Ce travail a été soutenu par NINDS 5P30NS069250. Nous remercions Diala Chehayeb, Jeffrey Simpson, Taylor Rosenbaum, et Christopher Hoover pour l&#39;assistance technique.

La mise en œuvre du système casque se compose de quatre étapes principales. Section 1 ci-dessous détaille l&#39;assemblage du châssis casque, qui abrite l&#39;électronique (haut-parleurs et d&#39;un microphone miniaturisé). La section 2 décrit la façon dont le cadre est fixé à l&#39;oiseau. La section 3 décrit le montage de l&#39;électronique. La section 4 explique comment les composants électroniques sont connectés au matériel de traitement du son et de collecte de données et les détails d&#39;une procédure pour tester que le système fonctionne correctement. 1. Fabriquer Casque Cadre <ol><li> Couper les composants en fibre de carbone pour traverse et des écouteurs. Utiliser la roue de coupe sur un outil Dremel pour préparer les pièces suivantes: 1 traverse (3 cm de 1 x 3 mm bande de fibres de carbone) 2 montants verticaux (1,5 cm de 1 x 3 mm bande de fibres de carbone) 2 écouteurs (4 mm sur 4 mm de diamètre / 6 mm OD cylindre en fibre de carbone) </li><li> Assemblez barre transversale. Percer deux trous de 4,5 mm de distance de petits au centre de la traverse ( <strong&gt; Figure 1a, en haut) avec un peu de 1,4 mm de diamètre. Les trous doivent être juste assez grand pour accueillir la vis 0-80. Insérez deux vis 0-80 dans les trous et fixez les écrous hexagonaux. Coupez deux bandes 6 mm d&#39;aiguille de la seringue (une aiguille de faible diamètre fera l&#39;affaire) et les aplatir avec une pince (bandes à aiguilles en rouge sur la figure 1a). Tournez la barre transversale sur de sorte que les écrous se trouvent sur le dessus. Pour éviter le collage époxy à partir de la pointe de la vis sur les écrous hexagonaux de mettre une goutte d&#39;huile minérale (représentée en vert dans la figure 1a) à l&#39;extrémité de chaque vis. Placez les deux segments de l&#39;aiguille sur le dessus des écrous hexagonaux. Écrous hexagonaux époxy à l&#39;autre et les segments d&#39;aiguilles, comportant à la fois. (Figure 1a, en bas) Après époxy a complètement durci (24 h), retirer les deux vis. L&#39;unité à barres croisées doivent se séparer en quatre éléments: deux vis, la longueur de 3 cm de la fibre de carbone, et d&#39;une seule pièce composée de 2 écrous et 2 segments d&#39;aiguilles collées ensemble avec de l&#39;époxy. Remonter le traverse. &lt;/ Li&gt; <li> Fabriquer bagues en mousse. Utilisez un 1/4 po de perforation (6,35 mm) pour couper un cylindre de mousse à partir d&#39;un bouchon d&#39;oreille en mousse. Utiliser des ciseaux pour couper perpendiculairement à l&#39;axe longitudinal du cylindre produisant une mousse mm 2 (longueur) par 6,35 mm (diamètre) de cylindre. Ensuite, utilisez une perforatrice 1/8 po (3,175 mm) pour découper le centre du cylindre 2 mm de mousse, formant un anneau en mousse (en orange sur la figure 1b). </li><li> Assemblez écouteurs. Utiliser de colle époxy à des montants verticaux (1,5 cm de longueur de bande de fibres de carbone) à la longueur de 4 mm de cylindre de fibres de carbone comme le montre la figure 1b, en bas. Lorsque époxy a durci, utiliser une petite quantité de colle époxy à l&#39;anneau de mousse à l&#39;extrémité du cylindre (figure 1b, en bas). L&#39;anneau en mousse se reposera sur la tête de l&#39;oiseau. </li></ol> 2. Fixez Casque cadre d&#39;oiseaux <ol><li> Préparer stereotax. Avant la chirurgie, insérez earbars stereotax travers des écouteurs avec les coussinets de mousse tournées vers l&#39;intérieur (figure 1c </strong&gt;, en haut). </li><li> Fixez barre transversale. Anesthésier l&#39;oiseau à l&#39;aide d&#39;isoflurane et / ou de la kétamine ainsi que le midazolam. L&#39;oiseau anesthésié devrait avoir les yeux fermés et ne pas répondre aux pincement de l&#39;orteil. Placez oiseau dans stereotax et faire une incision dans le cuir chevelu 5-10 mm. L&#39;incision doit être le long de la ligne médiane et d&#39;étendre antérieure d&#39;un point de 2 mm antérieure de l&#39;attachement des muscles du cou à l&#39;arrière du crâne. Frottez le crâne exposés à l&#39;éthanol 70% pour sécher la surface de l&#39;os. Utiliser un porte-pince crocodile à placer de telle sorte que la barre transversale époxy recouvert de noix hexagone reste sur le sommet du crâne (figure 1c, d). Soulevez légèrement la barre transversale et coller les écrous hexagonaux (avec de l&#39;époxy ou acrylique dentaire) au crâne, en faisant attention que la colle ne touche que les écrous hexagonaux et non la traverse elle-même. Cela vous permettra d&#39;enlever le casque (en retirant les vis), ne laissant que les écrous hexagonaux fixés en permanence à la tête (figure 1d). </li><li> Fixez écouteurs. Faites glisser écouteurs along barres d&#39;oreilles jusqu&#39;à ce que la mousse reste tampons contre la tête de l&#39;oiseau (figure 1c, en haut). Utilisez des pinces crocodiles sur les barres d&#39;oreilles d&#39;appuyer sur coussinets en mousse fermement contre la tête de l&#39;oiseau (figure 1c, en bas), ce qui est important pour obtenir une bonne étanchéité acoustique. Tournez écouteurs, afin que les montants verticaux toucher l&#39;arrière de la traverse, laissant un espace pour la prise du connecteur bande (figure 2) en face de la poste. Messages colle à l&#39;aide d&#39;époxy barre transversale ou acrylique. </li><li> Recovery. Laisser 24 heures pour époxy / acrylique pour durcir complètement et les oiseaux de se rétablir. Après la récupération, d&#39;examiner les cadres à faire des blocs de mousse sûr former un joint étanche autour des canaux d&#39;oreille. Si le sceau est lâche, blocs de mousse peuvent être enlevés et remplacés par les plus grands pour améliorer joint acoustique. Retirez délicatement l&#39;aide de vis de 0,05 po (1,27 mm) clé hexagonale et retirez assemblé cadre casque de l&#39;oiseau. </li></ol> 3. Assemblez Electronics <ol><li> Fabriquer des adaptateurs haut-parleur. Assurez adaptateurs haut-parleuren insérant une pointe de pipette (une pointe 5,2 cm de long avec un diamètre qui diminue de 5 mm à 1 mm) dans un morceau de cylindre en fibre de carbone (utilisez le même ID 4 mm / 6 mm OD cyinder stock comme pour les écouteurs, longueur de la ferraille cylindre n&#39;est pas important), puis couper la pointe de pipette 1 mm après l&#39;extrémité du cylindre (figure 2a). Retirer du cylindre et couper de telle sorte que la longueur totale de l&#39;adaptateur est de 3 mm. </li><li> Branchez des enceintes. Longueurs de soudure de 5 cm isolée 36 ga. fil aux bornes positives et négatives des deux haut-parleurs (fils vert et noir, respectivement, de la figure 2d, e). Utiliser un ohmmètre pour vérifier que ni le terminal est en contact électrique avec boîtier métallique de l&#39;enceinte. </li><li> Monter haut-parleur / microphone composante. Epoxy une bande de ruban (le ruban adhésif isolant électrique fonctionne) d&#39;un côté d&#39;un haut-parleur et le micro casque époxy sur le dessus de la bande (Figure 2b). Soudez le fil de masse du microphone à la t négativeerminal sur le haut-parleur (connexion en noir dans la figure 2e). </li><li> Epoxy à la fois le haut-parleur et la composante haut-parleur / microphone dans l&#39;ensemble de la fin de chaque adaptateur (figure 2c, à droite). Le haut-parleur et un port microphone (un peu) s&#39;adapter à l&#39;intérieur de la pipette. Assurez-vous que époxy ne couvre pas les deux ports. </li><li> Insérez doucement adaptateurs dans les oreillettes (figure 2d, à droite). Collez chaque adaptateur à son oreillette avec une petite goutte d&#39;époxy. </li><li> Fabriquer barrette de connexion. Couper un segment de douille de connecteur de bande constitué de quatre bornes et placer un repère de référence (point blanc sur la figure 2d) sur un coin de la douille. Positionner la bande de connexion à proximité de l&#39;un des montants verticaux. Souder les fils des enceintes et un microphone pour les broches dans la configuration représentée sur la figure 2e. Utiliser un ohmmètre pour vérifier les courts-circuits sur barrette de connexion et réparer si nécessaire. Epoxy la barrette de connexion au casque fRame. Enroulez les bandes de ruban électrique ou du scotch autour des fils exposés pour protéger les fils et ajouter fine couche d&#39;époxy sur le ruban se termine pour empêcher qu&#39;elle s&#39;effiloche. Le poids final du casque (y compris les châssis et l&#39;électronique) devrait être 1.3-1.5 g. </li><li> Construire un cordon souple en soudant quatre extincteurs de 15 cm de longueur d&#39;isolation 36 ga. fil à un segment d&#39;en-tête de bande de connexion constitué de quatre bornes (figure 3a). Placez une référence (point blanc dans la figure 3) marque sur un coin de la tête pour s&#39;assurer que le plomb est branché dans la prise dans le bon sens. Fils de tresses et de plomb par des fils à souder arrivée à un adaptateur qui se branche sur collecteur (Figure 3b). </li></ol> 4. Connectez Electronics Casques d&#39;alimentation et de matériel de traitement de signal <ol><li> Collecter, filtrer, pitch shift, et amplifier entrée acoustique. Accrochez un microphone à condensateur omnidirectionnel («mic Cage,« Figure 4) directement uneBové cage de l&#39;oiseau. Préamplifier et filtre passe-bas de ce signal (coupure à 10 kHz pour la chanson Finch) et entrée dans le Harmonizer (ou d&#39;un autre traitement du son en temps réel du matériel). Utiliser le module de décalage de hauteur sur la Harmonizer pour générer un signal acoustique décalé. Amplifier ce signal et le tracé (par l&#39;intermédiaire du commutateur et une connexion flexible) au canal positive sur le casque haut-parleur (vert en figure 2e). </li><li> Fournir de l&#39;énergie à micro téléphones. Fixez une batterie de 9V à la paroi de caisse de résonance de l&#39;oiseau. Connecter la borne positive de la batterie à la chaîne V + (rouge dans la figure 2e) par l&#39;intermédiaire du commutateur et une connexion flexible, reliant la borne négative de la batterie à une masse commune de l&#39;équipement de traitement de signal. Connectez ce terrain d&#39;entente pour le haut-parleur et micro téléphones masse (noir dans la figure 2e). </li><li> Calibrer gain de retour. Raccordez un casque finis pour les écrous hexagonaux sur la tête de l&#39;oiseau à l&#39;aide des vis 0-80. Lorsque oiseau se met à chanter, rECORD trois canaux de données (cage mic / signal non décalé, signal décalé, et le micro téléphones) comme le montre la figure 4. Examinez le son enregistré par le micro téléphones. Ce canal va enregistrer la superposition de la rétroaction virtuelle (joué par le haut-parleur casque) et le chant de l&#39;oiseau réelle &quot;fuite&quot; directement dans le cadre des écouteurs. Ajuster le réglage de l&#39;amplitude de l&#39;amplificateur haut-parleur (figure 4) de sorte que le feed-back auditif virtuel est de 15-20 dB plus fort que le signal direct / fuite. Remarque que l&#39;augmentation de l&#39;amplitude au-delà de ce seuil peut entraîner des saignements dans le signal virtuel à travers les écouteurs et d&#39;être captés par le micro cage, ce qui entraîne une distorsion des commentaires. Un exemple d&#39;un système bien calibré (dans lequel le signal enregistré par le micro casque est dominé par le signal de décalage de hauteur plutôt que le signal direct / fuite) est illustré à la figure 5. Ici, le signal enregistré par le microphone casque (Figure 5a<html> , À droite) est dominé par le signal de décalage de hauteur (plutôt que la vocalisation naturelle de l&#39;oiseau), comme le montre le spectre de puissance par exemple sur la figure 5b. </li><li> Surveiller les performances du système. Vérifiez écouteurs deux fois par jour pour s&#39;assurer que les deux haut-parleurs et le microphone fonctionnent correctement. Notez que le micro casque surveille un seul des haut-parleurs. Pour tester l&#39;autre haut-parleur, appuyez sur le micro cage tout en maintenant le haut-parleur non surveillé près de votre oreille - vous entendrez un déclic lorsque le haut-parleur non surveillé fonctionne. Un autre contrôle est recommandé de débrancher la source d&#39;alimentation et le signal de sortie du micro téléphone et utiliser un ohmmètre pour mesurer la résistance aux bornes des enceintes (noir et vert dans la figure 2e). Lorsque les deux haut-parleurs sont connectés, ce sera la moitié de la résistance à travers un haut-parleur unique depuis les enceintes sont connectées en parallèle. </li></ol> 5. Une note sur le coût des matières nt &quot;&gt; Avec deux exceptions notables près, tous les articles énumérés dans la table des matières sont relativement peu coûteux (moins de quelques centaines de dollars américains). Les composants les plus coûteux sont le collecteur et le Harmonizer répertoriés dans le tableau, qui chaque 2.000 dollars US de coûts ou plus. Nous notons que les versions moins coûteuses de deux articles peuvent être offerts par différents fabricants que ceux énumérés (même si nous ne les avons pas testé) et pourrait permettre aux chercheurs de mettre en œuvre ce protocole à un moindre coût.

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	<li>Shadmehr, R., Smith, M. A., Krakauer, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Error+correction,+sensory+prediction,+and+adaptation+in+motor+control.">Error correction, sensory prediction, and adaptation in motor control.</a> Annu. Rev. Neurosci. 33, 89-108 (2010).</li><li>Krakauer, J. W., Pine, Z. M., Ghilardi, M. F., Ghez, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Learning+of+visuomotor+transformations+for+vectorial+planning+of+reaching+trajectories.">Learning of visuomotor transformations for vectorial planning of reaching trajectories.</a> J. Neurosci. 20, 8916-8924 (2000).</li><li>Krakauer, J. W., Ghilardi, M. F., Ghez, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Independent+learning+of+internal+models+for+kinematic+and+dynamic+control+of+reaching.">Independent learning of internal models for kinematic and dynamic control of reaching.</a> Nature Neuroscience. 2, 1026-1031 (1999).</li><li>Chen, S. H., Liu, H., Xu, Y., Larson, C. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Voice+F0+responses+to+pitch-shifted+voice+feedback+during+English+speech.">Voice F0 responses to pitch-shifted voice feedback during English speech.</a> J. Acoust. Soc. Am. 121, 1157-1163 (2007).</li><li>Houde, J. F., Jordan, M. 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Soc. Am. 122, 3671-3677 (2007).</li><li>Doupe, A. J., Kuhl, P. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Birdsong+and+human+speech:+common+themes+and+mechanisms.">Birdsong and human speech: common themes and mechanisms.</a> Annu. Rev. Neurosci. 22, 567-631 (1999).</li><li>Mooney, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neural+mechanisms+for+learned+birdsong.">Neural mechanisms for learned birdsong.</a> Learn Mem. 16, 655-669 (2009).</li><li>Brainard, M. S., Doupe, A. 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S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adult+birdsong+is+actively+maintained+by+error+correction.">Adult birdsong is actively maintained by error correction.</a> Nat. Neurosci. 12, 927-931 (2009).</li><li>Choe, C. S., Welch, R. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Variables+affecting+the+intermanual+transfer+and+decay+of+prism+adaptation.">Variables affecting the intermanual transfer and decay of prism adaptation.</a> J. Exp. Psychol. 102, 1076-1084 (1974).</li><li>Tumer, E. C., Brainard, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Performance+variability+enables+adaptive+plasticity+of+'crystallized'+adult+birdsong.">Performance variability enables adaptive plasticity of 'crystallized' adult birdsong.</a> Nature. 450, 1240-1244 (2007).</li></ol>

Aucun conflit d&#39;intérêt déclaré.

Le protocole présenté ici permet à l&#39;expérimentateur de manipuler rétroaction auditive chez les oiseaux chanteurs. La construction légère permet de telles manipulations se maintenir sur de longues périodes, et les oiseaux chantent prolifique, tout en portant un casque pendant un mois ou plus. Bien que certains oiseaux chanteurs chantent pour aussi longtemps que 10 semaines portant des écouteurs, dans certains cas, la quantité de chant commence à diminuer après environ 5 semaines d&#39;utilisation. Pour cette raison, nous avons généralement limiter les expériences à 4 semaines. Dans notre expérience, tous les oiseaux chanteurs équipés d&#39;un casque peut s&#39;attendre à chanter 100 + épisodes chanson par jour (et parfois beaucoup plus). Par conséquent, s&#39;il est bien utilisé, le système de casque offre un taux de près de 100% de réussite (si le succès est défini par l&#39;acquisition de données de chants d&#39;oiseaux). En outre, après avoir terminé une expérience d&#39;apprentissage le casque peut être retiré et remis en place par la suite pour la collecte de données supplémentaire. À condition que l&#39;animal est en bonne santé générale Reatta<html> chment peut avoir lieu à tout moment. Un déterminant important de la réussite est de minimiser le poids et l&#39;optimisation du confort du casque. Pendant la construction, des précautions doivent être prises pour minimiser la quantité d&#39;époxy ou acrylique dentaire utilisé comme adhésif en excès va augmenter le poids total de l&#39;appareil et de réduire potentiellement la volonté de l&#39;oiseau à chanter. En outre, plusieurs jours après avoir fixé les écouteurs, l&#39;appareil doit être brièvement enlevé pour vérifier que la peau autour des canaux de l&#39;oreille n&#39;a pas s&#39;irriter par les écouteurs, ce qui peut se produire si les écouteurs sont trop serrés. Les canaux de l&#39;oreille doit apparaître exactement comme ils l&#39;ont fait au moment de la fixation casque (ouvert et sans aucun signe de rougeur ou gonflement). Si l&#39;irritation se produit, la pression peut être atténuée par la réduction de l&#39;épaisseur des coussinets de mousse. Veillez à ce que la mousse durcie par époxy séchée n&#39;entre pas en contact peau de l&#39;oiseau, car cela va également provoquer une irritation. <html> t &quot;&gt; Il est important de noter que, en plus de la variation de hauteur choisie par l&#39;expérimentateur, feedback auditif virtuel est également retardé (d&#39;environ 10 ms, ce qui reflète la latence de traitement de l&#39;Harmonizer) et est introduit à une plus grande amplitude que celle de l&#39;oiseau rétroaction auditive naturelle (afin de couvrir le bruit du chant naturel de l&#39;oiseau &quot;fuite&quot; dans le casque). Pour cette raison, les expériences devraient commencer par une période de référence de plusieurs jours où l&#39;oiseau chante avec les écouteurs sur les oreilles, mais avec zéro 14 pitch shift, permettant l&#39;effet de la variation de hauteur d&#39;isoler des changements vocales résultant d&#39;autres facteurs liés au paradigme casque. Dans la pratique, des changements de hauteur chanson ou d&#39;amplitude sont rarement observées quand les oiseaux commencent à chanter avec un casque en l&#39;absence d&#39;un changement de tonalité. Par ailleurs, nous avons montré que l&#39;exposition prolongée à des commentaires non décalée grâce à des écouteurs ne provoque pas de changement en 14 pas de chanson. contenu &quot;&gt; Nous avons déjà utilisé ce modèle pour démontrer que chez les oiseaux chanteurs adultes, les deux variations à la hausse et à la baisse la hauteur du feedback auditif générer des changements adaptatifs dans hauteur de la voix (changements de signe opposé à décalage à rétroaction) 14. Incluant à la fois vers le haut et déplace vers le bas dans toute expérience utilisant ce paradigme est important, car une telle conception peut démontrer que les changements de hauteur chanson en réponse à des changements dans la hauteur du feedback auditif (et non en réponse à des artefacts retard ou l&#39;amplitude introduites par le casque). De plus, un principale force de ce paradigme est qu&#39;il peut être utilisé pour introduire des manipulations sonores arbitraires. Harmonizer Le système peut générer une grande variété de perturbations en ligne, par exemple en modifiant l&#39;enveloppe d&#39;amplitude ou spectrale du signal acoustique. Élargir l&#39;éventail des manipulations au-delà de terrain changements pourraient donc être utilisées pour examiner une variété de phénomènes d&#39;apprentissage vocal. De plus, le headphones pourrait être utilisé pour fournir un bruit blanc ou d&#39;autres signaux de renforcement conditionnelles pour conduire l&#39;apprentissage de syllabes individuelles 16. Enfin, ce paradigme pourrait en principe être utilisé dans n&#39;importe quel système de petits animaux qui se fonde sur la rétroaction auditive pendant comportement vocal. Nous notons que notre technique, qui imite les manipulations de retour auditif utilisées pour étudier la parole humaine 4-7, permet la plasticité vocale à étudier dans un modèle animal physiologiquement accessible. La combinaison des études comportementales de correction d&#39;erreur vocale avec des lésions cérébrales, des manipulations pharmacologiques, ou des enregistrements de neurones pourrait être utilisé pour montrer comment les circuits neuronaux particuliers de contribuer à la correction des erreurs dans la performance vocale.

<table border="1"><tbody><tr><td> Nom de réactif / Matériel </td><td> Entreprise </td><td> Numéro de catalogue </td><td> Commentaires </td></tr><tr><td> Écrous hexagonaux </td><td> Amazon offre </td><td> B000FMW43Y </td><td></td></tr><tr><td> 0-80 Vis, 1/8 &quot; </td><td> Amazon offre </td><td> B000FN0JXK </td><td></td></tr><tr><td> 0,05 Clé hexagonale &quot; </td><td> Amazon offre </td><td> B003GDISE8 </td><td></td></tr><tr><td> Haut-parleurs Casques </td><td> Digikey </td><td> 423-1113-ND </td><td></td></tr><tr><td> Casque micro </td><td> Digikey </td><td> 423-1062-ND </td><td></td></tr><tr><td> Harmonizer </td><td> Son Sweetwater </td><td> H7600</td><td></td></tr><tr><td> (Eventide H7600) </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Bande de fibre de carbone, 1 x 3 mm </td><td> Hobby Lobby international </td><td> GXS1030 </td><td></td></tr><tr><td> Cylindre en fibre de carbone de 6 mm (OD) x 4 mm (ID) </td><td> Hobby Lobby international </td><td> GXT6040 </td><td></td></tr><tr><td> Fil </td><td> Fil et câble Cooner </td><td> NUF36-2550 </td><td></td></tr><tr><td> Connecteur bande d&#39;en-tête </td><td> Digikey </td><td> ED83100-ND </td><td></td></tr><tr><td> Connecteur multiprise </td><td> Digikey </td><td> ED85100-ND </td><td></td></tr><tr><td> Bouchons d&#39;oreille en mousse </td><td> AO SÉCURITÉ </td><td> 92050 </td><td></td></tr><tr> &lt;td&gt; 1/8 &quot;hole punch </td><td> Paperwishes </td><td> 7260197000 </td><td></td></tr><tr><td> 1/4 trou &quot;punch </td><td> Paperwishes </td><td> 7260198000 </td><td></td></tr><tr><td> Embouts de pipette </td><td> VWR </td><td> 89003-056 </td><td></td></tr><tr><td> Acrylique dentaire </td><td> Maxcem </td><td> 33873 </td><td></td></tr><tr><td> À 5 minutes époxy </td><td> Devcon </td><td> 14210 </td><td></td></tr><tr><td> Cage microphone </td><td> Compatriote </td><td> B3P4FF05B </td><td></td></tr><tr><td> Préampli micro </td><td> M-Audio </td><td> DMP3 </td><td></td></tr><tr><td> Président amplificateur (Crown D-45) </td><td> Son Sweetwater </td><td> D-45 </td><td></td></tr><tr><td> Filtre passe-bas </td><td> Krohn-Hite </td><td> FMB3002AC, 3FS8SL-10kg-N1U1 </td><td></td></tr><tr><td> Commutateur </td><td> Libellule </td><td> SL-88-10 </td><td></td></tr><tr><td> Porte-pince crocodile </td><td> GC Electronics </td><td> 12-051 </td><td></td></tr><tr><td> Huile minérale </td><td> Sigma </td><td> M3516 </td><td></td></tr><tr><td> Dremel </td><td> Dremel </td><td> 8200 </td><td></td></tr></tbody></table>

a lightweight, headphones-based system for manipulating auditory feedback in songbirds

Manipulations expérimentales de la rétroaction sensorielle pendant comportement complexe ont permis de mieux comprendre les calculs qui sous-tendent le contrôle moteur et de la plasticité sensori-moteur 1. Conformément résultat sensorielle perturbations dans les changements compensatoires dans la sortie du moteur, reflétant les changements dans le contrôle moteur anticipation qui permettent de réduire l&#39;erreur de retour d&#39;expérience. En quantifiant la façon dont les différentes erreurs de rétroaction sensorielle sur le comportement humain, des études antérieures ont exploré la manière dont les signaux visuels sont utilisés pour calibrer les mouvements des bras et de 2,3 feed-back auditif est utilisé pour modifier 4-7 production de la parole. La force de cette approche repose sur la capacité d&#39;imiter les erreurs naturalistes de comportement, ce qui permet à l&#39;expérimentateur d&#39;observer comment les erreurs d&#39;expérience dans la production sont utilisés pour calibrer la sortie moteur. Les oiseaux chanteurs fournissent un excellent modèle animal pour étudier les bases neuronales du contrôle sensori-moteur et la plasticité 8,9 </sup&gt;. Le cerveau des oiseaux chanteurs fournit un circuit bien défini dans lequel les zones nécessaires à l&#39;apprentissage du chant sont séparées de celles requises pour la production du chant, et l&#39;enregistrement de neurones et études lésionnelles ont fait des progrès importants pour comprendre comment différentes régions du cerveau contribuent au comportement vocal 9-12 . Cependant, l&#39;absence d&#39;un naturaliste de correction d&#39;erreurs paradigme - dans lequel un paramètre acoustique connue est perturbée par l&#39;expérimentateur, puis corrigée par l&#39;oiseau chanteur - il a été difficile de comprendre les calculs qui sous-tendent l&#39;apprentissage vocal ou comment les différents éléments du circuit neuronal contribuer pour la correction d&#39;erreurs vocales 13. La technique décrite ici donne le contrôle de l&#39;expérimentateur précise sur les erreurs de retour auditif dans le chant des oiseaux, ce qui permet l&#39;introduction d&#39;erreurs sensorielles arbitraires qui peuvent être utilisés pour conduire l&#39;apprentissage vocal. Ligne de traitement du son équipement est utilisé pour introduire une perturbation connue pourl&#39;acoustique de la chanson, et un appareil miniaturisé casque est utilisé pour remplacer un oiseau chanteur de rétroaction auditive naturelle avec le signal perturbé en temps réel. Nous avons utilisé ce modèle pour perturber la fréquence fondamentale (pitch) de rétroaction auditive chez les oiseaux chanteurs adultes, fournissant la première démonstration que les oiseaux adultes maintenir une performance vocale à l&#39;aide de correction 14 d&#39;erreur. Le présent protocole peut être utilisé pour mettre en œuvre un large éventail de perturbations réactions sensorielles (y compris mais non limité à décalages de hauteur) pour enquêter sur la base de calcul et neurophysiologiques de l&#39;apprentissage vocal.

La figure 6 montre une expérience représentative réalisée sur un pinson adulte Bengale. Ici, le système casque a été utilisé pour augmenter la hauteur du feedback auditif par un demi-ton (un douzième de l&#39;octave, ce qui représente une variation à peu près 6% de la fréquence absolue) pendant 16 jours. Cette manipulation a entraîné une réduction progressive de la hauteur de toutes les syllabes chanson (lignes colorées). Ce changement dans le programme moteur vocal a entraîné une réduction de l&#39;erreur auditive vécue par l&#39;oiseau (ligne en pointillés), ce qui démontre la confiance de l&#39;oiseau sur la rétroaction auditive pour corriger les erreurs apparentes vocales. Lorsque le décalage de hauteur a été retiré après 16 jours, la hauteur de la chanson est finalement revenu à la normale. Les données présentées dans la figure 6 sont typiques en ce qu&#39;elles reflètent une adaptation incomplète. Ici, bien que la hauteur du feedback auditif a été déplacé de 1,0 demi-tons, l&#39;oiseau a changé la hauteur de sa chanson de seulement 0,4 semitones. Entre les espèces et les systèmes, adaptation incomplète est la norme lorsque le retour virtuel est utilisé pour perturber une seule modalité sensorielle 5,15, et dans le paradigme actuel reflète probablement une dépendance partielle sur nonauditory (par exemple proprioceptive) signaux comme les oiseaux chanteurs évaluer leur performance vocale en cours. <img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/50027/50027fig1.jpg" /> Figure 1. Casque assemblage du cadre. un assemblage. Crossbar. Fixez les vis, les traverses, les écrous hexagonaux et les aiguilles de seringues (rouge) à l&#39;aide de colle époxy (bleu) comme illustré. Couvrez le bout de chaque vis avec de l&#39;huile minérale (vert) pour éviter époxy de coller à vis. B. Earbud assemblage. Fixez poste, le cylindre et tampon de mousse (orange) avec de l&#39;époxy. C. Cadre de montage casque. Avant la chirurgie, le fil stereotax earbars (noir) à travers des écouteurs. Fixez traverse le crâne à l&#39;aide d&#39;époxy ou acrylique dentaire (bleu), puis fixez écouteurs pour barre à l&#39;aide des pinces crocodiles pour appuyer doucement sur ​​les coussinets de mousse contre la tête de l&#39;oiseau. d. gauche, vue de côté illustrant le positionnement de la traverse et des écouteurs sur la tête de l&#39;oiseau. À droite, vue de côté de l&#39;ensemble d&#39;écrou fixé sur le crâne après la trame casque a été éliminée en détachant les vis. La barre d&#39;échelle en se rapporte à tous les panneaux b. <img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/50027/50027fig2.jpg" /> Figure 2. Ensemble électronique. une. Faire un adaptateur en insérant une pointe de pipette dans un morceau de cylindre fibre de carbone et embout de la pipette de coupe à longueur. b. Utilisation époxy, colle un haut-parleur et le micro casque ainsi séparés par un morceau de ruban adhésif. C. Colle adaptateur sur haut-parleur (voir photo) et haut-parleur / micro téléphones composant. D. Souder les fils des haut-parleurs et le microphone casque à une bande de connexion socket et la prise de la colle à la partie supérieure du cadre casque. Point blanc, repère d&#39;alignement sur ​​le connecteur multiprise. E. Schéma de câblage montrant les connexions entre les haut-parleurs, micro casque, et de la prise. <img alt="Figure 3" src="/files/ftp_upload/50027/50027fig3.jpg" /> Figure 3. Diriger l&#39;assemblage. a. Fabriquer un conducteur souple par soudage quatre longueurs 15 cm de fil sur les broches d&#39;un côté de la tête de fiche de connecteur et les fils de tresse ensemble. Souder l&#39;autre extrémité des fils conducteurs pour la connexion à un adaptateur de commutateur. Point blanc, marque d&#39;alignement sur ​​en-tête de bande de connexion. B. Plomb fiche dans la prise barrette de connexion sur le casque pour effectuer retour auditif altéré au haut-parleur casque, la puissance du micro casque, et d&#39;enregistrer les signaux du micro casque. Aligner des points sur en-tête de bande de connexion et prise pour assurer la connectivité correcte. Figure 4. Résumé circuit. Organigramme résumant la connectivité du système. Les trois canaux de données d&#39;enregistrement (1) le signal non décalé à partir du microphone cage, (2) une copie du signal de décalage de hauteur envoyé aux haut-parleurs du casque, et (3) la forme d&#39;onde du son enregistré par le micro casque. Préamplificateur préamplificateur microphone,; LPF, filtre passe-bas. <img alt="Figure 5" src="/files/ftp_upload/50027/50027fig5.jpg" /> Figure 5. Test du système. un spectrogrammes. du son enregistré sur les trois canaux de données. Chaque canal de données montre trois syllabes chanson. Couleur représente la puissance à chaque moment et la fréquence acoustique. B. Spectre de puissance à l&#39;heure indiquée par les lignes verticales rouges dans un. Notez que les pics dans le spectre micro casque (vert) correspondent aux pics de ee transposées (rouge) plutôt que le non décalé (noir) du signal, indiquant que le son atteint l&#39;oreille de l&#39;oiseau est dominé par les réactions décalées. <img alt="Figure 6" src="/files/ftp_upload/50027/50027fig6.jpg" /> Figure 6. Utilisation du système casque pour conduire l&#39;apprentissage vocal. Correction d&#39;erreur vocale chez un adulte pinson du Bengale. Lignes colorées indiquent des changements dans la hauteur de sept syllabes chanson différentes au cours d&#39;une période de 16 jours (boîte grise) dans lequel le système de casque a été utilisé pour décaler la hauteur de la hausse de retour auditif par un demi-ton. Ligne noire, signifie changement de hauteur dans toutes les syllabes chanson. La ligne pointillée noire représente l&#39;erreur moyenne de la hauteur vécue par le sujet à l&#39;époque de décalage. Notez que le changement de hauteur chanson sert à réduire l&#39;erreur de pas expérimenté. Après le changement de hauteur a été remis à zéro le jour de tangage approches de base 17. Le jour 24, les écouteurs ont été retirés, etensuite remplacé le jour 46, à laquelle avait pas de temps récupéré à sa valeur de référence.

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A Lightweight, Headphones-based System for Manipulating Auditory Feedback in Songbirds

Nous présentons la conception et l&#39;assemblage des casques miniaturisés adaptés pour remplacer un oiseau chanteur de rétroaction auditive naturelle avec un signal acoustique manipulé. En ligne de matériel de traitement du son est utilisée pour manipuler la sortie chanson, d&#39;introduire en temps réel des erreurs dans rétroaction auditive via le casque, et conduire l&#39;apprentissage moteur vocal.

Un léger Casque-based System pour manipuler Rétroaction sonore chez les oiseaux chanteurs

Experimental manipulations of sensory feedback during complex behavior have provided valuable insights into the computations underlying motor control and ...

a-lightweight-headphones-based-system-for-manipulating-auditory

Research

JoVE Journal

Neuroscience

14.2K vues.  Emory University. Nous présentons la conception et l'assemblage des casques miniaturisés adaptés pour remplacer un oiseau chanteur de rétroaction auditive naturelle avec un signal acoustique manipulé. En ligne de matériel de traitement du son est utilisée pour manipuler la sortie chanson, d'introduire en temps réel des erreurs dans rétroaction auditive via le casque, et conduire l'apprentissage moteur vocal.

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Efficient Derivation of Human Neuronal Progenitors and Neurons from Pluripotent Human Embryonic Stem Cells with Small Molecule Induction

There is a large unfulfilled need for a clinically-suitable human neuronal cell source for repair or regeneration of the damaged central nervous system (CNS) structure and circuitry in today's healthcare industry. Cell-based therapies hold great promise to restore the lost nerve tissue and function for CNS disorders. However, cell therapies based on CNS-derived neural stem cells have encountered supply restriction and difficulty to use in the clinical setting due to their limited expansion ability in culture and failing plasticity after extensive passaging1-3. Despite some beneficial outcomes, the CNS-derived human neural stem cells (hNSCs) appear to exert their therapeutic effects primarily by their non-neuronal progenies through producing trophic and neuroprotective molecules to rescue the endogenous cells1-3. Alternatively, pluripotent human embryonic stem cells (hESCs) proffer cures for a wide range of neurological disorders by supplying the diversity of human neuronal cell types in the developing CNS for regeneration1,4-7. However, how to channel the wide differentiation potential of pluripotent hESCs efficiently and predictably to a desired phenotype has been a major challenge for both developmental study and clinical translation. Conventional approaches rely on multi-lineage inclination of pluripotent cells through spontaneous germ layer differentiation, resulting in inefficient and uncontrollable lineage-commitment that is often followed by phenotypic heterogeneity and instability, hence, a high risk of tumorigenicity7-10. In addition, undefined foreign/animal biological supplements and/or feeders that have typically been used for the isolation, expansion, and differentiation of hESCs may make direct use of such cell-specialized grafts in patients problematic11-13. To overcome these obstacles, we have resolved the elements of a defined culture system necessary and sufficient for sustaining the epiblast pluripotence of hESCs, serving as a platform for de novo derivation of clinically-suitable hESCs and effectively directing such hESCs uniformly towards clinically-relevant lineages by small molecules14 (please see a schematic in Fig. 1). Retinoic acid (RA) does not induce neuronal differentiation of undifferentiated hESCs maintained on feeders1, 14. And unlike mouse ESCs, treating hESC-differentiated embryoid bodies (EBs) only slightly increases the low yield of neurons1, 14, 15. However, after screening a variety of small molecules and growth factors, we found that such defined conditions rendered retinoic acid (RA) sufficient to induce the specification of neuroectoderm direct from pluripotent hESCs that further progressed to neuroblasts that generated human neuronal progenitors and neurons in the developing CNS with high efficiency (Fig. 2). We defined conditions for induction of neuroblasts direct from pluripotent hESCs without an intervening multi-lineage embryoid body stage, enabling well-controlled efficient derivation of a large supply of human neuronal cells across the spectrum of developmental stages for cell-based therapeutics.

We have established a protocol for induction of neuroblasts direct from pluripotent human embryonic stem cells maintained under defined conditions with small molecules, which enables derivation of a large supply of human neuronal progenitors and neuronal cell types in the developing CNS for neural repair.

Dérivation efficace des ressources humaines progéniteurs neuronaux et des neurones à partir pluripotentes cellules souches embryonnaires humaines à l&#39;induction de petites molécules

There is a large unfulfilled need for a clinically-suitable human neuronal cell source for repair or regeneration of the damaged central nervous system ...

Recherche

Neurosciences

Functional Imaging of Auditory Cortex in Adult Cats using High-field fMRI

Current knowledge of sensory processing in the mammalian auditory system is mainly derived from electrophysiological studies in a variety of animal models, including monkeys, ferrets, bats, rodents, and cats. In order to draw suitable parallels between human and animal models of auditory function, it is important to establish a bridge between human functional imaging studies and animal electrophysiological studies. Functional magnetic resonance imaging (fMRI) is an established, minimally invasive method of measuring broad patterns of hemodynamic activity across different regions of the cerebral cortex. This technique is widely used to probe sensory function in the human brain, is a useful tool in linking studies of auditory processing in both humans and animals and has been successfully used to investigate auditory function in monkeys and rodents. The following protocol describes an experimental procedure for investigating auditory function in anesthetized adult cats by measuring stimulus-evoked hemodynamic changes in auditory cortex using fMRI. This method facilitates comparison of the hemodynamic responses across different models of auditory function thus leading to a better understanding of species-independent features of the mammalian auditory cortex.

Functional studies of the auditory system in mammals have traditionally been conducted using spatially-focused techniques such as electrophysiological recordings. The following protocol describes a method of visualizing large-scale patterns of evoked hemodynamic activity in the cat auditory cortex using functional magnetic resonance imaging.

Imagerie fonctionnelle du cortex auditif chez chats adultes à l&#39;aide de haut-champ IRMf

Current knowledge of sensory processing in the mammalian auditory system is mainly derived from electrophysiological studies in a variety of animal ...

Optogenetic Stimulation of the Auditory Nerve

Direct electrical stimulation of spiral ganglion neurons (SGNs) by cochlear implants (CIs) enables open speech comprehension in the majority of implanted deaf subjects1-6. Nonetheless, sound coding with current CIs has poor frequency and intensity resolution due to broad current spread from each electrode contact activating a large number of SGNs along the tonotopic axis of the cochlea7-9. Optical stimulation is proposed as an alternative to electrical stimulation that promises spatially more confined activation of SGNs and, hence, higher frequency resolution of coding. In recent years, direct infrared illumination of&#160;the cochlea has been used to evoke responses in the auditory nerve10. Nevertheless it requires higher energies than electrical stimulation10,11 and uncertainty remains as to the underlying mechanism12. Here we describe a method based on optogenetics to stimulate SGNs with low intensity blue light, using transgenic mice with neuronal expression of channelrhodopsin 2 (ChR2)13 or virus-mediated expression of the ChR2-variant CatCh14. We used micro-light emitting diodes (&#181;LEDs) and fiber-coupled lasers to stimulate ChR2-expressing SGNs through a small artificial opening (cochleostomy) or the round window. We assayed the responses by scalp recordings of light-evoked potentials (optogenetic auditory brainstem response: oABR) or by microelectrode recordings from the auditory pathway and compared them with acoustic and electrical stimulation.

Cochlear implants (CIs) enable hearing by direct electrical stimulation of the auditory nerve. However, poor frequency and intensity resolution limits the quality of hearing with CIs. Here we describe optogenetic stimulation of the auditory nerve in mice as an alternative strategy for auditory research and developing future CIs.

Stimulation optogenetic du nerf auditif

Direct electrical stimulation of spiral ganglion neurons (SGNs) by cochlear implants (CIs) enables open speech comprehension in the majority of implanted ...

Extracellular Recording of Neuronal Activity Combined with Microiontophoretic Application of Neuroactive Substances in Awake Mice

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and awake animals. Therefore, methods allowing the manipulation of synaptic systems in awake animals are required in order to determine the contribution of synaptic inputs to neuronal processing unaffected by anesthetics. Here, we present methodology for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. By combining these procedures, we performed microiontophoretic injections of gabazine to selectively block GABAA receptors in neurons of the inferior colliculus of head-restrained mice. Gabazine successfully modified neural response properties such as the frequency response area and stimulus-specific adaptation. Thus, we demonstrate that our methods are suitable for recording single-unit activity and for dissecting the role of specific neurotransmitter receptors in auditory processing.
The main limitation of the described procedure is the relatively short recording time (~3 hr), which is determined by the level of habituation of the animal to the recording sessions. On the other hand, multiple recording sessions can be performed in the same animal. The advantage of this technique over other experimental procedures used to manipulate the level of neurotransmission or neuromodulation (such as systemic injections or the use of optogenetic models), is that the drug effect is confined to the local synaptic inputs to the target neuron. In addition, the custom-manufacture of electrodes allows adjustment of specific parameters according to the neural structure and type of neuron of interest (such as the tip resistance for improving the signal-to-noise ratio of the recordings).

We present methods for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. This technique allows the detailed analysis of putative local synaptic inputs to the neuron of interest.

Extracellulaires enregistrement de l&#39;activité neuronale Combiné avec Microiontophoretic Application des substances neuroactifs chez la souris Awake

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and ...

Measuring and Manipulating Functionally Specific Neural Pathways in the Human Motor System with Transcranial Magnetic Stimulation

Understanding interactions between brain areas is important for the study of goal-directed behavior. Functional neuroimaging of brain connectivity has provided important insights into fundamental processes of the brain like cognition, learning, and motor control. However, this approach cannot provide causal evidence for the involvement of brain areas of interest. Transcranial magnetic stimulation (TMS) is a powerful, noninvasive tool for studying the human brain that can overcome this limitation by transiently modifying brain activity. Here, we highlight recent advances using a paired-pulse, dual-site TMS method with two coils that causally probes cortico-cortical interactions in the human motor system during different task contexts. Additionally, we describe a dual-site TMS protocol based on cortical paired associative stimulation (cPAS) that transiently enhances synaptic efficiency in two interconnected brain areas by applying repeated pairs of cortical stimuli with two coils. These methods can provide a better understanding of the mechanisms underlying cognitive-motor function as well as a new perspective on manipulating specific neural pathways in a targeted fashion to modulate brain circuits and improve behavior. This approach may prove to be an effective tool to develop more sophisticated models of brain-behavior relations and improve diagnosis and treatment of many neurological and psychiatric disorders.

This article describes new approaches to measure and strengthen functionally specific neural pathways with transcranial magnetic stimulation. These advanced noninvasive brain stimulation methodologies can provide new opportunities for the understanding of brain-behavior relations and development of new therapies to treat brain disorders.

Mesurer et manipuler des voies neuronales fonctionnellement spécifiques dans le système moteur humain avec stimulation magnétique transcrânienne

Understanding interactions between brain areas is important for the study of goal-directed behavior. Functional neuroimaging of brain connectivity has ...

Stereocilia Bundle Imaging with Nanoscale Resolution in Live Mammalian Auditory Hair Cells

Inner ear hair cells detect sound-induced displacements and transduce these stimuli into electrical signals in a hair bundle that consists of stereocilia that are arranged in rows of increasing height. When stereocilia are deflected, they tug on tiny (~5 nm in diameter) extracellular tip links interconnecting stereocilia, which convey forces to the mechanosensitive transduction channels. Although mechanotransduction has been studied in live hair cells for decades, the functionally important ultrastructural details of the mechanotransduction machinery at the tips of stereocilia (such as tip link dynamics or transduction-dependent stereocilia remodeling) can still be studied only in dead cells with electron microscopy. Theoretically, scanning probe techniques, such as atomic force microscopy, have enough resolution to visualize the surface of stereocilia. However, independent of imaging mode, even the slightest contact of the atomic force microscopy probe with the stereocilia bundle usually damages the bundle. Here we present a detailed protocol for the hopping probe ion conductance microscopy (HPICM) imaging of live rodent auditory hair cells. This non-contact scanning probe technique allows time lapse imaging of the surface of live cells with a complex topography, like hair cells, with single nanometers resolution and without making physical contact with the sample. The HPICM uses an electrical current passing through the glass nanopipette to detect the cell surface in close vicinity to the pipette, while a 3D-positioning piezoelectric system scans the surface and generates its image. With HPICM, we were able to image stereocilia bundles and the links interconnecting stereocilia in live auditory hair cells for several hours without noticeable damage. We anticipate that the use of HPICM will allow direct exploration of ultrastructural changes in the stereocilia of live hair cells for better understanding of their function.

Here we present a protocol for the Hopping Probe Ion Conductance Microscopy (HPICM), a non-contact scanning probe technique that allows nanoscale imaging of stereocilia bundles in live auditory hair cells.

Imagerie de faisceaux stéréocilaires avec résolution à l’échelle nanométrique dans des cellules ciliées auditives de mammifères vivants

Inner ear hair cells detect sound-induced displacements and transduce these stimuli into electrical signals in a hair bundle that consists of stereocilia ...

Evaluation of Auditory Brainstem Response in Chicken Hatchlings

The auditory brainstem response (ABR) is an invaluable assay in clinical audiology, non-human animals, and human research. Despite the widespread use of ABRs in measuring auditory neural synchrony and estimating hearing sensitivity in other vertebrate model systems, methods for recording ABRs in the chicken have not been reported in nearly four decades. Chickens provide a robust animal research model because their auditory system is near functional maturation during late embryonic and early hatchling stages. We have demonstrated methods used to elicit one or two-channel ABR recordings using subdermal needle electrode arrays in chicken hatchlings. Regardless of electrode recording configuration (i.e., montage), ABR recordings included 3-4 positive-going peak waveforms within the first 6 ms of a suprathreshold click stimulus. Peak-to-trough waveform amplitudes ranged from 2-11 &#181;V at high-intensity levels, with positive peaks exhibiting expected latency-intensity functions (i.e., increase in latency as a function of decreased intensity). Standardized earphone position was critical for optimal recordings as loose skin can occlude the ear canal, and animal movement can dislodge the stimulus transducer. Peak amplitudes were smaller, and latencies were longer as animal body temperature lowered, supporting the need for maintaining physiological body temperature. For young hatchlings (&#60;3 h post-hatch day 1), thresholds were elevated by ~5 dB, peak latencies increased ~1-2 ms, and peak to trough amplitudes were decreased ~1 &#181;V compared to older hatchlings. This suggests a potential conductive-related issue (i.e., fluid in the middle ear cavity) and should be considered for young hatchlings. Overall, the ABR methods outlined here permit accurate and reproducible recording of in-vivo auditory function in chicken hatchlings that could be applied to different stages of development. Such findings are easily compared to human and mammalian models of hearing loss, aging, or other auditory-related manipulations.

We have used standard auditory brainstem response (ABR) techniques and applied them to hatchling chickens, a precocious avian model for auditory function. The protocol outlines animal preparation and ABR acquisition techniques in detail, with steps that could translate to other avian or rodent models.

Évaluation de la réponse auditive du tronc cérébral chez les nouveau-nés de poulet

The auditory brainstem response (ABR) is an invaluable assay in clinical audiology, non-human animals, and human research. Despite the widespread use of ...

Dissecting Cell-Autonomous Function of Fragile X Mental Retardation Protein in an Auditory Circuit by In Ovo Electroporation

Fragile X mental retardation protein (FMRP) is an mRNA-binding protein that regulates local protein translation. FMRP loss or dysfunction leads to aberrant neuronal and synaptic activities in fragile X syndrome (FXS), which is characterized by intellectual disability, sensory abnormalities, and social communication problems. Studies of FMRP function and FXS pathogenesis have primarily been conducted with Fmr1 (the gene encoding FMRP) knockout in transgenic animals. Here we report an in vivo method for determining the cell-autonomous function of FMRP during the period of circuit assembly and synaptic formation using chicken embryos. This method employs stage-, site-, and direction-specific electroporation of a drug-inducible vector system containing Fmr1 small hairpin RNA (shRNA) and an EGFP reporter. With this method, we achieved selective FMRP knockdown in the auditory ganglion (AG) and in one of its brainstem targets, the nucleus magnocellularis (NM), thus providing a component-specific manipulation within the AG-NM circuit. Additionally, the mosaic pattern of the transfection allows within-animal controls and neighboring neuron/fiber comparisons for enhanced reliability and sensitivity in data analyzing. The inducible vector system provides temporal control of gene editing onset to minimize accumulating developmental effects. The combination of these strategies provides an innovative tool to dissect the cell-autonomous function of FMRP in synaptic and circuit development.

Dissecting Cell-Autonomous Function of Fragile X Mental Retardation Protein in an Auditory Circuit by In Ovo Electroporation

Using in ovo electroporation, we devised a method to selectively transfect the auditory inner ear and cochlear nucleus in chicken embryos to achieve a cell-group-specific knockdown of fragile X mental retardation protein during discrete periods of circuit assembly.

Dissection de la fonction autonome cellulaire de la protéine de retard mental de l’X fragile dans un circuit auditif par électroporation in ovo

Fragile X mental retardation protein (FMRP) is an mRNA-binding protein that regulates local protein translation. FMRP loss or dysfunction leads to ...

Pupillometry to Assess Auditory Sensation in Guinea Pigs

Noise exposure is a leading cause of sensorineural hearing loss. Animal models of noise-induced hearing loss have generated mechanistic insight into the underlying anatomical and physiological pathologies of hearing loss. However, relating behavioral deficits observed in humans with hearing loss to behavioral deficits in animal models remains challenging. Here, pupillometry is proposed as a method that will enable the direct comparison of animal and human behavioral data. The method is based on a modified oddball paradigm - habituating the subject to the repeated presentation of a stimulus and intermittently presenting a deviant stimulus that varies in some parametric fashion from the repeated stimulus. The fundamental premise is that if the change between the repeated and deviant stimulus is detected by the subject, it will trigger a pupil dilation response that is larger than that elicited by the repeated stimulus. This approach is demonstrated using a vocalization categorization task in guinea pigs, an animal model widely used in auditory research, including in hearing loss studies. By presenting vocalizations from one vocalization category as standard stimuli and a second category as oddball stimuli embedded in noise at various signal-to-noise ratios, it is demonstrated that the magnitude of pupil dilation in response to the oddball category varies monotonically with the signal-to-noise ratio. Growth curve analyses can then be used to characterize the time course and statistical significance of these pupil dilation responses. In this protocol, detailed procedures for acclimating guinea pigs to the setup, conducting pupillometry, and evaluating/analyzing data are described. Although this technique is demonstrated in normal-hearing guinea pigs in this protocol, the method may be used to assess the sensory effects of various forms of hearing loss within each subject. These effects may then be correlated with concurrent electrophysiological measures and post-hoc anatomical observations.

Pupillometry, a simple and non-invasive technique, is proposed as a method to determine hearing-in-noise thresholds in normal hearing animals and animal models of various auditory pathologies.

Pupillométrie pour évaluer la sensation auditive chez les cobayes

Noise exposure is a leading cause of sensorineural hearing loss. Animal models of noise-induced hearing loss have generated mechanistic insight into the ...

IMPLANT DE MICRO-ENTRAÎNEMENT POUR L’ENREGISTREMENT DE L’ACTIVITÉ NEURONALE QUOTIDIENNE CHEZ DES SOURIS JUVÉNILES

A Lightweight Drive Implant for Chronic Tetrode Recordings in Juvenile Mice

In vivo electrophysiology provides unparalleled insight into the sub-second-level circuit dynamics of the intact brain and represents a method of particular importance for studying mouse models of human neuropsychiatric disorders. However, such methods often require large cranial implants, which cannot be used in mice at early developmental time points. As such, virtually no studies of in vivo physiology have been performed in freely behaving infant or juvenile mice, despite the fact that a better understanding of neurological development in this critical window would likely provide unique insights into age-dependent developmental disorders such as autism or schizophrenia. Here, a micro-drive design, surgical implantation procedure, and post-surgery recovery strategy are described that allow for chronic field and single-unit recordings from multiple brain regions simultaneously in mice as they age from postnatal day 20 (p20) to postnatal day 60 (p60) and beyond, a time window roughly corresponding to the human ages of 2 years old through to adulthood. The number of recording electrodes and final recording sites can be easily modified and expanded, thus allowing flexible experimental control of the in vivo monitoring of behavior- or disease-relevant brain regions across development.

Pleins feux sur l’auteur : Un implant d’entraînement léger pour les enregistrements de tétrode chronique chez les souris juvéniles  

Here, we describe a micro-drive design, surgical implantation procedure, and post-surgery recovery strategy that allow for chronic field and single-unit recordings from multiple brain regions simultaneously in juvenile and adolescent mice across a critical developmental window from postnatal day 20 (p20) to postnatal day 60 (p60) and beyond.