NIH NS43798 (DMB); NIH F31 NS058138 (MRD); P30-NS045758 (CBSCR), et les anciens combattants paralysés d&#39;Amérique # 2451 (DMB) et # 2707 (MRD).

1. Up / Down plantaire Von Frey Test Le but du test est de déterminer la sensibilité tactile en mesurant la force beaucoup plus est nécessaire pour obtenir retrait de la patte de la relance. Disponibles dans le commerce calibrés monofilaments Von Frey cheveux entre les gammes de 4,56 et 6,10 sont utilisés pour stimuler la patte. Autre entrée sensorielle comme la visualisation du stimulus ou de la proprioception peut confondre des mesures de seuil tactiles afin réponses basées sur l&#39;entrée visuelle ou proprioceptive ne sont pas valides. Pour éviter la visualisation du monofilament de toucher la peau, nous testons seulement tandis que le rat est de manger des céréales. Cette distraction cognitive, garantit également que tous les rats sont testés au niveau de référence similaires de confort. Pour éviter les réponses dues à proprioceptif plutôt que d&#39;entrée tactile, nous n&#39;incluons pas les essais où le monofilament soulève ou déplace la patte. Méthodes d&#39;acclimatation A. POUR LA DÉMARCHE HAUT-BAS <ol><li> Présent fruits cereal dans la cage afin rats reconnaître et chercher la récompense alimentaire. Les rats n&#39;ont pas besoin d&#39;être privés de nourriture à n&#39;importe quel moment dans le processus de Gentling ou des tests. </li><li> Les rats sont prêts à être acclimatés à l&#39;environnement de test et les procédures une fois qu&#39;ils mangent des céréales de fruits dans la cage. Acclimatation se déroule sur au moins 4 séances de 10 minutes chacun, mais plus peuvent être nécessaires. Dix minutes par séance sont utilisés de telle sorte que les rats ne deviennent pas rassasiée avant la fin de la session. </li><li> Placez le rat dans la chambre d&#39;essai avec trois morceaux de céréales fruits. Fournir des céréales de fruits supplémentaire de une à deux à un moment où ils sont consommés. Sur la troisième session tandis que le rat est de manger, de produire des mouvements de la main sous le plancher du fil de telle sorte que le rat s&#39;habitue au mouvement en dessous de sa patte. Sur la quatrième session, appliquer le monofilament 5.18 à la surface plantaire de la patte d&#39;environ une fois par minute pour un total de dix présentations. Un rat naïf ne doit pas répondre à ce stimulus seuil sous. </li><li> Grandy les morceaux de céréales consommées, la fréquence des mictions et la défécation, la congélation, et les comportements de toilettage. Le comportement de congélation se produit de deux façons: a) le rat est accroupi au ras du sol en général près de la paroi arrière ou opposé à l&#39;examinateur et reste immobile; b) le rat est penché sur le milieu de la cage et bavarde habituellement ses dents . Comportements de congélation peut se poursuivre pendant de longues périodes de temps. </li><li> Un rat adouci qui est prêt pour les tests mangent presque sans interruption pendant 10 minutes. Il se déplace facilement dans la cage et de chercher des céréales de fruits très rapidement après avoir consommé la dernière. Surtout, le rat ne sera pas arrêter de manger ou d&#39;être distrait par les mouvements des mains sous le plancher du fil monofilament ou l&#39;application à la patte. </li></ol> ESSAIS B. POUR L&#39;APPROCHE UP-DOWN <ol><li> Les rats produisent des vocalisations de détresse qui sont au-dessus de notre gamme sonore humaine. Les rats qui attendent d&#39;être testés doivent être conservés dans une pièce séparée afin qu&#39;ils ne peuvent pas entendre ces COVgénéralisations. </li><li> Les rats avec lésion de la moelle épinière qui sont appropriés pour des tests de haut en bas von Frey cheveux doivent démontrer de port de poids avec les membres. Membres qui sont incapables de soutenir le rat ne peut pas être fiable testé parce que l&#39;application de monofilaments déplace la patte avant les virages cheveux. </li><li> Placez un rat dans la chambre d&#39;essai avec 2 ou 3 morceaux de céréales fruits. Les rats doivent être manger pendant chaque application VFH. </li><li> Lancez un dé pour déterminer qui HL pour commencer à tester en premier. Même les chiffres représentent la patte droite et nombres impairs représentent la gauche. </li><li> Commencez la séance d&#39;essais avec le monofilament 5.18. Réponses de retrait peut se produire de 4,56 à 6,10 chez les rats normaux et la SCI et le monofilament 5,18 tombe dans le milieu de la fourchette. </li><li> Ne pas appliquer un monofilament tandis qu&#39;un rat se fige, se tapit ou ne pas manger. Si le testeur attend, parfois, ces conditions permettra de résoudre et les essais peuvent reprendre. Si le rat affiche ces comportements et la durée totale de l&#39;applicationAratus est de 20 minutes, arrêter le test retest et depuis le début de la journée suivante. Ne retirez pas le rat alors qu&#39;il est l&#39;affichage de ces comportements car cela peut augmenter leur fréquence. Attendez jusqu&#39;à ce que le rat éclate de ces modèles avant de le manipuler afin d&#39;éviter le renforcement de ces comportements. </li><li> Appuyez sur le monofilament au dermatome L5 plantaire de la patte arrière entre les patins pied jusqu&#39;à ce qu&#39;il se plie (voir la figure 1A). Cette application en douceur constante devrait prendre environ une seconde, puis l&#39;enlever de la peau. Évitez de toucher n&#39;importe quelle partie des coussinets que la sensibilité de la peau est beaucoup plus faible dans ces domaines. Cette touche unique constitue un essai. </li><li> Une réponse positive se produit lorsque le rat soulève rapidement la patte jusqu&#39;à loin de le monofilament. Le retrait doit être lancé au moment où le monofilament est retiré afin de confirmer que la réponse est associée à l&#39;application monofilament. </li><li> Regarder l&#39;animal pour une autre preuve de conscience de la mocontact nofilament tels que la vocalisation, regardant vers le bas, vers l&#39;arrière ou à la patte testé, lécher la patte, retrait de la patte soutenue ou secousses musculaires des oreilles. Les noter sur une feuille de données. Lorsque ces comportements se produisent avec retrait de la patte il sert comme preuve de la perception du stimulus supraspinal. </li><li> S&#39;il ya une réponse positive, appliquer le monofilament la plus basse suivante. S&#39;il n&#39;y a pas de réponse (négative), se déplacer jusqu&#39;à la monofilament supérieur. Laisser 30 secondes entre chaque application monofilament pour les récepteurs sensoriels de revenir à feu de base avant un nouveau test (pour prévenir l&#39;adaptation). </li><li> Poursuivre l&#39;application de monofilaments supérieures ou inférieures à la patte arrière en fonction des réponses positives ou négatives jusqu&#39;à ce que vous avez 10 essais. Ensuite, répétez sur l&#39;autre patte arrière. (Voir la fiche technique par exemple). </li><li> La plus haute VFH qui peut être testée sans introduire d&#39;entrée proprioceptive et en soulevant la patte est de 6,10. Le 6.45VFH et plus ne doit pas être utilisé parce que la patte se soulève avant le monofcoudes ilament. S&#39;il n&#39;y a pas de réponse à 6,10, puis la prochaine épreuve sera appliquer le nouveau 6,10. </li><li> Une réponse devrait être annulée et le procès doit être re-testé si l&#39;un des événements suivants se produisent lors de l&#39;application de relance ou de retrait de la patte: <ol class="lalpha"><li> Le rat n&#39;est pas continuellement manger. </li><li> Le rat s&#39;éloigne de la relance VFH avant le pliage du monofilament, ce qui rend impossible de connaître la force appliquée qui provoque la réponse de retrait. </li><li> La patte est levée par le VFH (soit avant ou après la VFH est plié) fournissant proprioceptive, en plus de la stimulation tactile. </li></ol></li><li> Une session de test peuvent généralement être achevé en moins de 15 minutes pour les deux membres postérieurs. </li></ol> C. TRAITEMENT DES DONNEES POUR LA DÉMARCHE HAUT-BAS <ol><li> Un test réussi aura 10 essais séquentiels pour chaque patte. </li><li> La valeur du seuil tactile est le plus bas monofilament qui produit le retrait de la patte &amp; ge; 50% des présentations et des 3 ou plus des présentations du monofilament ont accordée (voir la fiche technique, par exemple, les seuils sont encerclés). </li><li> Un monofilament avec seulement 2 essais au total n&#39;est pas sélectionné comme le seuil, même si un essai est positif et un négatif. Présentations multiples de la relance sont de meilleurs indicateurs de la répartition des réponses à cette force. </li><li> S&#39;il n&#39;ya pas de monofilament qui produit des réponses positives sur au moins 50% des tests, le rat est donné un score de 6,45. Cela signifie que le rat n&#39;a pas détecté le plus élevé vérifiable monofilament de 6,10 au-delà de hasard. Une valeur de 6,45 est donné parce qu&#39;il représente la valeur immédiatement supérieure à la plage testable de monofilaments. </li><li> Convertissez la valeur seuil pour les pattes droite et gauche en vigueur gramme. Les valeurs de force grammes sera fourni par le fournisseur des poils de von Frey. . Pour les données de blessures bilatérales, la force de gramme de seuil pour les deux pattes peuvent être moyennées ensemble pour donnerun score unique. </li></ol> 2. Dorsale de Von Frey Test Le but de ce test est de déterminer la sensibilité tactile chez le rat avec le contrôle moteur tels les pauvres qu&#39;ils ne peuvent pas être testées en utilisant les méthodes typiques vfh plantaires. Il quantifie le degré de force tactile est nécessaire pour produire une réponse aversive. Pour éviter les réactions aux stimuli proprioceptifs, nous n&#39;incluons pas les essais dans lesquels la patte est déplacé par le VFH lors de l&#39;application. En outre, nous n&#39;incluons pas les essais dans lesquels l&#39;VFH glisse ou brossé sur la surface dorsale du pied. Méthodes d&#39;acclimatation pour dorsale A. ESSAIS Von Frey <ol><li> Rats doux pour quatre séances de 10 minutes chacun avant les tests de base et de lésions de la moelle épinière. </li><li> Enroulez le rat dans une petite serviette de sorte que les membres postérieurs sont exposés comme le montre ci-dessous (figure 1B). Placez le rat au cours d&#39;une table avec les pattes de derrière légèrement reposant sur la surface. Utilisez la mêmeserré, mais pas une pellicule étanche et maintenez pour chaque rat. Contreventement votre avant-bras sur le bord de la table peut réduire la variabilité entre les rats. </li><li> Un rat adouci qui est prêt pour les tests ne seront pas résister à la tenue à la serviette pendant plusieurs minutes consécutives, mais vous pourriez avoir à ré-enrouler le rat 1 ou 2 fois au cours de l&#39;essai de deux pattes de derrière. </li></ol> ESSAIS B. pour dorsale ESSAIS Von Frey <ol><li> Lancez un dé pour déterminer qui derrière branche de commencer à tester en premier. Même les chiffres représentent la patte droite et nombres impairs représentent la gauche. </li><li> Enroulez le rat dans la serviette en laissant l&#39;arrière-train exposés. </li><li> Stimulus tactile est appliqué seulement après que le rat est calme et tranquille pour au moins 10 secondes. </li><li> En commençant par le VFH 4,56, appliquer le monofilament perpendiculairement à la surface dorsale entre le premier métatarsien et second environ 1 cm en amont de l&#39;articulation (figure 1C). Appliquer le monofilament dans une surface lisse, steady manière sur une intervalle d&#39;une seconde jusqu&#39;à ce qu&#39;il se plie puis l&#39;enlever. Cette touche unique constitue un essai. </li><li> Une réponse positive se produit lorsque le rat se déplace rapidement la patte loin de la relance. La direction du mouvement est souvent postérieure ou externe avant le membre postérieur est fléchie. Le retrait doit être lancé au moment où le monofilament est retiré afin de confirmer que la réponse est associée à l&#39;application monofilament. </li><li> Appliquer le monofilament 4,56 fois plus avec au moins 30 secondes entre les applications afin d&#39;éviter sensorielle &quot;liquidation&quot; et de permettre aux récepteurs sensoriels de revenir aux valeurs de base de tir avant de nouveaux essais (pour empêcher l&#39;adaptation). </li><li> Un test de stimulation doit être appliqué de nouveau si les bulletins de vfh et frôle la peau en douceur, ce qui rend la prestation plus de force d&#39;un brossage ou un balayage plutôt que d&#39;un contact pointu. </li><li> Si il ya moins de 2 (soit 1 ou 0) des réponses positives à la monofilament 4,56, l&#39;VFH supérieure est appliquée 3fois de la même manière. </li><li> De cette façon, VFHs progressivement plus de 4,56 par 5,88 sont appliqués jusqu&#39;à ce que deux ou plusieurs réponses positives se produisent ou jusqu&#39;à ce que le plus grand VFH est atteint. </li><li> Le seuil de retrait de la patte est le plus bas VFH qui provoque au moins 2 réponses positives sur 3 essais. </li><li> Répéter l&#39;opération sur l&#39;autre patte. </li><li> Une session de test peuvent généralement être achevé en 15 minutes pour les deux pattes de derrière. </li></ol> 3. Les résultats représentatifs Un test réussi se traduira par le retrait immédiat, rapide de la patte arrière à une VFH perpendiculairement appliquée à la région mi-plantaire (figure 1A) ou de la surface dorsale entre le 1 er et 2 ème métatarse 1 cm de l&#39;articulation (figure 1C) . Ces réponses sont comptabilisés pour calculer seuil tactile pour chaque patte arrière. Seuils tactiles de dorsales essais vfh en SCI aiguë a montré une excellente fidélité avec plantaires seuils vfh tirerd à des moments chroniques (figure 2). La baisse des seuils tactiles à partir de tests plantaires ou dorsaux se produire pour graduée SCI (Figure 3 3,5). Cette hypersensibilité se manifeste dès 7 jours après la SCI et est maintenue pendant toute la durée de l&#39;expérience 3-4,6. Alors que toute une gamme de sévérités SCI n&#39;affectent pas les seuils sensoriels tactiles de la patte, la baisse des seuils de se produire pour plus sévère SCI (Figure 3). Surtout, le développement de la ci-dessous au niveau allodynie est une réponse tout ou rien qui se produit quand il ya une perte de plus de 60% de la substance blanche à l&#39;épicentre lésion. (Figure 4 3). Seuils tactiles peuvent se désintégrer et de produire des réponses artificielles aux forces vfh faibles. Au moins deux conditions peut produire la carie seuil - rapidement l&#39;application de la VFH à la peau d&#39;une manière ou piquer piquant ou ne pas attendre assez longtemps entre les applications de relance. Pour être sûr queles seuils tactiles sont authentiques, des précautions doivent être prises pour appliquer chaque VFH en utilisant une approche similaire à faible vitesse et l&#39;intervalle interstimulus doit être d&#39;au moins 30 sec. Nous avons également montré que le comportement alimentaire réduit la carie 5 seuil. <img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/3247/3247fig1.jpg" /> Figure 1. Schéma et photographie montrant l&#39;emplacement de la stimulation de la VFH plantaire et dorsale von Frey cheveux (VFH) tests. A) Pour les tests VFH plantaire, les cheveux de von Frey devrait être appliquée perpendiculairement à la patte arrière mi-plantaire d&#39;environ 1 cm en arrière de la phalange moyenne (comme indiqué par la boîte rouge dans le diagramme de la surface plantaire de la patte arrière) à une vitesse lente vitesse constante jusqu&#39;à ce qu&#39;elle se plie. B et C) Pour la technique VFH dorsale, le rat est vaguement enveloppée dans une serviette chirurgicale comme le montre la photo. Le VFH est appliqué à la surface dorsale de la patte entre la première et la deuxième approximatel métatarsieny 1 cm en amont de l&#39;articulation. <img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/3247/3247fig2.jpg" /> Figure 2. Dorsaux seuils von Frey cheveux sensorielles en corrélation avec VFH plantaire standard. (N-44; coefficient de Pearson = 0,503, p &lt;0,01, r2 = 0,67). Les lignes pointillées indiquent le seuil de coupure de la sensation allodynique en utilisant soit la VFH dorsale ou les techniques vfh plantaires et indiquer que les seuils allodyniques à 7 jours après un traumatisme médullaire en utilisant le test VFH dorsale chronique prédire ci-dessous au niveau allodynie déterminée par des méthodes vfh plantaires. <img alt="Figure 3" src="/files/ftp_upload/3247/3247fig3.jpg" /> Figure 3. Les premières dorsales seuils von Frey cheveux sensorielles prédire allodynique et non-allodynique sensibilité tactile dans des sévérités de blessures à timepoints plus tard. Comparables seuils sensoriels ont eu lieu entre 7 jours après vfh dorsale SCI et 28 jours post-mesures SCI vfh plantaires. Similitude remarquable s&#39;est produite pour une<html> large éventail de SCI, avec allodynie significative noté dans modérée à sévère SCI (p &lt;0,05 vs 1,1 mm de déplacement tous les autres groupes). <img alt="Figure 4" src="/files/ftp_upload/3247/3247fig4.jpg" /> Figure 4. Pourcentage de rats recevant une laminectomie (pas de SCI) et des groupes SCI montrant patte arrière allodynie moins 6 semaines après la SCI. Allodynie a été seulement observée chez les rats avec modérés ou graves SCI (OSU ESCID dispositif de 0,9, 1,1, 1,25, 1,3 déplacements de la moelle mm) tandis que les rats ayant une forme légère SCI (0,3, 0,5, 0,7 mm déplacements de la moelle épinière) exposés des réactions normales à la stimulation tactile. Représentant coupes coronales de la moelle épinière colorées pour la myéline à l&#39;épicentre de la lésion pour laminectomie (contrôle indemne), légère (0,5 mm de déplacement), modérées (1,1 mm de déplacement) et sévère (1,3 mm de déplacement) contusions de la moelle épinière sont inclus pour montrer le degré de axonale ménager qui est associé à cette hypersensibilité. (Barre d&#39;échelle = 0,5 mm). k &quot;&gt; <img alt="Figure 5" src="/files/ftp_upload/3247/3247fig5.jpg" /> Figure 5. Une fiche de données d&#39;échantillon pour les tests de haut en bas von Frey cheveux. La valeur des cheveux et le résultat (positif ou négatif) sont enregistrées pour chaque essai. Indications de sensibilisation supraspinal des tests sont notés. A la fin du test, les réponses à chaque valeur de cheveux sont comptés. La valeur du seuil sélectionné pour les données d&#39;exemple est encerclé.

<ol>
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Les auteurs n&#39;ont rien à révéler.

Les méthodes d&#39;essai vfh présentés ici représentent deux paradigmes de test qui sont sensibles et valable pour une utilisation dans des modèles de rats SCI. Il est important, le test dorsale VFH a été créé pour l&#39;évaluation de la reprise de la sensation tactile des pattes postérieures aiguë après la mi-thoracique SCI lorsque les rats sont incapables de se tenir sur leurs membres postérieurs. Ce paradigme de test peut également être utilisé lorsque les rats à retrouver la capacité pour supporte...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nom du réactif </td><td> Entreprise </td><td> Numéro de catalogue </td><td> Commentaires </td></tr><tr><td> Semmes-Weinstein Monofilaments </td><td> Stoelting Co </td><td> 58011 </td><td></td></tr><tr><td> Boîte éleveur de poissons </td><td> Magasin d&#39;approvisionnement de l&#39;Aquarium </td><td></td><td> Trou percé dans le côté pour la livraison de céréales </td></tr><tr><td> Treillis métallique surélevé (1/4 &quot;X 1/4&quot; de la grille) </td><td> Quincaillerie </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Élastique pour maintenir la boîte éleveur de poissons en place </td><td> Craft Boutique </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Céréales sucrées </td><td> Grocery Store </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Chirurgicale serviettes Huck 16 &quot;x 23&quot; </td><td> Magasin de fournitures médicales </td><td></td><td></td></tr></tbody></table><pclass = &quot;jove_content&quot;&gt;

acute and chronic tactile sensory testing after spinal cord injury in rats

Lésions de la moelle épinière (SCI) altère les systèmes sensoriels causant l&#39;allodynie 1-8. Pour identifier les causes cellulaires et moléculaires de l&#39;allodynie, sensibles et valide les tests sensoriels dans des modèles de rats SCI est nécessaire. Cependant, jusqu&#39;à récemment, aucune méthode de test simple a été validé pour SCI afin que les méthodes normalisées n&#39;ont pas été mises en œuvre dans les laboratoires. En outre, les méthodes d&#39;essai disponibles n&#39;a pas pu être mis en œuvre de façon aiguë ou dans les cas graves déficiences motrices existé, ce qui empêche les études du développement de la SCI-induite allodynie 3. Ici, nous présentons deux méthodes validées à l&#39;aide de tests sensoriels von Frey cheveux (VFH) monofilaments qui quantifient les changements dans tactiles seuils sensoriels après SCI 4-5. Un test est le bien-établie Up-Down test qui démontre une sensibilité et une spécificité élevées dans des sévérités différentes SCI lors d&#39;un essai chronique 5. L&#39;autre test est un test récemment mis au point VFH dorsale qui peut être appliquée aiguë après SCI quand unllodynia développe, avant la récupération motrice 4-5. Chaque monofilament VFH applique une force calibrée lors d&#39;un contact à la peau de la patte arrière jusqu&#39;à ce qu&#39;il plie. Dans la méthode de haut en bas, VFHs alternance des forces supérieures ou inférieures sont utilisées sur le dermatome L5 plantaire pour délimiter les limites de retrait fléchisseurs. Forces successivement plus élevés sont appliqués jusqu&#39;au retrait se produit alors VFHs force inférieure sont utilisées jusqu&#39;à ce prélèvement cesse. Le seuil tactile reflète la force nécessaire pour obtenir le retrait de 50% des stimuli. Pour ce nouveau test, chaque VFH est appliqué à la dermatome L5 dorsale de la patte tandis que le rat est pris en charge par l&#39;examinateur. La stimulation se produit VFH dans l&#39;ordre croissant de la force jusqu&#39;à ce que au moins 2 des 3 applications à une force donnée produit retrait de la patte. Tactile seuil de sensibilité est la plus faible force de retrait pour provoquer 66% du temps. Procédures d&#39;acclimatation, les essais et la notation sont décrits. Essais aberrants qui exigent un procès retest et typique sont définis. L&#39;utilisation des animaux wtel qu&#39;approuvé par l&#39;Ohio State University et de protection des animaux Comité utilisation.

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Acute and Chronic Tactile Sensory Testing after Spinal Cord Injury in Rats

Nous décrivons deux méthodes de tests sensoriels tactiles pour des périodes aiguës ou chroniques de lésions de la moelle épinière chez le rat. Ces procédures validées peut détecter le développement et la maintenance de l&#39;allodynie des sensations semblables.

Aiguë et chronique Test tactile sensorielle après un traumatisme médullaire chez le rat

Spinal cord injury (SCI) impairs sensory systems causing allodynia1-8. To identify cellular and molecular causes of allodynia, sensitive and valid sensory ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

23.5K vues.  School of Allied Medical Professions, The Ohio State University. Nous décrivons deux méthodes de tests sensoriels tactiles pour des périodes aiguës ou chroniques de lésions de la moelle épinière chez le rat. Ces procédures validées peut détecter le développement et la maintenance de l'allodynie des sensations semblables.

Vidéo: Acute and Chronic Tactile Sensory Testing after Spinal Cord Injury in Rats

Longitudinal Evaluation of Mouse Hind Limb Bone Loss After Spinal Cord Injury using Novel, in vivo, Methodology

Spinal cord injury (SCI) is often accompanied by osteoporosis in the sublesional regions of the pelvis and lower extremities, leading to a higher frequency of fractures 1. As these fractures often occur in regions that have lost normal sensory function, the patient is at a greater risk of fracture-dependent pathologies, including death. SCI-dependent loss in both bone mineral density (BMD, grams/cm2) and bone mineral content (BMC, grams) has been attributed to mechanical disuse 2, aberrant neuronal signaling 3 and hormonal changes 4. The use of rodent models of SCI-induced osteoporosis can provide invaluable information regarding the mechanisms underlying the development of osteoporosis following SCI as well as a test environment for the generation of new therapies 5-7 (and reviewed in 8). Mouse models of SCI are of great interest as they permit a reductionist approach to mechanism-based assessment through the use of null and transgenic mice. While such models have provided important data, there is still a need for minimally-invasive, reliable, reproducible, and quantifiable methods in determining the extent of bone loss following SCI, particularly over time and within the same cohort of experimental animals, to improve diagnosis, treatment methods, and/or prevention of SCI-induced osteoporosis.
An ideal method for measuring bone density in rodents would allow multiple, sequential (over time) exposures to low-levels of X-ray radiation. This study describes the use of a new whole-animal scanner, the IVIS Lumina XR (Caliper Instruments) that can be used to provide low-energy (1-3 milligray (mGy)) high-resolution, high-magnification X-ray images of mouse hind limb bones over time following SCI. Significant bone density loss was seen in the tibiae of mice by 10 days post-spinal transection when compared to uninjured, age-matched control (na&iuml;ve) mice (13% decrease, p&lt;0.0005). Loss of bone density in the distal femur was also detectable by day 10 post-SCI, while a loss of density in the proximal femur was not detectable until 40 days post injury (7% decrease, p&lt;0.05). SCI-dependent loss of mouse femur density was confirmed post-mortem through the use of Dual-energy X-ray Absorptiometry (DXA), the current "gold standard" for bone density measurements. We detect a 12% loss of BMC in the femurs of mice at 40 days post-SCI using the IVIS Lumina XR. This compares favorably with a previously reported BMC loss of 13.5% by Picard and colleagues who used DXA analysis on mouse femurs post-mortem 30 days post-SCI 9. Our results suggest that the IVIS Lumina XR provides a novel, high-resolution/high-magnification method for performing long-term, longitudinal measurements of hind limb bone density in the mouse following SCI.

Longitudinal Evaluation of Mouse Hind Limb Bone Loss After Spinal Cord Injury using Novel, in vivo, Methodology

A longitudinal examination of bone loss in the femurs and tibiae of adult mice was performed following spinal cord injury using sequential low-dose X-ray scans. Tibia bone loss was detected throughout the study, while bone loss in the femur was not detected until 40 days post injury.

Évaluation longitudinale des souris Limb perte osseuse Hind après un traumatisme médullaire utilisant Novel, In vivo Méthodologie

Spinal cord injury (SCI) is often accompanied by osteoporosis in the sublesional regions of the pelvis and lower extremities, leading to a higher ...

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Médecine

Chronic Constriction of the Sciatic Nerve and Pain Hypersensitivity Testing in Rats

Chronic neuropathic pain, resulting from damage to the central or peripheral nervous system, is a prevalent and debilitating condition, affecting 7-18% of the population1,2. Symptoms include spontaneous (tingling, burning, electric-shock like) pain, dysaesthesia, paraesthesia, allodynia (pain resulting from normally non-painful stimuli) and hyperalgesia (an increased response to painful stimuli). The sensory symptoms are co-morbid with behavioural disabilities, such as insomnia and depression. To study chronic neuropathic pain several animal models mimicking peripheral nerve injury have been developed, one of the most widely used is Bennett and Xie's (1988) unilateral sciatic nerve chronic constriction injury (CCI)3 (Figure 1). Here we present a method for performing CCI and testing pain hypersensitivity.
CCI is performed under anaesthesia, with the sciatic nerve on one side exposed by making a skin incision, and cutting through the connective tissue between the gluteus superficialis and biceps femoris muscles. Four chromic gut ligatures are tied loosely around the sciatic nerve at 1 mm intervals, to just occlude but not arrest epineural blood flow. The wound is closed with sutures in the muscle and staples in the skin. The animal is then allowed to recover from surgery for 24 hrs before pain hypersensitivity testing begins.
For behavioural testing, rats are placed into the testing apparatus and are allowed to habituate to the testing procedure. The area tested is the mid-plantar surface of the hindpaw (Figure 2), which falls within the sciatic nerve distribution. Mechanical withdrawal threshold is assessed by mechanically stimulating both injured and uninjured hindpaws using an electronic dynamic plantar von Frey aesthesiometer or manual von Frey hairs4. The mechanical withdrawal threshold is the maximum pressure exerted (in grams) that triggers paw withdrawal. For measurement of thermal withdrawal latency, first described by Hargreaves et al (1988), the hindpaw is exposed to a beam of radiant heat through a transparent glass surface using a plantar analgesia meter5,6. The withdrawal latency to the heat stimulus is recorded as the time for paw withdrawal in both injured and uninjured hindpaws. Following CCI, mechanical withdrawal threshold, as well as thermal withdrawal latency in the injured paw are both significantly reduced, compared to baseline measurements and the uninjured paw (Figure 3). The CCI model of peripheral nerve injury combined with pain hypersensitivity testing provides a model system to investigate the effectiveness of potential therapeutic agents to modify chronic neuropathic pain. In our laboratory, we utilise CCI alongside thermal and mechanical sensitivity of the hindpaws to investigate the role of neuro-immune interactions in the pathogenesis and treatment of neuropathic pain.

Due to the simplicity of surgery and the robust behavioural outcome, chronic constriction of the sciatic nerve is one of the pre-eminent animal models of neuropathic pain. Within 24 hrs following surgery, pain hypersensitivity is established and can be quantitatively measured using a von Frey aesthesiometer (mechanical test) and plantar analgesia meter (thermal test).

Constriction chronique du nerf sciatique et les essais hypersensibilité à la douleur chez le rat

Chronic neuropathic pain, resulting from damage to the central or peripheral nervous system, is a prevalent and debilitating condition, affecting 7-18% of ...

Controlled Cervical Laceration Injury in Mice

Use of genetically modified mice enhances our understanding of molecular mechanisms underlying several neurological disorders such as a spinal cord injury (SCI). Freehand manual control used to produce a laceration model of SCI creates inconsistent injuries often associated with a crush or contusion component and, therefore, a novel technique was developed. Our model of cervical laceration SCI has resolved inherent difficulties with the freehand method by incorporating 1) cervical vertebral stabilization by vertebral facet fixation, 2) enhanced spinal cord exposure, and 3) creation of a reproducible laceration of the spinal cord using an oscillating blade with an accuracy of &plusmn;0.01 mm in depth without associated contusion. Compared to the standard methods of creating a SCI laceration such as freehand use of a scalpel or scissors, our method has produced a consistent lesion. This method is useful for studies on axonal regeneration of corticospinal, rubrospinal, and dorsal ascending tracts.

A novel technique to create a reproducible in vivo model of cervical spinal cord laceration injury in the mouse is described. This technique is based on spine stabilization by fixation of the cervical facets and laceration of the spinal cord using an oscillating blade with an accuracy of &plusmn;0.01 mm.

Contrôlé blessures de lacération du col chez la souris

Use of genetically modified mice enhances our  understanding of molecular mechanisms underlying several neurological disorders  such as a spinal cord ...

A Contusion Model of Severe Spinal Cord Injury in Rats

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is described to obtain a consistent model of severe SCI. Use of a stereotactic frame and computer controlled impactor allows for creation of reproducible injury. Hypothermia and urinary tract infection pose significant challenges in the post-operative period. Careful monitoring of animals with daily weight recording and bladder expression allows for early detection of post-operative complications. The functional results of this contusion model are equivalent to transection models. The contusion model can be utilized to evaluate the efficacy of both neuroprotective and neuroregenerative approaches.

A contusion model of severe spinal cord injury is described. Detailed pre-operative, operative and post-operative steps are described to obtain a consistent model.

Un modèle de contusion de graves lésions de la moelle épinière chez les rats

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is ...

Evaluation of Respiratory Muscle Activation Using Respiratory Motor Control Assessment (RMCA) in Individuals with Chronic Spinal Cord Injury

During breathing, activation of respiratory muscles is coordinated by integrated input from the brain, brainstem, and spinal cord. When this coordination is disrupted by spinal cord injury (SCI), control of respiratory muscles innervated below the injury level is compromised1,2 leading to respiratory muscle dysfunction and pulmonary complications. These conditions are among the leading causes of death in patients with SCI3. Standard pulmonary function tests that assess respiratory motor function include spirometrical and maximum airway pressure outcomes: Forced Vital Capacity (FVC), Forced Expiratory Volume in one second (FEV1), Maximal Inspiratory Pressure (PImax) and Maximal Expiratory Pressure (PEmax)4,5. These values provide indirect measurements of respiratory muscle performance6. In clinical practice and research, a surface electromyography (sEMG) recorded from respiratory muscles can be used to assess respiratory motor function and help to diagnose neuromuscular pathology. However, variability in the sEMG amplitude inhibits efforts to develop objective and direct measures of respiratory motor function6. Based on a multi-muscle sEMG approach to characterize motor control of limb muscles7, known as the voluntary response index (VRI)8, we developed an analytical tool to characterize respiratory motor control directly from sEMG data recorded from multiple respiratory muscles during the voluntary respiratory tasks. We have termed this the Respiratory Motor Control Assessment (RMCA)9. This vector analysis method quantifies the amount and distribution of activity across muscles and presents it in the form of an index that relates the degree to which sEMG output within a test-subject resembles that from a group of healthy (non-injured) controls. The resulting index value has been shown to have high face validity, sensitivity and specificity9-11. We showed previously9 that the RMCA outcomes significantly correlate with levels of SCI and pulmonary function measures. We are presenting here the method to quantitatively compare post-spinal cord injury respiratory multi-muscle activation patterns to those of healthy individuals.

Evaluation of Respiratory Muscle Activation Using Respiratory Motor Control Assessment RMCA in Individuals with Chronic Spinal Cord Injury

The purpose of this publication is to present our original work on a multi-muscle surface electromyographic approach to quantitatively characterize respiratory muscle activation patterns in individuals with chronic spinal cord injury using vector-based analysis.

Evaluation de l&#39;activation des muscles respiratoires aide respiratoire évaluation du contrôle moteur (MRAC) chez les personnes atteintes de maladies chroniques Spinal Cord Injury

During breathing, activation of respiratory muscles is coordinated by integrated input from the brain, brainstem, and spinal cord. When this coordination ...

Controlled Cortical Impact Model for Traumatic Brain Injury

Every year over a million Americans suffer a traumatic brain injury (TBI). Combined with the incidence of TBIs worldwide, the physical, emotional, social, and economical effects are staggering. Therefore, further research into the effects of TBI and effective treatments is necessary. The controlled cortical impact (CCI) model induces traumatic brain injuries ranging from mild to severe. This method uses a rigid impactor to deliver mechanical energy to an intact dura exposed following a craniectomy. Impact is made under precise parameters at a set velocity to achieve a pre-determined deformation depth. Although other TBI models, such as weight drop and fluid percussion, exist, CCI is more accurate, easier to control, and most importantly, produces traumatic brain injuries similar to those seen in humans. However, no TBI model is currently able to reproduce pathological changes identical to those seen in human patients. The CCI model allows investigation into the short-term and long-term effects of TBI, such as neuronal death, memory deficits, and cerebral edema, as well as potential therapeutic treatments for TBI.

Traumatic brain injuries (TBIs) remain a serious health problem. Using the controlled cortical impact surgery model, research on the effects of TBI and possible treatment methods may be performed.

Contrôlée corticale modèle d&#39;impact pour Traumatic Brain Injury

Every year over a million Americans suffer a traumatic brain injury (TBI).  Combined with the incidence of TBIs worldwide, the physical, emotional, ...

A Radio-telemetric System to Monitor Cardiovascular Function in Rats with Spinal Cord Transection and Embryonic Neural Stem Cell Grafts

High thoracic or cervical spinal cord injury (SCI) can lead to cardiovascular dysfunction. To monitor cardiovascular parameters, we implanted a catheter connected to a radio transmitter into the femoral artery of rats that underwent a T4 spinal cord transection with or without grafting of embryonic brainstem-derived neural stem cells expressing green fluorescent protein. Compared to other methods such as cannula insertion or tail-cuff, telemetry is advantageous to continuously monitor blood pressure and heart rate in freely moving animals. It is also capable of long term multiple data acquisitions. In spinal cord injured rats, basal cardiovascular data under unrestrained condition and autonomic dysreflexia in response to colorectal distension were successfully recorded. In addition, cardiovascular parameters before and after SCI can be compared in the same rat if a transmitter is implanted before a spinal cord transection. One limitation of the described telemetry procedure is that implantation in the femoral artery may influence the blood supply to the ipsilateral hindlimb.

We present a protocol for using a radio-telemetric system to record cardiovascular parameters in T4 spinal cord transected rats eight weeks after embryonic brainstem neural stem cell grafting into the lesion site. Telemetry is an advanced technique to accurately evaluate cardiovascular function in conscious freely moving spinal cord injured rats.

Un système de radio-télémétrique de surveiller la fonction cardiovasculaire chez le rat avec la moelle épinière Transection et embryonnaires souches neurales greffes cellulaires

High thoracic or cervical spinal cord injury (SCI) can lead to cardiovascular dysfunction. To monitor cardiovascular parameters, we implanted a catheter ...

Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The calibrated forceps model of compression injury is a convenient, low cost, and very reproducible animal model for SCI. We used a pair of modified forceps in accordance with the method published by Plemel et al. (2008) to laterally compress the spinal cord to a distance of 0.35 mm. In this video, we will demonstrate a dorsal laminectomy to expose the spinal cord, followed by compression of the spinal cord with the modified forceps. In the video, we will also address issues related to the care of paraplegic laboratory animals. This injury model produces mice that exhibit impairment in sensation, as well as impaired hindlimb locomotor function. Furthermore, this method of injury produces consistent aberrations in the pathology of the SCI, as determined by immunohistochemical methods. After watching this video, viewers should be able to determine the necessary supplies and methods for producing SCI of various severities in the mouse for studies on SCI and/or treatments designed to mitigate impairment after injury.

Spinal cord injury models should be highly reproducible. We demonstrate that the calibrated forceps compression model of spinal cord injury is an easy to use surgical method for generating reproducible injuries to the murine spinal cord.

Calibré Forceps modèle de compression de la moelle épinière des blessures

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The ...

Contrast Enhanced Ultrasound Imaging for Assessment of Spinal Cord Blood Flow in Experimental Spinal Cord Injury

Reduced spinal cord blood flow (SCBF) (i.e., ischemia) plays a key role in traumatic spinal cord injury (SCI) pathophysiology and is accordingly an important target for neuroprotective therapies. Although several techniques have been described to assess SCBF, they all have significant limitations. To overcome the latter, we propose the use of real-time contrast enhanced ultrasound imaging (CEU). Here we describe the application of this technique in a rat contusion model of SCI. A jugular catheter is first implanted for the repeated injection of contrast agent, a sodium chloride solution of sulphur hexafluoride encapsulated microbubbles. The spine is then stabilized with a custom-made 3D-frame and the spinal cord dura mater is exposed by a laminectomy at ThIX-ThXII. The ultrasound probe is then positioned at the posterior aspect of the dura mater (coated with ultrasound gel). To assess baseline SCBF, a single intravenous injection (400 &#181;l) of contrast agent is applied to record its passage through the intact spinal cord microvasculature. A weight-drop device is subsequently used to generate a reproducible experimental contusion model of SCI. Contrast agent is re-injected 15 min following the injury to assess post-SCI SCBF changes. CEU allows for real time and in-vivo assessment of SCBF changes following SCI. In the uninjured animal, ultrasound imaging showed uneven blood flow along the intact spinal cord. Furthermore, 15 min post-SCI, there was critical ischemia at the level of the epicenter while SCBF remained preserved in the more remote intact areas. In the regions adjacent to the epicenter (both rostral and caudal), SCBF was significantly reduced. This corresponds to the previously described &#8220;ischemic penumbra zone&#8221;. This tool is of major interest for assessing the effects of therapies aimed at limiting ischemia and the resulting tissue necrosis subsequent to SCI.

Contrast Enhanced Ultrasound imaging is a reliable in-vivo tool for quantifying spinal cord blood flow in an experimental rat spinal cord injury model. This paper contains a comprehensive protocol for application of this technique in association with a contusion model of thoracic spinal cord injury.

Contraste échographie amélioré pour l&#39;évaluation de la moelle épinière flux sanguin dans la partie expérimentale Traumatisme médullaire

Reduced spinal cord blood flow (SCBF) (i.e., ischemia) plays a key role in traumatic spinal cord injury (SCI) pathophysiology and is accordingly an ...

A Neonatal Mouse Spinal Cord Compression Injury Model

Spinal cord injury (SCI) typically causes devastating neurological deficits, particularly through damage to fibers descending from the brain to the spinal cord. A major current area of research is focused on the mechanisms of adaptive plasticity that underlie spontaneous or induced functional recovery following SCI. Spontaneous functional recovery is reported to be greater early in life, raising interesting questions about how adaptive plasticity changes as the spinal cord develops. To facilitate investigation of this dynamic, we have developed a SCI model in the neonatal mouse. The model has relevance for pediatric SCI, which is too little studied. Because neural plasticity in the adult involves some of the same mechanisms as neural plasticity in early life1, this model may potentially have some relevance also for adult SCI. Here we describe the entire procedure for generating a reproducible spinal cord compression (SCC) injury in the neonatal mouse as early as postnatal (P) day 1. SCC is achieved by performing a laminectomy at a given spinal level (here described at thoracic levels 9-11) and then using a modified Yasargil aneurysm mini-clip to rapidly compress and decompress the spinal cord. As previously described, the injured neonatal mice can be tested for behavioral deficits or sacrificed for ex vivo physiological analysis of synaptic connectivity using electrophysiological and high-throughput optical recording techniques1. Earlier and ongoing studies using behavioral and physiological assessment have demonstrated a dramatic, acute impairment of hindlimb motility followed by a complete functional recovery within 2 weeks, and the first evidence of changes in functional circuitry at the level of identified descending synaptic connections1.

This article describes a method for generating a reproducible spinal cord compression injury (SCI) in the neonatal mouse. The model provides an advantageous platform for studying mechanisms of adaptive plasticity that underlie spontaneous functional recovery.

Un nouveau-né de la moelle épinière de souris Compression Modèle de lésion

Spinal cord injury (SCI) typically causes devastating neurological deficits, particularly through damage to fibers descending from the brain to the spinal ...