Nous sommes reconnaissants envers le Dr Andrew Hollander, Sara Davis, Lee Shuman, Tim Jenkins, et le Dr Xu Xiangsheng pour leur expertise. Nous reconnaissons l&#39;appui du Dr Ann Kennedy. BCB a été pris en charge sur la formation Radiation Biology Grant C5T32CA009677. JFD a été pris en charge sur le prix de Burroughs Wellcome carrière pour les scientifiques médicaux (1006792). JLB a été pris en charge par la subvention hausses (5 R25 CA140116-03). Nous tenons à remercier le Dr Steve Hahn dont les encouragements et le soutien a contribué à rendre notre recherche possible. Nous tenons également à remercier l&#39;Université de Pennsylvanie Centre de Nano-Bio Interface (NBIC) et le Dr Dennis Discher d&#39;encouragement et des commentaires utiles. Nous reconnaissons le Fonds pour l&#39;imagerie des petits animaux (SAIF) à l&#39;Université de Pennsylvanie pour l&#39;utilisation de leurs installations centrales IRM et optique / bioluminescence. Ces techniques ont été développées dans le cadre de projets qui ont été soutenus par le National Institutes of Health (RC1 CA145075 et K08 NS076548-01).

A. Préparation pré-opératoire des cellules tumorales <ol><li> Transduction des cellules U251 glioblastome multiforme avec un vecteur d&#39;expression lentiviral (pGreenFire, Système Biosciences) pour exprimer de manière stable le gène de la luciférase de luciole. </li><li> Ces cellules ont été cultivées dans 10 ml de modification complète de Dulbecco du milieu de Eagle (DMEM), qui se compose de DMEM supplémenté avec du sérum de veau foetal à 10%, 1% de pénicilline-streptomycine et 1% acides aminés non essentiels dans un flacon T75 culture tissulaire incubation à 5% C0 2 et 37 ° C. </li><li> Effectuer culture cellulaire standard, à commencer par lavage des cellules avec du tampon phosphate salin (PBS), suivie par trypsinisation. </li><li> Étancher la trypsine avec du DMEM complet, transférer la solution dans une fiole conique de 50 ml et déterminer la concentration cellulaire en utilisant le compteur Coulter. </li><li> Centrifuger les cellules récoltées dans du DMEM complet pendant 3 min à environ 3000 tours par minute. </li><li> Après centrifugation, aspirer desf le support en laissant seulement un culot de cellules au fond de la fiole conique de 50 ml. </li><li> Travailler rapidement pour empêcher les cellules de se dessécher, remettre en suspension les cellules dans un volume de frais DMEM complet pour obtenir la concentration désirée de 50.000 cellules / ul et le transfert dans un flacon de 2 ml stérile placé sur la glace. </li><li> Cellules sur la glace doivent être brièvement au vortex sur un réglage bas à chaque ~ 20 min pour empêcher l&#39;adhérence cellulaire. Les cellules peuvent être utilisées en toute sécurité pour les implantations intra-crâniennes jusqu&#39;à deux heures après la pose sur la glace. </li></ol> Implantation B. xénogreffe orthotopique <ol><li> Peser nude athymiques NCr souris (nu / nu) afin d&#39;établir une base de référence, pré-implantatoire poids. Nous avons l&#39;habitude de sélectionner des souris 6-10 semaines d&#39;âge avec des poids compris entre 17 et 24 grammes. </li><li> 1 h avant l&#39;implantation, pré-médicamenter la souris avec 5 mg / kg de la non-stéroïdiens anti-inflammatoire du méloxicam par injection sous-cutanée comme traitement de la douleur post-opératoire et de l&#39;inflammation. </li><li> Anesthetize l&#39;animal avec une injection intrapéritonéale d&#39;un mélange kétamine / xylazine à la dose de 140 mg / kg et 10 mg / kg, respectivement. </li><li> Assurez-vous que la souris est suffisamment anesthésié en évaluant la réponse spontanée de l&#39;animal à un pincement de l&#39;orteil. Si l&#39;animal répond à la pincement de l&#39;orteil, retarder la procédure jusqu&#39;à ce que l&#39;anesthésie ne peut prendre effet ou d&#39;envisager l&#39;injection de l&#39;anesthésie supplémentaire (&lt;25% du montant initial). </li><li> Préparer la souris anesthésiée pour le positionnement dans le numérique Stoelting Juste pour plate-forme stéréotaxique souris (Stoelting Inc) en accrochant les dents de la souris incisives dans la barre morsure du dispositif de contention museau et serrer la pince le nez sur le museau tout en veillant à ce que la tête de la souris se trouve sur une surface plane. </li><li> Transférer le contenu de la souris à la plate-forme stéréotaxique Stoelting, en ajustant la position de l&#39;animal de telle sorte que les extrémités des barres d&#39;oreilles sont à l&#39;extrémité caudale du canal auditif. Une fois crânio-caudale à l&#39;animal de positionnement a été adjusted, fixez la barre de morsure au cadre stéréotaxique. La souris doit être posé sur une plaque chauffante cabinet plastique (Harvard Apparatus) fixé avec du ruban adhésif à la plate-forme Stoelting de fournir régulation de la température contrôlé par rétroaction pendant la chirurgie. </li><li> Réglez la hauteur des barres d&#39;oreilles que nécessaire et ensuite avancer les barres d&#39;oreilles dans la partie caudale du canal de l&#39;oreille, leur assurant de telle sorte que la tête de la souris est dans un plan de niveau et immobilisé sur le toucher du doigt. Surveiller attentivement les signes de détresse respiratoire après la pose des barres d&#39;oreilles. Desserrer et repositionner si l&#39;animal est en détresse. </li><li> Insérez la pointe lubrifiée d&#39;une sonde de température rectale connecté au contrôleur de température TCAT-2DF (Harvard Apparatus) pour surveiller la température de l&#39;animal et de fournir d&#39;asservissement à la plaque chauffante placée sous la souris pour maintenir la température corporelle de l&#39;animal à 36 ° C pendant la procédure. </li><li> Appliquer une pommade ophtalmique pour les yeux à prèvent séchage. </li><li> Appliquer la solution de bétadine au dessus de la tête de la souris pour désinfecter le site d&#39;incision, en prenant soin d&#39;éviter les yeux. </li><li> Effectuer un pincement de l&#39;orteil pour confirmer la souris est inconscient, offrant une petite quantité supplémentaire de kétamine / xylazine (&lt;25% de la dose initiale) si nécessaire. </li><li> Nettoyer le bit 0,45 mm de forage fraise (Stoelting) fixé à la perceuse (Foredom micro-foret) en utilisant un tampon d&#39;alcool, puis la stérilisation du trépan de forage dans un stérilisateur à billes de verre (500 Germinator, CellPoint Scientific) pendant 15 s, que l&#39;immersion dans l&#39;outil de forage les perles stérilisateur. </li><li> L&#39;aide d&#39;un scalpel stérile, faire une incision 0,75 cm longitudinalement dans le centre du cuir chevelu s&#39;étendant du niveau des yeux caudale. Confirmer visualisation du bregma. </li><li> Fixer le support de forage de la plate-forme Stoelting et placer un foret (Foredom micro-foret) avec un bit 0,45 mm de forage fraise (Stoelting) dans le porte-foret, en le fixant en position. </li><li> Placez le foret exactement sur til bregma puis zéro sur les coordonnées x, y, z les coordonnées de l&#39;affichage numérique stéréotaxique. Déplacer la pointe du foret de 2 mm d&#39;une position postérieure et latérale de 1,5 mm au bregma dans l&#39;hémisphère cérébral droit et de forage dans le crâne de l&#39;animal avec le foret Foredom, percer uniquement l&#39;os. Un tampon de coton stérile peut être utilisé pour rétracter légèrement les bords de l&#39;incision afin de faciliter la visualisation de la boîte crânienne. </li><li> Retirer le foret et le porte-foret de la plate-forme stéréotaxique. </li><li> Fixer la seringue Nanomite injecteur pompe (Harvard Apparatus) à la plate-forme stéréotaxique. </li><li> Retirez les piles de la glace et agiter doucement au vortex soit le flacon contenant les cellules tumorales avec des impulsions brèves ou tapotez doucement le flacon pour remettre en suspension les cellules. Dessinez une hausse de 7 pi de la suspension cellulaire à travers un calibre 30 1 &quot;aiguille à biseau long et plat attaché à une seringue de 10 ul (Hamilton seringue). Eviter grosses bulles d&#39;air dans la seringue. Assurez-vous qu&#39;il n&#39;ya pas de bulles d&#39;air dans la période initiale de 6 pi de fluide which sera le volume total injecté dans la souris. Petites bulles d&#39;air dans le dernier 1 ul ne sont pas préoccupantes. Éviter la répétition de tirage-up de la suspension cellulaire si possible pour minimiser les dommages aux cellules. </li><li> Positionner la seringue chargée dans la seringue d&#39;injection. L&#39;aide d&#39;un tampon imbibé d&#39;alcool, enlever tout le liquide de la suspension cellulaire qui apparaît à la pointe de l&#39;aiguille pour éviter toute contamination du site d&#39;incision avec les cellules cancéreuses qui peuvent résulter de tumeur qui se développe dans l&#39;espace extra. </li><li> Réglez la pompe d&#39;injection pour fournir 6,0 ul à un taux de 0,5 ul / min. Le 1 pl de la suspension cellulaire restant dans la seringue après implantation en sorte que les bulles d&#39;air qui collecte fréquemment dans la seringue ne sont pas injecté dans l&#39;animal. L&#39;injection de bulles d&#39;air peut entraîner une embolie gazeuse mortelle. </li><li> Avancer l&#39;aiguille de la seringue dans le trou de trépan maintien de l&#39;aiguille perpendiculairement (90 degrés) sur le crâne. Une fois que l&#39;aiguille a traversé le crâne, supprime la coordinaates sur l&#39;affichage numérique et stéréotaxique pour avancer lentement la pointe de l&#39;aiguille sur une période de 4 min, jusqu&#39;à ce qu&#39;elle atteigne une profondeur de 2,5 mm. L&#39;aiguille traverse le cortex et l&#39;hippocampe des portions postérieure. Les coordonnées x, y, z les coordonnées pour l&#39;implantation stéréotaxique ont été choisis pour générer une tumeur placé latéralement au sein de l&#39;hémisphère cérébral tout en évitant les blessures aux structures cérébrales critiques comme le thalamus et la proximité des ventricules, ce qui réduit la probabilité d&#39;ensemencement du liquide céphalo-rachidien avec des cellules tumorales qui peuvent donner lieu à des tumeurs rachidiennes indésirables. Un emplacement postérieur par rapport au bregma a été choisie pour réduire la probabilité d&#39;une grande tumeur localement avancé ulcérante dans l&#39;orbite. Pause avec l&#39;aiguille à une profondeur de 2 min, puis lancer l&#39;implantation de cellules. </li><li> Lors de l&#39;implantation, sécher le crâne de manière répétée avec une lance éponge microchirurgie pour enlever tout liquide contenant de la tumeur qui a peut-être porté à reflux sur le trou de trépan lorsimplantation. Éviter de perturber l&#39;aiguille avec l&#39;éponge microchirurgicale. La suppression de ce liquide doit réduire le risque de tumeur qui se développe dans l&#39;espace extra. </li><li> Après l&#39;injection est terminée, laisser l&#39;aiguille dans le cerveau pendant environ 2 minutes, puis retirer lentement l&#39;aiguille sur une période de 3-4 min. </li><li> Desserrez les barres d&#39;oreilles et le museau restrainer et enlever la souris de l&#39;appareil stéréotaxique. </li><li> Fermez le trou de trépan dans le crâne avec de la cire d&#39;os stérile déposé par le frottement de la cire d&#39;avant en arrière à travers le trou de trépan de la fin en bois d&#39;un coton-tige stérile applicateur. Poursuivre l&#39;application de cire osseuse jusqu&#39;à ce que le trou est complètement scellé et la cire osseuse sceller le trou de trépan est de niveau avec le crâne adjacent. </li><li> Re-rapprocher les bords de l&#39;incision avec des cotons-tiges stériles et appliquer la colle tissulaire vétérinaire pour sceller la plaie, en prenant soin d&#39;éviter l&#39;exposition de la colle pour les yeux de l&#39;animal. </li><li> Enfin, placez la souris sur un coussin chauffant réglé à 37 °C jusqu&#39;à ce que l&#39;animal se réveille la conscience. Transfert de l&#39;animal à sa cage d&#39;origine une fois que la souris est alerte et réactif. </li></ol> C. Bioluminescent Imaging (BLI) pour surveiller la croissance tumorale et la réponse au traitement Suivi de brèves instructions pour l&#39;imagerie bioluminescente. <ol><li> Anesthésier les souris préalablement implantées avec des tumeurs dans une chambre avec 2% d&#39;oxygène et l&#39;isoflurane. </li><li> Alors que les souris sont anesthésiées, les injecter sous-cutanée ou intrapéritonéale avec 60 pl de sel de potassium de D-luciférine dilué dans du PBS à une concentration de 50 mg / ml. </li><li> Allumez le flux de l&#39;anesthésie pour les cônes de nez dans le scanner d&#39;imagerie bioluminescente et transférer rapidement les souris au scanner de placer leurs museaux dans les cônes avant. </li><li> Placez séparateurs noirs entre les souris pour limiter le saignement de signal bioluminescent d&#39;une tumeur avec une intensité de signal élevée à une tumeur adjacente avec un signal beaucoup plus faible. </li><li> Utilisationle logiciel image vivante, prenez fréquentes expositions de série pour une durée totale maximale de 30 minutes après le moment de l&#39;injection de D-luciférine. Nous privilégions réglage de l&#39;heure d&#39;exposition sur &quot;Auto&quot; pour limiter la probabilité d&#39;une image sous ou surexposée. Aucune exposition unique doit être&gt; 5 min. </li><li> Effectuer répéter l&#39;imagerie bioluminescente à intervalles appropriés. Série d&#39;imagerie par semaine est une option raisonnable pour de nombreuses expériences longitudinales testant la réponse au traitement. </li><li> Après l&#39;acquisition d&#39;images, utilisez le programme Image Vivre logiciel pour analyser les tumeurs en traçant une région d&#39;intérêt (ROI) autour de chaque tumeur dans chaque image acquise lors de la séance d&#39;imagerie bioluminescente. Appliquer une seconde, plus petite région d&#39;intérêt pour le flanc inférieur de chaque souris dans chaque image d&#39;arrière-plan en tant que région d&#39;intérêt afin de corriger le signal de bioluminescence de la tumeur sur la base de la mesure de l&#39;intensité du signal d&#39;arrière-plan bioluminescent. Nous préférons l&#39;aide de la &quot;Radiance&quot; réglage plutôt que «compte» comme la sortieles valeurs de signal bioluminescent. </li><li> Exporter les résultats dans Excel ROI et de déterminer le maximum de fond ajustée signal bioluminescent pour chaque souris. </li><li> Répéter l&#39;imagerie bioluminescente comme indiqué pour la surveillance de série de la croissance tumorale. Dans nos expériences, nous effectuons chaque semaine BLI. Nous préférons la détermination du signal maximal BLI pour une session d&#39;imagerie donnée en prenant des expositions fréquentes au cours de 5 à 30 minutes après l&#39;injection de D-luciférine. </li></ol> D. Représentant Résultats Cette technique d&#39;implantation stéréotaxique est associé à une tumeur réussie taux de prise de 90-100% et la mortalité périopératoire faible qui est généralement inférieure à 5%. Le risque d&#39;effets secondaires indésirables est également faible avec cette technique, y compris les complications telles que l&#39;ensemencement de la moelle épinière de cellules tumorales implantées dans les ventricules, ou extracrânienne croissance tumorale soit de l&#39;ensemencement de l&#39;incision avec des cellules tumorales ou la fermeture inadéquate du trou de trépan unllowing tumeur intracrânienne d&#39;étendre à travers l&#39;ouverture dans le crâne. Analyse ex vivo de xénogreffes tumorales démontré domaines attendus de l&#39;hypoxie, une expression accrue de VEGF, et une nécrose. Microscopie à fluorescence de la protéine fluorescente verte (GFP) exprimé de façon stable par notre lignée cellulaire GBM a révélé la nature infiltrante de ces xénogreffes. La figure 1 montre les résultats d&#39;une implantation stéréotaxique réussie typique des cellules de glioblastome dans le cerveau d&#39;une souris. Il s&#39;agit d&#39;un scanner du cerveau par IRM pondérée en T2 d&#39;un cerveau de souris réalisée avec un aimant de 9,4 Tesla 21 jours après l&#39;implantation de la technique décrite ici. La figure 1 montre un seul centre de la tumeur dans l&#39;hémisphère droit (contour en rose) mesure 19 mm 3 qui se localise dans les coordonnées précises du site d&#39;implantation. La figure 2 montre les résultats de l&#39;imagerie bioluminescente utilisant la techn<html> iques décrit ici pour un groupe de 10 souris avec des tumeurs stéréotaxique implantés qui étaient uniformément stratifié selon l&#39;intensité maximale du signal de bioluminescence pour recevoir soit une irradiation crânienne (4 x 4 fractions Gy par jour) ou pas de traitement du tout. Dans cette expérience, l&#39;imagerie bioluminescente montre que la radiothérapie inhibe la prolifération des tumeurs implantées, résultant en aucune augmentation du signal détecté bioluminescent, tandis que le signal augmente sensiblement dans les tumeurs de contrôle maquette irradiés, en raison de la prolifération incontrôlée des cellules cancéreuses. La figure 1 (vidéo). Coronales coupes IRM d&#39;un cerveau de souris contenant une tumeur U251 glioblastome multiforme avec remodelage du volume tumoral (en rose). L&#39;analyse a été réalisée à l&#39;aide d&#39;un protocole d&#39;écho de spin pondérée en T2 sur un scanner de 9,4 Tesla. <a href="http://www.jove.com/files/ftp_upload/4089/4089movie1.m4v" target="_blank">Cliquez ici pour voir le film</a> . Re 2 &quot;src =&quot; / files/ftp_upload/4089/4089fig2.jpg &quot;/&gt; Figure 2. 10 souris avec des tumeurs implantées stéréotaxique glioblastome multiforme ont été traités soit par radiothérapie externe de 16 Gy en 4 fractions ou aucun traitement. Les souris ont été imagées avec l&#39;imagerie bioluminescente avant le traitement et la semaine après le début du traitement. Le graphique présente bioluminescence relative calculée comme facteur de variation médiane où le changement de pliage est définie comme le rapport de la valeur maximale de courant BLI de pré-traitement BLI valeur maximale.

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	<li>Stupp, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Radiotherapy+plus+concomitant+and+adjuvant+temozolomide+for+glioblastoma.">Radiotherapy plus concomitant and adjuvant temozolomide for glioblastoma.</a> N. Engl. J. Med. 352, 987-996 (2005).</li><li>Jacobs, V. L., Valdes, P. A., Hickey, W. F., De Leo, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Current+review+of+in+vivo+GBM+rodent+models:+emphasis+on+the+CNS-1+tumour+model.">Current review of in vivo GBM rodent models: emphasis on the CNS-1 tumour model.</a> ASN Neuro. 3, e00063 (2011).</li><li>Shelton, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+pre-clinical+in+vivo+mouse+model+for+malignant+brain+tumor+growth+and+invasion.">A novel pre-clinical in vivo mouse model for malignant brain tumor growth and invasion.</a> J. Neurooncol. 99, 165-176 (2010).</li><li>Brehar, F. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+development+of+xenograft+glioblastoma+implants+in+nude+mice+brain.">The development of xenograft glioblastoma implants in nude mice brain.</a> J. Med. Life. 1, 275-286 (2008).</li><li>Ozawa, T., James, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Establishing+Intracranial+Brain+Tumor+Xenografts+With+Subsequent+Analysis+of+Tumor+Growth+and+Response+to+Therapy+using+Bioluminescence+Imaging.">Establishing Intracranial Brain Tumor Xenografts With Subsequent Analysis of Tumor Growth and Response to Therapy using Bioluminescence Imaging.</a> J. Vis. Exp. (41), e1986 (2010).</li><li>Radaelli, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Immunohistopathological+and+neuroimaging+characterization+of+murine+orthotopic+xenograft+models+of+glioblastoma+multiforme+recapitulating+the+most+salient+features+of+human+disease.">Immunohistopathological and neuroimaging characterization of murine orthotopic xenograft models of glioblastoma multiforme recapitulating the most salient features of human disease.</a> Histol. Histopathol. 24, 879-891 (2009).</li><li>Baumann, B. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Enhancing+the+efficacy+of+drug-loaded+nanocarriers+against+brain+tumors+by+targeted+radiation+therapy.">Enhancing the efficacy of drug-loaded nanocarriers against brain tumors by targeted radiation therapy.</a> , (2012).</li><li>Baumann, B. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+integrated+method+for+reproducible+and+accurate+image-guided+stereotactic+cranial+irradiation+of+brain+tumors+using+the+Small+Animal+Radiation+Research+Platform+(SARRP).">An integrated method for reproducible and accurate image-guided stereotactic cranial irradiation of brain tumors using the Small Animal Radiation Research Platform (SARRP).</a> Transl. Oncol. , (2012).</li><li>Park, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=MicroPET/CT+imaging+of+an+orthotopic+model+of+human+glioblastoma+multiforme+and+evaluation+of+pulsed+low-dose+irradiation.">MicroPET/CT imaging of an orthotopic model of human glioblastoma multiforme and evaluation of pulsed low-dose irradiation.</a> Int. J. Radiat. Oncol. Biol. Phys. 80, 885-892 (2011).</li><li>Szentirmai, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Noninvasive+bioluminescence+imaging+of+luciferase+expressing+intracranial+U87+xenografts:+correlation+with+magnetic+resonance+imaging+determined+tumor+volume+and+longitudinal+use+in+assessing+tumor+growth+and+antiangiogenic+treatment+effect.">Noninvasive bioluminescence imaging of luciferase expressing intracranial U87 xenografts: correlation with magnetic resonance imaging determined tumor volume and longitudinal use in assessing tumor growth and antiangiogenic treatment effect.</a> Neurosurgery. 58, 365-372 (2006).</li><li>Dinca, E. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bioluminescence+monitoring+of+intracranial+glioblastoma+xenograft:+response+to+primary+and+salvage+temozolomide+therapy.">Bioluminescence monitoring of intracranial glioblastoma xenograft: response to primary and salvage temozolomide therapy.</a> J. Neurosurg. 107, 610-616 (2007).</li></ol>

Aucun conflit d&#39;intérêt déclaré.

La méthode d&#39;implantation stéréotaxique de cellules cancéreuses chez les souris décrites dans cet article génère de façon reproductible des tumeurs qui sont raisonnablement récapitulent le modèle d&#39;infiltration et de croissance rapide du glioblastome multiforme clinique 2, 6-8. Cette technique est particulièrement bien adaptée à une stratification des expériences souris uniformément sur différents groupes de traitement où les tumeurs de taille comparable reproductibles et les proprié...

<table border="1"><tbody><tr><td> Description </td><td> Fournisseur </td><td> Numéro de catalogue </td><td> Commentaires </td></tr><tr><td> Numérique Juste pour souris stéréotaxique Instrument </td><td> Stoelting </td><td> 51730D </td><td> Plate-forme pour l&#39;implantation stéréotaxique de souris </td></tr><tr><td> La kétamine / xylazine </td><td></td><td></td><td> Anesthésie injectable </td></tr><tr><td> Pommade Vétérinaire Puralube (ophtalmique) </td><td> Amazon.com </td><td></td><td> Pour éviter le dessèchement des yeux de la souris </td></tr><tr><td> percer support pour la plate-forme stéréotaxique </td><td> Stoelting </td><td> 51681 </td><td></td></tr><tr><td> Micromoteur Perceuse électrique </td><td> Stoelting </td><td> 51449 </td><td> Pour percer à travers le crâne </td></tr><tr><td> 0,45 mm bits foret en carbure </td><td> Stoelting </td><td> 514551 </td><td></td></tr><tr><td> Cotons-tiges stériles </td><td> Fisher Scientific </td><td> 23-400-100 </td><td></td></tr><tr><td> Billes de verre sec stérilisateur (Germinator 500) </td><td> Braintree scientifique </td><td> GER-5287 </td><td> Pour stériliser les instruments chirurgicaux en métal </td></tr><tr><td> Souris sonde rectale </td><td> Braintree scientifique </td><td> RET-3-ISO </td><td> Compatible avec le régulateur de température </td></tr><tr><td> Contrôleur de température (TCAT-2DF) </td><td> Harvard Apparatus </td><td> 727561 </td><td> Régulateur de température pour maintenir la température des animaux au cours de la chirurgie </td></tr><tr><td> Petite plaque chauffante </td><td> Harvard Apparatus </td><td> 727617 </td><td> Pour une utilisation avec régulateur de température pour chauffer la souris pendant la chirurgie. La plaque chauffante place sous la souris sur la plate-forme stéréotaxique. </td></tr><tr><td> Scalpels jetables </td><td> BD Bard-Parker </td><td> 2015-11 </td><td> N ° 10 scalpel </td></tr><tr><td> Seringue de 10 microlitre </td><td> Hamilton </td><td> 7635-01 </td><td> Pour l&#39;injection des cellules tumorales </td></tr><tr><td> 30 aiguilles de calibre, 1 &quot;de long, à bout plat </td><td> Hamilton </td><td> Divers </td><td> Doivent être compatibles avec la seringue de 10 ul </td></tr><tr><td> Nanomite pompe seringue programmable </td><td> Harvard Apparatus </td><td> 704507 </td><td> Numérique motorisé seringue d&#39;injection pour appareil stéréotaxique </td></tr><tr><td> Cellulose compresses stériles lance chirurgicales </td><td> Ultracell </td><td> 40410 </td><td> Pour sécher le domaine de la chirurgie </td></tr><tr><td> La cire à os </td><td> Ethicon </td><td> W31 </td><td> Pour sceller le trou de trépan </td></tr><tr><td> Tissumend II synthétique résorbable histoadhésif </td><td> Des produits vétérinaires Laboratoires </td><td> 3002931 </td><td> Pour sceller l&#39;incision </td></tr><tr><td> Pompe d&#39;eau chaude avec coussin chauffant </td><td> Gaymar </td><td> TP-650 </td><td> Souris réchauffe en période post-opératoire </td></tr><tr><td> IVIS Lumina II </td><td> Caliper Life Sciences </td><td></td><td> Bioluminescent imageur </td></tr><tr><td> Sel de potassium de D-luciférine </td><td> Or la biotechnologie </td><td> CHANCE-1 </td><td> Luciférine pour l&#39;imagerie bioluminescente </td></tr></tbody></table>

stereotactic intracranial implantation and in vivo bioluminescent imaging of tumor xenografts in a mouse model system of glioblastoma multiforme

Le glioblastome multiforme (GBM) est un cancer de haut grade du cerveau primaire avec une survie médiane de seulement 14,6 mois chez les humains, malgré norme tri-modalité de traitement consistant en une résection chirurgicale, la radiothérapie post-opératoire et la chimiothérapie témozolomide 1. De nouvelles approches thérapeutiques sont clairement nécessaires pour améliorer la survie des patients et la qualité de vie. Le développement de stratégies de traitement plus efficaces serait facilitée par des modèles animaux de GBM qui récapitulent les maladies humaines tout en permettant l&#39;imagerie en série pour contrôler la croissance tumorale et la réponse au traitement. Dans cet article, nous décrivons notre technique d&#39;implantation stéréotaxique précise de bio-imageables cellules cancéreuses GBM dans le cerveau des souris nude résultant de xénogreffes tumorales qui récapitulent les principales caractéristiques cliniques de GBM 2. Cette méthode donne des tumeurs qui sont reproductibles et sont situés dans des endroits précis anatomiques tout en permettant l&#39;imagerie in vivo de marqueurs bioluminescents série surveiller intrala croissance des xénogreffes crânienne et de la réponse aux traitements de 3-5. Cette méthode est également bien toléré par les animaux avec une morbidité péri-opératoire faible et la mortalité.

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Stereotactic Intracranial Implantation and In vivo Bioluminescent Imaging of Tumor Xenografts in a Mouse Model System of Glioblastoma Multiforme

Nous décrivons une méthode intégrée pour la précision, l&#39;implantation stéréotaxique de cellules humaines de glioblastome multiforme dans le cerveau des souris nude et de série subséquente<em&gt; In vivo</em&gt; Imagerie pour surveiller la croissance et de la réponse au traitement des xénogreffes qui en résultent.

Implantation stéréotaxique intracrânienne et<em&gt; In vivo</em&gt; Imagerie bioluminescente de xénogreffes tumorales dans un système de modèle de souris de glioblastome multiforme

Glioblastoma multiforme (GBM) is a high-grade primary brain cancer with a median survival of only 14.6 months in humans despite standard tri-modality ...

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Stereotactic Intracranial Implantation and In vivo Bioluminescent Imaging of Tumor Xenografts in a Mouse Model System of Glioblastoma Multiforme

25.4K vues.  University of Pennsylvania. Nous décrivons une méthode intégrée pour la précision, l'implantation stéréotaxique de cellules humaines de glioblastome multiforme dans le cerveau des souris nude et de série subséquente In vivo Imagerie pour surveiller la croissance et de la réponse au traitement des xénogreffes qui en résultent.

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Multi-photon Imaging of Tumor Cell Invasion in an Orthotopic Mouse Model of Oral Squamous Cell Carcinoma

Loco-regional invasion of head and neck cancer is linked to metastatic risk and presents a difficult challenge in designing and implementing patient management strategies. Orthotopic mouse models of oral cancer have been developed to facilitate the study of factors that impact invasion and serve as model system for evaluating anti-tumor therapeutics. In these systems, visualization of disseminated tumor cells within oral cavity tissues has typically been conducted by either conventional histology or with in vivo bioluminescent methods. A primary drawback of these techniques is the inherent inability to accurately visualize and quantify early tumor cell invasion arising from the primary site in three dimensions. Here we describe a protocol that combines an established model for squamous cell carcinoma of the tongue (SCOT) with two-photon imaging to allow multi-vectorial visualization of lingual tumor spread. The OSC-19 head and neck tumor cell line was stably engineered to express the F-actin binding peptide LifeAct fused to the mCherry fluorescent protein (LifeAct-mCherry). Fox1nu/nu mice injected with these cells reliably form tumors that allow the tongue to be visualized by ex-vivo application of two-photon microscopy. This technique allows for the orthotopic visualization of the tumor mass and locally invading cells in excised tongues without disruption of the regional tumor microenvironment. In addition, this system allows for the quantification of tumor cell invasion by calculating distances that invaded cells move from the primary tumor site. Overall this procedure provides an enhanced model system for analyzing factors that contribute to SCOT invasion and therapeutic treatments tailored to prevent local invasion and distant metastatic spread. This method also has the potential to be ultimately combined with other imaging modalities in an in vivo setting.

A comprehensive overview of the techniques involved in generating a mouse model of oral cancer and quantitative monitoring of tumor invasion within the tongue through multi-photon microscopy of labeled cells is presented. This system can serve as a useful platform for the molecular assessment and drug efficacy of anti-invasive compounds.

Multi-photon imagerie de l&#39;invasion des cellules tumorales dans un modèle de souris orthotopique du carcinome épidermoïde oral

Loco-regional invasion of head and neck cancer is linked to metastatic risk and presents a difficult challenge in designing and implementing patient ...

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Médecine

In vivo Bioluminescence Imaging of Tumor Hypoxia Dynamics of Breast Cancer Brain Metastasis in a Mouse Model

It is well recognized that tumor hypoxia plays an important role in promoting malignant progression and affecting therapeutic response negatively. There is little knowledge about in situ, in vivo, tumor hypoxia during intracranial development of malignant brain tumors because of lack of efficient means to monitor it in these deep-seated orthotopic tumors. Bioluminescence imaging (BLI), based on the detection of light emitted by living cells expressing a luciferase gene, has been rapidly adopted for cancer research, in particular, to evaluate tumor growth or tumor size changes in response to treatment in preclinical animal studies. Moreover, by expressing a reporter gene under the control of a promoter sequence, the specific gene expression can be monitored non-invasively by BLI. Under hypoxic stress, signaling responses are mediated mainly via the hypoxia inducible factor-1&alpha; (HIF-1&alpha;) to drive transcription of various genes. Therefore, we have used a HIF-1&alpha; reporter construct, 5HRE-ODD-luc, stably transfected into human breast cancer MDA-MB231 cells (MDA-MB231/5HRE-ODD-luc). In vitro HIF-1&alpha; bioluminescence assay is performed by incubating the transfected cells in a hypoxic chamber (0.1% O2) for 24 hr before BLI, while the cells in normoxia (21% O2) serve as a control. Significantly higher photon flux observed for the cells under hypoxia suggests an increased HIF-1&alpha; binding to its promoter (HRE elements), as compared to those in normoxia. Cells are injected directly into the mouse brain to establish a breast cancer brain metastasis model. In vivo bioluminescence imaging of tumor hypoxia dynamics is initiated 2 wks after implantation and repeated once a week. BLI reveals increasing light signals from the brain as the tumor progresses, indicating increased intracranial tumor hypoxia. Histological and immunohistochemical studies are used to confirm the in vivo imaging results. Here, we will introduce approaches of in vitro HIF-1&alpha; bioluminescence assay, surgical establishment of a breast cancer brain metastasis in a nude mouse and application of in vivo bioluminescence imaging to monitor intracranial tumor hypoxia.

In vivo Bioluminescence Imaging of Tumor Hypoxia Dynamics of Breast Cancer Brain Metastasis in a Mouse Model

Bioluminescence imaging of hypoxia inducible factor-1&alpha; activity is applied to monitor intracranial tumor hypoxia development in a breast cancer brain metastasis mouse model.

Dans l&#39;imagerie de bioluminescence in vivo de la tumeur Dynamics hypoxie des métastases cérébrales du cancer du sein dans un modèle murin

It is well recognized that tumor hypoxia plays an important role in promoting malignant progression and affecting therapeutic response negatively. There ...

In vivo Dual Substrate Bioluminescent Imaging

Our understanding of how and when breast cancer cells transit from established primary tumors to metastatic sites has increased at an exceptional rate since the advent of in vivo bioluminescent imaging technologies 1-3. Indeed, the ability to locate and quantify tumor growth longitudinally in a single cohort of animals to completion of the study as opposed to sacrificing individual groups of animals at specific assay times has revolutionized how researchers investigate breast cancer metastasis. Unfortunately, current methodologies preclude the real-time assessment of critical changes that transpire in cell signaling systems as breast cancer cells (i) evolve within primary tumors, (ii) disseminate throughout the body, and (iii) reinitiate proliferative programs at sites of a metastatic lesion. However, recent advancements in bioluminescent imaging now make it possible to simultaneously quantify specific spatiotemporal changes in gene expression as a function of tumor development and metastatic progression via the use of dual substrate luminescence reactions. To do so, researchers take advantage for two light-producing luciferase enzymes isolated from the firefly (Photinus pyralis) and sea pansy (Renilla reniformis), both of which react to mutually exclusive substrates that previously facilitated their wide-spread use in in vitro cell-based reporter gene assays 4. Here we demonstrate the in vivo utility of these two enzymes such that one luminescence reaction specifically marks the size and location of a developing tumor, while the second luminescent reaction serves as a means to visualize the activation status of specific signaling systems during distinct stages of tumor and metastasis development. Thus, the objectives of this study are two-fold. First, we will describe the steps necessary to construct dual bioluminescent reporter cell lines, as well as those needed to facilitate their use in visualizing the spatiotemporal regulation of gene expression during specific steps of the metastatic cascade. Using the 4T1 model of breast cancer metastasis, we show that the in vivo activity of a synthetic Smad Binding Element (SBE) promoter was decreased dramatically in pulmonary metastasis as compared to that measured in the primary tumor 4-6. Recently, breast cancer metastasis was shown to be regulated by changes within the primary tumor microenvironment and reactive stroma, including those occurring in fibroblasts and infiltrating immune cells 7-9. Thus, our second objective will be to demonstrate the utility of dual bioluminescent techniques in monitoring the growth and localization of two unique cell populations harbored within a single animal during breast cancer growth and metastasis.

In vivo Dual Substrate Bioluminescent Imaging

Herein we describe the methods to construct, visualize, and quantify the bioluminescent reactions of both firefly and renilla luciferase enzymes expressed in metastatic breast cancer cells during their growth and metastasis in vivo.

In vivo double Substrat Bioluminescent Imaging

Our understanding of how and when breast cancer cells transit from established primary tumors to metastatic sites has increased at an exceptional rate ...

Intracranial Implantation with Subsequent 3D In Vivo Bioluminescent Imaging of Murine Gliomas

The mouse glioma 261 (GL261) is recognized as an in vivo model system that recapitulates many of the features of human glioblastoma multiforme (GBM). The cell line was originally induced by intracranial injection of 3-methyl-cholantrene into a C57BL/6 syngeneic mouse strain 1; therefore, immunologically competent C57BL/6 mice can be used. While we use GL261, the following protocol can be used for the implantation and monitoring of any intracranial mouse tumor model. GL261 cells were engineered to stably express firefly luciferase (GL261-luc). We also created the brighter GL261-luc2 cell line by stable transfection of the luc2 gene expressed from the CMV promoter. C57BL/6-cBrd/cBrd/Cr mice (albino variant of C57BL/6) from the National Cancer Institute, Frederick, MD were used to eliminate the light attenuation caused by black skin and fur. With the use of albino C57BL/6 mice; in vivo imaging using the IVIS Spectrum in vivo imaging system is possible from the day of implantation (Caliper Life Sciences, Hopkinton, MA). The GL261-luc and GL261-luc2 cell lines showed the same in vivo behavior as the parental GL261 cells. Some of the shared histological features present in human GBMs and this mouse model include: tumor necrosis, pseudopalisades, neovascularization, invasion, hypercellularity, and inflammation 1.
Prior to implantation animals were anesthetized by an intraperitoneal injection of ketamine (50 mg/kg), xylazine (5 mg/kg) and buprenorphine (0.05 mg/kg), placed in a stereotactic apparatus and an incision was made with a scalpel over the cranial midline. A burrhole was made 0.1mm posterior to the bregma and 2.3mm to the right of the midline. A needle was inserted to a depth of 3mm and withdrawn 0.4mm to a depth of 2.6mm. Two &mu;l of GL261-luc or GL261-luc2 cells (107 cells/ml) were infused over the course of 3 minutes. The burrhole was closed with bonewax and the incision was sutured.
Following stereotactic implantation the bioluminescent cells are detectable from the day of implantation and the tumor can be analyzed using the 3D image reconstruction feature of the IVIS Spectrum instrument. Animals receive a subcutaneous injection of 150&mu;g luciferin /kg body weight 20 min prior to imaging. Tumor burden is quantified using mean tumor bioluminescence over time. Tumor-bearing mice were observed daily to assess morbidity and were euthanized when one or more of the following symptoms are present: lethargy, failure to ambulate, hunched posture, failure to groom, anorexia resulting in &gt;10% loss of weight. Tumors were evident in all of the animals on necropsy.

Intracranial Implantation with Subsequent 3D In Vivo Bioluminescent Imaging of Murine Gliomas

Intracranial implantation of GL261 cells into C57BL/6 mice produces malignant gliomas that recapitulate many of the hallmarks of human glioblastoma multiforme. We used GL261 cells stably expressing luciferase to allow us to use in vivo imaging to follow tumor progression. The surgery and 3D in vivo imaging are demonstrated.

Implantation intracrânienne avec 3D ultérieures In Vivo Bioluminescent imagerie des gliomes murin

The mouse glioma 261 (GL261) is recognized as an in vivo model system that recapitulates many of the features of human glioblastoma multiforme (GBM). The ...

Live Imaging of Drug Responses in the Tumor Microenvironment in Mouse Models of Breast Cancer

The tumor microenvironment plays a pivotal role in tumor initiation, progression, metastasis, and the response to anti-cancer therapies. Three-dimensional co-culture systems are frequently used to explicate tumor-stroma interactions, including their role in drug responses. However, many of the interactions that occur in vivo in the intact microenvironment cannot be completely replicated in these in vitro settings. Thus, direct visualization of these processes in real-time has become an important tool in understanding tumor responses to therapies and identifying the interactions between cancer cells and the stroma that can influence these responses. Here we provide a method for using spinning disk confocal microscopy of live, anesthetized mice to directly observe drug distribution, cancer cell responses and changes in tumor-stroma interactions following administration of systemic therapy in breast cancer models. We describe procedures for labeling different tumor components, treatment of animals for observing therapeutic responses, and the surgical procedure for exposing tumor tissues for imaging up to 40 hours. The results obtained from this protocol are time-lapse movies, in which such processes as drug infiltration, cancer cell death and stromal cell migration can be evaluated using image analysis software.

We describe a method for imaging response to anti-cancer treatment in vivo and at single cell resolution.

Vivez l&#39;imagerie des réponses de drogues dans le microenvironnement des tumeurs dans les modèles murins de cancer du sein

The tumor microenvironment plays a pivotal role in tumor initiation, progression, metastasis, and the response to anti-cancer therapies. Three-dimensional ...

A Murine Model of Stent Implantation in the Carotid Artery for the Study of Restenosis

Despite the considerable progress made in the stent development in the last decades, cardiovascular diseases remain the main cause of death in western countries. Beside the benefits offered by the development of different drug-eluting stents, the coronary revascularization bears also the life-threatening risks of in-stent thrombosis and restenosis. Research on new therapeutic strategies is impaired by the lack of appropriate methods to study stent implantation and restenosis processes. Here, we describe a rapid and accessible procedure of stent implantation in mouse carotid artery, which offers the possibility to study in a convenient way the molecular mechanisms of vessel remodeling and the effects of different drug coatings.

A model of stent implantation in mouse carotid artery is described. Compared to other similar methods, this procedure is very rapid, simple and accessible, offering the possibility to study in a convenient way the vascular wall reaction to different drug-eluting stents and the molecular mechanisms of restenosis.

Un modèle murin d&#39;implantation d&#39;une endoprothèse dans l&#39;artère carotide pour l&#39;étude de la resténose

Despite  the considerable progress made in the stent development in the last decades,  cardiovascular diseases remain the main cause of death in western ...

A Novel High-resolution In vivo Imaging Technique to Study the Dynamic Response of Intracranial Structures to Tumor Growth and Therapeutics

We have successfully integrated previously established Intracranial window (ICW) technology 1-4 with intravital 2-photon confocal microscopy to develop a novel platform that allows for direct long-term visualization of tissue structure changes intracranially. Imaging at a single cell resolution in a real-time fashion provides supplementary dynamic information beyond that provided by standard end-point histological analysis, which looks solely at 'snap-shot' cross sections of tissue.
Establishing this intravital imaging technique in fluorescent chimeric mice, we are able to image four fluorescent channels simultaneously. By incorporating fluorescently labeled cells, such as GFP+ bone marrow, it is possible to track the fate of these cells studying their long-term migration, integration and differentiation within tissue. Further integration of a secondary reporter cell, such as an mCherry glioma tumor line, allows for characterization of cell:cell interactions. Structural changes in the tissue microenvironment can be highlighted through the addition of intra-vital dyes and antibodies, for example CD31 tagged antibodies and Dextran molecules.
Moreover, we describe the combination of our ICW imaging model with a small animal micro-irradiator that provides stereotactic irradiation, creating a platform through which the dynamic tissue changes that occur following the administration of ionizing irradiation can be assessed.
Current limitations of our model include penetrance of the microscope, which is limited to a depth of up to 900 &mu;m from the sub cortical surface, limiting imaging to the dorsal axis of the brain. The presence of the skull bone makes the ICW a more challenging technical procedure, compared to the more established and utilized chamber models currently used to study mammary tissue and fat pads 5-7. In addition, the ICW provides many challenges when optimizing the imaging.

A Novel High-resolution In vivo Imaging Technique to Study the Dynamic Response of Intracranial Structures to Tumor Growth and Therapeutics

We describe a novel in vivo imaging technique that couples fluorescent chimeric mice with intracranial windows and high-resolution 2-photon microscopy. This imaging platform aids studies of dynamic changes in brain tissue and microvasculature, at a single-cell level, following pathological insults and is adaptable to assess intracranial drug delivery and distribution.

A Novel haute résolution<em&gt; In vivo</em&gt; Technique d&#39;imagerie pour étudier la réponse dynamique des structures intracrâniennes à la croissance tumorale et de thérapeutique

We have successfully integrated previously established Intracranial window (ICW) technology 1-4 with intravital 2-photon confocal microscopy to develop a ...

In vivo 19F MRI for Cell Tracking

In vivo 19F MRI allows quantitative cell tracking without the use of ionizing radiation. It is a noninvasive technique that can be applied to humans. Here, we describe a general protocol for cell labeling, imaging, and image processing. The technique is applicable to various cell types and animal models, although here we focus on a typical mouse model for tracking murine immune cells. The most important issues for cell labeling are described, as these are relevant to all models. Similarly, key imaging parameters are listed, although the details will vary depending on the MRI system and the individual setup. Finally, we include an image processing protocol for quantification. Variations for this, and other parts of the protocol, are assessed in the Discussion section. Based on the detailed procedure described here, the user will need to adapt the protocol for each specific cell type, cell label, animal model, and imaging setup. Note that the protocol can also be adapted for human use, as long as clinical restrictions are met.

In vivo 19F MRI for Cell Tracking

We describe a general protocol for in vivo cell tracking using MRI in a mouse model with ex vivo labeled cells. A typical protocol for cell labeling, image acquisition processing and quantification is included.

In vivo 19 F IRM pour le suivi cellulaire

In vivo 19F MRI allows quantitative cell tracking without the use of ionizing radiation. It is a noninvasive technique that can be applied to humans. ...

Creating Anatomically Accurate and Reproducible Intracranial Xenografts of Human Brain Tumors

Orthotopic tumor models are currently the best way to study the characteristics of a tumor type, with and without intervention, in the context of a live animal &#8211;&#160;particularly in sites with unique physiological and architectural qualities such as the brain. In vitro and ectopic models cannot account for features such as vasculature, blood brain barrier, metabolism, drug delivery and toxicity, and a host of other relevant factors. Orthotopic models have their limitations too, but with proper technique tumor cells of interest can be accurately engrafted into tissue that most closely mimics conditions in the human brain. By employing methods that deliver precisely measured volumes to accurately defined locations at a consistent rate and pressure, mouse models of human brain tumors with predictable growth rates can be reproducibly created and are suitable for reliable analysis of various interventions. The protocol described here focuses on the technical details of designing and preparing for an intracranial injection, performing the surgery, and ensuring successful and reproducible tumor growth and provides starting points for a variety of conditions that can be customized for a range of different brain tumor models.

The brain is a unique site with qualities that are not well represented by in vitro or ectopic analyses. Orthotopic mouse models with reproducible location and growth characteristics can be reliably created with intracranial injections using a stereotaxic fixation instrument and a low pressure syringe pump.

Création anatomique précise et reproductible intracrânienne xénogreffes de tumeurs cérébrales humaines

Orthotopic tumor models are currently the best way to study the characteristics of a tumor type, with and without intervention, in the context of a live ...

Intrauterine Telemetry to Measure Mouse Contractile Pressure In Vivo

A complex integration of molecular and electrical signals is needed to transform a quiescent uterus into a contractile organ at the end of pregnancy. Despite the discovery of key regulators of uterine contractility, this process is still not fully understood. Transgenic mice provide an ideal model in which to study parturition. Previously, the only method to study uterine contractility in the mouse was ex vivo isometric tension recordings, which are suboptimal for several reasons. The uterus must be removed from its physiological environment, a limited time course of investigation is possible, and the mice must be sacrificed. The recent development of radiometric telemetry has allowed for longitudinal, real-time measurements of in vivo intrauterine pressure in mice. Here, the implantation of an intrauterine telemeter to measure pressure changes in the mouse uterus from mid-pregnancy until delivery is described. By comparing differences in pressures between wild type and transgenic mice, the physiological impact of a gene of interest can be elucidated. This technique should expedite the development of therapeutics used to treat myometrial disorders during pregnancy, including preterm labor.

Intrauterine Telemetry to Measure Mouse Contractile Pressure In Vivo

This manuscript provides a protocol for implanting telemeters in the mouse for the purpose of measuring intrauterine pressures during pregnancy.

Télémétrie intra-utérine mesurer souris contractile pression<em&gt; In Vivo</em

A complex integration of molecular and electrical signals is needed to transform a quiescent uterus into a contractile organ at the end of pregnancy. ...