Préparation des propagations méiotiques de chromosome des spermatocytes de poisson-zèbre

Résumé

Les écarts de surface nucléaires sont un outil indispensable pour étudier les événements chromosomiques pendant la méiose. Ici nous démontrons une méthode pour préparer et visualiser des chromosomes méiotiques pendant la prophase I des spermatocytes de poisson zèbre.

Résumé

La méiose est le processus cellulaire clé nécessaire pour créer des gamètes haploïdes pour la reproduction sexuelle. Les organismes modèles ont joué un rôle déterminant dans la compréhension des événements chromosomiques qui ont lieu pendant la prophase méiotique, y compris les événements d’appariement, de synapse et de recombinaison qui assurent une ségrégation chromosomique appropriée. Bien que la souris ait été un modèle important pour comprendre les mécanismes moléculaires sous-jacents à ces processus, tous les événements méiotiques de ce système ne sont pas analogues à la méiose humaine. Nous avons récemment démontré le potentiel passionnant du poisson zèbre comme modèle de spermatogénèse humaine. Ici nous décrivons, en détail, nos méthodes pour visualiser les chromosomes méiotiques et les protéines associées dans les préparations de propagation de chromosome. Ces préparations ont l’avantage de permettre l’analyse à haute résolution des structures chromosomiques. Tout d’abord, nous décrivons la procédure pour disséquer des testicules du poisson zèbre adulte, suivi de la dissociation cellulaire, de la lyse, et de la diffusion des chromosomes. Ensuite, nous décrivons la procédure pour détecter la localisation des protéines méiotiques de chromosome, par détection d’immunofluorescence, et séquences d’acide nucléique, par hybridation in situ de fluorescence (FISH). Ces techniques constituent un ensemble utile d’outils pour l’analyse cytologique de l’architecture de la chromatine méiotique dans le système de poisson zèbre. Les chercheurs de la communauté des poissons zèbres devraient être en mesure de maîtriser rapidement ces techniques et de les intégrer dans leurs analyses standard de la fonction reproductrice.

Introduction

La reproduction sexuelle se poursuit par la combinaison de deux gamètes haploïdes, chacun portant la moitié du complément chromosomique d’une cellule somatique. La méiose est une division cellulaire spécialisée qui produit des gamètes haploïdes à travers une série de réplication de l’ADN et deux cycles successifs de ségrégation chromosomique. Dans la prophase I, les chromosomes homologues (homologs) doivent subir l’appariement, la recombinaison et la synapse, ce dernier étant caractérisé par la formation du complexe synaptonemal qui comprend deux axes homologués pontés par le filament transversal, Sycp1 (Figure 1A,B). Le défaut d’exécuter correctement ces processus peut conduire à la production de gamètes aneuploid, qui sont une cause principale de fausses couches chez l’homme¹. Notre connaissance de la coordination entre l’appariement, la recombinaison et la synapse a été facilitée par des études dans un large éventail d’organismes, tels que la levure, C. elegans, la souris, et la drosophile, entre autres². Tandis que le processus général de l’appariement homologue de chromosome suivi de la ségrégation est bien conservé, sa dépendance à la recombinaison et à la synapse et l’ordre de ces événements varie.

La formation de rupture à double brin méiotique (DSB), qui initie une recombinaison homologue, se produit près des télomères regroupés dans le bouquet pendant le leptotene et la synapse s’ensuit peu après^3,4. Cette configuration de la formation de l’ASD et de l’initiation à la synapse est également une caractéristique de la méiose masculine chez l’homme, mais pas chez la souris^5,6,7,8, suggérant que le poisson zèbre peut servir de modèle pour la spermatogénèse humaine. Il y a également plusieurs avantages pratiques d’étudier la méiose de poisson zèbre. Les mâles et les femelles subissent la gamétogenèse tout au long de l’âge adulte, leurs gonades sont facilement accessibles, et des centaines de descendants sont générés à partir d’une seule croix. En outre, les embryons sont transparents et se développent à l’extérieur, ce qui facilite la détection précoce des aberrations dans le développement embryonnaire en raison de gamètes aneuploides^3,9. Les inconvénients de l’utilisation du poisson zèbre sont qu’ils sont lents à atteindre la maturité sexuelle (environ 60 jours) et la quantité de matière nécessaire pour les écarts de surface nucléaire doit être recueillie à partir d’animaux adultes de 10 à 20, selon leur taille.

Les préparations de propagation de chromosome méiotique sont un outil essentiel pour étudier la dynamique de chromosome à travers tous les organismes modèles, puisque les signatures clés de la dynamique méiotique de chromosome peuvent être sondées. Chez le poisson zèbre, les aspects clés de la progression du programme méiotique et de l’organisation nucléaire ont été disséqués par le biais de l’enquête sur les propagations de surface nucléaire, appelées ici les propagations chromosomiques, avec des anticorps pour la détection d’immunofluorescence des protéines et/ou des acides nucléiques par FISH^{3,4,9,10,11,12}. En effet, la localisation polarisée des télomères groupés dans le bouquet peut être préservée dans la préparation de la propagation (Figure 1C). Récemment, nous avons utilisé des propagations du chromosome spermatocyte du poisson zèbre ainsi que des méthodes de détection de fluorescence et de microscopie à super résolution pour élucider la progression détaillée de la dynamique des télomères du poisson zèbre, de l’appariement chromosomique homologue, de la localisation des ruptures à double brin et de la synapse lors des transitions méiotiques clés³. Ici nous présentons des méthodes pour préparer des écarts de chromosome des spermatocytes des testicules de poisson zèbre et par la suite les tacher avec des sondes fluorescentes d’acide nucléique de peptide (PNA) aux séquences répétées de telomere et à la détection d’immunofluorescence des protéines associées de chromosome.

Protocole

Toutes les méthodes impliquant le poisson zèbre ont été effectuées en utilisant des normes éthiques approuvées par le Comité institutionnel de soins et d’utilisation des animaux de l’UC Davis.

1. Procédure d’épandage de chromosome

REMARQUE : Le protocole suivant est conçu pour créer 4-6 diapositives, avec des centaines de noyaux méiotiques de propagation par diapositive. Le nombre de testicules utilisés dépendra de la taille du poisson. Attendez-vous à utiliser 20 animaux à 60 jours après la fécondation (dpf) et 15 animaux à 6 mois après la fécondation (mpf). Pour les gros poissons zèbres (p. ex., 12 mpf), 10 animaux devraient suffire. Soyez conscient que les testicules de certains mutants méiotiques (par exemple, spo11^-/)seront un peu plus petits³. Dans ce protocole, un pool de testicules est considéré comme un seul échantillon. Il est recommandé de ne pas préparer plus de 4 échantillons en parallèle.

1. Faire les solutions suivantes avant de commencer la procédure de propagation
   REMARQUE : Il est pratique de préparer les solutions suivantes dans les quantités spécifiées pour une utilisation dans de futures expériences de diffusion.
   1. Préparer une solution de saccharose de 0,1 M en dissolvant 3,42 g de saccharose dans 100 ml d’eau distillée. Apportez la solution de saccharose au pH 8 en utilisant 1 M Tris-HCl qui est également au pH 8. Puis filtrez stériliser la solution de saccharose. Conserver à température ambiante.
   2. Faire une solution de stock saline (PBS) tamponnée de phosphate 10x à une concentration finale de 1,37 M NaCl, 27 mM KCl, 73 mM Na₂HPO₄ et 27,6 mKH₂PO₄ dans 1,8 L d’eau distillée. Remuer jusqu’à dissolution, puis ajuster le pH à 7,3 à l’aide de NaOH et autoclave. Conserver à température ambiante.
   3. Faire une solution d’une DNase I de 400 g/mL dans de l’eau distillée stérile. Conserver à -20 oC. Il est recommandé de préparer 5 ml de cette solution, puis de stocker sous forme d’aliquots de 100 l.
2. Faire les solutions suivantes le jour du protocole de diffusion
   REMARQUE : Pour l’efficacité de temps, il est le meilleur de faire la solution de collagène immédiatement après disséquer tous les testicules et puis faire les solutions d’inhibiteur de trypsine et de trypsine pendant le temps que les échantillons soient traités dans la collagène.
   1. Dissoudre 4 mg de collagène dans 200 l du milieu Eagle modifié de Dulbecco (DMEM) par échantillon (2 % de concentration finale de collagène w/v). Conserver sur la glace jusqu’à ce que nécessaire. La collagène dissociera les testicules.
   2. Dissoudre 1,4 mg de trypsine dans 200 L de DMEM par échantillon (0,7 % de concentration finale de trypsine w/v). Conserver sur la glace jusqu’à ce que nécessaire. La trypsine aidera à dissocier les cellules.
   3. Dissoudre 10 mg d’inhibiteur de la trypsine dans 500 L de DMEM par échantillon (2 % de concentration finale de l’inhibiteur de la trypsine w/v). Conserver sur la glace jusqu’à ce que nécessaire. L’inhibiteur de la trypsine empêche la trypsine de dégrader les cellules.
   4. Préparer une solution de formaldéhyde de 1 % (à partir d’une solution préfabriquée à 16 %) avec 0,15 % de Triton X-100 dans de l’eau distillée stérile. Conserver sur la glace jusqu’à ce que nécessaire. Le formaldéhyde de 1 % peut être préparé pendant que les testicules sont traités avec de la trypsine et du DNase I (c.-à-d. pendant l’étape 1.4.7 de la procédure de propagation).
      CAUTION: Le formaldéhyde est dangereux.
3. Dissection des testicules du poisson zèbre mâle adulte
   1. Euthanasiez le poisson zèbre mâle (60 dpf) en les submergeant dans l’eau glacée. Les poissons peuvent être conservés dans l’eau glacée jusqu’à ce qu’ils soient prêts à se disséquer, mais ils doivent être disséqués dès que possible.
      REMARQUE : La souche de type sauvage AB est utilisée pour cette procédure, mais d’autres souches de type sauvage devraient également être favorables. Le temps le plus long que nous avons gardé les poissons dans l’eau glacée avant la dissection est de 3 h sans aucun effet notable sur le protocole.
   2. Décapiter un poisson à la fois avec de petits ciseaux, puis utiliser des micro-ciseaux pour couper le long de la ligne médiane ventrale pour exposer la cavité du corps.
   3. Disséquer les testicules à l’aide de forceps (voir Tableau des matériaux) à 1,65x grossissement au microscope. Effectuez les dissections dans un plat Petri recouvert de silicone avec couvert par une piscine peu profonde de 1x PBS.
      REMARQUE : Le testicule est situé entre la vessie natatoire et l’intestin et apparaîtra plus léger que le tissu musculaire(figure 2A). Les testicules doivent avoir 2 lobes lorsqu’ils sont retirés du poisson zèbre (Figure 2B).
   4. Enlever autant de graisse et de tissu environnant du testicule que possible. Ajouter ensuite chaque testicule disséqué directement dans un tube de 5 ml avec 2 ml de DMEM et conserver sur la glace.
      REMARQUE : Les étapes 1.3.3 et 1.3.4 doivent être maîtrisées avant de faire des expériences.
4. Dissociation des cellules de testicules
   1. Pré-chauffer 100 ml de solution de saccharose de 0,1 M à 37 oC.
   2. Ajouter 200 l de solution de collagène au tube de 5 ml avec les testicules. Mélanger la solution en l’inversant plusieurs fois.
   3. Secouez doucement les testicules dans un shaker horizontal à 100 tr/min à 32 oC pendant 50 min à une heure jusqu’à ce que le DMEM soit trouble et que les testicules soient en petits morceaux. Inversion rapide du tube toutes les 10 minutes pour faciliter la dissociation.
   4. Pour laver la collagène, ajouter DMEM à un volume final de 5 ml et inverser le tube à quelques reprises. Pelleter les testicules à 200 x g pendant 3 min à température ambiante. Retirer 3 ml du supernatant de sorte qu’il ne reste que 2 mL.
      REMARQUE : L’addition, l’enlèvement, et le transfert de DMEM se fait avec des pipettes de transfert en plastique pour l’ensemble de la procédure de propagation de chromosome.
   5. Répétez l’étape 1.4.4 deux fois plus pour un total de 3 lavages DMEM. Ne pas resuspendre la pastille entre les lavages DMEM. Après le dernier lavage DMEM, retirer 4 ml du supernatant de sorte qu’il ne reste que 1 mL.
   6. Ajouter 1 ml de DMEM pour un volume total de 2 ml et ajouter 200 l de la solution trypsine et 20 l de la solution DNase I. Inverser le tube à quelques reprises pour mélanger la solution.
   7. Secouez horizontalement le tube à 32 oC pendant 5 à 15 min à 100 tr/min jusqu’à ce que la solution DMEM ne contienne que quelques amas. Inversion rapide du tube toutes les 5 minutes pour faciliter la dissociation.
      REMARQUE : Les amas doivent être considérablement plus petits après avoir tremblé.
   8. Ajouter 500 L de la solution d’inhibiteur de la trypsine et 50 l de la solution DNase I. Inverser le tube à quelques reprises pour mélanger, puis tourner brièvement vers le bas à 200 x g pendant 3 min à température ambiante pour enlever le liquide ou les amas qui peuvent adhérer au bouchon du tube ou le côté du tube.
   9. Placez le tube sur la glace et suspendez la suspension cellulaire en faisant monter et descendre à plusieurs reprises avec une pipette de transfert en plastique pendant 2 min pour faciliter la dissociation des amas restants. Ne laissez pas la suspension de la cellule entrer dans l’ampoule de la pipette de transfert. Après les 2 min, pipette la suspension de nouveau dans le tube de 5 ml.
   10. Prémouiller une passoire à cellules de 100 m avec DMEM et la placer sur un tube de 50 ml sur la glace.
   11. Transférer la suspension cellulaire à travers la passoire une goutte à la fois à l’aide d’une pipette de transfert en plastique. Assurez-vous que la suspension de la cellule ne va pas dans l’ampoule de la pipette de transfert.
   12. Transférer le filtrate à l’aide d’une pipette de transfert en plastique dans un nouveau tube de 5 ml et ajouter le DMEM à un volume final de 5 ml. Assurez-vous de recueillir les cellules mises en commun attachées à la face inférieure du filtre avec une pipette de transfert en plastique propre. Pelleter les cellules à 200 x g pendant 5 min à température ambiante.
   13. Retirer autant de supernatant s’il y a de géant saille sans déranger la pastille.
   14. Ajouter 5 ll de solution DNase I directement dans le granule. Ensuite, mélanger la pastille avec la solution DNase I en grattant doucement le fond extérieur du tube 4-5 fois le long d’un vide 1,5 mL microcentrifuge tube rack. Le grattage trop sévère peut entraîner une réduction des écarts récupérés.
   15. Ajouter DMEM à un volume final de 5 ml et mélanger la solution en inversant le tube plusieurs fois. Il est courant que des amas soient toujours présents après le premier traitement DNase I.
   16. Pelleter la suspension de la cellule à 200 x g pendant 2 min à température ambiante.
   17. Répétez les étapes 1.4.13-1.4.16 1-3 fois supplémentaires jusqu’à ce que le granule resuspendu ne s’agglutine pas à l’ajout de DMEM. Après le dernier tour, retirer autant de supernatant que possible sans déranger la pastille.
       REMARQUE: Attendez-vous à une réduction de la taille des granulés avec chaque traitement DNase I; dépassant 4 dNase total I se lave peut entraîner une perte significative de cellules. Si aucune pastille n’est visible après les étapes des traitements DNase I, ne pas procéder à la procédure. Jetez tout DNase inutilisé I.
   18. Ajouter 1 ml de 1x PBS et resuspendre la pastille en grattant doucement le fond extérieur du tube le long d’une grille à tube vide de 1,5 ml.
   19. Pelleter la suspension de la cellule à 200 x g pendant 5 min, puis enlever autant de supernatant que possible sans déranger la pastille.
   20. Couper 3 mm à partir de l’extrémité d’une pointe de pipette de 200 l pour élargir l’ouverture et resuspendre la pastille dans une solution de saccharose de 0,1 M de 0,1 M en faisant monter et descendre avec la pointe de la pipette coupée. Laisser la suspension de la cellule s’asseoir à température ambiante pendant 3 min.
5. Étendre les chromosomes sur des lames de verre
   1. Enrober une diapositive de 100 oL de formaldéhyde de 1 % avec 0,15 % de Triton X-100 avec le côté d’une pointe de pipette. Ensuite, ajoutez 18 L de la suspension de la cellule de saccharose sur le centre de la glissière dans une ligne droite perpendiculaire au bord long. Inclinez la glissière d’avant en arrière (60 degrés) pour faciliter la propagation de la suspension cellulaire à tous les coins.
   2. Placez les glissières à plat dans une chambre d’humidité ouverte légèrement fissurée (figure 3) pour empêcher la solution de formaldéhyde de sécher. Placez la chambre d’humidité dans un tiroir sombre pendant la nuit.
   3. Retirez le couvercle de la chambre d’humidité et laissez les glissières sécher complètement.
   4. Placer les lames dans un bocal Coplin puis remplir le pot Coplin avec de l’eau distillée et incuber pendant 5 min avec des secousses douces à température ambiante.
      REMARQUE : Les diapositives peuvent être placées dans le bocal De Coplin en zigzag pour maximiser le nombre de diapositives par pot Coplin. Assurez-vous qu’il y a de l’espace pour que le liquide passe entre toutes les diapositives.
   5. Verser l’eau et remplir le pot avec 1:250 agent mouillant (voir Tableau des matériaux). Laver 2 fois pendant 5 min chacun e en secouant doucement à température ambiante.
   6. Laisser les lames sécher complètement et les conserver à -20 oC jusqu’à ce qu’elles soient tachées.
      REMARQUE : Le plus long que nous avons stocké des diapositives sans aucune dégradation notable des chromosomes est de '2 mois.

2. Télomere PNA sonde coloration

REMARQUE : Les répétitions de télomères peuvent être tachées à l’aide de sondes de télomère PNA conjuguées au fluorophore qui s’hybrident aux répétitions de télomères de brin de premier plan (CCCTAA). Les sondes PNA ont une colonne vertébrale neutre, ce qui augmente l’affinité d’hybridation à l’ADN chargé négativement, ayant pour résultat peu ou pas de fond. L’étape de sondage des télomères est facultative. Pour procéder à la coloration des anticorps, réhydratez les diapositives en 1x PBS comme indiqué à l’étape 2.2.2., puis passez directement à la « coloration primaire de l’anticorps ».

1. Faire la sonde PNA réagents avant de commencer la coloration télomère
   REMARQUE : Il est pratique de préparer les solutions suivantes dans les quantités spécifiées pour une utilisation dans de futures expériences. Les conditions d’entreposage sont indiquées ci-dessous.
   1. Préparer 2 L de 20x de citrate saline-sodium (SSC) avec une concentration finale de 3 M NaCl et 0,3 M de citrate de sodium. Autoclave et conserver à température ambiante.
   2. Faire 50 ml de solution de pré-hybridation contenant de l’ARN de transfert à une concentration finale de 50% de formamide, 5x SSC, 50 'g/mL d’héparine, 500 'g/mL d’ARN de transfert, 0.1% Tween 20 et ajouter 460 'L de 1 M d’acide citrique pour apporter la solution au pH 6. Conserver à -20 oC.
      CAUTION: Formamide est dangereux. Préparer la solution dans un capot de fumée.
   3. Faire 50 ml de solution de pré-hybridation préparé de la même manière que dans l’étape 2.1.2 sans ajouter l’ARN de transfert. Conserver à -20 oC.
   4. Les sondes de télomères DeNA TelC-Cy3 et TelC-Alexa647 sont préparées sous forme de stocks de 50 M sous forme de formamide, conformément aux instructions du fabricant. Entreposez les sondes PNA sous forme d’aliquots de 8 l à -80 oC.
   5. Faire au moins 1 ml de 100 mg/mL de solution de bouillon d’albumine de sérum bovin (BSA) dans de l’eau distillée stérile. Conserver à -20 oC. Si vous préparez plus de 1 ml de stock BSA, stocker la solution comme 1 mL aliquots.
   6. À l’aide d’un tube de 2 ml, préparer 2 ml de solution d’hybridation en ajoutant 27 L de BSA de 100 mg/mL et 8 l de sonde PNA de 50 M à 1,965 mL de solution de pré-hybridation contenant de l’ARN de transfert. Conserver dans l’obscurité à -20 oC.
2. Coloration de sonde de télomère de PNA
   1. Préchauffer le four d’hybridation à 82 oC.
   2. Réhydratez les toboggans avec 500 oL de 1x PBS par toboggan pendant 5 min dans une chambre d’humidité à température ambiante. Retirez le PBS en tapant sur le côté de la glissière sur un essuie-tout.
   3. Chauffer les toboggans et le tube de 2 ml contenant la solution d’hybridation directement sur une surface métallique dans le four d’hybridation chauffée pendant 2 min.
   4. Tout en gardant les glissières sur la surface métallique, ajouter 100 l de la solution d’hybridation par toboggan, puis recouvrir les glissières de couvercles en plastique (25 mm x 75 mm) taillées dans un sac autoclave. Laisser les toboggans s’asseoir à 82 oC pendant 10-12 min.
   5. Placer les toboggans dans une chambre d’humidité dans l’obscurité à 37 oC pendant 16-24 h. À partir de ce moment-là et pour la coloration des anticorps primaires et secondaires, les diapositives doivent être gardées dans l’obscurité pour éviter le photoblanchiment du signal de fluorescence. Après la période d’incubation, les réactifs pour la coloration des anticorps peuvent être préparés au cours de l’étape 2.2.9.
   6. Retirez les couvercles à l’aide d’une pointe de pipette.
      REMARQUE : Pour faciliter l’enlèvement de la glissière de couverture, 50 à 100 livres de la solution d’hybridation sans ARN de transfert peuvent être délicatement distribués entre la glissière et la glissière pendant que le bordereau est soulevé.
   7. Pipette 500 l de solution de pré-hybridation sans ARN de transfert sur chaque toboggan et placer les glissières dans la chambre d’humidité pendant 15 min à température ambiante. Retirez la solution en tapant sur le côté de la glissière sur un essuie-tout.
      REMARQUE : La solution de pré-hybridation sans ARN de transfert n’est pas préchauffée avant d’être ajoutée sur chaque diapositive.
   8. Pipette 500 'L de solution de pré-hybridation de 50% sans ARN de transfert dans 1x PBS à chaque diapositive et placez les glissières dans la chambre d’humidité pendant 15 min à température ambiante. Retirez la solution en tapant sur le côté de la glissière sur un essuie-tout.
   9. Transférer les lames dans un bocal Coplin et laver 3 fois en 1x PBS en secouant doucement pendant 15 min par lavage à température ambiante.
   10. Retirez les diapositives du pot Coplin et retirez l’excès de PBS en tapant sur le côté de la glissière sur un essuie-tout. Ensuite, passez à l’étape 3.2 "coloration des anticorps primaires".

3. Coloration d’anticorps

REMARQUE : Les anticorps élevés aux protéines méiotiques connues peuvent être employés pour la détection d’immunofluorescence dans les préparations de chromosome de propagation. Les anticorps secondaires conjugués à différents fluorophores permettent de s’agripper simultanément à plusieurs protéines, si les anticorps primaires ont été élevés chez différents animaux.

1. Faire les solutions suivantes le jour de la coloration des anticorps primaires et secondaires
   1. Faire 1 L de PBT avec 1x PBS et 0,1% Triton X-100 dilué dans de l’eau distillée. Conserver à température ambiante. Cela peut être préparé à l’avance et en grande quantité pour de futures expériences de diffusion.
   2. Préparer 500 l de bloc d’anticorps par diapositive à une concentration finale de 2 mg/mL de BSA et de sérum de chèvre de 2 % en PBT.
   3. Pour faire 100 L de mélange d’anticorps primaires ou secondaires par diapositive, ajouter les anticorps appropriés à la bonne concentration (voir Tableau des matériaux) dans le bloc d’anticorps.
      REMARQUE : La concentration d’anticorps peut devoir être déterminée empiriquement. Dans la discussion, nous incluons une liste d’anticorps que nous avons essayé avec succès (avec dilution/concentrations) et ceux que nous avons essayés sans succès.
2. Coloration primaire d’anticorps
   REMARQUE : Le lapin anti-humain SCP3 et le poulet anti-zèbre Sycp1 sont généralement utilisés pour la coloration des anticorps primaires.
   1. Après avoir retiré l’excès de PBS des glissières, ajouter 500 l de bloc d’anticorps par diapositive et placer les glissières dans une chambre d’humidité à température ambiante pendant un minimum de 20 min.
   2. Retirez le bloc d’anticorps en tapant sur le côté de la glissière sur un essuie-tout.
   3. Ajouter 100 l de mélange d’anticorps primaires dans un bloc d’anticorps par diapositive et recouvrir les lames d’une feuille de couverture en plastique fabriquée à partir d’un sac autoclave. Placer les toboggans dans une chambre d’humidité pendant la nuit à 4 oC.
   4. Retirez les couvercles à l’aide d’une pointe de pipette et lavez les glissières 2 fois pendant un minimum de 5 minutes chacune avec 1x PBS dans un bocal Coplin avec des secousses douces à température ambiante.
   5. Retirez le PBS en tapant sur le côté de la glissière sur un essuie-tout.
3. Coloration secondaire d’anticorps
   REMARQUE : Des anticorps anti-lapin et anti-poulet conjugués contre les différents fluorophores sont utilisés pour la coloration à une concentration de 1:1000.
   1. Ajouter 500 l de bloc d’anticorps par toboggan et placer les glissières dans la chambre d’humidité à température ambiante pendant un minimum de 5 min.
   2. Retirez le bloc d’anticorps en tapant sur le côté de la glissière sur un essuie-tout.
   3. Ajouter 100 l de mélange d’anticorps secondaires dans un bloc d’anticorps par diapositive et recouvrir les lames d’une feuille de couverture en plastique fabriquée à partir d’un sac autoclave. Placer les toboggans dans une chambre d’humidité pendant 1 h à 37 oC.
   4. Retirer les couvercles avec une pointe de pipette et laver les diapositives 3 fois pendant un minimum de 5 min chacun avec 1x PBS dans un bocal Coplin avec des secousses douces à température ambiante.
   5. Rincer les lames une fois pendant un minimum de 2 min avec de l’eau distillée dans un bocal Coplin avec des secousses douces à température ambiante.
   6. Sécher à l’air les glissières inclinées, pour faciliter le séchage.
   7. Placez 20 l de moniant anti-fade avec ou sans DAPI (voir Tableau des matériaux) sous forme de 3 points espacés uniformément sur des couvercles en verre (24 mm x 60 mm).
   8. Placez les diapositives face vers le bas sur les couvercles en verre, puis scellez les couvertures avec du vernis à ongles sur le bord qui chevauche l’extrémité givrée de la glissière.
   9. Conserver les glissières préparées à 4 oC jusqu’à ce qu’elles soient prêtes à être en imagerie.

Résultats

Nous avons décrit une méthode pour préparer et visualiser les préparations de propagation de spermatocyte salèbre. Lorsqu’elle est exécutée correctement, notre procédure donne des noyaux bien répartis et non superposés. Pour récupérer de tels noyaux, il est important d’avoir la quantité appropriée de matériel de démarrage (c.-à-d. les testicules), traiter les testicules pour une durée suffisante dans la trypsine et un nombre suffisant de traitements DNase I. Ces tart...

Discussion

Ici nous décrivons des méthodes pour sonder l’emplacement des télomères et des protéines chromosome-associées dans les écarts de surface nucléaire des spermatocytes isolés des testicules de poisson zèbre. Nous nous attendons à ce que ces méthodes soient applicables pour l’analyse des spermatozoïdes chez d’autres espèces de téléostéos avec ajustement à la taille du testicule.

Alors que seulement quelques anticorps ont été élevés aux protéines méiotiques de poisson ...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
1.5 mL centrifuge tubes	Several commercial brands available
1.5 mL microcentrifuge tube rack	Several commercial brands available
16% formaldehyde, methanol-free	ThermoFisher Scientific	28908
2 mL	Several commercial brands available
24 x 50 mm glass coverslips	Corning	2980-245
24 x 60 mm glasscoverslips	VWR International	16004-312
50 mL conical centrifuge tubes	ThermoFisher Scientific	363696
Autoclave bag	Several commercial brands available		Used to make plastic coverslips.
Bovine Serum Albumin (BSA)	Fisher Scientific	BP1605-100	Prepare a 100 mg/ml stock solution in sterile distilled water.
Cell Strainer, 100 µm	Fisher Scientific	08-771-19
CF405M goat anti-chicken IgY (H+L), highly cross-adsorbed	Biotium	203775-500uL	Use at 1:1000
Chicken anti-zfSycp1	Generated by Burgess lab	N/A	Use at 1:100
Collagenase from Clostridium histolyticum	Sigma-Aldrich	C0130-500MG
Coplin jar	Several commercial brands available
DNase I, grade II from bovine pancreas	Roche Diagnostics	10104159001
Dulbecco's Modified Eagle Medium (DMEM)	Fisher Scientific	MT10014CV
Dumont No. 5 Forceps	Fine Science Tools	11252-30	Two are required for dissecting the testes.
Eppendorf Tubes, 5 mL	VWR International	89429-308
Formamide	Fisher Scientific	BP228-100
Goat anti-chicken IgY (H+L) secondary antibody, Alexa Fluor 488	ThermoFisher Scientific	A-11039	Use at 1:1000
Goat anti-chicken IgY (H+L) secondary antibody, Alexa Fluor 594	ThermoFisher Scientific	A-11042	Use at 1:1000
Goat anti-hDMC1	Santa Cruz Biotechnology	sc-8973	Does not work in our hands
Goat anti-rabbit IgG (H+L) cross-adsorbed secondary antibody, Alexa Fluor 488	ThermoFisher Scientific	A-11008	Use at 1:1000
Goat anti-rabbit IgG (H+L) cross-adsorbed secondary antibody, Alexa Fluor 594	ThermoFisher Scientific	A-11012	Use at 1:1000
Goat serum	Sigma-Aldrich	G9023-10mL
Heparin sodium salt	Sigma-Aldrich	H3393-100KU
Humidity chamber	Fisher Scientific	50-112-3683
Hybridization Oven	VWR International	230401V (Model 5420)
Incubator Shaker	New Brunswick Scientific	Model Classic C25
KCl	Fisher Scientific	P217-500
Kimwipes	Kimerbly-Clark Professional	34155	Used for the humidity chamber
KH2PO4	Fisher Scientific	P285-500
Microscope	Several commercial brands available		Any standard microscope capable of at least ~1.65X magnification is sufficient.
Microscope slides	Fisher Scientific	12-544-7
Mouse anti-hamsterSCP3	Abcam	ab97672	Does not work in our hands
Mouse anti-hMLH1	BD Biosciences	550838	Does not work in our hands
Mouse anti-hRPA	Sigma-Alrich	MABE285	Does not work in our hands
Na2HPO4 · 7 H2O	Fisher Scientific	S373-500
NaCl	Fisher Scientific	S271-3
Photo-Flo 200 solution	Electron Microscopy Sciences	74257
Plastic transfer pipettes	Several commercial brands available
PNA TelC-Alexa647	PNA Bio Inc	F1013	Prepare as per manufacturer's instructions.
PNA TelC-Cy3	PNA Bio Inc	F1002	Prepare as per manufacturer's instructions.
ProLong Diamond Antifade Mountant	ThermoFisher Scientific	P36970
ProLong Diamond Antifade Mountant with DAPI	ThermoFisher Scientific	P36971
Rabbit anti-hRPA	Bethyl	A300-244A	Use at 1:300
Rabbit anti-hSCP3	Abcam	ab150292	Use at 1:200
Rabbit anti-hRad51	GeneTex	GTX100469	Use at 1:300
Sodium citrate	Fisher Scientific	S279-500
Sucrose	Fisher Scientific	S5-500
Supercut Scissors, 30° angle, 10 cm	Fisher Scientific	50-822-353	Can also use any pair of small scissors.
Sylgard kit	Fisher Scientific	NC9897184	Prepare as per manufacturer's instructions.
Triton X-100	Fisher Scientific	BP151-100	Dilute in sterile distilled water to make a 20% working solution. Store at room temperature. Triton X-100 forms a precipitate when diluted in water; precipitate dissolves overnight.
Trypsin	Worthington Biochemical	LS003708
Trypsin inhibitor from chicken egg white	Sigma-Aldrich	T9253-500MG
Tween 20	Bio-Rad	170-6531	Dilute in sterile distilled water to make a 20% working solution. Store at room temperature.
Vannas Spring Scissors - 4 mm (micro scissors)	Fine Science Tools	15018-10