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Résumé

Ici, nous décrivons la radiosynthèse du 1-(2-[18F]Fluoroéthyl)-L-tryptophane, un agent d’imagerie par tomographie par émission de positons pour étudier le métabolisme du tryptophane, en utilisant une stratégie à un pot, en deux étapes dans un système de synthèse radiochimique avec de bons rendements radiochimiques, un excès énantiomère élevé et une grande fiabilité.

Résumé

La voie de la kynurénine (KP) est une voie primaire pour le métabolisme du tryptophane. Les preuves suggèrent fortement que les métabolites du KP jouent un rôle vital dans la prolifération tumorale, l’épilepsie, les maladies neurodégénératives et les maladies psychiatriques en raison de leurs effets immunomodulateurs, neuromodulateurs et neurotoxiques. L’agent de tomographie par émission de positons (TEP) le plus largement utilisé pour cartographier le métabolisme du tryptophane, α-[11C]méthyl-L-tryptophane ([11C]AMT), a une courte demi-vie de 20 minutes avec des procédures de radiosynthèse laborieuses. Un cyclotron sur site est nécessaire pour radiosynthétiser [11C]AMT. Seul un nombre limité de centres produisent [11C]AMT pour les études précliniques et les investigations cliniques. Par conséquent, le développement d’un agent d’imagerie alternatif qui a une demi-vie plus longue, une cinétique in vivo favorable et qui est facile à automatiser est nécessaire de toute urgence. L’utilité et la valeur du 1-(2-[18F]fluoroéthyl)-L-tryptophane, un analogue du tryptophane marqué au fluor-18, ont été rapportées dans des applications précliniques dans des xénogreffes dérivées de lignées cellulaires, des xénogreffes dérivées de patients et des modèles tumoraux transgéniques.

Cet article présente un protocole pour la radiosynthèse du 1-(2-[18F]fluoroéthyl)-L-tryptophane en utilisant une stratégie à un pot et en deux étapes. En utilisant ce protocole, le radiotraceur peut être produit dans un rendement radiochimique de 20 ± 5% (désintégration corrigée à la fin de la synthèse, n > 20), avec une pureté radiochimique et un excès énantiomère de plus de 95%. Le protocole comporte une petite quantité de précurseurs ne dépassant pas 0,5 mL de solvant réactionnel à chaque étape, une faible charge de 4,7,13,16,21,24-hexaoxa-1,10-diazabicyclo[8,8,8]hexacosane (K222) potentiellement toxique et une phase mobile injectable et respectueuse de l’environnement pour la purification. Le protocole peut être facilement configuré pour produire du 1-(2-[18F]fluoroéthyl)-L-tryptophane pour l’investigation clinique dans un module disponible dans le commerce.

Introduction

Chez l’homme, le tryptophane est un composant essentiel de l’alimentation quotidienne. Le tryptophane est principalement métabolisé par la voie de la kynurénine (KP). Le KP est catalysé par deux enzymes limitant le débit, l’indoleamine 2, 3-dioxygénase (IDO) et la tryptophane 2, 3-dioxygénase (TDO). Plus de 95% du tryptophane est converti en kynurénine et ses métabolites en aval, générant finalement du nicotinamide adénine dinucléotide, essentiel à la transduction de l’énergie cellulaire. Le KP est un régulateur clé du système immunitaire et un régulateur important de la neuroplasticité et des effets neurotoxiques1,2. Le métabolisme anormal du tryptophane est impliqué dans divers troubles neurologiques, oncologiques, psychiatriques et métaboliques; par conséquent, les analogues du tryptophane radiomarqués ont été largement utilisés dans les recherches cliniques. Les deux radiotraceurs de tryptophane les plus courants étudiés cliniquement sont le 11C-α-méthyl-L-tryptophane ([11C]AMT) et le 11C-5-hydroxytryptophane (11C-5-HTP)3.

Dans les années 1990, le 11C-5-HTP a été utilisé pour visualiser les tumeurs neuroendocrines sécrétant de la sérotonine4 et pour diagnostiquer et surveiller le traitement de l’adénocarcinome prostatique hormono-réfractaire métastatique5. Plus tard, il a été utilisé comme outil d’imagerie pour la quantification du système sérotoninergique dans le pancréas endocrinien6. 11 Le C-5-HTP a également été un traceur prometteur pour la détection non invasive d’îlots viables dans la transplantation intraportaire d’îlots et le diabète de type 27,8. Au cours des deux dernières décennies, de nombreux acides aminés radiomarqués ont progressé vers l’investigation clinique9,10. En particulier, l’analogue du tryptophane marqué au carbone 11 [11C]AMT a reçu une attention particulière pour la cartographie de la synthèse de la sérotonine cérébrale11,12,13,14 et pour la localisation des foyers épileptiques, des tumeurs épileptogènes, du complexe de sclérose tubéreuse, des gliomes et des cancers du sein15,16,17,18,19,20 ,21,22,23,24,25,26. [11C] L’AMT a également une absorption élevée dans diverses tumeurs de bas et de haut grade chez les enfants27. En outre, l’analyse du traceur cinétique de [11C]AMT chez des sujets humains a été utilisée pour différencier et classer diverses tumeurs et différencier le gliome des lésions tissulaires radio-induites15. [11C] L’imagerie guidée par AMT montre des avantages cliniques significatifs dans les troubles cérébraux3,25. Cependant, en raison de la courte demi-vie du carbone 11 (20 min) et des procédures laborieuses de radiosynthèse, l’utilisation de l’AMT [11C] est limitée aux quelques centres PET dotés d’un cyclotron sur place et d’une installation de radiochimie.

Le fluor-18 a une demi-vie favorable de 109,8 min, par rapport à la demi-vie de 20 min du carbone-11. De plus en plus, les efforts se sont concentrés sur le développement de radiotraceurs marqués au fluor 18 pour le métabolisme du tryptophane3,28. Au total, 15 radiotraceurs de tryptophane radiomarqués au fluor 18 ont été signalés en termes de radiomarquage, de mécanismes de transport, de stabilité in vitro et in vivo, de biodistribution et d’absorption tumorale dans les xénogreffes. Cependant, une défluoration in vivo rapide a été observée pour plusieurs traceurs, y compris le 4-, 5-, et 6-[18F]fluorotryptophane, empêchant toute traduction clinique ultérieure29. Le 5-[18F]Fluoro-α-méthyltryptophane (5-[18F]FAMT) et le 1-(2-[18F]fluoroéthyl)-L-tryptophane (L-[18F]FETrp, également connu sous le nom d’acide (S)-2-amino-3-(1-(2-[18F]fluoroéthyl)-1H-indol-3-yl)propanoïque, poids moléculaire 249,28 g/mole), sont les deux radiotraceurs les plus prometteurs avec une cinétique in vivo favorable dans les modèles animaux et un grand potentiel pour surpasser [11 C]AMT pour l’évaluation des conditions cliniques avec métabolisme dérégulé du tryptophane28. 5-[18F]FAMT a montré une absorption élevée dans les xénogreffes tumorales IDO1 positives de souris immunodéprimées et est plus spécifique à l’imagerie du KP que [11C]AMT28,30. Cependant, la stabilité in vivo du 5-[18F]FAMT demeure une préoccupation potentielle, car aucune donnée de défluoration in vivo n’a été rapportée au-delà de 30 minutes après l’injection du traceur30.

Une étude préclinique dans un modèle murin de médulloblastome génétiquement modifié a montré que, par rapport au 18F-fluorodésoxyglucose (18F-FDG), le L-[18F]FETrp présentait une accumulation élevée dans les tumeurs cérébrales, une fluoration in vivo négligeable et une faible absorption de fond, démontrant un rapport cible/non cible supérieur31,32. Des études de dosimétrie par rayonnement chez la souris ont indiqué que le L-[18F]FETrp avait une exposition à la dosimétrie favorable d’environ 20 % inférieure à celle du traceur PET 18F-FDG clinique33. En accord avec les résultats d’autres chercheurs, les données de l’étude préclinique fournissent des preuves substantielles pour soutenir la traduction clinique de L-[18F]FETrp pour l’étude du métabolisme anormal du tryptophane chez les humains atteints de troubles cérébraux tels que l’épilepsie, la neuro-oncologie, l’autisme et la sclérose tubéreuse28,31,32,33,34,35,36 . Une comparaison globale entre les trois traceurs les plus largement étudiés pour le métabolisme du tryptophane, 11C-5-HTP, [11C]AMT et L-[18F]FETrp, est présentée dans le tableau 1. Le 11C-5-HTP et le [11C]AMT ont tous deux une demi-vie courte et des procédures de radiomarquage laborieuses. Un protocole pour la radiosynthèse de L-[18F]FETrp utilisant une approche à un pot, deux étapes est décrit ici. Le protocole comprend l’utilisation d’une petite quantité de précurseur de radiomarquage, d’un petit volume de solvants de réaction, d’une faible charge de K222 toxique et d’une phase mobile injectable et respectueuse de l’environnement pour la purification et la formulation facile.

Protocole

ATTENTION : Le protocole concerne des matières radioactives. Toute dose supplémentaire de matières radioactives pourrait entraîner une augmentation proportionnelle du risque d’effets néfastes sur la santé, comme le cancer. Les chercheurs doivent suivre les pratiques de dose « aussi faible que raisonnablement réalisable » (ALARA) pour guider le protocole de radiosynthèse avec une protection adéquate dans la cellule chaude ou la hotte de plomb. Il est essentiel de minimiser le temps de contact direct, d’utiliser un bouclier en plomb et de garder une distance maximale pour toute étape d’exposition aux rayonnements dans le processus de radiosynthèse. Portez un badge de dosimétrie de rayonnement et des anneaux de surveillance des mains tout au long de l’expérience, et surveillez fréquemment les surfaces potentiellement contaminées telles que les gants, les manches et les pieds. Les règlements locaux et institutionnels de la Commission de réglementation nucléaire (CNRC) doivent être respectés pour l’utilisation, l’expédition et l’élimination de toute matière radioactive.

1. Préparatifs initiaux

  1. Préparer 10 % d’éthanol en phase mobile acétate de sodium/acide acétique de 50 mM pour la chromatographie liquide à haute performance (CLHP) semi-préparatoire.
    1. Placer 3 mL d’acide acétique glacial dans une fiole jaugée propre de 1000 mL. Ajouter 900 mL d’eau ultrapure (résistivité de 18 millions d’ohms-cm à 25 °C) dans la fiole jaugée; ajouter environ 8 mL de solution d’hydroxyde de sodium 6 M et ajuster le pH à 5,5 à l’aide d’un pH-mètre étalonné et d’une bande de pH. Une fois la solution refroidie à température ambiante, porter le volume à 1000 mL avec de l’eau ultrapure pour préparer la solution d’acétate de sodium/acide acétique (pH 5,5) de 50 mM.
    2. Filtrez la solution sous vide à travers un filtre à membrane de 0,2 μm et transférez la solution dans deux bouteilles de solvant de 500 mL.
    3. Placer environ 250 mL du tampon ci-dessus dans une fiole jaugée de 500 mL. Utilisez une bouteille graduée pour mesurer 50 mL d’éthanol de la Pharmacopée des États-Unis (USP) et ajoutez l’éthanol à la fiole jaugée. Porter le volume à 500 mL avec 50 mM d’acétate de sodium/acide acétique et mesurer la valeur du pH à l’aide d’une bande de pH.
  2. Préparer des solutions de contrôle de la qualité (CQ) pour un test d’adéquation du système.
    1. Remplissez les bouteilles de solvant HPLC avec de l’eau fraîche ultrapure (solvant A) et de l’éthanol (solvant B). Amorcez la pompe HPLC et chargez le programme HPLC avec un débit de 1 mL/min composé de 30 % de solvant A et de 70 % de solvant B (v/v).
    2. Créez une solution de contrôle (solution vierge) pour le contrôle qualité. Ajouter 5 mL de chlorure de sodium à 0,9 % dans un flacon en verre de 20 mL. Ajouter 0,15 mL de chlorure de sodium à 23,4 % dans la solution ci-dessus. Ajouter 6 mL de phase mobile HPLC semi-préparée préparée à l’étape 1.1.3 (éthanol à 10 % dans 50 mM d’acétate de sodium/acide acétique, pH 5,5) au flacon en verre.
    3. Préparer 1 μg/mL de L-FETrp non radiomarqué et 5 μg/mL de mélanges racémiques de L-FETrp et de D-FETrp (solutions étalons).
    4. Construire une courbe d’étalonnage à l’aide de solutions L-FETrp standard (0,1 μg/mL, 0,5 μg/mL, 1,0 μg/mL, 10 μg/mL, 100 μg/mL).
    5. Configurez la séquence HPLC. S’assurer que la séquence comprend une série de la solution d’échantillon vierge, deux séries du L-FETrp standard (1 μg/mL), une série des mélanges racémiques L-FETrp et D-FETrp (5 μg/mL) et une série du produit radiopharmaceutique final.
    6. Exécutez la séquence HPLC partielle pour tester l’adéquation du système avant d’analyser les échantillons radioactifs à l’aide d’une colonne HPLC analytique (250 x 4,6 mm).
      1. Exécutez un échantillon vierge et assurez-vous que le chromatogramme de l’échantillon vide ne montre aucun pic ou des pics insignifiants entre le volume du vide et 10 min du chromatogramme.
      2. Exécutez deux répétitions de la solution étalon (contient 1 μg/mL de L-FETrp). Assurez-vous que les zones du L-FETrp dans les deux répliques se situent à ±5 % de la valeur moyenne.
      3. Exécuter un échantillon des mélanges L-FETrp et D-FETrp (5 μg/mL de L-FETrp et D-EFTrp, respectivement). Assurez-vous que L-FETrp et D-FETrp peuvent être identifiés sur le chromatogramme et que la ligne de base est résolue.
  3. Préparez les solutions de radiomarquage et autres fournitures.
    1. Ajoutez les solutions suivantes à cinq flacons en forme de V de 1,5 mL, respectivement. Flacon 1 : 1 mL de carbonate de potassium (K2CO3)/K222 solution (5 mg/mL K222 et 1 mg/mL de K2CO3 dans une solution eau/acétonitrile, 1/99, v/v) pour l’élution du [18F]fluorure ; Flacon 2 : 0,4 mL d’acétonitrile anhydre pour le séchage au [18F]fluorure; Flacon 3 : précurseur de radiomarquage dans l’acétonitrile anhydre (1-2 mg dans 0,5 mL d’acétonitrile anhydre) pour l’incorporation de [18F]fluorure; Flacon 4: acide chlorhydrique (2 M, 0,25 mL) dans l’acétonitrile (0,25 mL) pour l’acidolyse; Flacon 5 : hydroxyde de sodium 2 M (0,25 mL) pour la neutralisation des mélanges réactionnels.
    2. Activez une cartouche légère de méthylammonium (QMA) quaternaire en passant d’abord à travers 10 mL de solution saturée de bicarbonate de sodium, suivie de 10 mL d’eau ultrapure, puis rincez la cartouche avec un flux d’azote. Conditionnez une cartouche C8 légère et une cartouche d’oxyde d’aluminium neutre en passant à travers 10 mL d’éthanol, suivis de 10 mL d’eau ultrapure.
    3. Ajouter 0,15 mL de chlorure de sodium à 23,4 % et 5 mL de chlorure de sodium à 0,9 % à un flacon de formulation stérile de 30 mL pour ajuster la tonicité et diluer la fraction CLHP.
    4. Préparer une solution (1 mL de tampon acétate de sodium/acide acétique, 50 mM, pH = 5,5 préparés à l’étape 1.1.1, 1 mL d’éthanol et 0,5 mL d’eau [total 2,5 mL]) dans une seringue pour rincer le récipient réactionnel; charger dans un flacon stérile de 10 mL.

2. Assemblez les fournitures de radiomarquage et radiosynthétisez L-[18F]FETrp

  1. Assemblez les fournitures de radiomarquage.
    1. Mettez sous tension le module, le dioxyde de carbone, l’air comprimé, les lignes d’argon et l’alimentation du contrôleur logique programmable (PLC). Cliquez sur le bouton mod_pscf18 pour activer le programme du système de synthèse radiochimique. Initialisez le MVP d’entrée, de sortie et de formulation, et assurez-vous que les MVP sont aux positions 4, 1, 1, respectivement.
    2. Assurez-vous que la boucle HPLC est en position Inject et la cartouche lumineuse QMA en position de piégeage du fluorure [18F].
    3. Installez le flacon de phase mobile HPLC semi-préparatifs (contenant la solution préparée à l’étape 1.1.3). Équilibrez le système HPLC en faisant passer la phase mobile à travers la colonne HPLC chirale (250 x 10 mm) et la colonne C18 (100 x 10 mm) à un débit de 2 mL/min pendant au moins 30 min, puis changez la vanne de dérivation, laissez le mobile HPLC traverser uniquement la colonne HPLC chirale et augmentez le débit à 3 mL/min.
    4. Installez la cartouche lumineuse QMA dans la ligne de piégeage/libération de fluorure [18F]. Installez les cartouches d’alumine/C8 empilées entre la position MVP d’entrée 6 et le flacon intermédiaire, qui est un flacon en forme de V de 10 mL connecté à la boucle d’échantillonnage HPLC. Installez un flacon vide de 10 mL (flacon de ventilation) à la position MVP de sortie 4 avec une autre aiguille attachée au flacon comme évent. Installez les flacons de réactif 1 à 5 aux positions MVP d’entrée 1 à 5, respectivement.
    5. Installer le flacon contenant la solution de rinçage préparée à l’étape 1.3.4 à la position MVP de sortie 6.
    6. Installez un flacon de déchets de 500 mL (pour collecter les déchets HPLC passant à travers les colonnes chirale et C18) à la formulation MVP position 1. Installez une autre bouteille de déchets de 500 mL (pour collecter les déchets HPLC passant par la colonne chirale) à l’extrémité de collecte des déchets de la vanne à deux positions à quatre ports.
    7. Raccorder le flacon de collecte de fractions (solution préremplie préparée à l’étape 1.3.3) à la formulation MVP position 2. Connectez la sortie MVP position 3 (conduite de gaz) et la ligne de livraison du produit final aux flacons de formulation MVP position 2 pour récupérer le produit final formulé. Installez un flacon stérile vide de 10 mL en position MVP 3, qui sera utilisé comme flacon de secours pour la collecte de la fraction cible.
    8. Installez la colonne courte C18 entre la vanne de dérivation à quatre ports et deux positions et le MVP de formulation.
      REMARQUE: Lors de l’installation du réactif et des flacons de formulation, assurez-vous que l’alimentation en argon dans le panneau de commande est désactivée et que la pression d’argon est nulle pour éviter tout transfert de liquide inattendu lors de l’assemblage du flacon. Vérifiez toutes les connexions de l’aiguille, les positions des flacons et les positions MVP pour une radiosynthèse reproductible.
  2. Radiosynthèse de L-[18F]FETrp
    1. Recevoir et étudier le fluorure [18F].
      1. Lors de la réception de la solution de fluorure [18F] (15 ± 3 gigabecquerel (GBq) au début de la synthèse, voir la table des matières), étudier la boîte de plomb à la surface et à 1 m pour enregistrer les taux d’exposition au rayonnement maximaux. Faites un test d’essuyage pour vous assurer que la boîte d’expédition n’est pas contaminée. Enregistrez la dose et le temps de fluorure [18F].
    2. Transférer [18F]fluorure.
      1. Transférer la radioactivité au système de synthèse radiochimique.
      2. Reliez la ligne d’argon avec une aiguille courte et la ligne de transfert de fluorure [18F] avec une aiguille longue au flacon de fluorure [18F]. Fermez la porte vitrée à cellules chaudes et la porte principale.
        ATTENTION: Utilisez une longue pince pour pousser les deux aiguilles; s’assurer que la longue pointe de l’aiguille se trouve au fond du flacon de fluorure [18F] afin que tout le fluorure [18F] puisse être transféré. En règle générale, un flacon en forme de V est demandé pour l’administration de fluorure [18F].
    3. Piéger, éluer et sécher azéotropiquement [18F]fluorure.
      1. Cliquez sur Ar Supply pour activer la ligne d’alimentation en argon, augmenter la pression d’argon, activer la ligne de poussée de fluorure [18F] et pousser le fluorure aqueux [18F] à travers la cartouche lumineuse QMA. Une fois que toute la radioactivité est piégée dans la cartouche de lumière QMA et que la lecture du détecteur de radioactivité est stable, augmentez la pression d’argon et soufflez de l’argon à travers la cartouche pendant 5 minutes supplémentaires pour éliminer l’excès d’eau.
      2. Éteignez la ligne de poussée de fluorure [18F], réduisez la pression d’argon à zéro, basculez la vanne à deux positions à six ports de la position de piégeage du fluorure [18F] à la position d’élution. Ouvrez le flacon de réaction, allumez la ligne d’argon d’entrée MVP position 1, poussez la solution K222/K2CO3 dans le flacon d’entrée MVP position 1 à travers la cartouche lumineuse QMA pour éluer la radioactivité dans le flacon de réaction. Remplacez la position d’élution du fluorure [18F] par la position de piégeage.
      3. Cliquez sur le bouton Chaleur pour chauffer le réacteur à 110 °C, activer la ligne d’argon de sortie MVP position 4 (ligne de balayage) qui se connecte au réacteur et évaporer le solvant dans le flacon de sortie MVP position 4.
      4. Cliquez sur le bouton Refroidir pour refroidir le réacteur à température ambiante avec du dioxyde de carbone comprimé, éteignez la ligne de balayage, basculez la position MVP d’entrée 1 en position 2 et ajoutez l’acétonitrile anhydre dans le flacon 2. Allumez la ligne de balayage et le chauffage pour sécher azéotropiquement [18F]fluorure à 110 °C.
    4. Ajouter le précurseur de radiomarquage et incorporer le [18F]fluorure.
      1. Refroidissez le réacteur à la température ambiante, éteignez la ligne de balayage, basculez la position MVP d’entrée 2 en position 3 et ajoutez le précurseur de radiomarquage au tosylate dans le flacon 3. Fermer le réacteur et chauffer les mélanges réactionnels à 100 °C pendant 10 min.
    5. Évaporer le solvant réactionnel et acidolyser.
      1. Refroidir et ouvrir le réacteur, allumer la ligne de balayage et évaporer le solvant de réaction à 100 °C.
      2. Refroidissez le réacteur, éteignez la ligne de balayage, basculez la position MVP d’entrée 3 en position 4 et ajoutez le mélange acide chlorhydrique/acétonitrile (0,5 mL, 1/1, v/v). Chauffer la réaction à 100 °C pendant 10 min pour déprotéger les groupes protecteurs tert-butyle et tert-butyloxycarbonyle dans le précurseur de radiomarquage.
    6. Neutralisez la réaction.
      1. Refroidissez le réacteur à la température ambiante et basculez la position MVP d’entrée 4 en position 5 pour ajouter 2 M d’hydroxyde de sodium afin de neutraliser le mélange réactionnel. Désactivez la ligne d’argon MVP d’entrée.
    7. Transférer le mélange réactionnel dans le flacon intermédiaire.
      1. Cliquez sur le bouton F dans le MVP de sortie pour basculer le MVP de sortie de la position de ventilation 4 à la position 5, puis cliquez sur le bouton F dans le MVP d’entrée pour basculer le MVP d’entrée de la position 5 à la position 6. Activez la ligne d’argon MVP de sortie. Poussez le mélange réactionnel à travers les cartouches d’oxyde d’aluminium neutre et de C8 empilées jusqu’au flacon intermédiaire installé avant la boucle d’échantillonnage HPLC.
    8. Rincez le réacteur et transférez la solution.
      1. Basculez la position MVP de sortie 5 à la position 6, poussez la solution de rinçage dans le flacon de sortie MVP position 6 à travers le flacon de réaction et les cartouches dans le flacon intermédiaire, successivement. Notez que le volume du mélange combiné est d’environ 3,5 mL. Fermez le récipient de réaction.
    9. Chargez le mélange combiné dans la boucle HPLC et purifiez le mélange.
      1. Basculez la boucle HPLC de la position d’injection à la position de charge, allumez la ligne d’argon MVP d’entrée et chargez les mélanges sur la boucle HPLC de 5 mL. Lorsque la charge est terminée, basculez le bouton de charge pour injecter, puis cliquez sur Injecter HPLC pour démarrer le chromatogramme HPLC à un débit de 3 mL/min. Cliquez sur le bouton du moniteur HPLC pour accéder au chromatogramme HPLC en temps réel.
    10. Détournez la fraction cible vers la colonne C18.
      1. Cliquez sur le bouton MVP de détournement pour détourner la fraction HPLC cible vers la courte colonne C18 à environ 12 min.
    11. Rincer la colonne HPLC chirale et purifier la fraction dans la colonne C18.
      1. Une fois que la radioactivité cible est collectée dans la colonne C18 (et que la phase mobile HPLC s’écoule dans la bouteille de déchets de formulation MVP position 1), basculez la vanne de dérivation à deux positions à quatre ports vers la position de collecte des déchets. Rincer la colonne chirale à 4 mL/min pendant 6 min pour éliminer l’énantiomère D-[18F]FETrp mineur et d’autres impuretés ultraviolettes (UV).
      2. Cliquez sur le bouton MVP de dérivation pour rediriger la phase mobile HPLC vers la formulation MVP position 1 à un débit de 3 mL/min. Observez que la phase mobile passe à travers la colonne chirale et la colonne C18 pour purifier L-[18F]FETrp retenu dans la colonne C18.
    12. Collectez la fraction cible.
      1. Recueillir l’éluant à environ 32-34 min dans le flacon de formulation MVP position 2.
        REMARQUE: En règle générale, une fraction CLHP de 2 minutes est collectée et le volume total plus la solution de chlorure de sodium préremplie est de 8 à 15 mL.
    13. Administrer la dose dans un flacon de produit final stérile.
      1. Poussez la solution dans le flacon de formulation MVP position 2 à travers la ligne d’administration et le filtre stérile dans le flacon de dose finale (via l’aiguille filtrante stérile préinstallée).
        REMARQUE: Les étapes de protocole 2.2.9-2.2.13 sont des étapes utilisées pour la purification CLHP du L-[18F]FETrp.
    14. Analyser la radioactivité et le volume de la dose.
      1. Retirez le filtre stérile et analysez l’activité et le volume de la dose finale.
      2. Rincer le système avec de l’eau ultrapure suivie d’éthanol à 4 mL/min pendant au moins 15 min chacun. Éteignez la pompe HPLC et le boîtier PLC; fermer le programme; fermer la conduite d’air comprimé, la conduite d’argon et la conduite de dioxyde de carbone; et arrêtez l’alimentation principale du module.
    15. Prélever la dose de QC et exécuter les échantillons de QC.
      1. Prélever environ 0,1 mL de la dose finale dans un insert de 0,2 mL d’un flacon de CQ. Exécutez l’échantillon à chaud en tant que programme de « séquence partielle » à la suite du test d’adéquation du système décrit à l’étape 1.2.6 .
    16. Analysez les données de CQ et libérez la dose.
      1. Calculer les puretés chimiques et radiochimiques, la valeur excédentaire énantiomère et l’activité molaire; déterminer la valeur du pH.
      2. Relâchez la dose si tous les résultats des tests dépassent la plage acceptable.

3. Nettoyage du système après l’exécution

  1. Inspectez le module de radiomarquage à l’aide d’un compteur Geiger-Mueller (GM) pour vous assurer que la radioactivité est correctement décomposée (au moins 24 heures) avant le nettoyage du système.
  2. Allumez l’alimentation du module de radiomarquage et l’alimentation du boîtier PLC; activer le programme du système de synthèse radiochimique; et initialisez le MVP d’entrée, le MVP de sortie et le MVP de formulation. Basculez le sélecteur de colonne sur la position de dérivation.
  3. Détachez les cartouches de lumière QMA, d’alumine et de C8.
  4. Rincez d’abord tous les flacons et les lignes avec de l’eau ultrapure, suivie d’éthanol. Sécher les flacons et les lignes avec de l’argon de haute pureté.
  5. Scellez chaque évent de ligne à l’aide d’une aiguille stérile avec un capuchon. Remplacez les flacons de réactif et le récipient de réaction par des flacons et des récipients de réaction brûlés au four, respectivement.
  6. Éteignez la pompe HPLC et le boîtier PLC; fermer le programme; fermer la conduite d’air comprimé, la conduite d’argon et la conduite de dioxyde de carbone; et arrêtez l’alimentation principale du module.

Résultats

Le schéma de réaction est illustré à la figure 1. Le radiomarquage comprend les deux étapes suivantes : 1) la réaction du précurseur de radiomarquage du tosylate avec le [18F]fluorure fournit l’intermédiaire marqué au 18F, et 2) la déprotection des groupes de protection tert-butyloxycarbonyle et tert-butyle dans l’intermédiaire permet au produit final L-[18F]FETrp. Les deux étapes de réaction se poursuivent à 100 °C pendan...

Discussion

Le tryptophane est un acide aminé essentiel pour l’homme. Il joue un rôle important dans la régulation de l’humeur, de la fonction cognitive et du comportement. Les dérivés radiomarqués du tryptophane, en particulier l’AMT [11C]marqué au carbone 11, ont été largement étudiés en raison de leur rôle unique dans la cartographie de la synthèse de la sérotonine38,39, la détection et le classement des tumeurs40, l...

Déclarations de divulgation

Les auteurs déclarent qu’il n’existe pas d’intérêts financiers concurrents.

Remerciements

Ce travail a été soutenu par le Centre de diagnostic et de recherche TEP/IRM et par les départements de recherche biomédicale et de radiologie de l’Hôpital pour enfants Nemours/Alfred I. duPont.

matériels

NameCompanyCatalog NumberComments
[18F]Fluoride in [18O]H2OPETNET Solutions Inc.N/A
4,7,13,16,21,24-hexaoxa-1,10-diazabicyclo[8.8.8]hexacosaneACROS291950010Kryptofix 222 or K222, 98%
Acetic acidACROS22214250099.8%
AcetonitrileSigma-Aldrich271004anhydrous, 99.8%
Agilent 1260 HPLC systemAgilent TechnologiesAgilent 1260Agilent 1260 series
Analytcial chiral HPLC columnSigma-Aldrich12024ASTAstec CHIROBIOTIC T, 25 cm × 4.6 mm
Carbon dioxide, 60 LBSAirgasREFR744R200S99.99%
D-FETrp standard referenceAffinity Research Chemicals IncN/ACustom synthesis
Empty sterile vialJubilant HollisterStier751520 mm closure, 10 mL
EthanolDecon Labs2716200 proof, USP grade. ≥99.9%
Fisherbrand 13 mm Syringe Filter, 0.22 µm, PVDF, sterileFisher Scientific09-720-3
Hydrochloric acidSigma-Aldrich30721≥37%
IsopropanolDecon Labs831670%, sterile
L-[18F]FETrp radiolabeling precursorAffinity Research Chemicals IncN/ACustom synthesis
L-FETrp standard referenceAffinity Research Chemicals IncN/ACustom synthesis
Light C8 cartridgeWatersWAT036770Sep-Pak  C8 plus light cartridge
Needle, 20 G x 1Becton-Dickinson & Co.305175
Needle, 20 G x 1 ½Becton-Dickinson & Co.305176
Needle, 21 G x 2Becton-Dickinson & Co.305129
Neutral aluminum oxideWatersWAT023561Sep-Pak alumina N plus light
Nylon membrane (0.20 µm )MilliPoreGNWP0470047 mm
Pall Acrodisc 25 mm syringe sterile filterPall Corporation4907
PETCHEM radiochemistry synthesis systemPETCHEM Solutions Inc. Pinckney, MIN/ARadiosynthesizer
pH strips 2.0 - 9.0EMD Millipore1.09584.0001
Potassium carbonateSigma-Aldrich36787799.995%
Quaternary methylammonium light cartridgeWaters186004051Sep-Pak QMA light
Semi-preparative C18 HPLC columnPhenomenex00D-4253-N0100 × 10 mm
Semi-preparative chiral HPLC columnSigma-Aldrich12034ASTAstec CHIROBIOTIC T, 25 cm × 10 mm
Sodium chloride injection 23.4%APP Pharmaceutical, LLC18730USP grade
Sodium chloridei injection 0.9%HospiraNDC 0409-4888-10USP grade
Sodium hydroxideHoneywell30657699.99%
Spinal needle, 20 G x 3 ½Becton-Dickinson & Co.405182
Sterile alcohol prep padsBioMed Resource Inc.PC661
Sterile empty vials, 2 mLHollister Stier7505ZA13 mm closure
Sterile empty vials, 30 mLJubilant HollisterStier7520ZA20 mm closure
Syringe PP/PE, 3 mL, Luer LockAir-Tite4020-X00V0
Syringe PP/PE, 5 mL, Luer LockBecton-Dickinson & Co.309646
Syringe,  PP/PE, 10 mL, NORM-JECTAir-Tite4100-000V0
Syringe, 1 mL, Luer SlipBecton-Dickinson & Co.309659
Syringe, 3 mL, Luer-LockBecton-Dickinson & Co.309657
Ultra high purity argonAirgasAR UHP30099.999%
Ultrapure waterMilliporeSigmaZRQSVP300Direct-Q 3 tap to pure and ultrapure water purification system

Références

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