Le financement a été fourni par l&#39;Institut du Wisconsin de la Découverte.

Dans ce rapport, nous démontrons une méthode de distribution de fluide qui utilise de petites gouttelettes tension de surface pour pomper un volume souhaité à travers un canal microfluidique afin de parvenir à un certain nombre de phénomènes fluides différents. Par exemple, l&#39;utilisateur peut souhaiter de débit d&#39;un fluide unique aussi vite que possible, ou de livrer plusieurs fluides en succession rapide pour créer des modèles spécifiques fluidiques. Pour ce faire, l&#39;utilisateur doit d&#39;abord avoir une application construite autour d&#39;un dispositif microfluidique. L&#39;appareil microflluidic n&#39;a pas besoin d&#39;être collé, mais devrait être faite à partir d&#39;un matériau hydrophile. Therfore, la méthode peut être utilisée avec n&#39;importe quel dispositif microfluidique, avec des performances largement dictée par les contraintes géométriques du canal microfluidique. Pour aider à naviguer dans les contraintes géométriques de cette méthode, une introduction à l&#39;analyse pertinente numérique est présenté en premier. <ol><li> Méthodes d&#39;analyse: Selon la loi de Laplace et la loi de Washburn [1], on peut relier le débit dans un canal microfluidique à ses dimensions et les propriétés du liquide s&#39;écoulant comme on le voit dans l&#39;équation (1), <img src="/files/ftp_upload/1329/eqn1.png" alt="l&#39;équation 1" /> (1) où Δ P est la différence de pression entre l&#39;entrée et la sortie, γ est la tension de surface liquide, R est le rayon de la goutte d&#39;entrée, Q est le débit et K est la résistance fluidique tel que décrit par l&#39;équation (2), <img src="/files/ftp_upload/1329/eqn2.png" alt="l&#39;équation 2" /> (2) où η est la viscosité du liquide, L 0 est la longueur du canal, h est la hauteur de canal, w est la largeur du canal, λ = l / h et g (λ) = 1,5 si λ&gt; 4.45 ou <img src="/files/ftp_upload/1329/g_lambd.png" alt="symbole 6" /> si λ &lt;4,45. En remplaçant l&#39;équation (2) dans l&#39;équation (1), toujours en supposant que h &lt;w et résoudre pour Q, on obtient l&#39;équation (3), (3) <img src="/files/ftp_upload/1329/eqn3.png" alt="l&#39;équation 3" /> La même analyse peut être faite pour la vitesse du fluide à l&#39;intérieur d&#39;un canal en sachant que Q = VA, où V est la vitesse moyenne du fluide et A est la zone de coupe transversale ou hw. Branchement de ces dans l&#39;équation (3) vous est venue avec l&#39;équation (4), (4) <img src="/files/ftp_upload/1329/eqn4.png" alt="l&#39;équation 4" /> Un concept important mécanique qui est souvent appliquée en biologie microfluidique est contrainte de cisaillement, ce qui a trait à débit et la vitesse par l&#39;équation (5), (5) <img src="/files/ftp_upload/1329/eqn5.png" alt="Équation 5" /> Connaissant la relation entre le débit, la vitesse et leurs conséquences physiques en fonction des dimensions de canal et les propriétés des fluides est cruciale dans la conception d&#39;un dispositif microfluidique pour un but donné. Une fois qu&#39;un dispositif est créé, l&#39;utilisateur doit alors calibrer le système de distribution de fluide pour atteindre les caractéristiques de débit désiré au sein de l&#39;appareil. </li><li> Etapes de la création et l&#39;étalonnage du système de livraison: <ol><li> Créer dispositif microfluidique par lithographie douce technique utilisant polydiméthylsiloxane (PDMS, Sylgard 184, Dow Corning) [2]. Il ya des articles qui illustrent plusieurs JoVE procédés de fabrication de dispositifs microfluidiques en PDMS [5]. Pour cette démonstration, nous avons choisi une voie simple droite, avec des dimensions comme suit: largeur 2.2mm, longueur 10mm et une hauteur 260um. L&#39;entrée et la sortie sont les diamètres de 1,8 mm et 5,1 mm respectivement (figure 1). Réversible attachent dispositif de PDMS à la lame de verre en appuyant sur une lame de verre (ou tout autre support approprié) et en serrant les bulles d&#39;air [5]. Une fixation réversible permet au dispositif d&#39;être ré-utilisée plusieurs fois. La méthode peut également être utilisé avec les appareils de façon permanente collé, mais il n&#39;est pas nécessaire. </li><li> Remplissez appareil avec un liquide. Le caractère hydrophobe de PDMS et la nature hydrophile de l&#39;aide de verre déplacer une goutte qui est placé à l&#39;entrée ou de sortie, dans le canal. Si la goutte de liquide ne veux pas entrer dans le canal en lui-même ou si des bulles se déplacer dans le canal, l&#39;utilisateur peut mettre une goutte de liquide à l&#39;entrée ou de sortie, et utiliser une pipette à l&#39;extrémité opposée à sucer le liquide à travers le canal. Une autre méthode pour aider le mouvement de liquide dans le canal est en séparant l&#39;appareil du PDMS la lame de verre et doucement le nettoyage du dispositif de PDMS et la lame de verre avec de l&#39;éthanol. Cela renvoie à l&#39;PDMS et la lame de verre leurs natures hydrophobes et hydrophiles, respectivement, ce qui peut avoir été affaibli avec le temps et l&#39;utilisation. </li><li> Après dispositif de remplissage avec le liquide, placez une petite goutte sur l&#39;entrée et une Bigger déposer sur la sortie. Assurez-vous que passive de pompage qui se passe en regardant la petite goutte à la chute d&#39;entrée et en observant l&#39;écoulement de fluide vers la sortie. Encore une fois, assurez-vous qu&#39;il n&#39;y a pas de bulles à l&#39;intérieur du canal. </li><li> En utilisant [3] La Société de Lee VHS micro distribution kit de départ, mis ensemble un ou plusieurs soupapes (configuration de soupape dans la figure 2) composé de Lee VHS M / 2 24 soupapes Volt, un 0.062 buses MINSTAC avec la taille de l&#39;orifice de 0,0100 &quot;, le Lee 0,062 Minstac d&#39;adaptateur de tube souple, le Spike Lee et Tenez pilote (pour le contrôle de l&#39;utilisateur, non représenté) et l&#39;Assemblée de câble (reliant la vanne à la Spike et Tenez conducteur, non représentée). </li><li> Un moyen facile de tenir les vannes est en utilisant les détenteurs Bioscience outils miniatures (figure 2) [4]. Ceux-ci fournissent un moyen pour justement viser et maintenez le clapet à une certaine position lors de l&#39;expérimentation par collage de la vanne à une extrémité du titulaire et en utilisant une base magnétique (non représenté) de l&#39;autre côté. </li><li> Faire un système de réservoir pour être placé à quelques mètres au-dessus du dispositif de PDMS microfluidique (dans notre cas nous avons utilisé des seringues ¾ oz ouvert à la température ambiante, voir figure 2). Le réservoir offre une tête de pression pour conduire les buses, la pression étant proportionnelle à la hauteur du réservoir. Alternativement les vannes buse peut être mis sous pression par un certain nombre de moyens différents (par exemple, gaz comprimé). Fixer une aiguille de seringue à la seringue. Une aiguille de la seringue typique se fixent facilement dans les tubes de 1,14 mm de diamètre interne. Le tube 1,14 mm alors se fixent facilement sur 1,58 mm (1 / 16 &quot;) tuyau de diamètre intérieur qui ensuite se connecte à la« Adaptateur tube souple &quot;de la valve. Pour éviter toute fuite de liquide dans le mm 1,14 à 1,58 mm connexion des tubes, on peut utiliser comme mastic PDMS. Maintenant qu&#39;il ya une ligne entre l&#39;aiguille de la seringue et la vanne Lee Co., remplir les réservoirs d&#39;une seringue avec le liquide. Une seringue supplémentaire et une valve peut être utilisée pour aider dans le processus de purge (montré mais pas étiquetés dans la figure 2). Placez un aimant sur le côté de la valve, ce qui est de savoir comment ces vannes sont purgés (ils sont normalement fermées électrovannes), et regarder démarrage liquide s&#39;écoulant du réservoir à travers la vanne et la buse 0,0100&#39;&#39;. </li><li> Calibrer le système en choisissant un temps de vanne ouverte (temps ouvert est le temps que la valve permet au fluide de passer sur une base impulsion par) et la fréquence (nombre d&#39;impulsions par seconde). Activer une vanne pour une période choisie (une ou deux minutes, rappelez-vous juste le temps d&#39;exécution total). Peser le liquide qui a été délivré de la vanne. Connaître le temps total d&#39;exécution, la fréquence et par impulsions temps ouvert, calculer les grammes par milliseconde jaillit du robinet. Cette «grammes par milliseconde&quot; valeur vous permettra de choisir un temps ouvert pour tout le volume désiré, l&#39;utilisateur peut souhaitez être livré à partir de la vanne. </li></ol></li></ol> Exemple: Système activé pendant une minute (60 secondes). La fréquence était de 15 Hz (15 impulsions par seconde). Le temps par-impulsion a été ouverte 20 millisecondes (ms). (20ms) (15Hz) (60s) = 18000ms. Cela signifie que sur les 60 000 ms en une minute, la vanne était effectivement ouverte pour 18 000 ms. Supposons que le volume de liquide délivré pesait 5 grammes. Ensuite, 5 grammes / 18000 ms = 2.78e grammes -4 / ms. Dans le cas de l&#39;eau, avec sa densité étant un gramme par millilitre (ml), 2.78e grammes -4 / ms = 2.78e -4 ml / ms. Après calibration, le volume d&#39;une goutte est dépendante de la durée d&#39;ouverture. Par exemple, avec un temps ouvert de 20ms, et tous les paramètres restent les mêmes que dans l&#39;exemple précédent, (2.78e -4 ml / ms) (20 ms) = 5.56e ml -3 = 5,56 ul. Pour trouver le temps d&#39;ouverture y nécessaires pour prendre une goutte de x microlitre (ul) de volume, (X ul) / [(2.78e -4 ml / ms) (1000 ul / ml)] = y ms 8) Dirigez une ou plusieurs buses à l&#39;entrée du dispositif de PDMS (figure 3). Ayant calibré le système, calculer le volume sortant de chaque valve, basé sur les dimensions dispositif microfluidique. Par passive à grande vitesse de pompage (pour obtenir le débit maximal), calculer le volume de la goutte d&#39;entrée nécessaires pour créer une chute d&#39;entrée qui possède un angle de contact avec la surface de 90deg entrée [2]. Pour la création de paquets, de calculer les temps de soupape de fréquence et les timings ouverte et la vanne nécessaire pour activer deux vannes en série. Comme le montre la figure 3, les deux buses peut être pointé à l&#39;entrée. Cela peut étendu à buses multiples, qui visent tous à l&#39;entrée du canal. Les résultats représentatifs: Lorsqu&#39;il est correctement calibré, avec des temps de vanne ouverte correctement calculés et les buses bien orientés à l&#39;entrée, l&#39;utilisateur doit être capable de voir le flux pompé passive (figure 4). Un éclat de sh liquidesOuld sortir de la vanne et atteindre l&#39;entrée. Comme liquide atteint l&#39;entrée, il ya une chute instantanée de la chute d&#39;entrée dans le canal, vers la sortie. Liquide dans le canal ne se déplace que lors de l&#39;effondrement d&#39;une chute d&#39;entrée. Mouvement fluide complète au sein de la chaîne s&#39;arrête à la fin de l&#39;effondrement de chute, offrant pour l&#39;arrêt du liquide instantané et bien défini des limites fluidiques (dans le cas où l&#39;utilisateur est fluide liquides multiples). La durée de l&#39;effondrement déposer dépend du rayon de l&#39;orifice d&#39;entrée et le volume de la goutte [1] d&#39;entrée. Dans notre dispositif expérimental et de la conception, l&#39;effondrement chute d&#39;entrée se produit dans une affaire de quelques millisecondes. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/1329/figure1.jpg"><img border="0" src="/files/ftp_upload/1329/figure1tmb.jpg" alt="Figure 1" /></a> Figure 1. PDMS microfluidique appareil avec une entrée, à gauche, et une sortie, à droite. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/1329/figure2.jpg"><img border="0" src="/files/ftp_upload/1329/figure2tmb.jpg" alt="Figure 2" /></a> Figure 2. Système de réservoir et l&#39;installation de la vanne. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/1329/figure3.jpg"><img border="0" src="/files/ftp_upload/1329/figure3tmb.jpg" alt="Figure 3" /></a> Figure 3. Deux vannes, les deux visant à une seule entrée d&#39;un dispositif microfluidique. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/1329/figure4.jpg"><img border="0" src="/files/ftp_upload/1329/figure4tmb.jpg" alt="Figure 4" /></a> Figure 4. Temps-étape de la séquence (33 millisecondes) de l&#39;effondrement chute d&#39;entrée suivants éjection de fluide à partir d&#39;un robinet.

<ol>
	<li>Berthier, E., Beebe, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Flow+rate+analysis+of+a+tension+driven+passive+micropump.">Flow rate analysis of a tension driven passive micropump.</a> Lab Chip. 7, 1475-1478 (2007).</li><li>Duffy, D. C., McDonald, J. C., Schueller, O. J. A., Whitesides, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+Prototyping+of+Microfluidic+Systems+in+Poly(dimethylsiloxane).">Rapid Prototyping of Microfluidic Systems in Poly(dimethylsiloxane).</a> Anal. Chem. 70, 4974-4984 (1998).</li><li>Harris, J., Lee, H., Vahidi, B., Tu, C., Cribbs, D., Cotman, C., NL, J. e. o. n. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Non-plasma+Bonding+of+PDMS+for+Inexpensive+Fabrication+of+Microfluidic+Devices.">Non-plasma Bonding of PDMS for Inexpensive Fabrication of Microfluidic Devices.</a> J Vis Exp. (9), (2007).</li><li>Walker, G. M., Beebe, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+passive+pumping+method+for+microfluidic+devices.">A passive pumping method for microfluidic devices.</a> Lab Chip. 2 (3), 131-134 (2002).</li></ol>

<ol><li> Pour passive à grande vitesse de pompage, si la bonne combinaison de la fréquence et le volume d&#39;impulsion par personne (en raison de l&#39;heure exacte ouvert) est choisi, l&#39;utilisateur devrait voir ce qui semble être une goutte statique ou enveloppe à l&#39;entrée et un débit très rapide à l&#39;intérieur du canal. Si overflow se produit, le temps d&#39;ouverture et / ou la fréquence sont trop élevés. </li><li> Pour détecter des interactions de tension dynamique / surface, l&#39;utilisateur devrait pomper une imp...

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		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Sylgard 184 Silicone elastometer base</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Dow Corning</td>
<td>MSDS No.: 01064291</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Sylgard 184 Silicone elastometer curing agent</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Dow Corning</td>
<td>MSDS No.: 01064291</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>VHS Microdispensing Starting kit</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>The Lee Company</td>
<td>IKTX0322000A</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Miniature Holders</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Bioscience Tools</td>
<td>MH-2</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>LabVIEW</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>National Instruments</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Control System</td>
</tr>
<tr>
<td>1.14mm I.D. tubing</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Scientific Commodities Inc.</td>
<td>BB31695-PE/7</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>1.57mm I.D. tubing</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Scientific Commodities Inc.</td>
<td>BB31695-PE/10</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>20 mL BD&trade; Luer-Lok Tip Syringe, non-sterile</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>BD</td>
<td>301032</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>
			<div>
			<ol>
<li><a href="http://www.theleeco.com">http://www.theleeco.com</a>.</li>
<li><a href="http://www.biosciencetools.com/Catalog/mHolders.htm">http://www.biosciencetools.com/Catalog/mHolders.htm</a>.</li>
</ol>		</div>

high speed droplet-based delivery system for passive pumping in microfluidic devices

Un nouveau système microfluidique a été développée qui utilise le phénomène de pompage passif avec un utilisateur de gouttelettes système contrôlé de distribution de fluide. Passif de pompage est le phénomène par lequel la tension de surface induit une pression différences mouvement fluide d&#39;entraînement dans les canaux fermés. Le système automatisé de livraison de liquide constitué d&#39;un ensemble de vannes de tension contrôlée avec micro-buses relié à un réservoir de fluide et un système de contrôle. Ces vannes tension contrôlée offrent une manière précise pour livrer volumétriquement gouttelettes de fluide à l&#39;entrée d&#39;un dispositif microfluidique de façon à haute fréquence. Basé sur les dimensions démontré dans l&#39;exemple étude actuelle, le système est susceptible de s&#39;écouler 4 millilitres par minute (à travers un 2.2mm par 260um transversale du canal). Basé sur ces dimensions même canal, l&#39;échange de fluide d&#39;un point à l&#39;intérieur du canal peut être réalisé en aussi peu que huit millisecondes. On observe qu&#39;il ya interaction entre la dynamique du système (communiquée par une combinaison des gouttelettes créées par les soupapes et la vitesse du fluide dans le canal), et la tension de surface du liquide. Où dynamique fournit la vitesse de l&#39;écoulement du fluide (ou vice-versa), l&#39;équilibrage de la tension superficielle à l&#39;entrée fournit un arrêt brutal de toute circulation. Cet arrêt soudain permet à l&#39;utilisateur de contrôler les caractéristiques d&#39;écoulement du canal et ouvre la porte à une variété d&#39;applications biologiques, allant partout de la livraison de réactifs à la drogue cellulaire études. Il est également observé que lorsque les buses sont destinées à l&#39;entrée à des angles peu profonds, l&#39;élan de gouttelettes peuvent causer d&#39;autres phénomènes fluides intéressantes, telles que le mélange des gouttelettes multiples dans l&#39;entrée.

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High Speed Droplet-based Delivery System for Passive Pumping in Microfluidic Devices

Un nouveau système microfluidique a été développé en utilisant le phénomène de pompage de passif et un utilisateur du système contrôlé de distribution de fluide. Ce système microfluidique a le potentiel pour être utilisé dans une large variété d&#39;applications biologiques compte tenu de son faible coût, facilité d&#39;utilisation, précision volumétrique, à haute vitesse, la répétabilité et de l&#39;automatisation.

Haute Vitesse Delivery System gouttelettes à base de passif de pompage dans des dispositifs microfluidiques

A novel microfluidic system has been developed that uses the phenomenon of passive pumping along with a user controlled droplet based fluid delivery ...

high-speed-droplet-based-delivery-system-for-passive-pumping

Research

JoVE Journal

Biology

13.7K vues.  University of Wisconsin-Madison. Un nouveau système microfluidique a été développé en utilisant le phénomène de pompage de passif et un utilisateur du système contrôlé de distribution de fluide. Ce système microfluidique a le potentiel pour être utilisé dans une large variété d'applications biologiques compte tenu de son faible coût, facilité d'utilisation, précision volumétrique, à haute vitesse, la répétabilité et de l'automatisation.

Vidéo: High Speed Droplet-based Delivery System for Passive Pumping in Microfluidic Devices

Testing Visual Sensitivity to the Speed and Direction of Motion in Lizards

Testing visual sensitivity in any species provides basic information regarding behaviour, evolution, and ecology. However, testing specific features of the visual system provide more empirical evidence for functional applications. Investigation into the sensory system provides information about the sensory capacity, learning and memory ability, and establishes known baseline behaviour in which to gauge deviations (Burghardt, 1977). However, unlike mammalian or avian systems, testing for learning and memory in a reptile species is difficult. Furthermore, using an operant paradigm as a psychophysical measure of sensory ability is likewise as difficult. Historically, reptilian species have responded poorly to conditioning trials because of issues related to motivation, physiology, metabolism, and basic biological characteristics. Here, I demonstrate an operant paradigm used a novel model lizard species, the Jacky dragon (Amphibolurus muricatus) and describe how to test peripheral sensitivity to salient speed and motion characteristics. This method uses an innovative approach to assessing learning and sensory capacity in lizards. I employ the use of random-dot kinematograms (RDKs) to measure sensitivity to speed, and manipulate the level of signal strength by changing the proportion of dots moving in a coherent direction. RDKs do not represent a biologically meaningful stimulus, engages the visual system, and is a classic psychophysical tool used to measure sensitivity in humans and other animals. Here, RDKs are displayed to lizards using three video playback systems. Lizards are to select the direction (left or right) in which they perceive dots to be moving. Selection of the appropriate direction is reinforced by biologically important prey stimuli, simulated by computer-animated invertebrates.

Testing visual sensitivity in lizards using an operant conditioning paradigm that employs video playback of random-dot kinematograms and computer-generated invertebrates.

Test sensibilité visuelle à la vitesse et la direction du mouvement chez les lézards

Testing visual sensitivity in any species provides basic information regarding behaviour, evolution, and ecology. However, testing specific features of ...

Recherche

Biologie

CD4+ T-Lymphocyte Capture Using a Disposable Microfluidic Chip for HIV

T CD4 + des lymphocytes capturer en utilisant une puce jetable microfluidiques pour le VIH

Non-plasma Bonding of PDMS for Inexpensive Fabrication of Microfluidic Devices

In this video, we demonstrate how to use the neuron microfluidic device without plasma bonding.  In some cases it may be desirable to reversibly bond devices to the Corning No. 1 cover glass.  This could be due, perhaps, to a plasma cleaner not being available.  In other instances, it may be desirable to remove the device from the glass after the culturing of neurons for certain types of microscopy or for immunostaining, though it is not necessary to remove the device for immunostaining since the neurons can be stained in the device.  Some researchers, however, still prefer to remove the device.  In this case, reversible bonding of the device to the cover glass makes that possible.  There are some disadvantages to non-plasma bonding of the devices in that not as tight of a seal is formed.  In some cases axons may grow under the grooves rather than through them.  Also, because the glass and PDMS are hydrophobic, liquids do not readily enter the device making it necessary at times to force media and other reagents into the device.  Liquids will enter the device via capillary action, but it takes significantly longer as compared to devices that have been plasma bonded.  The plasma cleaner creates temporary hydrophilic charges on the glass and device that facilitate the flow of liquids through the device after bonding within seconds.  For non-plasma bound devices, liquid flow through the devices takes several minutes.  It is also important to note that the devices to be used with non-plasma bonding need to be sterilized first, whereas plasma treated devices do not need to be sterilized prior to use because the plasma cleaner will sterilize them.

In this video we demonstrate how to use the neuron microfluidic device without plasma bonding.

Non du plasma Collage de PDMS pour fabrication bon marché de dispositifs microfluidiques

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Microfluidic Applications for Disposable Diagnostics

In this interview, Dr. Klapperich discusses the fabrication of thermoplastic microfluidic devices and their application for development of new diagnostics.

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Applications microfluidiques pour Diagnostics jetables

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Construction and Implantation of a Microinfusion System for Sustained Delivery of Neuroactive Agents.

Sustained delivery of neuroactive agents is widely used in neuroscience, but poses many technical challenges. It is necessary to deliver the agent with high precision while minimizing localized trauma and inflammation. Also, the ability to customize the system to accommodate animals of different species and sizes is desirable. This video presentation demonstrates the construction of an infusion system that can be fitted to any particular research animal. The delivery microcannula diameter is approximately 10-fold smaller than most infusion cannulas presently used. This translates into enhanced accuracy and reduced trauma to the brain region under study. The delivery cannula can also be sculpted to fit the contour of the surface of the animal's skull, thereby allowing closure of the scalp incision neatly over the infusion system, precluding the need for a skull-mounted pedestal, reducing risk of infection, and ensuring a greater level of comfort to the animal. The system is assembled in an air-free environment and requires the researcher to fashion glass micropipettes with a heat source. These construction methods require special skills that are best acquired, if not in person, using video instruction.  (This article is based on work first reported in J Neurosci Methods. 2008 Jan 30;167(2):213-20. Epub 2007 Aug 28.).

As neuroscience inquiry becomes more sophisticated, investigation of brain structures and circuitry requires improved levels of accuracy and higher resolution. We have developed a method for the preparation and implantation of a chronic infusion system within the brain utilizing a borosilicate microcannula with a tip diameter of 50 microns.

Construction et implantation d&#39;un système de livraison microperfusion soutenue des agents neuroactifs.

Sustained delivery of neuroactive agents is widely used in neuroscience, but poses many technical challenges. It is necessary to deliver the agent with ...

A Tactile Automated Passive-Finger Stimulator (TAPS)

Although tactile spatial acuity tests are used in both neuroscience research and clinical assessment, few automated devices exist for delivering controlled spatially structured stimuli to the skin. Consequently, investigators often apply tactile stimuli manually. Manual stimulus application is time consuming, requires great care and concentration on the part of the investigator, and leaves many stimulus parameters uncontrolled. We describe here a computer-controlled tactile stimulus system, the Tactile Automated Passive-finger Stimulator (TAPS), that applies spatially structured stimuli to the skin, controlling for onset velocity, contact force, and contact duration. TAPS is a versatile, programmable system, capable of efficiently conducting a variety of psychophysical procedures. We describe the components of TAPS, and show how TAPS is used to administer a two-interval forced-choice tactile grating orientation test.
Corresponding Author: Daniel Goldreich

A Tactile Automated Passive-Finger Stimulator TAPS

We describe a computer-controlled device for investigating the sense of touch: the Tactile Automated Passive-finger Stimulator (TAPS). We describe the components of TAPS, and show how TAPS is used to administer a two-interval forced-choice tactile grating orientation test.

Un tactile automatisé Passif doigts stimulateur (TAPS)

Although tactile spatial acuity tests are used in both neuroscience research and clinical assessment, few automated devices exist for delivering ...

A Multi-Parametric Islet Perifusion System within a Microfluidic Perifusion Device

A microfluidic islet perifusion device was developed for the assessment of dynamic insulin secretion of multiple islets and simultaneous fluorescence imaging of calcium influx and mitochondrial potential changes. The device consists of three layers: first layer contains an array of microscale wells (500 &mu;m diameter and 150 &mu;m depth) that help to immobilize the islets while exposed to flow and maximize the exposed surface area of the islets; the second layer contains a circular perifusion chamber (3 mm deep, 7 mm diameter); and the third layer contains an inlet-mixing channel that fans out before injection into the perifusion chamber (2 mm in width, 19 mm in length, and 500 &mu;m in height) for optimizing the mixing efficiency prior to entering the perifusion chamber. The creation of various glucose gradients including a linear, bell shape, and square shapes also can be created in the microfluidic perifusion network and is demonstrated.

A microfluidic islet perifusion device was developed for the assessment of dynamic insulin secretion of multiple islets and simultaneous fluorescence imaging of calcium influx and mitochondrial potential changes.

Un système multi-paramétriques Islet périfusion dans un dispositif microfluidique périfusion

A microfluidic islet perifusion device was developed for the assessment of dynamic insulin secretion of multiple islets and simultaneous fluorescence ...

Do-It-Yourself Device for Recovery of Cryopreserved Samples Accidentally Dropped into Cryogenic Storage Tanks

Liquid nitrogen is colorless, odorless, extremely cold (-196 &deg;C) liquid kept under pressure. It is commonly used as a cryogenic fluid for long term storage of biological materials such as blood, cells and tissues 1,2. The cryogenic nature of liquid nitrogen, while ideal for sample preservation, can cause rapid freezing of live tissues on contact - known as 'cryogenic burn'2, which may lead to severe frostbite in persons closely involved in storage and retrieval of samples from Dewars. Additionally, as liquid nitrogen evaporates it reduces the oxygen concentration in the air and might cause asphyxia, especially in confined spaces2.
In laboratories, biological samples are often stored in cryovials or cryoboxes stacked in stainless steel racks within the Dewar tanks1. These storage racks are provided with a long shaft to prevent boxes from slipping out from the racks and into the bottom of Dewars during routine handling. All too often, however, boxes or vials with precious samples slip out and sink to the bottom of liquid nitrogen filled tank. In such cases, samples could be tediously retrieved after transferring the liquid nitrogen into a spare container or discarding it. The boxes and vials can then be relatively safely recovered from emptied Dewar. However, the cryogenic nature of liquid nitrogen and its expansion rate makes sunken sample retrieval hazardous. It is commonly recommended by Safety Offices that sample retrieval be never carried out by a single person. Another alternative is to use commercially available cool grabbers or tongs to pull out the vials3. However, limited visibility within the dark liquid filled Dewars poses a major limitation in their use.
In this article, we describe the construction of a Cryotolerant DIY retrieval device, which makes sample retrieval from Dewar containing cryogenic fluids both safe and easy.

Here we present a low cost, durable cryotolerant device for sample retrieval from Dewar tanks filled with liquid nitrogen. The ease of construction and modular design of the device makes the process of sample retrieval from cryogenic tanks safe and easy.

Do-It-Yourself dispositif de récupération d&#39;échantillons cryoconservés tombé accidentellement dans les réservoirs de stockage cryogéniques

Liquid nitrogen is colorless, odorless, extremely cold (-196 &deg;C) liquid kept under pressure. It is commonly used as a cryogenic fluid for long term ...

A High-throughput Method for Measurement of Glomerular Filtration Rate in Conscious Mice

The measurement of glomerular filtration rate (GFR) is the gold standard in kidney function assessment. Currently, investigators determine GFR by measuring the level of the endogenous biomarker creatinine or exogenously applied radioactive labeled inulin (3H or 14C). Creatinine has the substantial drawback that proximal tubular secretion accounts for ~50% of total renal creatinine excretion and therefore creatinine is not a reliable GFR marker. Depending on the experiment performed, inulin clearance can be determined by an intravenous single bolus injection or continuous infusion (intravenous or osmotic minipump). Both approaches require the collection of plasma or plasma and urine, respectively. Other drawbacks of radioactive labeled inulin include usage of isotopes, time consuming surgical preparation of the animals, and the requirement of a terminal experiment. Here we describe a method which uses a single bolus injection of fluorescein isothiocyanate-(FITC) labeled inulin and the measurement of its fluorescence in 1-2 &mu;l of diluted plasma. By applying a two-compartment model, with 8 blood collections per mouse, it is possible to measure GFR in up to 24 mice per day using a special work-flow protocol. This method only requires brief isoflurane anesthesia with all the blood samples being collected in a non-restrained and awake mouse. Another advantage is that it is possible to follow mice over a period of several months and treatments (i.e. doing paired experiments with dietary changes or drug applications). We hope that this technique of measuring GFR is useful to other investigators studying mouse kidney function and will replace less accurate methods of estimating kidney function, such as plasma creatinine and blood urea nitrogen.

Measurement of glomerular filtration rate (GFR) is the gold standard for kidney function assessment. Here we describe a high-throughput method which allows the determination of GFR in conscious mice by using a single bolus injection, determination of fluorescein isothiocyanate (FITC)-inulin in plasma and calculation of GFR by a two-phase exponential decay model.

Une méthode à haut débit pour la mesure de débit de filtration glomérulaire chez des souris conscientes

The measurement of  glomerular filtration rate (GFR) is the gold standard in kidney function  assessment. Currently, investigators determine GFR by ...

Using Microfluidic Devices to Measure Lifespan and Cellular Phenotypes in Single Budding Yeast Cells

Budding yeast Saccharomyces cerevisiae is an important model organism in aging research. Genetic studies have revealed many genes with conserved effects on the lifespan across species. However, the molecular causes of aging and death remain elusive. To gain a systematic understanding of the molecular mechanisms underlying yeast aging, we need high-throughput methods to measure lifespan and to quantify various cellular and molecular phenotypes in single cells. Previously, we developed microfluidic devices to track budding yeast mother cells throughout their lifespan while flushing away newborn daughter cells. This article presents a method for preparing microfluidic chips and for setting up microfluidic experiments. Multiple channels can be used to simultaneously track cells under different conditions or from different yeast strains. A typical setup can track hundreds of cells per channel and allow for high-resolution microscope imaging throughout the lifespan of the cells. Our method also allows detailed characterization of the lifespan, molecular markers, cell morphology, and the cell cycle dynamics of single cells. In addition, our microfluidic device is able to trap a significant amount of fresh mother cells that can be identified by downstream image analysis, making it possible to measure the lifespan with higher accuracy.

This article presents a protocol optimized for the production of microfluidic chips and the setup of microfluidic experiments to measure the lifespan and cellular phenotypes of single yeast cells.

L&#39;utilisation des dispositifs microfluidiques pour mesurer et cellulaire Lifespan dans Phenotypes simples cellules de levure de bourgeonnement

Budding yeast Saccharomyces cerevisiae is an important model organism in aging research. Genetic studies have revealed many genes with conserved effects ...