This work was supported by the European Research Council (ERC Starting Grant n&#956;LIPIDS, No. 203428) and ETH Zurich (project number: ETH-49 12-2). The authors of this manuscript would like to thank Bodo Hattendorf for help with the ICP-MS and F. Kurth for cell counting. The authors also would like to thank Christoph B&#228;rtschi and Roland M&#228;der for their support with building the mechanical setup. The clean room facility FIRST at ETH Zurich is acknowledged for support in microfabrication.

1. SU-8 de fabrication de Maître (Figure 2) REMARQUE: Effectuer la fabrication des moules maîtres SU-8 dans une chambre propre pour prévenir les défauts causés par des particules de poussière. Deux plaquettes sont nécessaires pour la fabrication, une plaquette avec des fonctionnalités microfluidiques et l&#39;autre sans. <ol><li> Préparer les moules de base pour la puce microfluidique. Appliquer d&#39;abord une couche d&#39;adhésion à la plaquette de silicium. <ol><li> Déshydrater une plaquette de silicium pendant 10 minutes à 200 ° C. Refroidir la plaquette à TA et le charger sur un manteau spin coucheuse et de spin avec SU-8 2002 avec le protocole suivant. </li><li> Distribuer environ 3 ml résistent sur la plaquette. </li><li> Faites tourner la plaquette à 500 rpm pendant 10 sec à répandre la résine sur toute la tranche. </li><li> Faites tourner la tranche à 2000 tours par minute pendant 30 secondes pour atteindre une hauteur d&#39;environ 2 résister um. </li></ol></li><li> Enlever l&#39;excès de résister à partir du bord de la plaquette avec un tampon imbibé d&#39;acétone, pour éviterle collage de la plaquette à la plaque chaude dans l&#39;étape suivante. Cuire la plaquette pendant 60 secondes à 95 ° C sur une plaque chauffante. </li><li> Exposer l&#39;ensemble plaquette avec la lumière ultraviolette (80 mJ / cm 2 à 365 nm). Post-cuisson la plaquette pendant 120 secondes à 95 ° C. </li><li> Refroidir la plaquette vers le bas et tourner immédiatement manteau la tranche à nouveau en utilisant le protocole suivant pour SU-8 2050: <ol><li> Faites tourner la plaquette à 100 tours par minute pendant 20 sec (dispense environ 3 ml SU-8 résister lors de cette étape). </li><li> Faites tourner la plaquette à 500 rpm pendant 10 sec à répandre la résine sur toute la tranche. </li><li> Tourner la tranche à 3250 tpm pendant 30 secondes conduisant à une épaisseur de l&#39;ordre de résister à 40 um. </li></ol></li><li> Encore une fois, enlever l&#39;excès de résister depuis le bord de la plaquette avec un tampon imbibé d&#39;acétone et cuisson douce la plaquette sur une plaque chauffante pendant 180 secondes à 65 ° C et pour 360 s à 95 ° C. </li><li> Préparer le photomasque par sticking à un verre sodo-calcique. Voir la figure 3 pour la conception de masque. Utilisation d&#39;un dispositif d&#39;alignement de masque pour exposer la résine photosensible avec une lumière ultraviolette (160 mJ / cm 2, mesurée à 365 nm) à travers le masque disposé. Cuire au four de la tranche exposée à nouveau sur une plaque chaude pendant 60 secondes à 65 ° C et pour 360 s à 95 ° C. </li><li> Après refroidissement à la température ambiante de la plaquette, la plonger dans une boîte de Pétri en verre rempli de révélateur pendant 5 min à développer le résist. Agiter doucement la boîte de Pétri pour enlever non exposée SU-8. Rincer la tranche avec de l&#39;isopropanol et souffler le sécher avec un pistolet d&#39;azote. </li><li> Examiner la plaquette sous un microscope. Dans le cas peu développée résister reste sur les caractéristiques, de développer la tranche à nouveau pendant quelques minutes, comme décrit dans l&#39;étape 1.7. </li><li> Éliminer tout solvant résiduel par cuisson des tranches pendant 2 heures à 200 ° C. Vérifiez la hauteur des caractéristiques avec un profileur de l&#39;étape. En cas la hauteur mesurée diffère de la hauteur désirée commencer par ce protola col nouveau et d&#39;adapter la vitesse d&#39;essorage à l&#39;étape 1.1.4. </li><li> Pour éviter le collage des PDMS à silaniser la plaquette en la plaçant dans un dessiccateur avec 50 ul de 1 H, 1 H, H 2, H 2 -perfluorodecyltrichlorosilane dans une petite capsule de porcelaine. Réduire la pression dans le dessiccateur à 100 mbar et incuber la plaque pendant 12 heures. <ol><li> Pour les parties de PDMS blank silaniser autre tranche de silicium selon la méthode de l&#39;étape 1.10. Pour enregistrer silaniser les deux tranches de temps en même temps dans un seul dessiccateur. </li></ol></li></ol> 2. LADE Chip Fabrication REMARQUE: La puce LADE est faite de deux PDMS pièces qui sont liées ensemble par collage 24. La première partie contient les caractéristiques microfluidiques. L&#39;autre partie est plate et utilisée pour sceller les canaux. Collées ensemble, elles forment la forme ronde nécessaire pour interfacer la puce avec le système de transport des gouttelettes. Ici, la fabrication deles deux parties et leur liaison est décrite. Toutes les étapes du procédé sont présentés dans la figure 4. <ol><li> Préparez 44 g de PDMS par mélange de 40 g de prépolymère avec 4 g du PDMS agent de durcissement (cela se traduira par jusqu&#39;à 6 copeaux). Dégazer les PDMS dans un dessiccateur jusqu&#39;à ce qu&#39;il soit exempt de bulles (cela prendra environ 20 min). </li><li> Replica moulage des moitiés structurés. <ol><li> Placez la forme de coulée au-dessus de la plaquette et qu&#39;elle se enclenche en place en utilisant les structures de guidage autour de la conception (voir figure 5). Passer le claquement en place pour le PDMS Halve plat. </li><li> Verser environ 3 à 4 g de PDMS dégazé sous la forme de coulée et le placer pendant 6 min sur une plaque chaude à 150 ° C. Refroidir les PDMS durcis sous la forme de coulée et soulevez délicatement la forme de coulée plaquette aide d&#39;une spatule. </li><li> Afin d&#39;éviter toute contamination des canaux microfluidiques couvrir le côté de la puce qui a été précédemment en contact with la plaquette avec du ruban adhésif. Soigneusement couper le ruban le long du bord de la partie pour enlever PDMS PDMS excédentaires. </li></ol></li><li> Pour fabriquer les PDMS plats moitiés Répétez les étapes mentionnées ci-dessus 2.2.1 à 2.2.3 avec la plaquette silanisé vide. </li><li> Peel de la bande et percer des trous de raccordement de fluide dans les moitiés structurées avec un perforateur de biopsie. Protéger les structures avec du ruban pendant le stockage. </li><li> Lier les parties PDMS ensemble par collage à l&#39;aide des PDMS agent 24 de durcissement. <ol><li> Prenez une tranche de silicium non traité et tourner l&#39;enduire de PDMS agent de durcissement pendant 30 secondes à 6000 tours par minute. Prenez la plaquette de la tournette. </li><li> Retirer le ruban de les moitiés structurées et les placer avec les structures tournées vers le bas sur la tranche. Poussez doucement sur le dessus du PDMS pour éliminer les bulles d&#39;air. </li><li> Retirer le ruban de PDMS vierges moitiés. Jetez un Halve structuré de la plaquette et aligner manuellement sur le dessus du PDMS Halve plat. Pressez délicatement laséparer ensemble pour éliminer les bulles d&#39;air et laisser le remède à puce assemblé pendant 24 heures à température ambiante. Ne poussez pas les pièces ensemble avec une force car cela peut causer des canaux se effondrer. </li></ol></li><li> Couper l&#39;extrémité de la puce le long de la ligne de l&#39;indicateur orthogonal au canal de buse avec un couteau pour ouvrir la buse de sortie. Utiliser un dispositif d&#39;alignement pour assurer une coupe droite, qui est nécessaire pour une éjection de liquide directement. Inspectez le circuit sous un microscope pour les défauts dans les canaux microfluidiques et les particules de poussière. Mettez un ruban adhésif sur les trous d&#39;entrée pour protéger les puces pendant le stockage. </li><li> Connectez un flacon de Woulff avec des tubes à une source d&#39;azote sec et de toutes les entrées de la puce LADE. Dépôt 50 pi de 1 H, 1 H, 2 H, 2 H -perfluorodecyltrichlorosilane au fond de la bouteille de Woulff et fermer. </li><li> Silaniser les canaux microfluidiques par tous les canaux de rinçage pendant 20 minutes avec le courant d&#39;azote portant 1 H, 1 H </em&gt;, H 2, H 2 -perfluorodecyltrichlorosilane à un débit d&#39;environ 1 ml / sec écoulement. Les puces sont prêts pour des expériences et peuvent être stockés pendant au moins plusieurs semaines à la température ambiante. </li></ol> 3. Préparatifs de Système de mesure / Droplet Transport REMARQUE: Construire l&#39;ensemble du système de transport de gouttelettes sur le dessus d&#39;une table optique, car il est nécessaire de construire une structure de support stable pour l&#39;installation. Un schéma de l&#39;ensemble du système de transport de gouttelette est représenté sur la figure 6. <ol><li> Installez un poly cyclonique personnalisé (méthacrylate de méthyle) (PMMA) adaptateur avec un 50 cm tube en acier inoxydable attachés verticalement. Fixer l&#39;adaptateur à une source d&#39;hélium avec un contrôleur de débit massique. Joindre un (haut débit) caméra et une lampe à l&#39;adaptateur sur les sites opposées pour la visualisation gouttelettes. </li><li> Placer une cartouche chauffante dans le milieu du tube en acier et en utilisant le poly (chlorure de vinyle) (PVC) et un tube tubes LegrisConnecteur pour connecter l&#39;extrémité du tube d&#39;acier à l&#39;entrée de la desolvator de la membrane. </li><li> Raccorder la sortie du desolvator avec un autre tube en PVC à un adaptateur à écoulement laminaire qui est reliée directement à l&#39;entrée ICPMS. Branchez l&#39;adaptateur d&#39;écoulement laminaire à une source d&#39;argon avec un contrôleur de débit massique et plus tard l&#39;utiliser pour mélanger Argon pour atteindre un état de fonctionnement stable. </li><li> Alignez l&#39;adaptateur ainsi que le tube d&#39;acier verticale avec un niveau à bulle. Si l&#39;alignement ne est pas exacte, elle peut entraîner des pertes importantes de gouttelettes. Insérez une fiche dans l&#39;adaptateur pour empêcher les gaz se échapper pendant le système temps de préchauffage. </li><li> Lancer flux et appareils utilisant les paramètres du tableau 1 gaz tous les mentionnés ci-dessus. Laisser le système se réchauffer pendant 15 min. La cartouche chauffante doit 2 heures pour stabiliser la température, allumez-le à l&#39;avance. </li><li> Placez les pompes à seringues sur une grille à la hauteur de l&#39;adaptateur d&#39;hélium cyclonique. Gardez la distance entre lepompes à seringue et l&#39;adaptateur le plus court possible. </li></ol> 4. Mesures REMARQUE: Le protocole suivant est écrit d&#39;une manière générale en raison de la variété des solutions et des suspensions qui peuvent être utilisés. Toutefois, les suspensions cellulaires sont dilués à une concentration de &lt;1 x 10 7 cellules / ml, lorsque l&#39;analyse de cellules uniques est réalisée, afin de se assurer que la majorité des gouttelettes effectuer seulement une cellule. Pour des mesures avec des cellules placer les pompes à seringue à un angle de sorte que la sortie des seringues pointe en bas et d&#39;installer la tubulure de manière à ce qu&#39;ils pointent vers le bas. <ol><li> Fixer le tube aux seringues. Charge deux seringues de 5 ml avec le perfluorohexane et une seringue de 1 ml avec une solution d&#39;échantillon ou de la suspension. Retirez toutes les bulles emprisonnées dans les seringues et les tubes. </li><li> Installez les seringues dans une pompe de seringue et de les relier aux entrées de la puce. Démarrez les pompes à seringues en utilisant les paramètres de démarrage deTableau 1 (ou des débits plus élevés). Donner les flux 3-5 min à stabiliser. <ol><li> Retirer l&#39;excès de liquide de la pointe de la puce avec un mouchoir. Les liquides devraient maintenant éjecter de la puce dans un jet droit. Si une éjection rectiligne ne peut être atteint en l&#39;essuyant avec un tissu de remplacer la puce et recommencer avec cette étape. </li></ol></li><li> Retirez le bouchon de l&#39;adaptateur et insérer délicatement la puce dans l&#39;adaptateur. Graisser la puce avec le FC-40 si nécessaire. Une puce peut être utilisée pour au moins 2 heures d&#39;expériences. </li><li> Changer le débit d&#39;être dans les paramètres de mesure recommandées du tableau 1. Débit inférieur de la PFH permet non seulement PFH mais réduit également fond de signal, causés par des interférences isobariques. </li><li> Donnez le système 2-5 min à stabiliser (en fonction des débits choisis). Optimiser les ICPMS pour l&#39;intensité de signal le plus élevé des analytes d&#39;intérêt. <ol><li> Régler successivement les flux de tous les gAses sur les contrôleurs de débit massique (voir les plages recommandées dans le tableau 1) jusqu&#39;à ce que l&#39;intensité maximale du signal des analytes d&#39;intérêt est atteint. Accordez la puissance du plasma et les tensions de lentilles de focalisation (selon les gammes recommandées par le fabricant) sur les ICP-MS de la même façon. </li></ol></li><li> Définissez les ICPMS à un temps de séjour de 10 ms (appliquée pour les ICPMS mêmes utilisés, mais peut être ajustée avec d&#39;autres instruments pour assurer une acquisition en temps résolu). Commencer à enregistrer le signal d&#39;un m / z particulier en utilisant le protocole du fabricant. </li><li> Après la mesure, transférer les données brutes à programme d&#39;analyse de données pour l&#39;évaluation. Bin données, compte tenu en coups par 10 ms, avec un haut-fonction, et l&#39;intrigue valeurs centrales bin résultant contre les chefs d&#39;accusation. Monter chaque pic dans l&#39;histogramme de distribution de fréquence comploté avec une fonction de Gauss. La moyenne et sigma de l&#39;ajustement représentent l&#39;intensité du signal moyen et son écart type, respectivement. </li></ol> &lt;p class = &quot;jove_title&quot;&gt; 5. Concept étalonnage <ol><li> Mesurer une solution unique ou une norme multi-éléments contenant le ou les éléments d&#39;intérêt aux mêmes débits que l&#39;échantillon. </li><li> Placez une puce LADE dans une boîte de Pétri sur un microscope. Pour une meilleure qualité d&#39;image utiliser une puce non ronde. Fabriquer cette puce comme décrit dans l&#39;étape 2, mais en utilisant un simple formulaire de coulée rectangulaire au lieu d&#39;une forme partiellement ronde. </li><li> Suivez les étapes 4.1 à 4.2.1 pour lancer la génération de gouttelettes. Définissez les débits aux débits utilisés dans l&#39;étape 5.1. </li><li> Enregistrez les images des gouttelettes aqueuses avec une caméra haute vitesse attaché à un microscope (objectif 20X). Utiliser un logiciel d&#39;analyse d&#39;image comme le morphométrie des gouttelettes et des logiciels de vélocimétrie par Basu 25 pour obtenir le diamètre moyen des gouttelettes à partir des enregistrements. </li><li> Utilisation diamètre de gouttelette moyen de calculer le volume de la gouttelette, en supposant que la gouttelette est un objet sphérique. <ol><li> De ce volume et l&#39;knpropre concentration d&#39;un analyte dans la gouttelette calculer le nombre d&#39;atomes correspondant. Diviser le nombre d&#39;ions mesurées par gouttelettes par le nombre d&#39;atomes d&#39;obtenir l&#39;efficacité de détection. Utiliser cette efficacité de détection pour calculer le nombre d&#39;atomes dans un échantillon inconnu. NOTE: Depuis les variations entre les puces individuelles sont petites 22, il ne est pas nécessaire de répéter la mesure de la taille des gouttelettes pour chaque puce ou une solution si les débits restent les mêmes. Une liste des amplitudes et des fréquences gouttelettes selon les débits spécifiques est publié par Verboket et al. 22. </li></ol></li></ol>

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M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Determination+of+the+boiling+enhancement+mechanism+caused+by+surfactant+addition+to+water.">Determination of the boiling enhancement mechanism caused by surfactant addition to water.</a> J. Heat Transfer. 118 (2), 429-435 (1996).</li><li>Samel, B., Chowdhury, M. K., Stemme, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+fabrication+of+microfluidic+structures+by+means+of+full-wafer+adhesive+bonding+using+a+poly(dimethylsiloxane)+catalyst.">The fabrication of microfluidic structures by means of full-wafer adhesive bonding using a poly(dimethylsiloxane) catalyst.</a> J Micromech Microeng. 17 (8), 1710-1714 (2007).</li><li>Basu, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Droplet+morphometry+and+velocimetry+(DMV):+a+video+processing+software+for+time-resolved,+label-free+tracking+of+droplet+parameters.">Droplet morphometry and velocimetry (DMV): a video processing software for time-resolved, label-free tracking of droplet parameters.</a> Lab Chip. 13 (10), 1892-1901 (2013).</li><li>Dziewatkoski, M. P., Daniels, L. B., Olesik, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Time-resolved+inductively+coupled+plasma+mass+spectrometry+measurements+with+individual,+monodisperse+drop+sample+introduction.">Time-resolved inductively coupled plasma mass spectrometry measurements with individual, monodisperse drop sample introduction.</a> Anal. Chem. 68 (7), 1101-1109 (1996).</li><li>Abate, A. R., Hung, T., Mary, P., Agresti, J. J., Weitz, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-throughput+injection+with+microfluidics+using+picoinjectors.">High-throughput injection with microfluidics using picoinjectors.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 107 (45), 19163-19166 (2010).</li><li>Bremond, N., Thiam, A. R., Bibette, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Decompressing+emulsion+droplets+favors+coalescence.">Decompressing emulsion droplets favors coalescence.</a> Phys. Rev. Lett. 100 (2), 024501 (2008).</li><li>Niu, X., Gulati, S., Edel, J. B., deMello, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pillar-induced+droplet+merging+in+microfluidic+circuits.">Pillar-induced droplet merging in microfluidic circuits.</a> Lab Chip. 8 (11), 1837-1841 (2008).</li><li>Song, H., Ismagilov, R. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Millisecond+kinetics+on+a+microfluidic+chip+using+nanoliters+of+reagents.">Millisecond kinetics on a microfluidic chip using nanoliters of reagents.</a> J. Am. Chem. Soc. 125 (47), 14613-14619 (2003).</li><li>Song, H., Chen, D. L., Ismagilov, R. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reactions+in+droplets+in+microflulidic+channels.">Reactions in droplets in microflulidic channels.</a> Angew. Chem., Int. Ed. 45 (44), 7336-7356 (2006).</li><li>Lombardi, D., Dittrich, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Droplet+microfluidics+with+magnetic+beads:+a+new+tool+to+investigate+drug-protein+interactions.">Droplet microfluidics with magnetic beads: a new tool to investigate drug-protein interactions.</a> Anal. Bioanal. Chem. 399 (1), 347-352 (2011).</li><li>Edgar, J. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Compartmentalization+of+chemically+separated+components+into+droplets.">Compartmentalization of chemically separated components into droplets.</a> Angew. Chem., Int. Ed. 48 (15), 2719-2722 (2009).</li><li>Edgar, J. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Capillary+electrophoresis+separation+in+the+presence+of+an+immiscible+boundary+for+droplet+analysis.">Capillary electrophoresis separation in the presence of an immiscible boundary for droplet analysis.</a> Anal. Chem. 78 (19), 6948-6954 (2006).</li><li>Baret, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fluorescence-activated+droplet+sorting+(FADS):+efficient+microfluidic+cell+sorting+based+on+enzymatic+activity.">Fluorescence-activated droplet sorting (FADS): efficient microfluidic cell sorting based on enzymatic activity.</a> Lab Chip. 9 (13), 1850-1858 (2009).</li><li>Agresti, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultrahigh-throughput+screening+in+drop-based+microfluidics+for+directed+evolution.">Ultrahigh-throughput screening in drop-based microfluidics for directed evolution.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 107 (9), 4004-4009 (2010).</li></ol>

The authors declare that they have no competing financial interests.

Bien que la fabrication des puces est très sûre, il ya certains points critiques au cours de la fabrication qui requièrent une attention particulière. Tout d&#39;abord, la propreté pendant le montage est très important pour éviter la contamination de la puce par la poussière. La poussière peut bloquer les canaux et prévenir une génération de gouttelettes stable. Deuxièmement, il est particulièrement important que la pointe est coupée orthogonal au canal de buse. L&#39;angle de la coupe influence fortement...

L&#39;analyse élémentaire d&#39;échantillons liquides par couplage inductif spectrométrie de masse à plasma (ICP-MS) est couramment effectué en utilisant des nébuliseurs, en combinaison avec des chambres de pulvérisation en tant que système d&#39;introduction 1. Dans ce système d&#39;introduction de l&#39;échantillon, l&#39;échantillon est pulvérisée par un nébuliseur pour produire un aérosol polydispersé. Une chambre de pulvérisation en aval est utilisé pour filtrer les grosses gouttelettes. Cette méthode est associée à une forte consommation de l&#39;échantillon (&gt; 0,3 ml min -1) 2 et un transport de l&#39;échantillon incomplètes. Ainsi, il devient impossible pour les applications où des volumes d&#39;échantillon ne microlitres sont disponibles, comme dans les études biologiques, légistes, toxicologiques et cliniques 3. Pour réduire la consommation de l&#39;échantillon, nébuliseurs avec des dimensions de buses plus petites ont été développés 3. Cependant, la taille de la buse réduit augmente le risque de colmatage lorsque des échantillons de liquides biologiques non digérés ou des solutions salines concentrées doivent être analysés 3. et al. 4. Les auteurs injecte un liquide dans ICPMS sous la forme de microgouttelettes discrètes, monodisperses qui ont été produites par une micropompe entraîné piézo-électrique. Même si ce système n&#39;a pas trouvé très large application, l&#39;ouverture de la poursuite du développement du concept de l&#39;introduction discrète de gouttelettes dans ICPMS. Aujourd&#39;hui, entraînée piézo-électrique, systèmes qui peuvent produire des gouttelettes de taille de 30, 50, 70 et 100 um et à des fréquences de 100-2,000 Hz distribution, peut être acheté. Les gouttelettes peuvent être transportés dans ICPMS avec près de 100% d&#39;efficacité 5. Ces distributeurs de microgouttelettes ont été appliquées pour mesurer quantitativement nanoparticules simples 5,6 ainsi que la caractérisation des cellules biologiques individuelles 7. Un système similaire basé sur la technologie jet d&#39;encre thermique 8 a été testé pour l&#39;analyse des échantillons biologiques 9. Bien que le disposystèmes gouttelettes d&#39;introduction simples lable sont très efficaces, peut être utilisé pour de petits volumes d&#39;échantillon et sont prometteurs pour l&#39;analyse de nanoparticules et de cellules, ils ont plusieurs limitations. Pour une taille fixe de la buse, la taille des gouttelettes peut varier que légèrement (à moins que des paramètres personnalisés sont utilisées 10). Les modifications des propriétés physiques du liquide (pH, teneur en sel) peuvent modifier les caractéristiques de gouttelettes (taille, vitesse d&#39;injection). En outre, ces dispositifs sont assez coûteux, sujettes à encrassement et sont difficiles à nettoyer. Un autre procédé pour générer des gouttelettes est connu dans le domaine de la microfluidique gouttelettes 11. Au cours des dernières années gouttelettes microfluidique a suscité un intérêt pour les (bio) réactions chimiques 12-15 et pour les études de cellules individuelles 16,17. De plus, cette technique a été appliquée pour l&#39;introduction des échantillons dans la spectrométrie de masse à ionisation par électronébulisation et 18,19 pour la préparation d&#39;échantillons à laser assistée par matrice de désorption / ionization spectrométrie de masse 20,21. Récemment, nous avons introduit un système de microfluidique pour l&#39;échantillon introduction en ICP-MS 22. L&#39;élément clé de notre système d&#39;introduction est le liquide assistée éjection de gouttelettes (LADE) puce. Cette puce se compose entièrement de poly (diméthylsiloxane) (PDMS). Dans le premier canal de jonction se écouler mise au point est utilisé pour générer des gouttelettes monodispersées d&#39;une solution aqueuse de l&#39;échantillon (figure 1). A cet effet, le très volatile (point de 58-60 ° C 23 d&#39;ébullition) et le transporteur non miscible phase de perfluorohexane (PFH) est utilisé (Figure 1). Ces propriétés permettent PFH une génération stable de gouttelettes et l&#39;enlèvement rapide de la phase de la porteuse. Changements dans les propriétés de l&#39;influence échantillon liquide cette méthode de génération moins, par rapport à d&#39;autres générateurs de gouttelettes. La taille des gouttelettes est réglable sur une large gamme en modifiant le taux de la phase aqueuse et le flux PFH. Dans un SECONDAIRE avaly jonction, et plus PFH est ajouté pour augmenter la vitesse d&#39;écoulement à au moins 1 m sec -1. A cette vitesse, le liquide peut être éjecté de la puce dans jet stable et droite (Figure 1) sans destruction de gouttelettes (Figure 1 encadré). Cette conception à double jonction permet de contrôler la stabilité de jet indépendante de la génération de gouttelettes. Les gouttelettes sont transportés vers les ICPMS avec un système de transport sur mesure. Ce système comprend un tube descendant et un desolvator à membrane pour éliminer la PFH. Les résidus secs des gouttelettes aqueuses sont ensuite ionisées dans le plasma de l&#39;ICPMS et un détecteur mesure de masse des ions. La partie avant de la puce est d&#39;assurer une liaison étanche avec le système de transport de gouttelettes en forme de tonneau. L&#39;éjection de l&#39;échantillon aqueux sous forme de gouttelettes dans PFH est bénéfique, parce que le contact avec la buse est évitée. Cela réduit considérablement le risque de bouchage des buses, ce qui peut être un problème lorsque l&#39;on travaille avec des suspensions de cellules ou de codes solutions salines ncentrated. Les puces LADE, fabriqués par PDMS lithographie douce, ne coûtent pas cher (2 coût matériel d&#39;environ $ par puce), jetable et facile à modifier. En combinaison avec la fabrication qui nécessite seulement une petite quantité de travail manuel chaque expérience peut être réalisée avec une nouvelle puce. Par conséquent, un nettoyage laborieux ne est pas nécessaire et la contamination croisée est minimisée. Ici, la fabrication de la puce LADE par lithographie douce et son application pour ICPMS sont décrits. Des exemples de mesures avec une solution aqueuse et une suspension cellulaire sont présentées.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="919">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:269px;">Name of Reagent/ Equipment</td>
			<td style="width:320px;">Company</td>
			<td style="width:147px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:183px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">Silicon wafer 100 mm</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Si-Mat (Kaufering, Germany)</td>
			<td style="width:147px;">n. a.</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">SU-8 2002</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Microchem Corp. (Massachusetts, U.S.A.)</td>
			<td style="width:147px;">n.a.</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">SU-8 2050</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Microchem Corp. (Massachusetts, U.S.A.)</td>
			<td style="width:147px;">n.a.</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">Acetone</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Merk VWR (Darmstadt, Germany)</td>
			<td style="width:147px;">100014</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td align="left" height="42" style="height:42px;width:269px;">MR-developer 600</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Microresist Technology GmbH (Berlin, Germany)</td>
			<td style="width:147px;">n. a.</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">Isopropanol</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Merk VWR (Darmstadt, Germany)</td>
			<td style="width:147px;">109634</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td align="left" height="42" style="height:42px;width:269px;">1H,1H,2H,2H-perfluorodecyltrichlorosilane</td>
			<td align="left" style="width:320px;">ABCR-Chemicals (Karlsruhe, Germany)</td>
			<td style="width:147px;">AB111155</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td align="left" height="42" style="height:42px;width:269px;">Sylgard 184 silicone elastomer kit (PDMS)</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Dow Corning (Michigan, U.S.A.)</td>
			<td style="width:147px;">39100000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">Perfluorohexane 99%</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Sigma-Aldrich (Missouri, U.S.A.)</td>
			<td style="width:147px;">281042</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">FC-40</td>
			<td align="left" style="width:320px;">ABCR-Chemicals (Karlsruhe, Germany)</td>
			<td style="width:147px;">AB103511</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;">Phosphate-buffered saline&#160;</td>
			<td align="left">Life Technologies (Paisley, U.K.)&#160;</td>
			<td style="width:147px;">10010-015</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td align="left" height="42" style="height:42px;width:269px;">Red blood cells in phosphate-buffered saline</td>
			<td align="left">Rockland Immunochemicals Inc. (Pennsylvania, U.S.A.)&#160;</td>
			<td style="width:147px;">R400-0100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td align="left" height="42" style="height:42px;width:269px;">Single-element standard solutions Na, Fe</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Inorganic Ventures (Virginia, U.S.A.)</td>
			<td style="width:147px;">n. a.</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;">Multielement standard solution&#160;</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Merck Millipore (Massachusetts, U.S.A.)</td>
			<td align="left" style="width:147px;">IV</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">Nitric acid</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Sub-boiled</td>
			<td style="width:147px;">n. a.</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;">Ultrahigh-purity water</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Merck Millipore (Massachusetts, U.S.A.)</td>
			<td style="width:147px;">n. a.</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:269px;"></td>
			<td style="width:320px;"></td>
			<td style="width:147px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:269px;">Name of Equipment</td>
			<td style="width:320px;"></td>
			<td style="width:147px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">Hot plate HP 160 III BM</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Sawatec (Sax, Switzerland)</td>
			<td style="width:147px;">n. a.</td>
			<td align="left">used for wafer preparation</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">Spin modules SM 180 BM</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Sawatec (Sax, Switzerland)</td>
			<td style="width:147px;">n. a.</td>
			<td align="left">used for wafer preparation</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">MA-6 mask aligner</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Su&#776;ss MicroTec (Garching, Germany)</td>
			<td style="width:147px;">n. a.</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">High resolution film photomask</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Microlitho (Essex, U.K.)</td>
			<td style="width:147px;">n. a.</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">Step profiler Dektak XT advanced</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Bruker&#160; (Massachusetts, U.S.A.)</td>
			<td style="width:147px;">n. a.</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">Hot plate MR 3002</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Heidolph (Schwabach, Germany)</td>
			<td style="width:147px;">n. a.</td>
			<td align="left">used for replica molding&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">1.5 mm biopsy puncher</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Miltex (Pennsylvania, U.S.A.)</td>
			<td style="width:147px;">33-31AA/33-31A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">Spin coater&#160; WS-400 BZ-6NPP/LITE</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Laurell (Pennsylvania, U.S.A.)</td>
			<td style="width:147px;">n. a.</td>
			<td align="left">used for adhesive bonding</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">Syringe pump neMESYS</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Cetoni (Korbussen, Germany)</td>
			<td style="width:147px;">n. a.</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;">1 mL syringe&#160;</td>
			<td align="left">Codan (Lensahn, Germany)&#160;</td>
			<td style="width:147px;">62.1002</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;">5 mL syringe&#160;</td>
			<td align="left">B. Braun (Melsungen, Germany)&#160;</td>
			<td style="width:147px;">4606051V</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;">PTFE tubing&#160;</td>
			<td align="left">PKM SA (Lyss, Switzerland)&#160;</td>
			<td style="width:147px;">PTFE-AWG-TFT20.N</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;">Quadrupole-based ICPMS ELAN6000</td>
			<td align="left">PerkinElmer (Massachusetts, U.S.A.)&#160;</td>
			<td>n. a.&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;">Membrane desolvator CETAC6000AT+</td>
			<td align="left">CETAC Technologies (Nebraska, U.S.A.)&#160;</td>
			<td style="width:147px;">n. a.</td>
			<td align="left">only the desolvator unit is used</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;">High speed camera Miro M110</td>
			<td align="left">Vision Research (New Jersey, U.S.A.)</td>
			<td style="width:147px;">n. a.</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">Data analysis program Origin pro</td>
			<td align="left" style="width:320px;">OriginLab Corp. (Massachusetts, U.S.A.)</td>
			<td align="left" style="width:147px;">version 8.6</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">Microscope</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Olympus (Tokyo, Japan)</td>
			<td align="left" style="width:147px;">IX71</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a microfluidic chip for icpms sample introduction

Ce protocole traite de la fabrication et l&#39;utilisation d&#39;un faible coût puce microfluidique jetable système d&#39;introduction d&#39;échantillon pour couplage inductif spectrométrie de masse à plasma (ICP-MS). La puce produit monodisperses gouttelettes d&#39;échantillon aqueux dans perfluorohexane (PFH). La taille et la fréquence des gouttelettes aqueuses peuvent varier dans l&#39;intervalle de 40 à 60 um et de 90 à 7000 Hz, respectivement. Les gouttelettes sont éjectées à partir de la puce avec un deuxième flux de PFH et restent intactes lors de l&#39;éjection. Un système de désolvatation sur mesure supprime la PFH et transporte les gouttelettes dans les ICP-MS. Ici, les signaux très stables avec une étroite répartition de l&#39;intensité peut être mesurée, montrant la monodispersité des gouttelettes. Nous montrons que le système d&#39;introduction peut être utilisé pour déterminer quantitativement le fer dans des cellules individuelles de globules rouges de bovin. Dans l&#39;avenir, les capacités de l&#39;appareil d&#39;introduction peut être facilement étendu par l&#39;intégration de modules microfluidiques supplémentaires.

Le système présenté peut être utilisé pour mesurer de petits volumes de solutions ou de suspensions contenant des cellules ou des nanoparticules. Des exemples d&#39;une mesure d&#39;une solution standard et la caractérisation des cellules individuelles sont montrés ici. D&#39;autres exemples peuvent être trouvés dans Verboket et al. 22. Typiquement, le signal d&#39;une seule goutte d&#39;une solution est un événement très court. Il dure généralement quelques...

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A Microfluidic Chip for ICPMS Sample Introduction

Nous présentons un système d&#39;introduction de l&#39;échantillon des gouttelettes discret pour couplage inductif spectrométrie de masse à plasma (ICP-MS). Il est basé sur une puce microfluidique pas cher et jetable qui génère des gouttelettes hautement monodisperses dans une gamme de taille de 40 à 60 um à des fréquences de 90 à 7000 Hz.

Une puce microfluidique pour ICPMS Présentation échantillon

This protocol discusses the fabrication and usage of a disposable low cost microfluidic chip as sample introduction system for inductively coupled plasma ...

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Research

JoVE Journal

Bioengineering

11.0K vues.  ETH Zurich.  Nous présentons un système d'introduction de l'échantillon des gouttelettes discret pour couplage inductif spectrométrie de masse à plasma (ICP-MS). Il est basé sur une puce microfluidique pas cher et jetable qui génère des gouttelettes hautement monodisperses dans une gamme de taille de 40 à 60 um à des fréquences de 90 à 7000 Hz. 

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Fluorescence detection methods for microfluidic droplet platforms

The development of microfluidic platforms for performing chemistry and biology has in large part been driven by a range of potential benefits that accompany system miniaturisation. Advantages include the ability to efficiently process nano- to femoto- liter volumes of sample, facile integration of functional components, an intrinsic predisposition towards large-scale multiplexing, enhanced analytical throughput, improved control and reduced instrumental footprints.1
In recent years much interest has focussed on the development of droplet-based (or segmented flow) microfluidic systems and their potential as platforms in high-throughput experimentation.2-4 Here water-in-oil emulsions are made to spontaneously form in microfluidic channels as a result of capillary instabilities between the two immiscible phases. Importantly, microdroplets of precisely defined volumes and compositions can be generated at frequencies of several kHz. Furthermore, by encapsulating reagents of interest within isolated compartments separated by a continuous immiscible phase, both sample cross-talk and dispersion (diffusion- and Taylor-based) can be eliminated, which leads to minimal cross-contamination and the ability to time analytical processes with great accuracy. Additionally, since there is no contact between the contents of the droplets and the channel walls (which are wetted by the continuous phase) absorption and loss of reagents on the channel walls is prevented.
Once droplets of this kind have been generated and processed, it is necessary to extract the required analytical information. In this respect the detection method of choice should be rapid, provide high-sensitivity and low limits of detection, be applicable to a range of molecular species, be non-destructive and be able to be integrated with microfluidic devices in a facile manner. To address this need we have developed a suite of experimental tools and protocols that enable the extraction of large amounts of photophysical information from small-volume environments, and are applicable to the analysis of a wide range of physical, chemical and biological parameters. Herein two examples of these methods are presented and applied to the detection of single cells and the mapping of mixing processes inside picoliter-volume droplets. We report the entire experimental process including microfluidic chip fabrication, the optical setup and the process of droplet generation and detection.

Droplet-based microfluidic platforms are promising candidates for high throughput experimentation since they are able to generate picoliter, self-compartmentalized vessels inexpensively at kHz rates. Through integration with fast, sensitive and high resolution fluorescence spectroscopic methods, the large amounts of information generated within these systems can be efficiently extracted, harnessed and utilized.

Méthodes de détection par fluorescence pour les plateformes microfluidiques gouttelettes

The development of microfluidic platforms for performing chemistry and biology has in large part been driven by a range of potential benefits that ...

Recherche

Bio-ingénierie

Microfluidic Chip Fabrication and Method to Detect Influenza

Fast and effective diagnostics play an important role in controlling infectious disease by enabling effective patient management and treatment. Here, we present an integrated microfluidic thermoplastic chip with the ability to amplify influenza A virus in patient nasopharyngeal (NP) swabs and aspirates. Upon loading the patient sample, the microfluidic device sequentially carries out on-chip cell lysis, RNA purification and concentration steps within the solid phase extraction (SPE), reverse transcription (RT) and polymerase chain reaction (PCR) in RT-PCR chambers, respectively. End-point detection is performed using an off-chip Bioanalyzer (Agilent Technologies, Santa Clara, CA). For peripherals, we used a single syringe pump to drive reagent and samples, while two thin film heaters were used as the heat sources for the RT and PCR chambers. The chip is designed to be single layer and suitable for high throughput manufacturing to reduce the fabrication time and cost. The microfluidic chip provides a platform to analyze a wide variety of virus and bacteria, limited only by changes in reagent design needed to detect new pathogens of interest.

An integrated microfluidic thermoplastic chip has been developed for use as a molecular diagnostic. The chip performs nucleic acid extraction, reverse transcriptase, and PCR. Methods for fabricating and running the chip are described.

Fabrication puce microfluidique et méthode pour la détection de la grippe

Fast  and effective diagnostics play an important role in controlling infectious  disease by enabling effective patient management and treatment. Here, we ...

A Microfluidic Chip for the Versatile Chemical Analysis of Single Cells

We present a microfluidic device that enables the quantitative determination of intracellular biomolecules in multiple single cells in parallel. For this purpose, the cells are passively trapped in the middle of a microchamber. Upon activation of the control layer, the cell is isolated from the surrounding volume in a small chamber. The surrounding volume can then be exchanged without affecting the isolated cell. However, upon short opening and closing of the chamber, the solution in the chamber can be replaced within a few hundred milliseconds. Due to the reversibility of the chambers, the cells can be exposed to different solutions sequentially in a highly controllable fashion, e.g. for incubation, washing, and finally, cell lysis. The tightly sealed microchambers enable the retention of the lysate, minimize and control the dilution after cell lysis. Since lysis and analysis occur at the same location, high sensitivity is retained because no further dilution or loss of the analytes occurs during transport. The microchamber design therefore enables the reliable and reproducible analysis of very small copy numbers of intracellular molecules (attomoles, zeptomoles) released from individual cells. Furthermore, many microchambers can be arranged in an array format, allowing the analysis of many cells at once, given that suitable optical instruments are used for monitoring. We have already used the platform for proof-of-concept studies to analyze intracellular proteins, enzymes, cofactors and second messengers in either relative or absolute quantifiable manner.

In this article we present a microfluidic chip for single cell analysis. It allows the quantification of intracellular proteins, enzymes, cofactors, and second messengers by means of fluorescent assays or immunoassays.&#160;

Une puce microfluidique pour l&#39;analyse chimique polyvalente de cellules isolées

We present a microfluidic device that enables the quantitative determination of intracellular biomolecules in multiple single cells in parallel. For this ...

The Multi-organ Chip - A Microfluidic Platform for Long-term Multi-tissue Coculture

The ever growing amount of new substances released onto the market and the limited predictability of current in vitro test systems has led to a high need for new solutions for substance testing. Many drugs that have been removed from the market due to drug-induced liver injury released their toxic potential only after several doses of chronic testing in humans. However, a controlled microenvironment is pivotal for long-term multiple dosing experiments,&#160;as even minor alterations in extracellular conditions may greatly influence the cell physiology. We focused within our research program on the generation of a microengineered bioreactor, which can be dynamically perfused by an on-chip pump and combines at least two culture spaces for multi-organ applications. This circulatory system mimics the in vivo conditions of primary cell cultures better and assures a steadier,&#160;more quantifiable extracellular relay of signals to the cells. 
For demonstration purposes, human liver equivalents, generated by aggregating differentiated HepaRG cells with human hepatic stellate cells in hanging drop plates, were cocultured with human skin punch biopsies for up to 28 days inside the microbioreactor. The use of cell culture inserts enables the skin to be cultured at an air-liquid interface, allowing topical substance exposure. The microbioreactor system is capable of supporting these cocultures at near physiologic fluid flow and volume-to-liquid ratios, ensuring stable and organotypic culture conditions. The possibility of long-term cultures enables the repeated exposure to substances. Furthermore, a vascularization of the microfluidic channel circuit using human dermal microvascular endothelial cells yields a physiologically more relevant vascular model.

Here, we present a protocol to coculture primary cells, tissue models and punch biopsies in a microfluidic multi-organ chip for up to 28 days. Human dermal microvascular endothelial cells, liver aggregates and skin biopsies were successfully combined in a common media circulation.

Le Multi-Chip organes - Une plate-forme microfluidique à long terme Coculture multi-tissus

The ever growing amount of new substances released onto the market and the limited predictability of current in vitro test systems has led to a high need ...

Electrotaxis Studies of Lung Cancer Cells using a Multichannel Dual-electric-field Microfluidic Chip

The behavior of directional cell migration under a direct current electric-field (dcEF) is referred to as electrotaxis. The significant role of physiological dcEF in guiding cell movement during embryo development, cell differentiation, and wound healing has been demonstrated in many studies. By applying microfluidic chips to an electrotaxis assay, the investigation process is shortened and experimental errors are minimized. In recent years, microfluidic devices made of polymeric substances (e.g., polymethylmethacrylate, PMMA, or acrylic) or polydimethylsiloxane (PDMS) have been widely used in studying the responses of cells to electrical stimulation. However, unlike the numerous steps required to fabricate a PDMS device, the simple and rapid construction of the acrylic micro&#64258;uidic chip makes it suitable for both device prototyping and production. Yet none of the reported devices facilitate the efficient study of the simultaneous chemical and dcEF effects on cells. In this report, we describe our design and fabrication of an acrylic-based multichannel dual-electric-field (MDF) chip to investigate the concurrent effect of chemical and electrical stimulation on lung cancer cells. The MDF chip provides eight combinations of electrical/chemical stimulations in a single test. The chip not only greatly shortens the required experimental time but also increases accuracy in electrotaxis studies.

Many microfluidic devices have been developed for use in the study of electrotaxis. Yet, none of these chips allows the efficient study of the simultaneous chemical and electric-field (EF) effects on cells. We developed a polymethylmethacrylate-based device that offers better-controlled coexisting EF and chemical stimulation for use in electrotaxis research.

Électrotaxie l&#39;étude des cellules du cancer du poumon à l&#39;aide d&#39;un double-Multichannel champ électrique microfluidique Chip

The behavior of directional cell migration under a direct current electric-field (dcEF) is referred to as electrotaxis. The significant role of ...

Co-culture of Living Microbiome with Microengineered Human Intestinal Villi in a Gut-on-a-Chip Microfluidic Device

Here, we describe a protocol to perform long-term co-culture of multi-species human gut microbiome with microengineered intestinal villi in a human gut-on-a-chip microphysiological device. We recapitulate the intestinal lumen-capillary tissue interface in a microfluidic device, where physiological mechanical deformations and fluid shear flow are constantly applied to mimic peristalsis. In the lumen microchannel, human intestinal epithelial Caco-2 cells are cultured to form a &#39;germ-free&#39; villus epithelium and regenerate small intestinal villi. Pre-cultured microbial cells are inoculated into the lumen side to establish a host-microbe ecosystem. After microbial cells adhere to the apical surface of the villi, fluid flow and mechanical deformations are resumed to produce a steady-state microenvironment in which fresh culture medium is constantly supplied and unbound bacteria (as well as bacterial wastes) are continuously removed. After extended co-culture from days to weeks, multiple microcolonies are found to be randomly located between the villi, and both microbial and epithelial cells remain viable and functional for at least one week in culture. Our co-culture protocol can be adapted to provide a versatile platform for other host-microbiome ecosystems that can be found in various human organs, which may facilitate in vitro study of the role of human microbiome in orchestrating health and disease.

We describe an in vitro protocol to co-culture gut microbiome and intestinal villi for an extended period using a human gut-on-a-chip microphysiological system.

Co-culture de la vie microbiome avec Microengineered Human Intestinal Villi dans un Gut-on-a-Chip microfluidique périphérique

Here, we describe a protocol to perform long-term co-culture of multi-species human gut microbiome with microengineered intestinal villi in a human ...

Multi-step Variable Height Photolithography for Valved Multilayer Microfluidic Devices

Microfluidic systems have enabled powerful new approaches to high-throughput biochemical and biological analysis. However, there remains a barrier to entry for non-specialists who would benefit greatly from the ability to develop their own microfluidic devices to address research questions. Particularly lacking has been the open dissemination of protocols related to photolithography, a key step in the development of a replica mold for the manufacture of polydimethylsiloxane (PDMS) devices. While the fabrication of single height silicon masters has been explored extensively in literature, fabrication steps for more complicated photolithography features necessary for many interesting device functionalities (such as feature rounding to make valve structures, multi-height single-mold patterning, or high aspect ratio definition) are often not explicitly outlined. 
Here, we provide a complete protocol for making multilayer microfluidic devices with valves and complex multi-height geometries, tunable for any application. These fabrication procedures are presented in the context of a microfluidic hydrogel bead synthesizer and demonstrate the production of droplets containing polyethylene glycol (PEG diacrylate) and a photoinitiator that can be polymerized into solid beads. This protocol and accompanying discussion provide a foundation of design principles and fabrication methods that enables development of a wide variety of microfluidic devices. The details included here should allow non-specialists to design and fabricate novel devices, thereby bringing a host of recently developed technologies to their most exciting applications in biological laboratories.

Multilayer microfluidic devices often involve the fabrication of master molds with complex geometries for functionality. This article presents a complete protocol for multi-step photolithography with valves and variable height features tunable to any application. As a demonstration, we fabricate a microfluidic droplet generator capable of producing hydrogel beads.

Multi-étape Hauteur variable photolithographie pour dispositifs microfluidiques à valve Multilayer

Microfluidic systems have enabled powerful new approaches to high-throughput biochemical and biological analysis. However, there remains a barrier to ...

Dry Film Photoresist-based Electrochemical Microfluidic Biosensor Platform: Device Fabrication, On-chip Assay Preparation, and System Operation

In recent years, biomarker diagnostics became an indispensable tool for the diagnosis of human disease, especially for the point-of-care diagnostics. An easy-to-use and low-cost sensor platform is highly desired to measure various types of analytes (e.g., biomarkers, hormones, and drugs) quantitatively and specifically. For this reason, dry film photoresist technology - enabling cheap, facile, and high-throughput fabrication - was used to manufacture the microfluidic biosensor presented here. Depending on the bioassay used afterwards, the versatile platform is capable of detecting various types of biomolecules. For the fabrication of the device, platinum electrodes are structured on a flexible polyimide (PI) foil in the only clean-room process step. The PI foil serves as a substrate for the electrodes, which are insulated with an epoxy-based photoresist. The microfluidic channel is subsequently generated by the development and lamination of dry film photoresist (DFR) foils onto the PI wafer. By using a hydrophobic stopping barrier in the channel, the channel is separated into two specific areas: an immobilization section for the enzyme-linked assay and an electrochemical measurement cell for the amperometric signal readout.
The on-chip bioassay immobilization is performed by the adsorption of the biomolecules to the channel surface. The glucose oxidase enzyme is used as a transducer for electrochemical signal generation. In the presence of the substrate, glucose, hydrogen peroxide is produced, which is detected at the platinum working electrode. The stop-flow technique is applied to obtain signal amplification along with rapid detection. Different biomolecules can quantitatively be measured by means of the introduced microfluidic system, giving an indication of different types of diseases, or, in regard to therapeutic drug monitoring, facilitating a personalized therapy.

A microfluidic biosensor platform was designed and fabricated using low-cost dry film photoresist technology for the rapid and sensitive quantification of various analytes. This single-use system allows for the electrochemical readout of on-chip-immobilized enzyme-linked assays by means of the stop-flow technique.

Feuil sec axée sur la résine photosensible de biocapteurs microfluidiques électrochimiques plate-forme : Fabrication de dispositifs, préparation de dosage sur puce et fonctionnement du système

In recent years, biomarker diagnostics became an indispensable tool for the diagnosis of human disease, especially for the point-of-care diagnostics. An ...

Immobilization of Live Caenorhabditis elegans Individuals Using an Ultra-thin Polydimethylsiloxane Microfluidic Chip with Water Retention

Radiation is widely used for biological applications and for ion-beam breeding, and among these methods, microbeam irradiation represents a powerful means of identifying radiosensitive sites in living organisms. This paper describes a series of on-chip immobilization methods developed for the targeted microbeam irradiation of live individuals of Caenorhabditis elegans. Notably, the treatment of the polydimethylsiloxane (PDMS) microfluidic chips that we previously developed to immobilize C. elegans individuals without the need for anesthesia is explained in detail. This chip, referred to as a worm sheet, is resilient to allow the microfluidic channels to be expanded, and the elasticity allows animals to be enveloped gently. Also, owing to the self-adsorption capacity of the PDMS, animals can be sealed in the channels by covering the surface of the worm sheet with a thin cover film, in which animals are not pushed into the channels for enclosure. By turning the cover film over, we can easily collect the animals. Furthermore, the worm sheet shows water retention and allows C. elegans individuals to be subjected to microscopic observation for long periods under live conditions. In addition, the sheet is only 300 &#181;m thick, allowing heavy ions such as carbon ions to pass through the sheet enclosing the animals, thus allowing the ion particles to be detected and the applied radiation dose to be measured accurately. Because selection of the cover films used for enclosing the animals is very important for successful long-term immobilization, we conducted the selection of the suitable cover films and showed a recommended one among some films. As an application example of the chip, we introduced imaging observation of muscular activities of animals enclosing the microfluidic channel of the worm sheet, as well as the microbeam irradiation. These examples indicate that the worm sheets have greatly expanded the possibilities for biological experiments.

Immobilization of Live Caenorhabditis elegans Individuals Using an Ultra-thin Polydimethylsiloxane Microfluidic Chip with Water Retention

A series of immobilization methods has been established to allow the targeted irradiation of live Caenorhabditis elegans individuals using a recently developed ultra-thin polydimethylsiloxane microfluidic chip with water retention. This novel on-chip immobilization is also adequate for imaging observations. The detailed treatment and application examples of the chip are explained.

Immobilisation des individus vivants Caenorhabditis elegans en utilisant une puce de microfluidique de polydiméthylsiloxane ultra-mince avec rétention d’eau

Radiation is widely used for biological applications and for ion-beam breeding, and among these methods, microbeam irradiation represents a powerful means ...

Establishing Single-Cell Based Co-Cultures in a Deterministic Manner with a Microfluidic Chip

Cell co-culture assays have been widely used for studying cell-cell interactions between different cell types to better understand the biology of diseases including cancer. However, it is challenging to clarify the complex mechanism of intercellular interactions in highly heterogeneous cell populations using conventional co-culture systems because the heterogeneity of the cell subpopulation is obscured by the average values; the conventional co-culture systems can only be used to describe the population signal, but are incapable of tracking individual cells behavior. Furthermore, conventional single-cell experimental methods have low efficiency in cell manipulation because of the Poisson distribution. Microfabricated devices are an emerging technology for single-cell studies because they can accurately manipulate single cells at high-throughput and can reduce sample and reagent consumption. Here, we describe the concept and application of a microfluidic chip for multiple single-cell co-cultures. The chip can efficiently capture multiple types of single cells in a culture chamber (~46%) and has a sufficient culture space useful to study the cells&#39; behavior (e.g., migration, proliferation, etc.) under cell-cell interaction at the single-cell level. Lymphatic endothelial cells and oral squamous cell carcinoma were used to perform a single-cell co-culture experiment on the microfluidic platform for live multiple single-cell interaction studies.

This report describes a microfluidic chip-based method to set up a single cell culture experiment in which high-efficiency pairing and microscopic analysis of multiple single cells can be achieved.

Établir des co-cultures à base de cellules uniques dans une manière déterministe avec une puce microfluidique

Cell co-culture assays have been widely used for studying cell-cell interactions between different cell types to better understand the biology of diseases ...