Questo lavoro è stato sostenuto dal NINDS 5P30NS069250. Ringraziamo Diala Chehayeb, Jeffrey Simpson, Taylor Rosenbaum, e Christopher Hoover per l&#39;assistenza tecnica.

Implementazione del sistema cuffia consiste di quattro fasi principali. Sezione 1 illustra nel dettaglio l&#39;assemblaggio del telaio cuffie, che ospita l&#39;elettronica (altoparlanti e microfono miniaturizzato). Sezione 2 descrive come il telaio è attaccato l&#39;uccello. La sezione 3 descrive il montaggio dell&#39;elettronica. La sezione 4 spiega come l&#39;elettronica sono collegati al suono di elaborazione e raccolta dati hardware e dettagli una procedura per verificare che il sistema funzioni correttamente. 1. Realizzazione cuffie Telaio <ol><li> Tagliare i componenti in fibra di carbonio per la traversa e auricolari. Utilizzare il disco di taglio su uno strumento Dremel per preparare i seguenti brani: 1 traversa (3 cm di 1 x 3 striscia di fibra di carbonio mm) Due montanti verticali (1,5 cm di 1 x 3 striscia di fibra di carbonio mm) 2 auricolari (4 mm di 4 ID mm / 6 mm di diametro esterno cilindro in fibra di carbonio) </li><li> Montare traversa. Praticare due fori di piccole dimensioni 4,5 millimetri a parte al centro della traversa ( <strong&gt; Figura 1a, in alto) con una punta 1,4 mm di diametro. I fori devono essere appena abbastanza grande per ospitare il 0-80 vite. Inserire due viti 0-80 se i fori e fissare i dadi esagonali. Tagliate due strisce 6 mm della siringa (qualsiasi piccolo diametro dell&#39;ago funziona) e appiattire con una pinza ad ago (strisce in rosso in Figura 1a). Girare la traversa sopra in modo che i dadi esagonali si trovano sulla parte superiore. Per evitare di incollaggio epossidico punta delle viti ai dadi esagonali mettere una goccia di olio minerale (in verde in Figura 1a) sulla punta di ciascuna vite. Posizionare i due segmenti ago sopra i dadi esagonali. Dadi esagonali epossidiche gli uni agli altri ed i segmenti ago, che coprono entrambi (Figura 1a, in basso). Dopo la resina epossidica è completamente indurito (24 ore), rimuovere entrambe le viti. L&#39;unità traversa dovrebbe separare in quattro componenti: due viti, i 3 cm di lunghezza della fibra di carbonio, e un pezzo unico composto da 2 dadi esagonali e 2 segmenti aghi incollati con resina epossidica. Rimontare unità traversa. &lt;/ Li&gt; <li> Realizzazione anelli di schiuma. Utilizzare un 1/4 di pollice (6,35 mm) di foratura per tagliare un cilindro di schiuma da un inserto auricolare in schiuma. Utilizzare forbici per tagliare perpendicolare all&#39;asse lungo del cilindro producendo una schiuma 2 mm (lunghezza) da 6,35 mm (diametro) del cilindro. Quindi utilizzare un punzone foro 1/8 in (3,175 mm) per tagliare il centro del cilindro 2 mm di schiuma, formando un anello di schiuma (in arancione in figura 1b). </li><li> Montare auricolari. Utilizzare colla epossidica a montanti verticali (1,5 cm di lunghezza del nastro in fibra di carbonio) per la lunghezza del cilindro 4 millimetri in fibra di carbonio, come mostrato in Figura 1b, fondo. Quando epossidico indurito, utilizzare una piccola quantità di resina epossidica per incollare l&#39;anello di schiuma alla fine del cilindro (Figura 1b, in basso). L&#39;anello di schiuma riposerà contro la testa dell&#39;uccello. </li></ol> 2. Collegare le cuffie Telaio a Bird <ol><li> Preparare stereotax. Prima dell&#39;intervento, inserire earbars stereotax attraverso auricolari con i cuscinetti di gomma rivolti verso l&#39;interno (Figura 1c </strong&gt;, in alto). </li><li> Allega traversa. Anestetizzare l&#39;uccello con isoflurano e / o ketamina più midazolam. L&#39;uccello anestetizzato dovrebbe avere gli occhi chiusi e non rispondere alle pizzico piedi. Mettere uccello in stereotax e fare una incisione 5-10 mm in cuoio. L&#39;incisione dovrebbe essere lungo la linea mediana anteriore e si estendono da un millimetro punto 2 anteriore del fissaggio dei muscoli del collo nella parte posteriore del cranio. Strofinare il cranio esposta con il 70% di etanolo per asciugare la superficie ossea. Utilizzare un supporto pinze alla traversa collocare tale che la resina epossidica-coperto resto dadi esagonali sulla sommità del cranio (Figura 1c, d). Sollevare la traversa leggermente e incollare i dadi esagonali (con resina epossidica o acrilica dentale) al cranio, facendo attenzione che l&#39;adesivo tocca solo i dadi esagonali e non la stessa traversa. Questo vi permetterà di rimuovere le cuffie (rimuovendo le viti), lasciando solo i dadi esagonali fissati in modo permanente alla testa (Figura 1d). </li><li> Allega auricolari. Diapositiva auricolari Along bar orecchio fino a quando resto schiuma pastiglie contro la testa degli stessi (Figura 1c, in alto). Utilizzare coccodrilli sulle barre orecchio per premere imbottiture con fermezza contro la testa degli stessi (Figura 1c, in basso), questo è importante per ottenere una buona tenuta acustica. Ruotare auricolari in modo che i montanti verticali toccare il retro della traversa, lasciando spazio per la presa del connettore strip (Figura 2) di fronte alla posta. Colla messaggi di traversa con resina epossidica o acrilica. </li><li> Recovery. Consentire 24 ore per resina epossidica / acrilico per curare pienamente e uccelli di recuperare. Dopo il recupero, esaminare i fotogrammi per fare imbottiture sicuri formare una guarnizione stretta intorno condotti uditivi. Se il sigillo è allentato, imbottiture possono essere rimossi e sostituiti con quelli più grandi per migliorare la tenuta acustica. Rimuovere delicatamente viti utilizzando un 0.05 in (1,27 mm) chiave esagonale e togliere le cuffie dal telaio assemblato l&#39;uccello. </li></ol> 3. Montare Elettronica <ol><li> Realizzare adattatori altoparlanti. Fai adattatori altoparlantiinserendo una punta della pipetta (una punta di 5,2 cm di lunghezza con un diametro che si assottiglia da 5 mm a 1 mm) in un pezzo pezzo di cilindro in fibra di carbonio (utilizzare lo stesso ID 4 mm / 6 mm di diametro esterno cyinder stock come per gli auricolari, lunghezza del rottame cilindro non è importante), poi tagliare puntale 1 millimetro oltre l&#39;estremità del cilindro (Figura 2a). Rimuovere dal cilindro e tagliate in modo che la lunghezza totale della scheda è di 3 mm. </li><li> Collegare gli altoparlanti. A saldare 5 lunghezze cm di isolante 36 ga. filo ai terminali positivo e negativo di entrambi gli altoparlanti (fili verde e nero, rispettivamente, in figura 2d, e). Utilizzare un ohmmetro per verificare che nessuno dei terminali è in contatto elettrico con cassa metallica dell&#39;altoparlante. </li><li> Montare altoparlante / componente microfono. Epoxy una striscia di nastro (qualsiasi nastro isolante elettrico funziona) ad un lato di un altoparlante e il microfono cuffie epossidica sopra il nastro (Figura 2b). Saldare il cavo di massa del microfono al t negativoerminal l&#39;altoparlante (collegamento illustrato in nero nella figura 2e). </li><li> Epossidica sia l&#39;altoparlante e il microfono / altoparlante componente nella parte più larga di ogni adattatore (figura 2c, a destra). Sia l&#39;altoparlante e la porta microfono (solo) posizionabile all&#39;interno della pipetta. Assicurarsi che resina epossidica non ha per oggetto né di porta. </li><li> Inserire delicatamente adattatori nelle auricolari (Figura 2d, a destra). Colla ogni scheda alla sua auricolari con una piccola goccia di resina epossidica. </li><li> Realizzazione della morsettiera. Tagliare un segmento di nastro presa connettore composto da quattro terminali e inserire un segno di riferimento (punto bianco nella figura 2d) su un angolo del socket. Posizionare la striscia connettore vicino a uno dei montanti verticali. Saldare i cavi degli altoparlanti e del microfono ai pin nella configurazione mostrata in figura 2e. Con un ohmmetro per verificare la presenza di cortocircuiti sulla striscia connettore e riparare se necessario. Epossidica la striscia connettore al f cuffieRame. Avvolgere le strisce di nastro isolante o scotch intorno cavi scoperti per proteggere cavi e aggiungere sottile strato di resina epossidica sulla nastro termina per evitare sfilacciamento. Il peso finale delle cuffie (compresi telaio ed elettronica) deve essere 1,3-1,5 g. </li><li> Costruire un cavo flessibile di saldatura quattro lunghezze di 15 cm di isolante 36 ga. filo ad un segmento di intestazione striscia connettore composto da quattro terminali (Figura 3a). Inserire un segno di riferimento (punto bianco nella figura 3) in un angolo della testata per assicurarsi che il cavo sia collegato alla presa di corrente con l&#39;orientamento corretto. Fili Braid e piombo finale da fili di saldatura ad un adattatore che si inserisce in commutatore (Figura 3b). </li></ol> 4. Collegare Elettronica Cuffie all&#39;alimentazione e Attrezzatura per il trattamento del segnale <ol><li> Raccogliere, filtrare, pitch shift, e amplificare ingresso acustico. Appendere un microfono a condensatore omnidirezionale (&quot;mic Cage,&quot; Figura 4) direttamente unBove gabbia dell&#39;uccello. Preamplify e filtro passa-basso questo segnale (frequenza di taglio a 10 kHz per la canzone Finch) ed inserirlo nel Harmonizer (o altro in tempo reale il suono di elaborazione hardware). Utilizzare il modulo shifter piazzola nel Harmonizer per generare un segnale acustico spostato. Amplificare questo segnale e farlo (tramite il commutatore e cavo flessibile) al canale positivo sulla cuffia altoparlante (verde in figura 2e). </li><li> Fornire alimentazione al microfono telefoni. Collegare una batteria da 9V alla parete della cassa armonica degli uccelli. Collegare il terminale positivo della batteria al + V canale (rosso in figura 2e) tramite il commutatore e cavo flessibile, collegando il terminale negativo della batteria a una terra comune sulle apparecchiature di elaborazione del segnale. Collegare questo terreno comune per l&#39;altoparlante e microfono telefoni di terra (nero in figura 2e). </li><li> Calibrare Guadagno di feedback. Collegare le cuffie finiti i dadi esagonali sulla testa di uccello con 0-80 viti. Quando uccello inizia a cantare, rECORD tre canali di dati (gabbia mic / segnale unshifted, segnale spostato e mic telefoni) come mostrato in Figura 4. Esaminare il suono registrato dal microfono telefoni. Questo canale registrerà la sovrapposizione del feedback virtuale (riprodotto attraverso l&#39;altoparlante cuffie) e il canto degli uccelli reale &quot;perde&quot; direttamente nel telaio delle cuffie. Regolare l&#39;impostazione dell&#39;ampiezza di amplificatore diffusore (Figura 4) in modo che il feedback uditivo virtuale è di 15-20 dB più alto rispetto diretta / perdita del segnale. Notare che aumentando l&#39;ampiezza oltre questa soglia può causare l&#39;emorragia segnale virtuale attraverso le cuffie ed essere captati dal microfono gabbia, con conseguente distorsione feedback. Un esempio di un sistema ben calibrato (in cui il segnale registrato dal microfono cuffie è dominato dal segnale sfasata piuttosto che il segnale diretto / perdite) è mostrato in Figura 5. In questo caso, il segnale registrato attraverso il microfono delle cuffie (figura 5a<html> , A destra) è dominato dalla sfasata segnale (anziché vocalizzazione naturale degli uccelli), come mostrato nello spettro di potenza esempio nella figura 5b. </li><li> Monitorare le prestazioni del sistema. Controllare le cuffie due volte al giorno per essere sicuri che entrambi gli altoparlanti e il microfono funzionano correttamente. Notare che il microfono cuffie monitora solo uno degli altoparlanti. Per testare l&#39;altro altoparlante, toccare il microfono mentre si tiene la gabbia non monitorati altoparlante accanto al tuo orecchio - si sente un ticchettio se non monitorata altoparlante è in funzione. Un altro controllo consigliato è quello di scollegare la fonte di alimentazione e segnale in uscita dal microfono telefono e usare un ohmetro per misurare la resistenza attraverso gli altoparlanti (nero e verde in figura 2e). Quando entrambi siano collegati, questa sarà la metà della resistenza attraverso un altoparlante poiché altoparlanti sono collegati in parallelo. </li></ol> 5. Una nota sul costo dei materiali nt &quot;&gt; Con due eccezioni, tutti gli elementi elencati nella tabella dei materiali sono relativamente poco costoso (a meno di qualche centinaio di dollari americani). Le componenti più costosi sono il commutatore e il Harmonizer elencati nella tabella, che ciascuno di costo 2000 dollari USA o più. Prendiamo atto che le versioni meno costose di entrambi i prodotti possono essere disponibili da produttori diversi da quelli elencati (anche se non li abbiamo testato) e potrebbe permettere ai ricercatori di implementare questo protocollo a un costo inferiore.

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F., Ghez, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Independent+learning+of+internal+models+for+kinematic+and+dynamic+control+of+reaching.">Independent learning of internal models for kinematic and dynamic control of reaching.</a> Nature Neuroscience. 2, 1026-1031 (1999).</li><li>Chen, S. H., Liu, H., Xu, Y., Larson, C. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Voice+F0+responses+to+pitch-shifted+voice+feedback+during+English+speech.">Voice F0 responses to pitch-shifted voice feedback during English speech.</a> J. Acoust. Soc. Am. 121, 1157-1163 (2007).</li><li>Houde, J. F., Jordan, M. 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Nessun conflitto di interessi dichiarati.

Il protocollo qui presentato permette di manipolare lo sperimentatore feedback uditivo nel canto degli uccelli. La costruzione leggera consente manipolazioni tali da sostenere per lunghi periodi, e gli uccelli canteranno prolifico mentre indossa le cuffie per un mese o più. Anche se alcuni uccelli canori canterà per tutto il tempo a 10 settimane che indossa le cuffie, in alcuni casi la quantità di canto comincia a declinare dopo ~ 5 settimane di utilizzo. Per questo motivo, di solito limitare gli esperimenti a 4 settimane. Nella nostra esperienza, ogni uccello canoro dotato di cuffie ci si può aspettare per cantare 100 + attacchi canzone al giorno (e, a volte molto di più). Pertanto, se opportunamente impiegato, il sistema offre una cuffia quasi il 100% di successo (se il successo è definito dalla acquisizione dei dati dal canto degli uccelli). Inoltre, dopo aver completato un esperimento di apprendimento le cuffie può essere rimosso e successivamente riattaccato per l&#39;ulteriore raccolta di dati. A condizione che l&#39;animale è in buona salute generale reatta<html> chment può avvenire in qualsiasi momento. Un fattore determinante di successo è ridurre al minimo il peso e ottimizzando il comfort delle cuffie. Durante la costruzione, occorre prestare attenzione per ridurre al minimo la quantità di resina epossidica o acrilica dentale usato come adesivo in eccesso aumenta il peso complessivo della apparecchiatura e potenzialmente ridurre la propensione degli uccelli cantare. Inoltre, alcuni giorni dopo il collegamento delle cuffie, l&#39;apparecchio deve essere brevemente rimosso per verificare che la pelle intorno al canale uditivo non è diventato irritato per gli auricolari, che si possono verificare se gli auricolari sono troppo stretti. I canali auricolari dovrebbero apparire proprio come hanno fatto al momento di attacco cuffie (aperta e senza segni di arrossamento o gonfiore). In caso di irritazione, la pressione può essere alleviato riducendo lo spessore delle imbottiture. Fare attenzione che la schiuma indurita con resina epossidica essiccata non contatto con la pelle degli uccelli, in quanto questo sarà anche causare irritazione. <html> t &quot;&gt; E &#39;importante notare che, oltre al pitch shift selezionato dallo sperimentatore, feedback uditivo virtuale viene ritardata (di circa 10 msec, riflettendo la latenza di elaborazione del Harmonizer) e viene introdotta in una ampiezza superiore di uccello la feedback uditivo naturale (al fine di attutire il suono del canto naturale degli uccelli &quot;perdite&quot; nelle cuffie). Per questo motivo, gli esperimenti dovrebbe iniziare con un periodo di riferimento di diversi giorni in cui l&#39;uccello canta con le cuffie, ma con zero pitch shift 14, che permette l&#39;effetto del pitch shift essere isolato dalle variazioni vocali derivanti da altri fattori legati al paradigma delle cuffie. In pratica, le variazioni di tono canzone o l&#39;ampiezza sono raramente osservati quando gli uccelli prima iniziare a cantare con le cuffie in assenza di un pitch shift. Inoltre, abbiamo dimostrato che l&#39;esposizione prolungata al feedback fornito attraverso le cuffie unshifted non causa un cambiamento di tono canzone 14. contenuto &quot;&gt; Abbiamo già utilizzato questo disegno per dimostrare che in uccelli canori adulti, sia sposta verso l&#39;alto e verso il basso nella piazzola di feedback uditivo generare cambiamenti adattativi di intonazione vocale (ossia a cambiamenti di segno opposto allo spostamento feedback) 14. Compresi verso l&#39;alto e sposta verso il basso in ogni esperimento impiegando questo paradigma è importante perché un tale progetto può dimostrare che canzone cambia passo in risposta alle variazioni del passo di feedback uditivo (e non in risposta ai manufatti ritardo o ampiezza introdotte dalle cuffie). Inoltre, un forza di questo paradigma è che può essere utilizzato per introdurre manipolazioni uditive arbitrari. Harmonizer Il sistema può generare una varietà di perturbazioni in linea, ad esempio modificando l&#39;inviluppo di ampiezza o spettrale del segnale acustico. estendere la serie di manipolazioni oltre piazzola turni potrebbe quindi essere utilizzato per esaminare una serie di fenomeni di apprendimento vocali. Inoltre, il headphones potrebbero essere usati per fornire rumore bianco o altri segnali di rinforzo condizionali per guidare l&#39;apprendimento in singole sillabe 16. Infine, questo paradigma potrebbe in linea di principio essere impiegati in qualsiasi sistema di piccoli animali che si basa sul feedback uditivo durante comportamento vocale. Prendiamo atto che la nostra tecnica, che imita le manipolazioni feedback uditivo utilizzati per studiare il linguaggio umano 4-7, permette plasticità vocale di essere studiata in un modello animale fisiologicamente accessibile. La combinazione di studi comportamentali di correzione degli errori vocale con lesioni cerebrali, manipolazioni farmacologiche, o registrazioni neurali potrebbero essere utilizzati per rivelare come particolari circuiti neurali contribuire alla correzione degli errori in performance vocale.

<table border="1"><tbody><tr><td> Nome del reagente / materiale </td><td> Azienda </td><td> Numero di catalogo </td><td> Commenti </td></tr><tr><td> Dadi esagonali </td><td> Amazon alimentazione </td><td> B000FMW43Y </td><td></td></tr><tr><td> 0-80 Viti, 1/8 &quot; </td><td> Amazon alimentazione </td><td> B000FN0JXK </td><td></td></tr><tr><td> 0.05 &quot;Chiave esagonale </td><td> Amazon alimentazione </td><td> B003GDISE8 </td><td></td></tr><tr><td> Cuffie altoparlanti </td><td> Digikey </td><td> 423-1113-ND </td><td></td></tr><tr><td> Cuffie microfono </td><td> Digikey </td><td> 423-1062-ND </td><td></td></tr><tr><td> Harmonizer </td><td> Sweetwater Suono </td><td> H7600</td><td></td></tr><tr><td> (Eventide H7600) </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Striscia in fibra di carbonio, 1 x 3 mm </td><td> Hobby Lobby Internazionale </td><td> GXS1030 </td><td></td></tr><tr><td> Fibra di carbonio cilindro, 6 mm (OD) x 4 mm (ID) </td><td> Hobby Lobby Internazionale </td><td> GXT6040 </td><td></td></tr><tr><td> Filo </td><td> Cooner Wire &amp; Cable </td><td> NUF36-2550 </td><td></td></tr><tr><td> Connettore striscia di intestazione </td><td> Digikey </td><td> ED83100-ND </td><td></td></tr><tr><td> Connettore striscia presa </td><td> Digikey </td><td> ED85100-ND </td><td></td></tr><tr><td> Tappi per le orecchie in schiuma </td><td> AO DI SICUREZZA </td><td> 92050 </td><td></td></tr><tr> &lt;td&gt; &quot;buco 1/8 punzone </td><td> Paperwishes </td><td> 7260197000 </td><td></td></tr><tr><td> 1/4 &quot;fori </td><td> Paperwishes </td><td> 7260198000 </td><td></td></tr><tr><td> Pipetta suggerimenti </td><td> VWR </td><td> 89003-056 </td><td></td></tr><tr><td> Acrilico dentale </td><td> Maxcem </td><td> 33873 </td><td></td></tr><tr><td> 5 minuti a resina epossidica </td><td> Devcon </td><td> 14210 </td><td></td></tr><tr><td> Cage microfono </td><td> Contadino </td><td> B3P4FF05B </td><td></td></tr><tr><td> Microfono preamplificatore </td><td> M-audio </td><td> DMP3 </td><td></td></tr><tr><td> Altoparlante amplificatore (Crown D-45) </td><td> Sweetwater suono </td><td> D-45 </td><td></td></tr><tr><td> Filtro passa-basso </td><td> Krohn-Hite </td><td> FMB3002AC, 3FS8SL-10kg-N1U1 </td><td></td></tr><tr><td> Commutatore </td><td> Libellula </td><td> SL-88-10 </td><td></td></tr><tr><td> Alligator clip di supporto </td><td> GC Electronics </td><td> 12-051 </td><td></td></tr><tr><td> Olio minerale </td><td> Sigma </td><td> M3516 </td><td></td></tr><tr><td> Dremel strumento </td><td> Dremel </td><td> 8200 </td><td></td></tr></tbody></table>

a lightweight, headphones-based system for manipulating auditory feedback in songbirds

Manipolazioni sperimentali di feedback sensoriale durante comportamento complesso hanno fornito preziose informazioni i calcoli alla base di controllo del motore e la plasticità sensomotoria 1. Coerentemente risultato sensoriale perturbazioni in variazioni compensative in uscita del motore, che riflettono i cambiamenti nel controllo del motore precomando che riducono l&#39;errore esperto feedback. Per quantificare in che modo diversi errori di feedback sensoriali influenzare il comportamento umano, studi precedenti hanno esplorato come i segnali visivi vengono utilizzati per ricalibrare movimenti del braccio 2,3 e il feedback uditivo viene utilizzato per modificare la produzione discorso 4-7. Il punto di forza di questo approccio si basa sulla capacità di imitare gli errori naturalistici nel comportamento, permettendo lo sperimentatore di osservare come gli errori di esperienza nella produzione vengono utilizzati per ricalibrare potenza del motore. Songbirds forniscono un ottimo modello animale per studiare le basi neurali del controllo motorio e plasticità 8,9 </sup&gt;. Il cervello songbird offre un circuito ben definito in cui le aree necessarie per l&#39;apprendimento canzone sono spazialmente separate da quelle richieste per la produzione di canzoni, e la registrazione neurale e studi sulle lesioni hanno compiuto progressi significativi nella comprensione di come le diverse aree cerebrali contribuiscono a comportamento vocale 9-12 . Tuttavia, la mancanza di un naturalistico di correzione degli errori paradigma - in cui è turbato un parametro acustico conosciuto dallo sperimentatore e poi corretto dal Songbird - ha reso difficile capire i calcoli alla base di apprendimento vocale o come diversi elementi del circuito neurale contribuire per la correzione di errori vocali 13. La tecnica qui descritta dà il controllo preciso sperimentatore troppi errori uditive feedback nel canto degli uccelli, che consente l&#39;introduzione di arbitrarie errori sensoriali che possono essere utilizzati per guidare l&#39;apprendimento vocale. Line suono apparecchiature per l&#39;elaborazione viene utilizzato per introdurre una perturbazione notol&#39;acustica della canzone, e un apparato miniaturizzato cuffie è utilizzato per sostituire dei feedback uditivo naturale di un uccello canoro con il segnale perturbato in tempo reale. Abbiamo utilizzato questo paradigma per perturbare la frequenza fondamentale (pitch) di feedback uditivo in uccelli canori adulti, fornendo la prima dimostrazione che gli uccelli adulti mantenere performance vocale con la correzione degli errori 14. Il presente protocollo può essere utilizzato per implementare una vasta gamma di perturbazioni di feedback sensoriali (inclusi ma non limitati a variazioni dell&#39;intonazione) per studiare le basi di calcolo e neurofisiologica di apprendimento vocale.

La figura 6 mostra un esperimento rappresentativo eseguita su un fringuello Bengalese adulto. In questo caso, il sistema di cuffie è stato utilizzato per aumentare il pitch di feedback uditivo di un semitono (un dodicesimo di ottava, con un circa il 6% di variazione di frequenza assoluta) per 16 giorni. Questa manipolazione ha comportato una riduzione graduale del passo di tutte le sillabe della canzone (linee colorate). Questo cambiamento di programma motorio vocale comportato una riduzione dell&#39;errore uditivo sperimentato dal bird (linea tratteggiata), dimostrando affidamento dell&#39;uccello sul feedback uditivo per correggere errori apparenti vocali. Quando il pitch shift è stato rimosso dopo il giorno 16, il pitch della canzone finalmente tornata ai livelli iniziali. I dati mostrati in figura 6 sono tipici in che riflettono adattamento incompleto. In questo caso, anche se il passo di feedback uditivo è stato spostato di 1,0 semitoni, l&#39;uccello ha cambiato il passo della sua canzone da solo circa 0,4 semitones. Tra le specie e dei sistemi, l&#39;adattamento incompleto è la norma quando il feedback virtuale viene usata per perturbare una singola modalità sensoriale 5,15, e nel paradigma attuale riflette probabilmente una dipendenza parziale nonauditory (ad esempio, propriocettiva) segnali come uccelli canori valutare le loro performance vocale in corso. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/50027/50027fig1.jpg" /> Figura 1. Cuffie di montaggio telaio. un. Crossbar montaggio. Fissare le viti, traversa, dadi esagonali, siringhe e aghi (rosso) con colla epossidica (blu) come mostrato. Coprire la punta di ogni vite con olio minerale (verde) per evitare resina epossidica di legame con le viti. B. Montaggio Auricolare. Attaccare post, cilindro, e la schiuma pad (arancione) con resina epossidica. C. Montatura cuffie. Prima dell&#39;intervento, filo stereotax earbars (nero) tramite auricolari. Fissare traversa a cranio con resina epossidica o acrilica dentale (blu), quindi collegare auricolari per traversa con morsetti a coccodrillo per premere delicatamente i cuscinetti di gomma contro la testa degli stessi. d. sinistra, vista laterale che illustra il posizionamento di traversa e auricolari sulla testa uccello. Destra, vista laterale del dado esagonale attaccato al cranio dopo la cornice cuffie è stato rimosso staccando le viti. Scala in bar riguarda b per tutti i pannelli. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/50027/50027fig2.jpg" /> Figura 2. Elettronica di montaggio. a. Fai un adattatore con l&#39;inserimento di una punta di pipetta in un pezzo pezzo di cilindro in fibra di carbonio e la punta della pipetta di taglio a misura. b. Utilizzando epossidica, colla un altoparlante e microfono cuffie insieme separati da un pezzo di nastro. C. Colla adattatore sulla diffusore (in figura) e altoparlante / microfono telefoni componente. D. Saldare i fili di altoparlanti e microfono cuffie a una striscia connettore socket e colla presa alla parte superiore del telaio cuffie. Punto bianco, segno di allineamento sul socket connettore strip. E. Schema che mostra le connessioni tra gli altoparlanti, cuffie, microfono e presa. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/50027/50027fig3.jpg" /> Figura 3. Piombo montaggio. un. Fabbricare un cavo flessibile saldando quattro lunghezze 15 centimetri di filo per i perni su un lato di un header striscia connettore ed i fili treccia insieme. Saldare l&#39;altra estremità dei cavi di un adattatore per il collegamento collettore. Punto bianco, segno di allineamento sul colpo di testa striscia connettore. B. Inserire la spina nella presa di piombo striscia connettore cuffie per effettuare valutazioni alterata uditivo all&#39;altoparlante le cuffie, il potere del microfono delle cuffie, e registrare i segnali del microfono delle cuffie. Allineare punti su colpo di testa connettore strip e la presa per garantire la connettività corretta. Figura 4. Circuito di sintesi. Connettività sistema diagramma di flusso che riassume. I dati di tre canali di registrazione (1) il segnale dal microfono unshifted gabbia, (2) una copia del pitch-shifted segnale inviato agli altoparlanti cuffie, e (3) la forma d&#39;onda del suono registrato dal microfono cuffie. Preamp, preamplificatore microfonico, LPF, filtro passa-basso. <img alt="Figura 5" src="/files/ftp_upload/50027/50027fig5.jpg" /> Figura 5. Test del sistema. a. Spettrogrammi della registrazione di suoni sui tre canali di dati. Ogni canale dati mostrano tre sillabe canzone. Colore rappresenta il potere in ogni tempo e in frequenza acustica. B. Spettro di potenza al tempo indicato dalle linee verticali rosse in un. Si noti che i picchi nello spettro microfono cuffie (verde) corrispondono i picchi in the pitch-shifted (rosso) piuttosto che il unshifted (nero) del segnale, che indica che il suono raggiunge l&#39;orecchio degli uccelli è dominato dal feedback spostata. <img alt="Figura 6" src="/files/ftp_upload/50027/50027fig6.jpg" /> Figura 6. Utilizzando il sistema delle cuffie per guidare l&#39;apprendimento vocale. Correzione di errore vocale in un adulto bengalesi fringuello. Linee colorate mostrare i cambiamenti nel campo di sette sillabe diverse canzoni durante un periodo di 16 giorni (scatola grigia) in cui è stato utilizzato il sistema di cuffie di spostare l&#39;intonazione verso l&#39;alto feedback uditivo di un semitono. Solid linea nera, significa cambiamento di pitch in tutte le sillabe canzone. Tratteggiata linea nera mostra l&#39;errore medio passo sperimentato dal soggetto durante l&#39;epoca turno. Si noti che la variazione di tono canzone serve a ridurre l&#39;errore esperto passo. Dopo il turno di campo è stato riportato a zero il campo base giorno 17 si avvicina. Il giorno 24 le cuffie sono stati rimossi, epoi sostituito il giorno 46, in cui passo il tempo aveva ripreso al suo valore di base.

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A Lightweight, Headphones-based System for Manipulating Auditory Feedback in Songbirds

Descriviamo la progettazione e l&#39;assemblaggio di cuffie miniaturizzati adatti per la sostituzione dei feedback uditivo naturale di un uccello canoro con un segnale acustico manipolato. In linea hardware di elaborazione del suono viene usato per manipolare l&#39;uscita canzone, introdurre in tempo reale gli errori di feedback uditivo tramite le cuffie, e guidare l&#39;apprendimento vocale motore.

Un leggero, Cuffie-based per la gestione di sistema feedback uditivo in Songbirds

Experimental manipulations of sensory feedback during complex behavior have provided valuable insights into the computations underlying motor control and ...

a-lightweight-headphones-based-system-for-manipulating-auditory

Research

JoVE Journal

Neuroscience

14.2K Views.  Emory University. Descriviamo la progettazione e l'assemblaggio di cuffie miniaturizzati adatti per la sostituzione dei feedback uditivo naturale di un uccello canoro con un segnale acustico manipolato. In linea hardware di elaborazione del suono viene usato per manipolare l'uscita canzone, introdurre in tempo reale gli errori di feedback uditivo tramite le cuffie, e guidare l'apprendimento vocale motore.

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Efficient Derivation of Human Neuronal Progenitors and Neurons from Pluripotent Human Embryonic Stem Cells with Small Molecule Induction

There is a large unfulfilled need for a clinically-suitable human neuronal cell source for repair or regeneration of the damaged central nervous system (CNS) structure and circuitry in today's healthcare industry. Cell-based therapies hold great promise to restore the lost nerve tissue and function for CNS disorders. However, cell therapies based on CNS-derived neural stem cells have encountered supply restriction and difficulty to use in the clinical setting due to their limited expansion ability in culture and failing plasticity after extensive passaging1-3. Despite some beneficial outcomes, the CNS-derived human neural stem cells (hNSCs) appear to exert their therapeutic effects primarily by their non-neuronal progenies through producing trophic and neuroprotective molecules to rescue the endogenous cells1-3. Alternatively, pluripotent human embryonic stem cells (hESCs) proffer cures for a wide range of neurological disorders by supplying the diversity of human neuronal cell types in the developing CNS for regeneration1,4-7. However, how to channel the wide differentiation potential of pluripotent hESCs efficiently and predictably to a desired phenotype has been a major challenge for both developmental study and clinical translation. Conventional approaches rely on multi-lineage inclination of pluripotent cells through spontaneous germ layer differentiation, resulting in inefficient and uncontrollable lineage-commitment that is often followed by phenotypic heterogeneity and instability, hence, a high risk of tumorigenicity7-10. In addition, undefined foreign/animal biological supplements and/or feeders that have typically been used for the isolation, expansion, and differentiation of hESCs may make direct use of such cell-specialized grafts in patients problematic11-13. To overcome these obstacles, we have resolved the elements of a defined culture system necessary and sufficient for sustaining the epiblast pluripotence of hESCs, serving as a platform for de novo derivation of clinically-suitable hESCs and effectively directing such hESCs uniformly towards clinically-relevant lineages by small molecules14 (please see a schematic in Fig. 1). Retinoic acid (RA) does not induce neuronal differentiation of undifferentiated hESCs maintained on feeders1, 14. And unlike mouse ESCs, treating hESC-differentiated embryoid bodies (EBs) only slightly increases the low yield of neurons1, 14, 15. However, after screening a variety of small molecules and growth factors, we found that such defined conditions rendered retinoic acid (RA) sufficient to induce the specification of neuroectoderm direct from pluripotent hESCs that further progressed to neuroblasts that generated human neuronal progenitors and neurons in the developing CNS with high efficiency (Fig. 2). We defined conditions for induction of neuroblasts direct from pluripotent hESCs without an intervening multi-lineage embryoid body stage, enabling well-controlled efficient derivation of a large supply of human neuronal cells across the spectrum of developmental stages for cell-based therapeutics.

We have established a protocol for induction of neuroblasts direct from pluripotent human embryonic stem cells maintained under defined conditions with small molecules, which enables derivation of a large supply of human neuronal progenitors and neuronal cell types in the developing CNS for neural repair.

Derivazione efficiente di progenitori neuronali umane e Neuroni pluripotenti da cellule staminali embrionali umane con induzione piccole molecole

There is a large unfulfilled need for a clinically-suitable human neuronal cell source for repair or regeneration of the damaged central nervous system ...

Ricerca

Neuroscienze

Functional Imaging of Auditory Cortex in Adult Cats using High-field fMRI

Current knowledge of sensory processing in the mammalian auditory system is mainly derived from electrophysiological studies in a variety of animal models, including monkeys, ferrets, bats, rodents, and cats. In order to draw suitable parallels between human and animal models of auditory function, it is important to establish a bridge between human functional imaging studies and animal electrophysiological studies. Functional magnetic resonance imaging (fMRI) is an established, minimally invasive method of measuring broad patterns of hemodynamic activity across different regions of the cerebral cortex. This technique is widely used to probe sensory function in the human brain, is a useful tool in linking studies of auditory processing in both humans and animals and has been successfully used to investigate auditory function in monkeys and rodents. The following protocol describes an experimental procedure for investigating auditory function in anesthetized adult cats by measuring stimulus-evoked hemodynamic changes in auditory cortex using fMRI. This method facilitates comparison of the hemodynamic responses across different models of auditory function thus leading to a better understanding of species-independent features of the mammalian auditory cortex.

Functional studies of the auditory system in mammals have traditionally been conducted using spatially-focused techniques such as electrophysiological recordings. The following protocol describes a method of visualizing large-scale patterns of evoked hemodynamic activity in the cat auditory cortex using functional magnetic resonance imaging.

Imaging funzionale di Auditory Cortex in gatti adulti utilizzando ad alto campo fMRI

Current knowledge of sensory processing in the mammalian auditory system is mainly derived from electrophysiological studies in a variety of animal ...

Optogenetic Stimulation of the Auditory Nerve

Direct electrical stimulation of spiral ganglion neurons (SGNs) by cochlear implants (CIs) enables open speech comprehension in the majority of implanted deaf subjects1-6. Nonetheless, sound coding with current CIs has poor frequency and intensity resolution due to broad current spread from each electrode contact activating a large number of SGNs along the tonotopic axis of the cochlea7-9. Optical stimulation is proposed as an alternative to electrical stimulation that promises spatially more confined activation of SGNs and, hence, higher frequency resolution of coding. In recent years, direct infrared illumination of&#160;the cochlea has been used to evoke responses in the auditory nerve10. Nevertheless it requires higher energies than electrical stimulation10,11 and uncertainty remains as to the underlying mechanism12. Here we describe a method based on optogenetics to stimulate SGNs with low intensity blue light, using transgenic mice with neuronal expression of channelrhodopsin 2 (ChR2)13 or virus-mediated expression of the ChR2-variant CatCh14. We used micro-light emitting diodes (&#181;LEDs) and fiber-coupled lasers to stimulate ChR2-expressing SGNs through a small artificial opening (cochleostomy) or the round window. We assayed the responses by scalp recordings of light-evoked potentials (optogenetic auditory brainstem response: oABR) or by microelectrode recordings from the auditory pathway and compared them with acoustic and electrical stimulation.

Cochlear implants (CIs) enable hearing by direct electrical stimulation of the auditory nerve. However, poor frequency and intensity resolution limits the quality of hearing with CIs. Here we describe optogenetic stimulation of the auditory nerve in mice as an alternative strategy for auditory research and developing future CIs.

Stimolazione optogenetic del nervo uditivo

Direct electrical stimulation of spiral ganglion neurons (SGNs) by cochlear implants (CIs) enables open speech comprehension in the majority of implanted ...

Extracellular Recording of Neuronal Activity Combined with Microiontophoretic Application of Neuroactive Substances in Awake Mice

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and awake animals. Therefore, methods allowing the manipulation of synaptic systems in awake animals are required in order to determine the contribution of synaptic inputs to neuronal processing unaffected by anesthetics. Here, we present methodology for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. By combining these procedures, we performed microiontophoretic injections of gabazine to selectively block GABAA receptors in neurons of the inferior colliculus of head-restrained mice. Gabazine successfully modified neural response properties such as the frequency response area and stimulus-specific adaptation. Thus, we demonstrate that our methods are suitable for recording single-unit activity and for dissecting the role of specific neurotransmitter receptors in auditory processing.
The main limitation of the described procedure is the relatively short recording time (~3 hr), which is determined by the level of habituation of the animal to the recording sessions. On the other hand, multiple recording sessions can be performed in the same animal. The advantage of this technique over other experimental procedures used to manipulate the level of neurotransmission or neuromodulation (such as systemic injections or the use of optogenetic models), is that the drug effect is confined to the local synaptic inputs to the target neuron. In addition, the custom-manufacture of electrodes allows adjustment of specific parameters according to the neural structure and type of neuron of interest (such as the tip resistance for improving the signal-to-noise ratio of the recordings).

We present methods for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. This technique allows the detailed analysis of putative local synaptic inputs to the neuron of interest.

Extracellulare La registrazione di un neurone attività combinata con Microiontophoretic applicazione di sostanze neuroattivi nei topi Awake

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and ...

Measuring and Manipulating Functionally Specific Neural Pathways in the Human Motor System with Transcranial Magnetic Stimulation

Understanding interactions between brain areas is important for the study of goal-directed behavior. Functional neuroimaging of brain connectivity has provided important insights into fundamental processes of the brain like cognition, learning, and motor control. However, this approach cannot provide causal evidence for the involvement of brain areas of interest. Transcranial magnetic stimulation (TMS) is a powerful, noninvasive tool for studying the human brain that can overcome this limitation by transiently modifying brain activity. Here, we highlight recent advances using a paired-pulse, dual-site TMS method with two coils that causally probes cortico-cortical interactions in the human motor system during different task contexts. Additionally, we describe a dual-site TMS protocol based on cortical paired associative stimulation (cPAS) that transiently enhances synaptic efficiency in two interconnected brain areas by applying repeated pairs of cortical stimuli with two coils. These methods can provide a better understanding of the mechanisms underlying cognitive-motor function as well as a new perspective on manipulating specific neural pathways in a targeted fashion to modulate brain circuits and improve behavior. This approach may prove to be an effective tool to develop more sophisticated models of brain-behavior relations and improve diagnosis and treatment of many neurological and psychiatric disorders.

This article describes new approaches to measure and strengthen functionally specific neural pathways with transcranial magnetic stimulation. These advanced noninvasive brain stimulation methodologies can provide new opportunities for the understanding of brain-behavior relations and development of new therapies to treat brain disorders.

Misurazione e manipolazione dei percorsi neurali funzionalmente specifici nel sistema motorio umano con stimolazione magnetica transcranica

Understanding interactions between brain areas is important for the study of goal-directed behavior. Functional neuroimaging of brain connectivity has ...

Stereocilia Bundle Imaging with Nanoscale Resolution in Live Mammalian Auditory Hair Cells

Inner ear hair cells detect sound-induced displacements and transduce these stimuli into electrical signals in a hair bundle that consists of stereocilia that are arranged in rows of increasing height. When stereocilia are deflected, they tug on tiny (~5 nm in diameter) extracellular tip links interconnecting stereocilia, which convey forces to the mechanosensitive transduction channels. Although mechanotransduction has been studied in live hair cells for decades, the functionally important ultrastructural details of the mechanotransduction machinery at the tips of stereocilia (such as tip link dynamics or transduction-dependent stereocilia remodeling) can still be studied only in dead cells with electron microscopy. Theoretically, scanning probe techniques, such as atomic force microscopy, have enough resolution to visualize the surface of stereocilia. However, independent of imaging mode, even the slightest contact of the atomic force microscopy probe with the stereocilia bundle usually damages the bundle. Here we present a detailed protocol for the hopping probe ion conductance microscopy (HPICM) imaging of live rodent auditory hair cells. This non-contact scanning probe technique allows time lapse imaging of the surface of live cells with a complex topography, like hair cells, with single nanometers resolution and without making physical contact with the sample. The HPICM uses an electrical current passing through the glass nanopipette to detect the cell surface in close vicinity to the pipette, while a 3D-positioning piezoelectric system scans the surface and generates its image. With HPICM, we were able to image stereocilia bundles and the links interconnecting stereocilia in live auditory hair cells for several hours without noticeable damage. We anticipate that the use of HPICM will allow direct exploration of ultrastructural changes in the stereocilia of live hair cells for better understanding of their function.

Here we present a protocol for the Hopping Probe Ion Conductance Microscopy (HPICM), a non-contact scanning probe technique that allows nanoscale imaging of stereocilia bundles in live auditory hair cells.

Stereocilia Bundle Imaging con risoluzione su scala nanometrica in cellule ciliate uditive di mammiferi vivi

Inner ear hair cells detect sound-induced displacements and transduce these stimuli into electrical signals in a hair bundle that consists of stereocilia ...

Evaluation of Auditory Brainstem Response in Chicken Hatchlings

The auditory brainstem response (ABR) is an invaluable assay in clinical audiology, non-human animals, and human research. Despite the widespread use of ABRs in measuring auditory neural synchrony and estimating hearing sensitivity in other vertebrate model systems, methods for recording ABRs in the chicken have not been reported in nearly four decades. Chickens provide a robust animal research model because their auditory system is near functional maturation during late embryonic and early hatchling stages. We have demonstrated methods used to elicit one or two-channel ABR recordings using subdermal needle electrode arrays in chicken hatchlings. Regardless of electrode recording configuration (i.e., montage), ABR recordings included 3-4 positive-going peak waveforms within the first 6 ms of a suprathreshold click stimulus. Peak-to-trough waveform amplitudes ranged from 2-11 &#181;V at high-intensity levels, with positive peaks exhibiting expected latency-intensity functions (i.e., increase in latency as a function of decreased intensity). Standardized earphone position was critical for optimal recordings as loose skin can occlude the ear canal, and animal movement can dislodge the stimulus transducer. Peak amplitudes were smaller, and latencies were longer as animal body temperature lowered, supporting the need for maintaining physiological body temperature. For young hatchlings (&#60;3 h post-hatch day 1), thresholds were elevated by ~5 dB, peak latencies increased ~1-2 ms, and peak to trough amplitudes were decreased ~1 &#181;V compared to older hatchlings. This suggests a potential conductive-related issue (i.e., fluid in the middle ear cavity) and should be considered for young hatchlings. Overall, the ABR methods outlined here permit accurate and reproducible recording of in-vivo auditory function in chicken hatchlings that could be applied to different stages of development. Such findings are easily compared to human and mammalian models of hearing loss, aging, or other auditory-related manipulations.

We have used standard auditory brainstem response (ABR) techniques and applied them to hatchling chickens, a precocious avian model for auditory function. The protocol outlines animal preparation and ABR acquisition techniques in detail, with steps that could translate to other avian or rodent models.

Valutazione della risposta uditiva del tronco cerebrale nei cuccioli di pollo

The auditory brainstem response (ABR) is an invaluable assay in clinical audiology, non-human animals, and human research. Despite the widespread use of ...

Dissecting Cell-Autonomous Function of Fragile X Mental Retardation Protein in an Auditory Circuit by In Ovo Electroporation

Fragile X mental retardation protein (FMRP) is an mRNA-binding protein that regulates local protein translation. FMRP loss or dysfunction leads to aberrant neuronal and synaptic activities in fragile X syndrome (FXS), which is characterized by intellectual disability, sensory abnormalities, and social communication problems. Studies of FMRP function and FXS pathogenesis have primarily been conducted with Fmr1 (the gene encoding FMRP) knockout in transgenic animals. Here we report an in vivo method for determining the cell-autonomous function of FMRP during the period of circuit assembly and synaptic formation using chicken embryos. This method employs stage-, site-, and direction-specific electroporation of a drug-inducible vector system containing Fmr1 small hairpin RNA (shRNA) and an EGFP reporter. With this method, we achieved selective FMRP knockdown in the auditory ganglion (AG) and in one of its brainstem targets, the nucleus magnocellularis (NM), thus providing a component-specific manipulation within the AG-NM circuit. Additionally, the mosaic pattern of the transfection allows within-animal controls and neighboring neuron/fiber comparisons for enhanced reliability and sensitivity in data analyzing. The inducible vector system provides temporal control of gene editing onset to minimize accumulating developmental effects. The combination of these strategies provides an innovative tool to dissect the cell-autonomous function of FMRP in synaptic and circuit development.

Dissecting Cell-Autonomous Function of Fragile X Mental Retardation Protein in an Auditory Circuit by In Ovo Electroporation

Using in ovo electroporation, we devised a method to selectively transfect the auditory inner ear and cochlear nucleus in chicken embryos to achieve a cell-group-specific knockdown of fragile X mental retardation protein during discrete periods of circuit assembly.

Dissezione della funzione autonoma delle cellule della proteina del ritardo mentale dell'X fragile in un circuito uditivo mediante elettroporazione in ovo

Fragile X mental retardation protein (FMRP) is an mRNA-binding protein that regulates local protein translation. FMRP loss or dysfunction leads to ...

Pupillometry to Assess Auditory Sensation in Guinea Pigs

Noise exposure is a leading cause of sensorineural hearing loss. Animal models of noise-induced hearing loss have generated mechanistic insight into the underlying anatomical and physiological pathologies of hearing loss. However, relating behavioral deficits observed in humans with hearing loss to behavioral deficits in animal models remains challenging. Here, pupillometry is proposed as a method that will enable the direct comparison of animal and human behavioral data. The method is based on a modified oddball paradigm - habituating the subject to the repeated presentation of a stimulus and intermittently presenting a deviant stimulus that varies in some parametric fashion from the repeated stimulus. The fundamental premise is that if the change between the repeated and deviant stimulus is detected by the subject, it will trigger a pupil dilation response that is larger than that elicited by the repeated stimulus. This approach is demonstrated using a vocalization categorization task in guinea pigs, an animal model widely used in auditory research, including in hearing loss studies. By presenting vocalizations from one vocalization category as standard stimuli and a second category as oddball stimuli embedded in noise at various signal-to-noise ratios, it is demonstrated that the magnitude of pupil dilation in response to the oddball category varies monotonically with the signal-to-noise ratio. Growth curve analyses can then be used to characterize the time course and statistical significance of these pupil dilation responses. In this protocol, detailed procedures for acclimating guinea pigs to the setup, conducting pupillometry, and evaluating/analyzing data are described. Although this technique is demonstrated in normal-hearing guinea pigs in this protocol, the method may be used to assess the sensory effects of various forms of hearing loss within each subject. These effects may then be correlated with concurrent electrophysiological measures and post-hoc anatomical observations.

Pupillometry, a simple and non-invasive technique, is proposed as a method to determine hearing-in-noise thresholds in normal hearing animals and animal models of various auditory pathologies.

pupillometria per valutare la sensazione uditiva nelle cavie

Noise exposure is a leading cause of sensorineural hearing loss. Animal models of noise-induced hearing loss have generated mechanistic insight into the ...

Impianto di micro-drive per la registrazione dell'attività neurale quotidiana nei topi giovani

A Lightweight Drive Implant for Chronic Tetrode Recordings in Juvenile Mice

In vivo electrophysiology provides unparalleled insight into the sub-second-level circuit dynamics of the intact brain and represents a method of particular importance for studying mouse models of human neuropsychiatric disorders. However, such methods often require large cranial implants, which cannot be used in mice at early developmental time points. As such, virtually no studies of in vivo physiology have been performed in freely behaving infant or juvenile mice, despite the fact that a better understanding of neurological development in this critical window would likely provide unique insights into age-dependent developmental disorders such as autism or schizophrenia. Here, a micro-drive design, surgical implantation procedure, and post-surgery recovery strategy are described that allow for chronic field and single-unit recordings from multiple brain regions simultaneously in mice as they age from postnatal day 20 (p20) to postnatal day 60 (p60) and beyond, a time window roughly corresponding to the human ages of 2 years old through to adulthood. The number of recording electrodes and final recording sites can be easily modified and expanded, thus allowing flexible experimental control of the in vivo monitoring of behavior- or disease-relevant brain regions across development.

Autore in primo piano: Un impianto di propulsione leggero per registrazioni croniche di tetrodi in topi giovani  

Here, we describe a micro-drive design, surgical implantation procedure, and post-surgery recovery strategy that allow for chronic field and single-unit recordings from multiple brain regions simultaneously in juvenile and adolescent mice across a critical developmental window from postnatal day 20 (p20) to postnatal day 60 (p60) and beyond.