Nous tenons à remercier Bob Nowak (Andor Technology) de l&#39;aide et des conseils techniques. SA-S. est soutenu par une bourse de Heisenberg de la Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG). Ce travail a été soutenu par la DFG subvention SE2016/7-1.

1. Étiquetage cellules isolées Injecter embryons au stade une cellule-avec un plasmide codant pour la GFP ou de toute protéine de fusion GFP-sous le contrôle d&#39;un promoteur β-actine. Au cours du développement, la GFP est alors exprimée d&#39;une façon mosaïque. Ici, nous avons utilisé la construction transgénique Tg [β-actine: α-actinine-GFP], ce qui place la protéine de fusion α-actinine-GFP sous le contrôle du promoteur β-actine. 2. Embedding embryon <ol class="lalpha"><li> Recueillir des embryons de poisson zèbre et de maintenir dans des conditions normales jusqu&#39;au 28 hpf (mise en scène d&#39;après 12). </li><li> Embryons Dechorionate sous le stéréomicroscope avec une pince (Dumont # 5). </li><li> Préparer une lame de microscope avec un anneau de gelée de pétrole. </li><li> Préparer un 1% à bas point de fusion d&#39;agarose / 10% tricaïne solution avec un milieu E3: faire bouillir 100 mg d&#39;agarose dans 10 ml E3 solution pour obtenir un liquide homogène et la solution d&#39;agarose, et aliquote magasinutilisé solution d&#39;agarose à -20 ° C pour une utilisation ultérieure. Pour une utilisation immédiate, laisser la solution bouillie refroidir et conserver au max. 39 ° C. Ajouter la solution mère tricaïne pour obtenir une concentration finale de 10% tricaïne. Les deux tricaïne et d&#39;agarose sont nécessaires pour empêcher des mouvements embryonnaires. </li><li> Intégrer un seul embryon à 1% d&#39;agarose à faible point de fusion / 10% tricaïne / E3 moyenne dans l&#39;anneau de la vaseline, de l&#39;embryon pose naturellement sur le côté, couvrir soigneusement avec une lamelle juste pour maintenir l&#39;embryon en place et d&#39;éviter un convexe surface qui briserait la lumière. Idéalement, le tissu musculaire embryonnaire qui seront ciblés devraient toucher la lamelle. </li></ol> 3. Embryon laser blessures <ol class="lalpha"><li> Préparer le laser micropoint et le microscope: <ol class="lroman"><li> S&#39;il vous plaît se référer au manuel micropoint laser pour obtenir des instructions détaillées sur la façon de configurer et d&#39;utiliser le laser en collaboration avec le microscope. </li><li> Sélectionnez le bonColorant pour la génération d&#39;un faisceau laser de longueur d&#39;onde 435 nm. </li><li> Réglez la puissance du laser en utilisant le curseur d&#39;atténuation. La puissance du laser doit être assez fort pour briser une vitre avec une seule impulsion (mise au point, par exemple sur la lamelle de l&#39;échantillon à tester cette). C&#39;est la puissance du laser nécessaire pour l&#39;ablation de cellules. </li></ol></li><li> Concentrer sur la région d&#39;intérêt ou d&#39;une cellule à l&#39;aide du réticule installé dans l&#39;oculaire du microscope. Utilisez un objectif 20x (40x permettra dommages plus précis, mais souvent la distance de travail ne suffit pas pour cet objectif). </li></ol> Note 1: Le laser ne sera pas seulement de blesser les cellules dans le plan focal, mais aussi des cellules au-dessus et au-dessous qui sont dans le faisceau laser. Assurez-vous avant l&#39;expérience que le laser est parfaitement monté et ajusté pour une mise au point maximale dans l&#39;axe z. Il est préférable de déterminer la profondeur de la blessure au laser avant d&#39;effectuer le test afin de savoir quelle celluleC&#39;est exactement seront blessés. <ol class="lalpha" start="3"><li> Mettre en place la lumière nécessaire à la visualisation de l&#39;expérience: fond clair pour une utilisation normale, ou de fluorescence si le ciblage d&#39;une cellule marquée par fluorescence. </li><li> Envoyer une impulsion de lumière laser à la zone cible, ou de plusieurs impulsions, en fonction du degré souhaité de blessure. </li></ol> 4. Analyse des Traumatismes et de récupération <ol class="lalpha"><li> Si vous le souhaitez, la procédure de blessure laser peut être enregistré en direct (par exemple, en utilisant l&#39;option d&#39;acquisition flux du logiciel Metamorph) 6. </li><li> Immédiatement après la blessure, l&#39;embryon doit être enlevé doucement de l&#39;agarose avec une pince et replacée dans l&#39;eau d&#39;œuf pour la récupération. </li></ol> Note 2: L&#39;activité musculaire (natation et tics) est particulièrement important pour la récupération des muscles squelettiques. Depuis l&#39;embryon ne peut pas bouger à cause de l&#39;exposition tricaïne et l&#39;ancrage rigide agarose, il n&#39;est pas recommended pour maintenir les embryons entre lame et lamelle trop longtemps. <ol class="lalpha" start="3"><li> Après récupération, les embryons peuvent être fixées et analysées comme souhaité par la lumière, la microscopie à fluorescence confocale, ou comme il est indiqué. </li></ol>

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	<li>Charge, S. B., Rudnicki, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cellular+and+molecular+regulation+of+muscle+regeneration.">Cellular and molecular regulation of muscle regeneration.</a> Physiol. Rev. 84, 209-238 (2004).</li><li>Steffen, L. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+zebrafish+runzel+muscular+dystrophy+is+linked+to+the+titin+gene.">The zebrafish runzel muscular dystrophy is linked to the titin gene.</a> Dev. Biol. 309, 180-192 (2007).</li><li>Bassett, D., Currie, P. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+a+zebrafish+model+of+muscular+dystrophy.">Identification of a zebrafish model of muscular dystrophy.</a> Clin. Exp. Pharmacol. Physiol. 31, 537-540 (2004).</li><li>Kawahara, G., Serafini, P. R., Myers, J. A., Alexander, M. S., Kunkel, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+zebrafish+dysferlin+by+morpholino+knockdown.">Characterization of zebrafish dysferlin by morpholino knockdown.</a> Biochem. Biophys. Res. Commun. 413, 358-363 (2011).</li><li>Behra, M., Etard, C., Cousin, X., Str&#228;hle, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+use+of+zebrafish+mutants+to+identify+secondary+target+effects+of+acetylcholine+esterase+inhibitors.">The use of zebrafish mutants to identify secondary target effects of acetylcholine esterase inhibitors.</a> Toxicol. Sci. 77, 325-333 (2004).</li><li>Otten, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Xirp+proteins+mark+injured+skeletal+muscle+in+zebrafish.">Xirp proteins mark injured skeletal muscle in zebrafish.</a> PLoS One. 7, e31041 (2012).</li><li>Roostalu, U., Str&#228;hle, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+imaging+of+molecular+interactions+at+damaged+sarcolemma.">In vivo imaging of molecular interactions at damaged sarcolemma.</a> Dev. Cell. 22, 515-529 (2012).</li><li>Stickney, H. L., Barresi, M. J., Devoto, S. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Somite+development+in+zebrafish.">Somite development in zebrafish.</a> Dev. Dyn. 219, 287-303 (2000).</li><li>Stellabotte, F., Dobbs-McAuliffe, B., Fernandez, D. A., Feng, X., Devoto, S. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamic+somite+cell+rearrangements+lead+to+distinct+waves+of+myotome+growth.">Dynamic somite cell rearrangements lead to distinct waves of myotome growth.</a> Development. 134, 1253-1257 (2007).</li><li>Choi, W. Y., Poss, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cardiac+regeneration.">Cardiac regeneration.</a> Curr. Top. Dev. Biol. 100, 319-344 (2012).</li><li>Stewart, S., Stankunas, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Limited+dedifferentiation+provides+replacement+tissue+during+zebrafish+fin+regeneration.">Limited dedifferentiation provides replacement tissue during zebrafish fin regeneration.</a> Dev. Biol. 365, 339-349 (2012).</li><li>Kimmel, C. B., Ballard, W. W., Kimmel, S. R., Ullmann, B., Schilling, T. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stages+of+embryonic+development+of+the+zebrafish.">Stages of embryonic development of the zebrafish.</a> Dev. Dyn. , 203-253 (1995).</li></ol>

Aucun conflit d&#39;intérêt déclaré.

Laser à médiation blessure est une méthode puissante pour infliger des blessures d&#39;une taille désirée par l&#39;ablation des cellules afin d&#39;étudier la régénération dans des conditions contrôlées dans l&#39;embryon de poisson zèbre. Notamment, les cellules peuvent être ciblées avec précision (figure 2) et à la fois le domaine des blessures ainsi que le calendrier peut être commandé. Par la suite, le site de la lésion et les processus de régénération sont facilement contrôl...

<table border="1"><tbody><tr><td> Bloc chauffant </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Paire N ° 5 forceps </td><td> Dumont </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Lames de verre </td><td> Menzel </td><td></td><td> 76 x 26 mm </td></tr><tr><td> Lamelles de </td><td> Roth </td><td></td><td> 50 x 24 mm n ° 1 </td></tr><tr><td> Vaseline </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Stéréomicroscope </td><td> Leica </td><td></td><td> MZFLIII </td></tr><tr><td> Micropoint laser </td><td> Andor Technology </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Microscope à fluorescence </td><td> Zeiss </td><td></td><td> Axioplan II </td></tr><tr><td> Metamorph logiciel </td><td> Dispositifs moléculaires </td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Réactifs <ul><li> Faible point de fusion d&#39;agarose (# 50081,Lonza) </li><li> Tricaïne solution mère: 400 mg tricaïne (# A-5040, Sigma-Aldrich) / 100 ml dH 2 O pH 9,0 </li><li> Moyen E3 (5 mM de NaCl, 0,17 mM de KCl, 0,33 mM CaCl 2, 0,33 mM MgSO 4) </li></ul></td></tr></tbody></table>

laser-inflicted injury of zebrafish embryonic skeletal muscle

Diverses approches expérimentales ont été utilisées dans la souris pour induire une lésion musculaire dans le but d&#39;étudier la régénération des muscles, y compris les injections myotoxine (bupivacaïne, cardiotoxine ou notexin), les transplantations musculaires (dénervation-dévascularisation régénération induite), l&#39;exercice intensif, mais aussi des modèles murins atteints de dystrophie musculaire tels que la souris mdx (pour une revue de ces approches voir 1). Chez le poisson zèbre, les approches génétiques comprennent des mutants qui présentent des phénotypes dystrophie musculaire (tels que runzel 2 ou sapje 3) et antisens morpholinos oligonucléotidiques qui bloquent l&#39;expression des gènes associés à la dystrophie 4. En outre, les approches chimiques sont également possibles, par exemple avec galanthamine, une inhibition de l&#39;acétylcholinestérase composé chimique, ce qui entraîne hypercontraction, ce qui conduit finalement à la dystrophie musculaire 5. Approches Cependant, génétiques et pharmacologiques généralement affecter tous les muscles dans un individu, alors que la gravité des blessures infligées sont physiquement plus facile à contrôler spatialement et temporellement 1. Localisée blessure physique permet l&#39;évaluation de muscle controlatéral comme contrôle interne. En effet, nous avons récemment utilisé laser médiée par ablation cellulaire pour étudier la régénération du muscle squelettique chez l&#39;embryon de poisson zèbre 6, tandis qu&#39;un autre groupe a récemment rapporté l&#39;utilisation d&#39;un laser à deux photons (822 nm) à des dommages très localement la membrane plasmique du muscle du poisson zèbre individu embryonnaire cellules 7. Ici, nous présentons une méthode pour utiliser le laser micropoint (Andor Technology) pour une lésion musculaire squelettique cellulaire dans l&#39;embryon de poisson zèbre. Le laser à micropointes est un laser à haute énergie, qui est adapté pour l&#39;ablation de cellules ciblée à une longueur d&#39;onde de 435 nm. Le laser est relié à un microscope (dans notre configuration, à partir d&#39;un microscope optique Zeiss) de telle sorte que le microscope peut être utilisé à la fois fou focaliser la lumière laser sur l&#39;échantillon et pour visualiser les effets de la blessure (fond clair ou fluorescence). Les paramètres de commande comprennent des impulsions laser de longueur d&#39;onde, de l&#39;intensité et du nombre d&#39;impulsions. En raison de sa transparence et externes du développement embryonnaire, l&#39;embryon du poisson zèbre se prête très bien à la fois induite par laser blessures et pour l&#39;étude de la reprise ultérieure. Entre 1 et 2 jours post-fécondation, les cellules musculaires squelettiques somitiques subir une maturation progressive d&#39;avant en arrière en raison de la progression de somitogenèse du tronc à la queue 8, 9. A ces stades, les embryons se contracter spontanément et de lancer la natation. Le poisson-zèbre a récemment été reconnue comme un organisme modèle vertébré important pour l&#39;étude de la régénération des tissus, comme de nombreux types de tissus (cardiaques, neuronales, vasculaires, etc) peuvent être régénérés après une blessure chez l&#39;adulte poisson zèbre 10, 11.

Blessures laser à médiation a été réalisée sur immobilisées 1 jour embryons âgés. Comme le montre la figure 1, un peu impulsions laser peut générer une petite plaie, facilement reconnaissable par les endommagés, enroulés, actine riches en myofibrilles qui sont normalement tendus entre les limites de somites. Un plus grand nombre d&#39;impulsions laser va cependant conduire à un bloc somite gravement endommagés, où la plupart des myofibrilles sont détruits. Néanmoins, nous pouvons litt?...

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Laser-inflicted Injury of Zebrafish Embryonic Skeletal Muscle

La méthode présentée ici comprend la blessure précise des embryons de poisson zèbre en direct avec des impulsions laser de haute énergie et l&#39;analyse subséquente de ces blessures et leur récupération avec le temps. Nous montrons aussi comment génétiquement étiquetés simple ou groupes de cellules musculaires squelettiques peuvent être suivis pendant et après la lumière laser dommages induits.

Laser-infligé des blessures de poisson zèbre muscle squelettique embryonnaire

Various experimental approaches have been used in mouse to induce muscle injury with the aim to study muscle regeneration, including myotoxin injections ...

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10.4K vues.  Max Delbrück Center for Molecular Medicine. La méthode présentée ici comprend la blessure précise des embryons de poisson zèbre en direct avec des impulsions laser de haute énergie et l'analyse subséquente de ces blessures et leur récupération avec le temps. Nous montrons aussi comment génétiquement étiquetés simple ou groupes de cellules musculaires squelettiques peuvent être suivis pendant et après la lumière laser dommages induits.