NS65819 (CDJ, TO), NS049720 (CDJ), CA097257 (CDJ, TO), CIRM DR1-01426 Nous tenons à remercier Raquel Santos pour l&#39;assistance technique.

1. Modes de livraison systémiques Bien que l&#39;administration systémique de médicaments n&#39;est pas l&#39;approche la plus efficace pour atteindre des concentrations élevées en médicaments dans le SNC, les livraisons systémiques sont pratiques et bien accepté par les patients. Ici, nous allons montrer les procédures correctes pour trois approches couramment utilisés administration systémique: l&#39;injection intraveineuse, injection intrapéritonéale et orale par gavage. A. intraveineuse (injection dans la veine caudale) <ol><li> Avant de commencer la procédure, le poids corporel de chaque souris doivent être enregistrées. Comme pour toutes les études précliniques, le poids corporel doivent être surveillés régulièrement (deux fois par semaine ou plus) pour évaluer la toxicité potentielle des médicaments. Pas plus de 1% du poids de la souris dans le volume doit être injecté en une seule fois. Par exemple, pas plus de 0,2 ml de liquide doit être injecté dans une souris de 20 g. Tous les fluides injectés par voie intraveineuse doivent être stérilisés selon une méthode appropriée. </li><li> La souris doit être réchauffé pendant 5-10 minutes en utilisant soit un coussin chauffant ou une lampe chauffante pour dilater la veine de la queue. Si vous utilisez une lampe chauffante, contrôler la souris à tout moment pour éviter l&#39;hyperthermie. </li><li> La souris est transférée à un dispositif de retenue, qui retient la souris tout en permettant l&#39;accès à la veine de la queue (voir vidéo). Dans la queue de la souris, il ya quatre vaisseaux visibles: les vaisseaux sur les côtés dorsales et latérales sont des veines, et le navire sur la face ventrale est une artère. Pour accéder à la veine de la queue, la queue de la souris est maintenu au point le plus distal, et une rotation de 90 degrés, de sorte que la veine est orienté vers le haut. Le site d&#39;injection est nettoyée avec un tampon imbibé d&#39;alcool et une seringue à insuline 28g est insérée, le côté biseauté le haut, dans la veine (voir la vidéo). Si l&#39;aiguille est correctement placée dans la veine, il doit se déplacer librement et sans pression. Injecter lentement le médicament avec une pression uniforme sur les 5-10 secondes. Si une ampoule apparaît sur la queue, arrêter l&#39;injection, car cela indique que l&#39;aiguille n&#39;est pas longueer dans la veine. </li><li> Après l&#39;injection, appliquer une légère pression au site d&#39;injection jusqu&#39;à ce que le saignement cesse. Cela prend normalement 30-60 secondes. Surveiller la souris pendant 5-10 minutes après l&#39;injection pour s&#39;assurer qu&#39;il n&#39;ya pas de saignement. </li></ol> B. Injection intrapéritonéale <ol><li> Avant de commencer l&#39;injection, le médicament doit être chargée dans une seringue attachée à une aiguille 28g. Assurez-vous qu&#39;il ya un espace dans la seringue pour tirer sur le piston avant l&#39;injection (par exemple, si l&#39;injection de 200 pl, assurez-vous que la capacité de la seringue est 300μL ou plus). </li><li> Débranchez la souris de la cage par la queue et placez-le sur une surface texturée, de sorte que la souris a quelque chose à saisir. Un couvercle de la cage est généralement suffisant. Laissez la souris pour étirer son corps et puis en utilisant votre main non dominante, saisir la peau sur le dos de la souris, en prenant soin de pincer la peau légèrement autant que possible entre le pouce et l&#39;index et le majeur(Voir la vidéo). Activer la souris sur l&#39;abdomen de sorte que la souris est tournée vers le haut. Si la souris peut se déplacer librement sa tête, relâcher la poignée et essayez à nouveau, de façon à éviter d&#39;être piqué lors de l&#39;injection. </li><li> Avec votre main dominante, prenez la seringue et insérer l&#39;aiguille à un angle de 30 degrés dans le quadrant inférieur gauche de la souris (voir la vidéo). Tenant la souris légèrement inversée aidera à faire avancer les organes en dehors du site d&#39;injection. Pour s&#39;assurer que l&#39;aiguille est dans l&#39;espace intra-péritonéale, tirez sur le piston de la seringue. Si du liquide ou du sang apparaît dans la seringue, puis l&#39;aiguille n&#39;est pas dans l&#39;espace intra-péritonéale et devrait être supprimée. Si aucun fluide est aspiré dans la seringue, puis injecter contenu de la seringue avec une pression encore plus 5.1 secondes, puis relâchez la souris. </li><li> Surveiller la souris pour 5-10 minutes après l&#39;injection de sorte que la souris retourne à une activité normale. </li></ol> C. gavage oral <ol><li> Before début de l&#39;injection, enregistrer le poids de la souris. Le volume maximum pouvant être délivré par gavage oral est de 10 ml par kg de poids corporel. Par exemple, le volume maximal pour une souris 20g serait 200 pl. Tentative d&#39;injecter des volumes plus importants peuvent entraîner des reflux, ce qui entraînera l&#39;administration de médicaments incomplète. S&#39;il est nécessaire d&#39;administrer des volumes plus importants que ceux indiqués ci-dessus, un maximum de trois doses peuvent être administrées en 24 heures. </li><li> Pour éviter de percer l&#39;œsophage, il est important de mesurer la longueur de l&#39;aiguille de gavage pour chaque souris. Tenir une extrémité 18g balle gavage aiguille courbe à la dernière côte de la souris, puis marquez la longueur à l&#39;extrémité de la tête de la souris à l&#39;aide d&#39;un marqueur indélébile (voir la vidéo). Pendant le gavage, cette marque sera un point d&#39;arrêt que vous insérez l&#39;aiguille dans la bouche de la souris. </li><li> Restreindre la souris en utilisant la poignée comme pour une injection intrapéritonéale. Insérez l&#39;aiguille gavage dans la bouche, sur la langue, et avance l&#39;aiguille dans le pharynx. Ne pas insérer l&#39;aiguille passé la marque d&#39;arrêt. L&#39;aiguille doit procéder en douceur, sans aucune pression (voir la vidéo). Si vous rencontrez pression, arrêter et retirer l&#39;aiguille pour éviter l&#39;injection de fluide dans les poumons. </li><li> Avec l&#39;aiguille en place, appuyer sur le piston au-dessus de 1-5 secondes, puis retirez l&#39;aiguille sous le même angle qu&#39;il a été inséré. Surveiller la souris pendant 5-10 minutes, en accordant une attention particulière aux signes de difficultés respiratoires qui peuvent indiquer que le fluide a pénétré dans les poumons. </li></ol> 2. Livraison locale Aiguë convection-enhanced delivery A. Construction de la sonde Une canule reflux résistant DEC pour les rongeurs n&#39;est pas encore disponible dans le commerce. Ici, nous allons démontrer une méthode pour la construction canule qui a été adapté à partir d&#39;une première méthode décrite par Krauze et al (Krauze 2005). <ul><li> La canule comporte trois parties ( <strong&gt; Figure 1): 100uM tube de silice de diamètre dans lequel le flux infusat, une aiguille métallique rigide pour le soutien structurel et souple tubes en téflon pour le chargement de la solution intraveineuse. </li><li> Pour obtenir de l&#39;aiguille métallique rigide, utiliser une flamme nue pour faire fondre le plastique sur un cathéter Surflo IV (24g stylet) et l&#39;aide de pinces retirer l&#39;aiguille métallique. Le reste du cathéter peut être mis au rebut. Couper une longueur de tube de silice (DO 0.163mm), légèrement plus longue que l&#39;aiguille métallique, à l&#39;aide d&#39;une lame de rasoir simple arête. Rôle du tube de silice dans une petite goutte de base de cyanoacrylate colle à action rapide (par exemple, Krazy Glue), en prenant soin de ne pas mettre de la colle sur les extrémités du tube. Insérer le tube de silice dans l&#39;aiguille métallique et laisser sécher pendant 5 minutes. </li><li> Une fois sec, le tube en silice doit être solidement fixé à l&#39;aiguille. Les extrémités de la silice doit être coupée de sorte que 2 mm de tube de silice saillie de l&#39;extrémité pointue de l&#39;aiguille fait saillie de 3 mm et tube de silice de la partie plate (voir vidéo). </li><li> Coupez une section de tube en téflon 20 cm de longueur. Roulez l&#39;aiguille métallique dans une petite goutte de colle, encore une fois en prenant soin de ne pas mettre de colle sur les extrémités du tube en silice car cela va obstruer la canule. Insérez l&#39;aiguille dans le tube en Téflon à une profondeur de 1 cm. Laisser sécher pendant 1 minute. À l&#39;aide d&#39;un pistolet à colle, appliquer une goutte de colle à chaud à la jonction entre l&#39;aiguille métallique et le tube en Téflon (voir vidéo). Assurez-vous que le joint est entièrement recouvert de tous les côtés et laisser sécher pendant au moins 1 heure. Canules peuvent être faites jusqu&#39;à une semaine à l&#39;avance et conservé à température ambiante. </li></ul> Procédure de perfusion B. <ul><li> Pour préparer la zone chirurgicale, toutes les surfaces doivent être pulvérisées avec un désinfectant comme une solution de chlorhexidine à 2%. Gants chirurgicaux stériles doivent être portés lors de la procédure. Les surfaces sont ensuite recouverts de rideaux absorbants. Les fournitures suivantes doivent être placés dans la zone chirurgicale: <ul><li> Coussin chauffant pour maintenir le corps de la souris temRature </li><li> Deux petites boîtes de Pétri: l&#39;un contenant du peroxyde d&#39;hydrogène à 3%, et une base de chlorhexidine à 2% </li><li> Gaze stérile et des cotons-tiges </li><li> Scalpels jetables stériles (Numéro 21) </li><li> Aiguilles stériles 22g </li><li> Souris stéréotaxique cadre </li><li> Contrôlée pompe à seringue taux </li><li> Autoclavé la peau de souris agrafeuse, agrafes et ôte-agrafes </li></ul></li><li> Pour mettre en place la canule DEC, fixer une seringue de 1 ml au tube Téflon l&#39;aide d&#39;un jeu d&#39;adaptateurs de seringue en plastique. La canule doit être collée sur le cadre stéréotaxique de sorte qu&#39;il soit perpendiculaire à la surface opératoire (voir vidéo). Pour désinfecter la canule, remplir la seringue de 1 ml d&#39;éthanol à 70% et appuyer sur le piston pour exécuter l&#39;éthanol à travers la canule. Répétez ce processus en utilisant une solution saline stérile, et vérifier s&#39;il ya des fuites autour des articulations canule. Pour désinfecter l&#39;extérieur de la canule, essuyer doucement avec un éthanol à 70% essuyer. </li><li> Remplissez la canule avec une solution saline stérileet ensuite tirer sur la seringue de sorte que la petite bulle d&#39;air est aspiré dans la canule. Cette bulle d&#39;air se sépare de la solution intraveineuse de la solution saline dans la canule. Puis, backloading votre solution intraveineuse (voir la vidéo). Relier la seringue à la seringue et amorcer la pompe en cours d&#39;exécution par la canule brièvement. </li><li> Sedate la souris en utilisant un anesthésique injecté et préparer la peau en tamponnant plusieurs fois (pendant 5-10 secondes) avec un morceau de gaze stérile trempée dans la solution de chlorhexidine à 2%. Pommade ophtalmique doit être appliquée sur la souris pour maintenir une humidité suffisante au cours de la procédure. L&#39;aide d&#39;un scalpel stérile, créer une incision sagittale le long du centre du crâne, environ 1,5 cm de long (voir la vidéo). La surface du crâne est ensuite nettoyé à l&#39;aide d&#39;un coton-tige imbibé d&#39;une solution de peroxyde d&#39;hydrogène à 3%. Prenez soin d&#39;éviter de tomber peroxyde d&#39;hydrogène dans les yeux de la souris. Les lignes de suture du crâne devrait être évident à ce point: si elles ne sont pas visibles, doucement tamponner le crâne avec une fresh coton-tige imbibé d&#39;une solution de peroxyde d&#39;hydrogène à 3%. </li><li> Identifier le bregma (Figure 2), puis de mesurer 2 mm à la partie postérieure droite et 1mm de cette structure pour localiser le site de perfusion. Utilisation de l&#39;aiguille stérile 22g, doucement créer un trou dans le crâne à ce point en tournant l&#39;aiguille contre le crâne (voir la vidéo). Éviter de forcer l&#39;aiguille vers le bas contre le crâne. </li><li> À ce stade, la souris doit être placée dans le cadre stéréotaxique et commencer à recevoir par inhalation anesthésie (voir la vidéo). Administrer l&#39;anesthésique à un niveau faible (1%), et surveiller attentivement la souris pour les changements de la fréquence respiratoire, le réglage de l&#39;anesthésie en conséquence. </li><li> Placer la canule sur le trou du crâne puis abaissez 3 mm sous la surface du crâne. Commencer la perfusion, en utilisant les taux et les durées suivantes: <table border="0"><tbody><tr><td> 0,1 pl / min pendant 5 minutes </td><td rowspan="5"><img src="/files/ftp_upload/1992/1992tablefigure.png" alt = &quot;Volume total 10 pl&quot; /&gt; </td></tr><tr><td> 0,2 ul / min pendant 5 minutes </td></tr><tr><td> 0,5 ul / min pendant 5 minutes </td></tr><tr><td> 0,8 ul / min pendant 7,5 minutes </td></tr><tr><td> OFF pendant 1 minute </td></tr></tbody></table></li><li> A la fin de la perfusion, retirer lentement la canule et nettoyer le crâne avec du peroxyde d&#39;hydrogène à 3%. Appliquez la cire à os stérile pour le trou (voir la vidéo). En utilisant des pinces, tirer la peau en même temps sur le crâne et l&#39;agrafer pour fermer. La buprénorphine doit être administré pour soulager la douleur post-opératoire. </li><li> Surveiller la souris en post-opératoire jusqu&#39;à ce qu&#39;elle reprenne conscience et de mobilité. En raison de la longueur de la procédure, il peut prendre jusqu&#39;à une heure pour la souris de retrouver une activité complète. Au cours de cet endroit fois que la cage de la souris sur un coussin chauffant pour éviter l&#39;hypothermie, et ne pas abriter la souris récupérer avec d&#39;autres souris actives. </li><li> Agrafes cutanées devrait être retiranted une semaine après la chirurgie. </li></ul> C. L&#39;imagerie in vivo Infusate marqués à la fluorescence peut être imagé suivant l&#39;administration de DEC, et peut être surveillés pour des changements dans l&#39;intensité du signal ainsi que l&#39;emplacement du signal. En règle générale, il est préférable d&#39;attendre 2-3 heures après la perfusion de l&#39;image, de façon à permettre la souris pour récupérer à partir de la perfusion. <ul><li> Pour l&#39;anesthésie lors de l&#39;imagerie, utilisez un bas niveau d&#39;une inhalation anesthésique. La position de la souris, jusqu&#39;à la face dorsale, dans une station d&#39;imagerie (par exemple, IVIS Lumina, Caliper Life Sciences, Alameda, CA). L&#39;utilisation d&#39;un réglage de filtre approprié pour le fluor qui est imagée, acquérir une image. Pour DEC, une perfusion de succès devrait montrer plus de la matière dans le cerveau près du site de perfusion (figure 3). </li></ul> 3. Les résultats représentatifs Un manque de réaction indésirable à l&#39;administration de la thérapie est un indicateur important de successful injection. Par exemple, suite à l&#39;injection dans la veine caudale devrait y avoir aucun changement dans l&#39;apparence (par exemple, taille, couleur) de la queue. Une bulle ou boursouflure après l&#39;injection veine de la queue indique sous-cutanée plutôt que par voie intraveineuse, l&#39;administration du traitement. Pour les injections intra-péritonéales, une bosse sur la peau ou une décoloration de l&#39;abdomen peut indiquer injection sous-cutanée ou des dommages aux structures internes. En gavage oral, une souris avec une respiration difficile ou toux peut indiquer que le fluide a été injecté dans les poumons, plutôt que dans l&#39;estomac. Pour DEC, la fonction neurologique est importante pour évaluer l&#39;administration d&#39;une thérapie réussie. Une souris qui expose des convulsions ou une hémiparésie peut-être reçu une perfusion inadéquate. Si une solution intraveineuse fluorescent est utilisé, l&#39;imagerie in vivo peuvent être appliquées pour évaluer l&#39;administration de succès (Figure 3). Si la solution intraveineuse n&#39;est pas localisée au site d&#39;injection, la perfusion n&#39;est pas successful. <img src="/files/ftp_upload/1992/1992fig1.jpg" alt="Figure 1" /> Figure 1: Canule chirurgicale DEC et Set-up. Les éléments de base de la livraison convection-enhanced chirurgicale set-up sont affichés. Pompe à microperfusion (A) est fixée à la canule de perfusion (B, à un grossissement de haut). Un cadre stéréotaxique (C) est utilisé pour positionner la sonde. Cette image ne comprend pas le chauffage et l&#39;équipement d&#39;anesthésie également utilisé lors de la procédure. <img src="/files/ftp_upload/1992/1992fig2.jpg" alt="Figure 2" /> Figure 2: Lignes de souris Crâne de suture. Le site d&#39;injection DEC (étoile rouge) peuvent être localisés en identifiant l&#39;intersection des sutures sagittale et coronale (bregma), puis en mesurant 2mm postérieure latérale et 1 mm du bregma. <img src="/files/ftp_upload/1992/1992fig3.jpg" alt="Figure 3" /> Figure 3: Les résultats représentatifs de DEC réussie. Liposomes marquées avec un colorant fluorescent rouge lointain ont été perfusés dans le cerveau de souris par DEC et imagée à la fois in vivo et ex vivo. L&#39;infusion de succès montre un signal fluorescent localisée au site d&#39;injection in vivo (A) et ex vivo (B). Le signal doit être localisé dans l&#39;hémisphère infusé sans fuite dans l&#39;hémisphère controlatéral. <img src="/files/ftp_upload/1992/1992fig4.jpg" alt="Figure 4" /> Figure 4: Image représentant de DEC réussie dans le tronc cérébral de rat. Liposomes marqués par fluorescence ont été perfusés dans le tronc cérébral de rat. Chez le rat, autant que 20 pi peut être perfusé. L&#39;épaisseur accrue du crâne chez le rat et la profondeur de l&#39;injection interdit l&#39;imagerie in vivo, mais l&#39;emplacement perfusion correcte n&#39;a pu être vérifiée par imagerie in vivo du cerveau ex disséqués.

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	<li>Bobo, R. H., Laske, D. W., Akbasak, A., Morrison, P. F., Dedrick, R. L., Oldfield, E. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Convection-enhanced+delivery+of+macromolecules+in+the+brain.">Convection-enhanced delivery of macromolecules in the brain.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. 91, 2076-2080 (1994).</li><li>Degen, J. W., Walbridge, S., Vortmeyer, A. O., Oldfield, E. H., Lonser, R. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Safety+and+efficacy+of+convection-enhanced+delivery+of+gemcitabine+or+carboplatin+in+a+malignant+glioma+model+in+rats.">Safety and efficacy of convection-enhanced delivery of gemcitabine or carboplatin in a malignant glioma model in rats.</a> J Neurosurg. 99, 893-898 (2003).</li><li>Dickinson, P. J., LeCouteur, R. A., Higgins, R. J., Bringas, J. R., Roberts, B., Larson, R. F., Yamashita, Y., Krauze, M. T., Noble, C. O., Drummond, D. C., Kirpotin, D. B., Park, J. W., Berger, M. S., Bankiewicz, K. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Canine+model+of+convection-enhanced+delivery+of+liposomes+containing+CPT-11+monitored+with+real-time+magnentic+resonance+imaging:+laboratory+investigation.">Canine model of convection-enhanced delivery of liposomes containing CPT-11 monitored with real-time magnentic resonance imaging: laboratory investigation.</a> J Neurosurg. 108, 989-998 (2008).</li><li>Gill, S. S., Patel, N. K., Hotton, G. R., O'Sullivan, K., McCarter, R., Bunnage, M., Brooks, D. J., Svendsen, C. N., Heywood, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Direct+brain+infusion+of+glial+cell+line-derived+neurotrophic+factor+in+Parkinson+disease.">Direct brain infusion of glial cell line-derived neurotrophic factor in Parkinson disease.</a> Nature Medicine. 9, 589-595 (2003).</li><li>Jain, R. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Delivery+of+novel+therapeutic+agents+in+tumors:+physiological+barriers+and+strategies.">Delivery of novel therapeutic agents in tumors: physiological barriers and strategies.</a> J Natl Cancer Inst. 81, 570-576 (1989).</li><li>Krauze, M. T., Saito, R., Noble, C. O., Tamas, M., Bringas, J., Park, J. W., Berger, M. S., Bankiewicz, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reflux-free+cannula+for+convection-enhanced+high-speed+delivery+of+therapeutic+agents.">Reflux-free cannula for convection-enhanced high-speed delivery of therapeutic agents.</a> J Neurosurg. 103, 923-929 (2005).</li><li>Krauze, M. T., Vandenberg, S. R., Yamashita, Y., Saito, R., Forsayeth, J., Noble, C. O., Park, J. W., Bankiewicz, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Safety+of+real-time+convection-enhanced+delivery+of+liposomes+to+primate+brain:+a+long-term+retrospective.">Safety of real-time convection-enhanced delivery of liposomes to primate brain: a long-term retrospective.</a> Exp Neurol. 210, 638-644 (2008).</li><li>Murad, G. J., Walbridge, S., Morrison, P. F., Garmestani, K., Degen, J. W., Brechbiel, M. W., Oldfield, E. H., Lonser, R. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Real-time,+image-guided,+convection-enhanced+delivery+of+interleukin+13+bound+to+pseudomonas+exotoxin.">Real-time, image-guided, convection-enhanced delivery of interleukin 13 bound to pseudomonas exotoxin.</a> Clin Cancer Res. 12, 3145-3151 .</li><li>Ozawa, T., James, C. D., Van Meir, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Human+Brain+Tumor+Cell+and+Tumor+Tissue+Transplantation+Models.">Human Brain Tumor Cell and Tumor Tissue Transplantation Models.</a> CNS Cancer: Models, Markers, Prognostic Factors, Targets, and Therapeutic Approaches. , 147-162 (2009).</li><li>Szerlip, N. J., Walbridge, S., Yang, L., Morrison, P. F., Degen, J. W., Jarrell, S. T., Kouri, J., Kerr, P. B., Kotin, R., Oldfield, E. H., Lonser, R. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Real-time+imaging+of+convection-enhanced+delivery+of+viruses+and+virus-sized+particles.">Real-time imaging of convection-enhanced delivery of viruses and virus-sized particles.</a> J Neurosurg. 107, 560-567 (2007).</li><li>Yamashita, Y., Krauze, M. T., Kawaguchi, T., Noble, C. O., Drummond, D. C., Park, J. W., Bankiewicz, K. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Convection-enhanced+delivery+of+a+topoisomerase+I+inhibitor+(nanoliposomal+topotecan)+and+a+topoisomerase+II+inhibitor+(pegylated+liposomal+doxorubicin)+in+intracranial+brain+tumor+xenografts.">Convection-enhanced delivery of a topoisomerase I inhibitor (nanoliposomal topotecan) and a topoisomerase II inhibitor (pegylated liposomal doxorubicin) in intracranial brain tumor xenografts.</a> Neuro Oncol. 9, 20-28 (2007).</li></ol>

Toutes les procédures ont démontré ici ont été approuvés par les soins des animaux UCSF Comité institutionnel et l&#39;utilisation.

L&#39;évaluation préclinique de l&#39;efficacité d&#39;un agent thérapeutique doit tenir compte des propriétés pharmacologiques de l&#39;agent et le tissu cible d&#39;intérêt. Bien que les méthodes systémiques de l&#39;administration sont en général plus facile et mieux toléré par les patients, la sélectivité de la barrière hémato-encéphalique nécessite souvent la livraison locale de la thérapie pour le traitement de maladies du SNC. Ici, nous avons démontré une méthode de livraison directe au cerveau: DEC. D&#39;autres formes d&#39;administration locale au cerveau comprennent l&#39;administration directe au liquide céphalo-rachidien, injection d&#39;un bolus intra-tumorale, et l&#39;injection ventriculaire. Pour ces méthodes, diffusibilité thérapeutique est d&#39;une importance capitale, avec une mauvaise diffusion limitant la région de la couverture de quelques millimètres à partir du site d&#39;injection (Jain 1989, Bobo 1994). En revanche, le DEC utilise la pression positive afin d&#39;augmenter la zone de distribution de médicaments (Bobo 1994), tout en permettant le ciblage thérapeutique à neuroanatomique strumages. Dans notre laboratoire, nous avons réussi DEC effectué dans le tronc cérébral ainsi que dans le putamen caudé chez les rongeurs (figure 4). La capacité de mener des CED dans des modèles de rongeurs est devenu de plus en plus importante en association avec un intérêt croissant pour maximiser l&#39;efficacité thérapeutique dans le traitement de divers types de maladies du SNC. DEC peut être utilisée pour fournir une variété d&#39;agents, y compris les protéines purifiées, les médicaments à petites molécules, et les virus (Gill 2003, Degen 2003, Szerlip 2007). La gamme de maladies qui peuvent être traitées avec DEC comprend les cancers du système nerveux central (Yamashita 2007) ainsi que les maladies neurodégénératives telles que la maladie de Parkinson (Gill, 2003). Comme la recherche CED continue à se développer, la nécessité pour l&#39;imagerie in vivo de la thérapie administrée CED est même en augmentation. Alors que l&#39;imagerie de fluorescence démontré ici ne serait probablement pas visible à travers le crâne humain, employant d&#39;autres méthodes de co-injection de produits de contraste IRM (Dickinson 2008) suscitent un intérêt pour évaluer l&#39;applicabilité de surveillance infusions chez les patients ayant une maladie du système nerveux central.

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd"><html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en"><div><table border="1"><thead><tr><th> Nom du produit </th><th> Type </th><th> Entreprise </th><th> Numéro de catalogue </th><th> Commenter </th></tr></thead><tbody><tr><td> Chlorhexidine 2% </td><td></td><td> Pêcheur </td><td> NC9756995 </td><td> Alias ​​&quot;Nolvasan&quot; </td></tr><tr><td> Aiguille 20g </td><td></td><td> Becton Dickinson </td><td> 305175 </td><td></td><tr><td> 28g Aiguille (avec seringue) </td><td></td><td> Pêcheur </td><td> 22-004-270 </td><td> Seringue à insuline Alias </td></tr><tr><td> Peroxyde d&#39;hydrogène 3% </td><td></td><td> Pêcheur </td><td> H312P-4 </td><td> Conserver à l&#39;abri de la lumière </td></tr><tr><td> Cotons-tiges </td><td></td><td> Pêcheur </td><td> 23-400-100 </td><td> Autoclave avant utilisation </td></tr><tr><td> Cyanoacryfin à base de colle </td><td></td><td> Pêcheur </td><td> NC9592632 </td><td> Alias ​​&quot;Krazy Glue&quot; </td></tr><tr><td> Scalpels jetables </td><td></td><td> Plume </td><td> 2975 </td><td> N ° 21 </td></tr><tr><td> Gaze </td><td></td><td> Pêcheur </td><td> 22028563 </td><td> Autoclave avant utilisation </td></tr><tr><td> Coussin chauffant </td><td></td><td> Dunlap </td><td> HP950 </td><td></td><tr><td> Cathéter IV </td><td></td><td> Pêcheur </td><td> 14-841-20 </td><td></td><tr><td> Pompe à perfusion </td><td></td><td> BASi </td><td> MD-1000, MD-1001 </td><td></td><tr><td> Image Software Vivre </td><td></td><td> Caliper Life Sciences </td><td> Contact pour devis </td><td></td><tr><td> Pommade ophtalmique </td><td></td><td> Cardinal Health </td><td> 1272830 </td><td> Autre titre: &quot;Les larmes Akwa&quot; </td></tr><tr><td> Adaptateurs de seringue en plastique </td><td></td><td> Upchurch Scientific </td><td> P-604, P-200NX, P-215X, P-630 </td&gt; <td> Convient sur Seringues Luer Lock </td></tr><tr><td> Tubes de silice </td><td></td><td> Technologies Polymicro </td><td> 2000020 </td><td></td><tr><td> Peau agrafeuse, agrafes, Remover </td><td></td><td> Stoelting </td><td> 59020 </td><td></td><tr><td> Cadre stéréotaxique </td><td></td><td> Stoelting </td><td> 51725 </td><td></td><tr><td> Tuyau en téflon </td><td></td><td> Upchurch Scientific </td><td> 1520 </td><td></td><tr><td> Xenogen Lumina </td><td></td><td> Caliper Life Sciences </td><td> Contact pour devis </td><td></td></tbody></table></div>

systemic and local drug delivery for treating diseases of the central nervous system in rodent models

Approfondie des essais précliniques du système nerveux central (SNC) thérapeutique comprend un examen des voies d&#39;administration et de biodistribution agent dans l&#39;évaluation de l&#39;efficacité thérapeutique. Entre les deux grandes catégories de l&#39;administration, locaux vs systémique, les approches systémiques de livraison sont souvent préféré en raison de sa facilité d&#39;administration. Cependant, l&#39;administration systémique peut entraîner une concentration sous-optimale des médicaments étant réalisé dans le SNC, et conduire à des conclusions erronées quant à l&#39;efficacité agent. Les méthodes locales de délivrance de médicaments sont plus envahissantes, mais peut-être nécessaire pour atteindre des niveaux thérapeutiques du SNC médicaments. Ici, nous démontrons une bonne technique de trois voies d&#39;administration systémique de médicaments: injection intraveineuse, injection intrapéritonéale, par gavage oral. En outre, nous montrons une méthode pour la livraison locale dans le cerveau: convection-enhanced delivery (CED). L&#39;utilisation de composés à marquage fluorescent est inclus pour l&#39;imagerie in vivo et la vérification de bonne drug administration. Les méthodes sont présentées à l&#39;aide de modèles murins, mais peut facilement être adapté pour une utilisation chez les rats.

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Systemic and Local Drug Delivery for Treating Diseases of the Central Nervous System in Rodent Models

Approfondie des essais précliniques de médicaments qui agissent sur le système nerveux central implique souvent évaluer et comparer la biodistribution de drogue en association avec des parcours spécifiques de l&#39;administration. Ici, trois méthodes couramment utilisées de l&#39;administration systémique (intraveineuse, intrapéritonéale et orale) ainsi qu&#39;une méthode pour la distribution locale (convection-enhanced delivery) est démontrée chez la souris.

Drug Delivery systémique et locale pour traiter les maladies du système nerveux central dans les modèles rongeurs

Thorough preclinical testing of central nervous system (CNS) therapeutics includes a consideration of routes of administration and agent biodistribution ...

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30.2K vues.  University of California, San Francisco - UCSF. Approfondie des essais précliniques de médicaments qui agissent sur le système nerveux central implique souvent évaluer et comparer la biodistribution de drogue en association avec des parcours spécifiques de l'administration. Ici, trois méthodes couramment utilisées de l'administration systémique (intraveineuse, intrapéritonéale et orale) ainsi qu'une méthode pour la distribution locale (convection-enhanced delivery) est démontrée chez la souris....

Vidéo: Systemic and Local Drug Delivery for Treating Diseases of the Central Nervous System in Rodent Models

Multimodal Imaging of Stem Cell Implantation in the Central Nervous System of Mice

During the past decade, stem cell transplantation has gained increasing interest as primary or secondary therapeutic modality for a variety of diseases, both in preclinical and clinical studies. However, to date results regarding functional outcome and/or tissue regeneration following stem cell transplantation are quite diverse. Generally, a clinical benefit is observed without profound understanding of the underlying mechanism(s)1. Therefore, multiple efforts have led to the development of different molecular imaging modalities to monitor stem cell grafting with the ultimate aim to accurately evaluate survival, fate and physiology of grafted stem cells and/or their micro-environment. Changes observed in one or more parameters determined by molecular imaging might be related to the observed clinical effect. In this context, our studies focus on the combined use of bioluminescence imaging (BLI), magnetic resonance imaging (MRI) and histological analysis to evaluate stem cell grafting.
BLI is commonly used to non-invasively perform cell tracking and monitor cell survival in time following transplantation2-7, based on a biochemical reaction where cells expressing the Luciferase-reporter gene are able to emit light following interaction with its substrate (e.g. D-luciferin)8, 9. MRI on the other hand is a non-invasive technique which is clinically applicable10 and can be used to precisely locate cellular grafts with very high resolution11-15, although its sensitivity highly depends on the contrast generated after cell labeling with an MRI contrast agent. Finally, post-mortem histological analysis is the method of choice to validate research results obtained with non-invasive techniques with highest resolution and sensitivity. Moreover end-point histological analysis allows us to perform detailed phenotypic analysis of grafted cells and/or the surrounding tissue, based on the use of fluorescent reporter proteins and/or direct cell labeling with specific antibodies.
In summary, we here visually demonstrate the complementarities of BLI, MRI and histology to unravel different stem cell- and/or environment-associated characteristics following stem cell grafting in the CNS of mice. As an example, bone marrow-derived stromal cells, genetically engineered to express the enhanced Green Fluorescent Protein (eGFP) and firefly Luciferase (fLuc), and labeled with blue fluorescent micron-sized iron oxide particles (MPIOs), will be grafted in the CNS of immune-competent mice and outcome will be monitored by BLI, MRI and histology (Figure 1).

This article describes an optimized sequence of events for multimodal imaging of cellular grafts in rodent brain using: (i) in vivo bioluminescence and magnetic resonance imaging, and (ii) post mortem histological analysis. Combining these imaging modalities on a single animal allows cellular graft evaluation with high resolution, sensitivity and specificity.

Imagerie multimodale d&#39;implantation de cellules souches dans le système nerveux central de souris

During the past decade, stem cell transplantation has gained increasing interest as primary or secondary therapeutic modality for a variety of diseases, ...

Recherche

Neurosciences

Production of Lentiviral Vectors for Transducing Cells from the Central Nervous System

Efficient gene delivery in the central nervous system (CNS) is important in studying gene functions, modeling neurological diseases and developing therapeutic approaches. Lentiviral vectors are attractive tools in transduction of neurons and other cell types in CNS as they transduce both dividing and non-dividing cells, support sustained expression of transgenes, and have relatively large packaging capacity and low toxicity 1-3. Lentiviral vectors have been successfully used in transducing many neural cell types in vitro 4-6 and in animals 7-10.
Great efforts have been made to develop lentiviral vectors with improved biosafety and efficiency for gene delivery. The current third generation replication-defective and self-inactivating (SIN) lentiviral vectors are depicted in Figure 1. The required elements for vector packaging are split into four plasmids. In the lentiviral transfer plasmid, the U3 region in the 5' long terminal repeat (LTR) is replaced with a strong promoter from another virus. This modification allows the transcription of the vector sequence independent of HIV-1 Tat protein that is normally required for HIV gene expression 11. The packaging signal (&Psi;) is essential for encapsidation and the Rev-responsive element (RRE) is required for producing high titer vectors. The central polypurine tract (cPPT) is important for nuclear import of the vector DNA, a feature required for transducing non-dividing cells 12. In the 3' LTR, the cis-regulatory sequences are completely removed from the U3 region. This deletion is copied to 5' LTR after reverse transcription, resulting in transcriptional inactivation of both LTRs. Plasmid pMDLg/pRRE contains HIV-1 gag/pol genes, which provide structural proteins and reverse transcriptase. pRSV-Rev encodes Rev which binds to the RRE for efficient RNA export from the nucleus. pCMV-G encodes the vesicular stomatitis virus glycoprotein (VSV-G) that replaces HIV-1 Env. VSV-G expands the tropism of the vectors and allows concentration via ultracentrifugation 13. All the genes encoding the accessory proteins, including Vif, Vpr, Vpu, and Nef are excluded in the packaging system. The production and manipulation of lentiviral vectors should be carried out according to NIH guidelines for research involving recombinant DNA (<a href="http://oba.od.nih.gov/oba/rac/Guidelines/NIH_Guidelines.pdf" target="_blank">http://oba.od.nih.gov/oba/rac/Guidelines/NIH_Guidelines.pdf</a>). An approval from individual Institutional Biological and Chemical Safety Committee may be required before using lentiviral vectors. Lentiviral vectors are commonly produced by cotransfection of 293T cells with lentiviral transfer plasmid and the helper plasmids encoding the proteins required for vector packaging. Many lentiviral transfer plasmids and helper plasmids can be obtained from Addgene, a non-profit plasmid repository (<a href="http://www.addgene.org/" target="_blank">http://www.addgene.org/</a>). Some stable packaging cell lines have been developed, but these systems provide less flexibility and their packaging efficiency generally declines over time 14, 15. Commercially available transfection kits may support high efficiency of transfection 16, but they can be very expensive for large scale vector preparations. Calcium phosphate precipitation methods provide highly efficient transfection of 293T cells and thus provide a reliable and cost effective approach for lentiviral vector production.
In this protocol, we produce lentiviral vectors by cotransfection of 293T cells with four plasmids based on the calcium phosphate precipitation principle, followed by purification and concentration with ultracentrifugation through a 20% sucrose cushion. The vector titers are determined by fluorescence- activated cell sorting (FACS) analysis or by real time qPCR. The production and titration of lentiviral vectors in this protocol can be finished with 9 days. We provide an example of transducing these vectors into murine neocortical cultures containing both neurons and astrocytes. We demonstrate that lentiviral vectors support high efficiency of transduction and cell type-specific gene expression in primary cultured cells from CNS.

In this protocol we describe production, purification and titration of lentiviral vectors. We provide an example of lentiviral vector-mediated gene delivery in primary cultured neurons and astrocytes. Our methods may also apply to other cell types in vitro and in vivo.

La production de vecteurs lentiviraux pour les cellules de transduction du Système Nerveux Central

Efficient gene delivery in the central nervous system (CNS) is important in studying gene functions, modeling neurological diseases and developing ...

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

In this article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the lipophilic fluorescent membrane marker DiI. This method allows the visualization of neuronal cell morphology in great detail. It is possible to label any cell in the CNS: cell bodies of target neurons are visualized under DIC optics or by expression of a fluorescent genetic marker such as GFP. After labeling, the DiI can be transformed into a permanent brown stain by photoconversion to allow visualization of cell morphology with transmitted light and DIC optics. Alternatively, the DiI-labeled cells can be observed directly with confocal microscopy, enabling genetically introduced fluorescent reporter proteins to be colocalised. The technique can be used in any animal, irrespective of genotype, making it possible to analyze mutant phenotypes at single cell resolution.

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

We present a technique for labeling single neurons in the central nervous system (CNS) of Drosophila embryos, which allows the analysis of neuronal morphology by either transmitted light or confocal microscopy.

Étiquetage des cellules isolées dans le système nerveux central des<em&gt; Drosophila melanogaster</em

In this  article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the ...

Direct Intraventricular Delivery of Drugs to the Rodent Central Nervous System

Due to an inability to cross the blood brain barrier, certain drugs need to be directly delivered into the central nervous system (CNS). Our lab focuses specifically on antisense oligonucleotides (ASOs), though the techniques shown in the video here can also be used to deliver a plethora of other drugs to the CNS. Antisense oligonucleotides (ASOs) have the capability to knockdown sequence-specific targets 1 as well as shift isoform ratios of specific genes 2. To achieve widespread gene knockdown or splicing in the CNS of mice, the ASOs can be delivered into the brain using two separate routes of administration, both of which we demonstrate in the video.
The first uses Alzet osmotic pumps, connected to a catheter that is surgically implanted into the lateral ventricle. This allows the ASOs to be continuously infused into the CNS for a designated period of time. The second involves a single bolus injection of a high concentration of ASO into the right lateral ventricle. Both methods use the mouse cerebral ventricular system to deliver the ASO to the entire brain and spinal cord, though depending on the needs of the study, one method may be preferred over the other.

We describe a method to target drugs to the central nervous system by either implanting a catheter or performing a bolus injection into the right lateral ventricle in mice. We focus specifically on the delivery of antisense oligonucleotides. This technique is readily adaptable to other drugs and to rats.

Livraison intraventriculaire directe des médicaments pour le système nerveux central rongeurs

Due to an inability to cross the blood brain barrier, certain drugs need to be directly delivered into the central nervous system (CNS). Our lab focuses ...

Immunohistochemical Analysis in the Rat Central Nervous System and Peripheral Lymph Node Tissue Sections

Immunohistochemistry (IHC) provides highly specific, reliable and attractive protein visualization. Correct performance and interpretation of an IHC-based multicolor labeling is challenging, especially when utilized for assessing interrelations between target proteins in the tissue with a high fat content such as the central nervous system (CNS).
Our protocol represents a refinement of the standard immunolabeling technique particularly adjusted for detection of both structural and soluble proteins in the rat CNS and peripheral lymph nodes (LN) affected by neuroinflammation. Nonetheless, with or without further modifications, our protocol could likely be used for detection of other related protein targets, even in other organs and species than here presented.

We here present an optimized, detailed protocol for double immunostaining in formalin-fixed, paraffin-embedded rat central nervous system (CNS) and peripheral lymph node (LN) tissue sections.

Analyse immunohistochimique dans le système nerveux central et périphérique Rat ganglionnaire sections de tissu

Immunohistochemistry (IHC) provides highly specific, reliable and attractive protein visualization. Correct performance and interpretation of an IHC-based ...

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution has been a long sought tool for neuroscientists in the systems-level search for the neural circuitry governing complex behavioral states. Optogenetics is a cutting-edge tool that is revolutionizing the field of neuroscience and represents one of the first systematic approaches to enable causal testing regarding the relation between neural signaling events and behavior. By combining optical and genetic approaches, neural signaling can be bi-directionally controlled through expression of light-sensitive ion channels (opsins) in mammalian cells. The current protocol describes delivery of specific wavelengths of light to opsin-expressing cells in deep brain structures of awake, freely-moving rodents for neural circuit modulation. Theoretical principles of light transmission as an experimental consideration are discussed in the context of performing in vivo optogenetic stimulation. The protocol details the design and construction of both simple and complex laser configurations and describes tethering strategies to permit simultaneous stimulation of multiple animals for high-throughput behavioral testing.

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

Optogenetics has become a powerful tool for use in behavioral neuroscience experiments. This protocol offers a step-by-step guide to the design and set-up of laser systems, and provides a full protocol for carrying out multiple and simultaneous in vivo optogenetic stimulations compatible with most rodent behavioral testing paradigms.

In vivo optogénétiques stimulation du système nerveux central pour rongeurs

The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution ...

Optical Clearing of the Mouse Central Nervous System Using Passive CLARITY

Traditionally, tissue visualization has required that the tissue of interest be serially sectioned and imaged, subjecting each tissue section to unique non-linear deformations, dramatically hampering one's ability to evaluate cellular morphology, distribution and connectivity in the central nervous system (CNS). However, optical clearing techniques are changing the way tissues are visualized. These approaches permit one to probe deeply into intact organ preparations, providing tremendous insight into the structural organization of tissues in health and disease. Techniques such as Clear Lipid-exchanged Acrylamide-hybridized Rigid Imaging-compatible Tissue-hYdrogel (CLARITY) achieve this goal by providing a matrix that binds important biomolecules while permitting light-scattering lipids to freely diffuse out. Lipid removal, followed by refractive index matching, renders the tissue transparent and readily imaged in 3 dimensions (3D). Nevertheless, the electrophoretic tissue clearing (ETC) used in the original CLARITY protocol can be challenging to implement successfully and the use of a proprietary refraction index matching solution makes it expensive to use the technique routinely. This report demonstrates the implementation of a simple and inexpensive optical clearing protocol that combines passive CLARITY for improved tissue integrity and 2,2&#8242;-thiodiethanol (TDE), a previously described refractive index matching solution.

Optical clearing techniques are revolutionizing the way tissues are visualized. In this report we describe modifications of the original Clear Lipid-exchanged Acrylamide-hybridized Rigid Imaging-compatible Tissue-hYdrogel (CLARITY) protocol that yields more consistent and less expensive results.

Clearing optique du système nerveux central de souris utilisant CLARITY passive

Traditionally, tissue visualization has required that the tissue of interest be serially sectioned and imaged, subjecting each tissue section to unique ...

A Computerized Test Battery to Study Pharmacodynamic Effects on the Central Nervous System of Cholinergic Drugs in Early Phase Drug Development

Investigating potential pharmacodynamic effects in an early phase of central nervous system (CNS) drug research can provide valuable information for further development of new compounds. A computerized and thoroughly validated battery of neuropsychological and neurophysiological tests has been shown to be sensitive to detect drug-induced effects of multiple new and existing compounds. The test battery covers the main CNS domains, which have been shown to respond to drug effects and can be repeatedly administered following drug administration to characterize the concentration-effect profile of a drug.
The standard tests in the battery are saccadic eye movement, smooth pursuit eye movement, the Bowdle visual analog scale (VAS), the Bond and Lader VAS, body sway, adaptive tracking, visual verbal learning, and quantitative electroencephalography (qEEG). However, the test battery is adaptive in nature, meaning that it can be composed and adjusted with tests fit to investigate specific drug classes, or even specific receptors.
Showing effects of new cholinergic drugs designed to have a pro-cognitive outcome has been difficult. The pharmacological challenge model is a tool for early proof-of-pharmacology. Here, a marketed drug is used to induce temporary and reversible disease-like symptoms in healthy subjects, via a pharmacological mechanism related to the disease that is targeted as indication for the new compound. The test battery was implemented to investigate the potential of the nicotinic receptor antagonist mecamylamine to be used as a challenge model for cholinergic dysfunction, as seen in neurodegenerative disorders.
A worsening of scores in a dose dependent manner on the visual verbal learning test (VVLT; a test for learning and memory abilities) and the adaptive tracking test (a measure of visuomotor control and arousal), in particular, showed that the test battery is sensitive to showing acute pharmacodynamic effect after administration of anti-cholinergic drugs.

A validated computerized battery of neuropsychological and neurophysiological tests is used to study pharmacodynamic effects on the central nervous system of newly developed drugs in early phase development. To demonstrate the test battery, the acute effects of mecamylamine and the reversal of these effects by two agonist drugs are described.

Une batterie de tests informatisés pour étudier les effets pharmacodynamiques sur le système nerveux Central des drogues cholinergiques dans la Phase précoce Drug Development

Investigating potential pharmacodynamic effects in an early phase of central nervous system (CNS) drug research can provide valuable information for ...

Quantitative Cell Biology of Neurodegeneration in Drosophila Through Unbiased Analysis of Fluorescently Tagged Proteins Using ImageJ

With the rising prevalence of neurodegenerative diseases, it is increasingly important to understand the underlying pathophysiology that leads to neuronal dysfunction and loss. Fluorescence-based imaging tools and technologies enable unprecedented analysis of subcellular neurobiological processes, yet there is still a need for unbiased, reproducible, and accessible approaches for extracting quantifiable data from imaging studies. We have developed a simple and adaptable workflow to extract quantitative data from fluorescence-based imaging studies using Drosophila models of neurodegeneration. Specifically, we describe an easy-to-follow, semi-automated approach using Fiji/ImageJ to analyze two cellular processes: first, we quantify protein aggregate content and profile in the Drosophila optic lobe using fluorescent-tagged mutant huntingtin proteins; and second, we assess autophagy-lysosome flux in the Drosophila visual system with ratiometric-based quantification of a tandem fluorescent reporter of autophagy. Importantly, the protocol outlined here includes a semi-automated segmentation step to ensure all fluorescent structures are analyzed to minimize selection bias and to increase resolution of subtle comparisons. This approach can be extended for the analysis of other cell biological structures and processes implicated in neurodegeneration, such as proteinaceous puncta (stress granules and synaptic complexes), as well as membrane-bound compartments (mitochondria and membrane trafficking vesicles). This method provides a standardized, yet adaptable reference point for image analysis and quantification, and could facilitate reliability and reproducibility across the field, and ultimately enhance mechanistic understanding of neurodegeneration.

Quantitative Cell Biology of Neurodegeneration in Drosophila Through Unbiased Analysis of Fluorescently Tagged Proteins Using ImageJ

We have developed a simple and adaptable workflow to extract quantitative data from fluorescence-imaging-based cell biological studies of protein aggregation and autophagic flux in the central nervous system of Drosophila models of neurodegeneration.

Biologie cellulaire quantitative de neurodégénération chez la drosophile grâce à l’analyse impartiale des protéines fluorescent étiquetées à l’aide de ImageJ

With the rising prevalence of neurodegenerative diseases, it is increasingly important to understand the underlying pathophysiology that leads to neuronal ...

Intrathecal Delivery of Antisense Oligonucleotides in the Rat Central Nervous System

The blood brain barrier (BBB) is an important defense against the entrance of potentially toxic or pathogenic agents from the blood into the central nervous system (CNS). However, its existence also dramatically lowers the accessibility of systemically administered therapeutic agents to the CNS. One method to overcome this, is to inject those agents directly into the cerebrospinal fluid (CSF), thus bypassing the BBB. This can be done via implantation of a catheter for either continuous infusion using an osmotic pump, or for single bolus delivery. In this article, we describe a surgical protocol for delivery of CNS-targeting antisense oligonucleotides (ASOs) via a catheter implanted directly into the cauda equina space of the adult rat spine. As representative results, we show the efficacy of a single bolus ASO intrathecal (IT) injection via this catheterization system in knocking down the target RNA in different regions of the rat CNS. The procedure is safe, effective and does not require expensive equipment or surgical tools. The technique described here can be adapted to deliver drugs in other modalities as well.

Here, we describe a method for delivering drugs to the rat central nervous system by implanting a catheter into the lumbar intrathecal space of the spine. We focus on the delivery of antisense oligonucleotides, though this method is suitable for delivery of other therapeutic modalities as well.

Livraison intrathécale d'Oligonucléotides antisens dans le système nerveux central de rat

The blood brain barrier (BBB) is an important defense against the entrance of potentially toxic or pathogenic agents from the blood into the central ...