-101 For Cast Corrosion Preparations	Flow Tech Inc.	CP-101	Curing agent
SOFTEX X-ray film photographing inspection equipment	SOFTEX	CMB-2	Soft tissue x-ray system
Film	Fujifilm	Industrial X-ray Film (FR 12x16.5cm)
Automatic Development Machine	Fujifilm	FPM 2800
Rat			Sprague-Dawley rat weighing 200-250 g
Three-way stopcock
24-guage catheter
Image J	National Institutes of Health		https://imagej.nih.gov/ij/