Les auteurs tiennent à remercier les personnes suivantes pour le financement de ces travaux: généreux fonds de démarrage du département de génie biomédical à l&#39;Université de Washington, un Centre McDonnell pour Systems Neuroscience subvention, un Office of Naval Research subvention (Grant #: N000141210089) à BR

1. Préparation d&#39;odeur et de livraison <ol><li> Des solutions diluées d&#39;odeurs dans une huile minérale en volume pour obtenir le niveau de concentration désiré. Stocker un mélange 20 ml d&#39;huile minérale et la matière odorante dans une bouteille en verre 60 ml. Insérer deux aiguilles de seringue dans un bouchon en caoutchouc (calibre 19), une au fond et l&#39;autre par le haut, pour fournir une entrée et une ligne de sortie. Placer la bouteille en verre avec bouchon en caoutchouc et ce attachent une coutume conçue filtre à charbon actif à la ligne d&#39;entrée (figure 1A). </li><li> Le filtre à charbon est faite en utilisant deux 6 seringues ml. Couper les seringues en deux et jetez l&#39;extrémité du piston. Remplir chacune des pièces restantes avec du coton et du charbon actif avant de les raccorder ensemble à l&#39;aide d&#39;un tube thermorétrécissable. </li><li> Connecter la ligne de sortie de la bouteille d&#39;odeur (en utilisant des tubes de polyéthylène, ID 0,86 mm) sur le tube en matière plastique (tubes Nalgene FEP, ID 5,8 mm) qui fournit un débit d&#39;air constant à travers l&#39;antenne (figure 1B </strong&gt;). </li><li> Liaison directe carbone-filtré, l&#39;air déshumidifié (gaz porteur; débit, 0,75 L / min) en direction de la sauterelle l&#39;aide d&#39;un tube en plastique placé à l&#39;intérieur de quelques centimètres de l&#39;antenne acridienne. </li><li> Pour la stimulation de l&#39;odeur, de déplacer un volume constant (0,1 l / min) de l&#39;espace de tête statique au-dessus de la solution d&#39;odeur dans la bouteille. Ce résultat est obtenu par injection d&#39;une quantité égale d&#39;air déshumidifié dans la bouteille à l&#39;aide d&#39;une pompe à Pico (WPI, PV-820). Les vapeurs de la bouteille d&#39;odeur sont dirigés à travers la conduite de sortie sur le tube d&#39;air (figure 1B). </li><li> Retirez les vapeurs odorantes livrés en plaçant un entonnoir vide ~ 10 cm derrière l&#39;antenne acridienne. </li></ol> 2. Préparation d&#39;antenne criquet pèlerin dans l&#39;enregistrement sensille unique <ol><li> Sélectionnez un criquet jeunes adultes des deux sexes avec cuisine entièrement pousser des ailes, mais avant l&#39;étape de l&#39;accouplement d&#39;une colonie surpeuplée. Pour limiter la sauterelle, d&#39;abord amputer ses jambes. Sceller les sites d&#39;amputation avec de la colle tissulaire (Vetbond, 3M). T sécuriséil criquets dans une chambre spécialement conçu à l&#39;aide d&#39;un petit morceau de ruban électrique drapé autour de son thorax (figure 2A). </li><li> Sous un microscope de dissection, faire un sillon peu profond dans la plate-forme de cire (figure 2A) pour l&#39;installation des antennes. Placer l&#39;antenne dans la rainure et de la stabiliser à l&#39;aide de cire batik aux deux extrémités de l&#39;antenne (figure 2B; une electrowaxer est utilisée pour faire fondre la cire). </li><li> Insérez une électrode de masse (fil d&#39;argent chloruré) dans le thorax (~ 1 cm de la tête). Utiliser de la cire batik à la fois le sceau de l&#39;endroit de l&#39;incision et maintenir le fil de masse en place (figure 2A). </li></ol> 3. Enregistrement sensille unique pour surveiller odeur évoqués réponses des neurones récepteurs olfactifs (ORNs) <ol><li> Placez l&#39;antenne criquets stabilisée sous un stéréomicroscope (Leica M205C) sur une table isolation contre les vibrations (TMC) (figure 3A). Assurez-vous que la base de la sensille enregistrement est évidentment visible (figure 3B). </li><li> Utilisez un extracteur micropipette (Sutter P-1000) pour fabriquer des électrodes de verre (impédance 3-10 MQ lorsqu&#39;il est rempli de solution saline criquets 9, um Embout de diamètre 1-3) à l&#39;aide d&#39;un tube capillaire en verre de borosilicate (OD 1,2 mm, 0,69 mm ID). </li><li> Placer l&#39;électrode de verre dans un support micropipette qui est attaché à un micromanipulateur motorisé (Sutter MP-285). Insérez doucement l&#39;électrode dans la base d&#39;un sensille (figure 3B). Notez que chaque sensille peut contenir 3-50 ORNs des criquets 10. </li><li> Amplifier le signal (10.000 fois) à l&#39;aide d&#39;un amplificateur à courant alternatif (Grass P-55). Filtrer le signal entre 0,3 à 10,0 kHz et d&#39;acquérir à un taux d&#39;échantillonnage de 15 kHz (figure 3D) en utilisant un système d&#39;acquisition de données (LabView, PCI-MIO-16E-4 cartes d&#39;acquisition de données; National Instruments). </li></ol> 4. Procédure Dissection criquet pèlerin dans l&#39;lobe antennaire et enregistrements corps pédonculé <ol><li> Suivez le restrainiprocédures ng tel que décrit dans la section 2.1. Placez la sauterelle dans une chambre de mesure conçu comme le montre la figure 4A et B. </li><li> Pour perfuser une solution saline pendant et après la procédure de dissection, de construire une tasse de cire autour de la tête acridienne. La coupe de la cire doit commencer juste au-dessus des parties de mâchoire, et s&#39;étendent au-delà des yeux composés englobant la zone située entre les deux antennes comme représenté sur la figure 4C. </li><li> Pour permettre à l&#39;antenne de passer à travers la coupe de la cire, de créer de petits tunnels sur les deux côtés à l&#39;aide de plastique (polyéthylène) tube (5 mm de long, 0,86 mm ID). Assurez-vous que le tuyau en plastique peut glisser à travers la coupelle de cire. Celle-ci est obtenue en utilisant un joint en caoutchouc qui s&#39;enroule fermement autour du tube en matière plastique, mais est fixé à la cire tasse (figure 4C). </li><li> À l&#39;aide de résine époxy, fixer la base de l&#39;antenne à l&#39;extrémité inférieure du tube en matière plastique. Cette étape permet de s&#39;assurer que les antennes sont maintenus en place même après l&#39;entourecuticule est retiré. </li><li> Maintenez la tasse de cire remplis de solution saline 9 de ce point en avant. Commencer par enlèvement d&#39;une région rectangulaire centrale entre les deux antennes (le côté plus long du rectangle aligné avec l&#39;axe antéro-postérieur). Par la suite, enlever la cuticule dans les régions voisines sans déranger les yeux composés et les cuticules à la base de l&#39;antenne (figure 4D). </li><li> En utilisant des pinces fines, retirer délicatement les sacs aériens et des organismes de graisse entourant le cerveau. A la fin de cette étape, le cerveau antiacridienne doit être clairement visible (figure 4D). On notera que les régions du cerveau qui traitent l&#39;information olfactive (avec pigmentation jaune clair) sont situés entre les deux antennes. </li><li> Dans l&#39;intestin criquets passe sous le cerveau et le long de la longueur du corps. Pour empêcher le mouvement de l&#39;intestin à partir de potentiellement déstabilisant la préparation, tirez doucement sur l&#39;intestin antérieur et le couper à l&#39;aide de ciseaux fins. Faire une petite incision dans l&#39;abdomen, justeau-dessus du rectum et retirer l&#39;intestin en tirant le gros intestin avec des pinces grossières. Pour éviter une fuite de solution saline, attachez l&#39;abdomen juste avant l&#39;incision avec des fils de suture. </li><li> Utiliser une petite plate-forme constitué d&#39;un fil mince revêtu d&#39;une fine couche de cire pour élever le cerveau et la stabiliser au cours de l&#39;électrophysiologie 11 comme représenté sur la Figure 4D. </li><li> Le cerveau d&#39;insecte est recouvert d&#39;une gaine isolante mince qui doit être éliminée avant les expériences. Pour desheath le cerveau, écartez doucement une petite quantité d&#39;une enzyme (0,3-0,4 mg de protéase, Sigma Aldrich) sur la surface du cerveau à l&#39;aide de pinces fines 9. Après s ~ 5-10 enzyme d&#39;application, laver soigneusement le cerveau avec une solution saline. Utilisation ultra-fines pinces très doucement pincer et tirer la gaine et ensuite déchirer l&#39;ouvrir sur les lieux d&#39;enregistrement (AL et MB; montré dans la figure 4E, F). </li></ol> 5. Multi-unit enregistrements du lobe antennaire etle Conseil de champignons <ol><li> Placez la préparation criquets (figure 5A) sous un stéréomicroscope suspendu à un pied perche placée sur une table isolation contre les vibrations. </li><li> Maintenir un taux de perfusion constante de solution saline (environ 0,04 L / h) tout au long de l&#39;expérience. Utilisez un fil d&#39;argent chloruré immergé dans la tasse de cire rempli de solution saline dans l&#39;électrode de masse. </li><li> Pour les enregistrements PN, utiliser un 16-canal en silicium sonde (Technologies NeuroNexus, article # a2x2-tet-3mm-150-150-121-A16, figure 5B). Avant chaque expérience, la galvanoplastie les électrodes d&#39;or pour atteindre impédances dans la gamme 200-300 kW. Utilisez le circuit représenté sur la figure 7 pour la galvanoplastie. </li><li> Placez l&#39;électrode près de la surface du lobe antennaire et doucement l&#39;insérer dans le tissu à l&#39;aide d&#39;un micromanipulateur manuel (WPI, M3301R) (figure 5D). </li><li> Avancer l&#39;électrode dans ~ 10 étapes um. Attendez 2-3 min à chaque étape et d&#39;évaluer l&#39;acquisitionla qualité du signal d. Dans un site d&#39;enregistrement idéal, les signaux extracellulaires sera repris par plusieurs canaux d&#39;enregistrement et aura un fort rapport signal sur bruit (SNR&gt; 3-5 fois le bruit DS). </li><li> Pour les enregistrements KC, utilisez une tétrode sur mesure torsadée (figure 5C; procédé de fabrication étape par étape présentée dans la section 6). Galvanoplastie ces électrodes comme indiqué à l&#39;étape 5.3. Placez la tétrode sur la surface de la MB (figure 5E) comme KC somata sont limitées à la couche superficielle de la MB 8. </li><li> Les deux PN et enregistrements KC peut être faite en même temps de la préparation criquets comme représenté schématiquement sur ​​la figure 5A. </li><li> Attendre au moins 15 minutes après avoir trouvé l&#39;emplacement d&#39;enregistrement pour permettre la stabilisation des électrodes. </li><li> Acquérir tous les signaux extracellulaires à 15 kHz, filtre entre 0,3 à 6 KHz, et amplifier (10000 fois) en utilisant un amplificateur à 16 canaux AC (Biologie Electronics Boutique, Caltech, Pasadena, CA) (La figure 6A, B). </li></ol> 6. Procédures pour rendre fil-électrode Twisted pour les enregistrements KC <ol><li> Pour concevoir une électrode multi-unités pour les enregistrements KC, utilisez un fil isolé nickel-chrome (RO800, 0,0005 &quot;filament) 8. </li><li> Si huit électrodes sont souhaitées, puis enrouler le fil autour d&#39;un morceau de 10-15 cm de long sur carton 4 fois. Les extrémités du carton peut être recouverte avec un tube en matière plastique pour éviter que les bords de coupe du fil. Bien emballage, assurez-vous il ya peu de jeu, mais faire en sorte que le fil n&#39;est pas tendu. Manipuler le fil avec précaution car il se casse facilement. </li><li> Bunch les fils ensemble en haut du carton et utiliser un morceau de ruban adhésif (bande du temps, T-534-RP) pour les maintenir ensemble. Couper les brins à l&#39;autre extrémité. Retirer les brins de fil et les fils du groupe à l&#39;extrémité coupée et une autre pièce à l&#39;aide de la bande. </li><li> L&#39;utilisation d&#39;un titre Agitateur de plaque (Thermo Scientific, Modèle 4625Q), le vent les brins ensemble (~ 72 tr / min pendant 3min) pour former un fil torsadé. Le fond des brins enregistrées peuvent être coupés à la plaque de rotor titre et le haut peut être fixé à un pied perche. Pendant le bobinage, le fil doit avoir peu de mou, mais ne pas être tendu. </li><li> Faire fondre l&#39;isolation avec un pistolet à air chaud (Weller 6966C) pour coller les brins ensemble et forment un seul fil. 3-4 passes lentes (3-4 sec pièce) sur la longueur du fil doit être suffisante pour chauffer et fondre les brins ensemble. Relâchez ensuite le fil du bas et lui permettre de se détendre. Coupez le fil près des extrémités pour retirer la cassette. </li><li> Insérer une extrémité du fil à travers un tube de verre 5-6 cm de long, capillaire (OD 1,0 mm, 0,58 mm ID). Démêler le fil torsadé à une extrémité à l&#39;aide des pinces fines et retirer le revêtement en très brièvement le feu à la fin à l&#39;aide d&#39;une flamme. Cette étape doit être effectuée avec soin; exposer le fil à la flamme pendant trop longtemps entraîne les fils pour faire fondre et sans enchevêtrement. </li><li> Séparez délicatement les 8 brins à l&#39;extrémité d&#39;une flambéee à souder chaque brin séparément dans une prise à 8 broches IC. Manteau de la partie supérieure de la douille IC avec un époxy pour tenir les fils de verre et capillaire en place. Également placer une petite goutte d&#39;époxy à l&#39;autre extrémité du capillaire pour maintenir le fil en place (Figure 5C). </li><li> Enfin, couper le bout du fil à un angle de 45 degrés avec des ciseaux carbure d&#39;environ 0,5 cm de l&#39;extrémité du capillaire. </li></ol>

<ol>
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L., Joseph, J., Stopfer, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Encoding+a+temporally+structured+stimulus+with+a+temporally+structured+neural+representation.">Encoding a temporally structured stimulus with a temporally structured neural representation.</a> Nature Neuroscience. 8, 1568-1576 (2005).</li><li>MacLeod, K., Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distinct+mechanism+for+synchronization+and+temporal+patterning+of+odor-encoding+neural+assemblies.">Distinct mechanism for synchronization and temporal patterning of odor-encoding neural assemblies.</a> Science. 274, 976-979 (1996).</li><li>Wehr, M., Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Relationship+between+afferent+and+central+temporal+patterns+in+the+locust+olfactory+system.">Relationship between afferent and central temporal patterns in the locust olfactory system.</a> The Journal of Neuroscience. 19, 381-390 (1999).</li><li>Moreaux, L., Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Estimating+firing+rates+from+calcium+signals+in+locust+projection+neurons+in+vivo.">Estimating firing rates from calcium signals in locust projection neurons in vivo.</a> Frontiers in Neural Circuits. 1, 1-13 (2007).</li><li>Galizia, C. G., Joerges, J., Kuttner, A., Faber, T., Menzel, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+semi-in-vivo+preparation+for+optical+recording+of+the+insect+brain.">A semi-in-vivo preparation for optical recording of the insect brain.</a> Journal of Neuroscience Methods. 76, 61-69 (1997).</li><li>Galan, R. F., Sachse, S., Galizia, C. G., Hez, A. V. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odor-driven+attractor+dynamics+in+the+antennal+lobe+allow+for+simple+and+rapid+olfactory+pattern+classification.">Odor-driven attractor dynamics in the antennal lobe allow for simple and rapid olfactory pattern classification.</a> Neural Computation. 16, 999-1012 (2004).</li><li>Kuebler, L. S., Schubert, M., Karpati, Z., Hansson, B. S., Olsson, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Antennal+Lobe+Processing+Correlates+to+Moth+Olfactory+Behavior.">Antennal Lobe Processing Correlates to Moth Olfactory Behavior.</a> Journal of Neuroscience. 32, 5772-5782 (2012).</li><li>Silbering, A. F., Bell, R., Galizia, C. G., Benton, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Calcium+Imaging+of+Odor-evoked+Responses+in+the+Drosophila+Antennal+Lobe.">Calcium Imaging of Odor-evoked Responses in the Drosophila Antennal Lobe.</a> J. Vis. Exp. (61), e2976 (2012).</li><li>Skiri, H. T., Galizia, C. 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Aucun conflit d&#39;intérêt déclaré.

Stimuli sensoriels les plus évoquer des réponses combinatoires qui sont distribués sur des ensembles de neurones. Par conséquent, la surveillance simultanée de plusieurs neurones activité est nécessaire de comprendre comment relance des informations spécifiques sont représentées et traitées par des circuits neuronaux dans le cerveau. Ici, nous avons démontré extracellulaires techniques d&#39;enregistrement à logements multiples pour caractériser les odeurs réponses évoquées au cours des trois premiers ...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nom </td><td> Entreprise </td><td> Numéro de catalogue </td><td> Commentaires </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Equipement d&#39;électrophysiologie </td></tr><tr><td> AC amplificateur </td><td> GRASS </td><td> Modèle P55 </td><td> pour les enregistrements sensille unique </td></tr><tr><td> Audio moniteur (modèle 3300) </td><td> Systèmes AM </td><td> 940000 </td><td></td></tr><tr><td> Custom-made 16 canaux pré-amplificateur et amplificateur </td><td> Californie Tech. Biologie Electronics Boutique </td><td></td><td> pour les enregistrements et AL MB </td></tr><tr><td> Unité d&#39;acquisition de données </td><td> National Instruments </td><td> BNC-2090 </td><td></td></tr><tr><td> Éclairage à fibres optiques </td><td> WPI </td><td> SI-72-8 </td><td> &lt;/ Td&gt; </tr><tr><td> Source lumineuse 115 V </td><td> WPI </td><td> NOVA </td><td></td></tr><tr><td> Micromanipulateur Manuel </td><td> WPI </td><td> M3301R </td><td> pour les enregistrements du cerveau criquets </td></tr><tr><td> Stereomicroscope1 sur la perche </td><td> Leica </td><td> M80 </td><td> pour les enregistrements du cerveau criquets </td></tr><tr><td> Stereomicroscope2 </td><td> Leica </td><td> M205C </td><td> pour les enregistrements sensille unique </td></tr><tr><td> Vibrations isolement de table </td><td> TMC </td><td> 63-500 série </td><td></td></tr><tr><td> Micromanipulateur motorisé </td><td> Sutter Instruments </td><td> MP285 / T </td><td></td></tr><tr><td> Oscilloscope </td><td> Tektronix </td><td> TD2014B </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Électrodes / Outils de Construction &lt;/ Td&gt; </tr><tr><td> 16-canal électrode </td><td> NeuroNexus </td><td> A2x2-tet-3mm-150-121 </td><td> pour les enregistrements lobe antennaire </td></tr><tr><td> Borosilicate tubes capillaires à filament, ID 0,69 mm </td><td> Sutter Instruments </td><td> BF120-69-10 </td><td> pour la fabrication d&#39;électrodes de verre </td></tr><tr><td> Micropipette extracteur </td><td> Sutter Instruments </td><td> P-1000 </td><td></td></tr><tr><td> Générateur de fonction </td><td> Multimètre Entrepôt </td><td> SG1639A </td><td> pour surréglementation électrodes </td></tr><tr><td> Solution de placage d&#39;or (non cyanure) </td><td> SIFCO Industries </td><td> NC SPS 5355 </td><td></td></tr><tr><td> Testeur d&#39;impédance </td><td> BAK Electronics Inc </td><td> IMP-2 </td><td> pour surréglementation électrodes </td></tr><tr><td> Commutateur rotatif </td><td> Electroswitch </td><td> C7D0123N </td><td> de l&#39;or-jélectrodes ating </td></tr><tr><td> Pulse isolateur </td><td> WPI </td><td> A365 </td><td> pour surréglementation électrodes </td></tr><tr><td> Porte-électrode Q série </td><td> Warner Instruments </td><td> 64-1091 </td><td></td></tr><tr><td> Fil d&#39;argent 0,010 &quot;de diamètre </td><td> Systèmes AM </td><td> 782500 </td><td> électrode de masse </td></tr><tr><td> 8 broches DIP IC socket </td><td> Digikey </td><td> ED90032-ND </td><td></td></tr><tr><td> Borosilicate tubes capillaires à filament, ID 0,58 mm </td><td> Warner Instruments </td><td> 64-0787 </td><td> torsadée construction tétrode fil </td></tr><tr><td> Pistolet à air chaud </td><td> Weller </td><td> 6966C </td><td></td></tr><tr><td> Rediohm-800 fil </td><td> Kanthal Precision Technologies </td><td> PF002005 </td><td></td></tr><tr><td> Titre Agitateur de plaque </td><td> ThermoScientifique </td><td> 4625Q </td><td> fils de torsion </td></tr><tr><td> Ciseaux Carbure, 4,5 &quot; </td><td> Recherche biomédicale Instr </td><td> 25-1000 </td><td> pour la coupe de fils torsadés tétrode </td></tr><tr><td> Pince à épiler à pointe fine </td><td> HECO </td><td> 91-EF5-SA </td><td> pour les fils tétrode taquiner dehors </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Livraison odeur </td></tr><tr><td> 6 ml seringue </td><td> Kendall </td><td> 1180600777 </td><td> spécialement conçu pour filtre à charbon actif </td></tr><tr><td> Bouteilles d&#39;odeur Brown </td><td> Pêcheur </td><td> 08-912-165 </td><td></td></tr><tr><td> Charbon de bois </td><td> <a href="http://BuyActivatedCharcoal.com" target="_blank">BuyActivatedCharcoal.com</a> </td><td> GAC-48C </td><td></td></tr><tr><td> Déshydratant </td><td> Drierite </td><td> 23005 </td><td></td></tr><tr><td> Drierite gaz de séchage pot </td><td> Fischer Scientific </td><td> 09-204 </td><td></td></tr><tr><td> Tubes thermorétrécissables </td><td> 3M </td><td> EPS-200 </td><td> préparation filtre à odeurs </td></tr><tr><td> Moyeu en aluminium aiguille hypodermique, de calibre 19 </td><td> Kendall </td><td> 8881-200136 </td><td> pour fournir des lignes d&#39;entrée et de sortie pour les bouteilles d&#39;odeur </td></tr><tr><td> Huile minérale </td><td> Produits chimiques Mallinckrodt </td><td> 6357-04 </td><td> dilution de l&#39;odeur </td></tr><tr><td> Nalgene tubes en plastique, 890 FEP </td><td> Thermo Scientific </td><td> 8050-0310 </td><td> pour la livraison de gaz porteur </td></tr><tr><td> Pneumatique picopump </td><td> WPI </td><td> sys-pv820 </td><td> pour la livraison d&#39;odeur </td></tr><tr><td> Tube ID polyéthylène 0,86 mm </td><td> Intramedic </td><td> 427421 </td><td> l&#39;odeur bouteille sortie de connections et des tubes profusion solution saline </td></tr><tr><td> Échec </td><td> Lab pur </td><td> 97041 </td><td> pour assurer l&#39;étanchéité des bouteilles d&#39;odeur </td></tr><tr><td> La durée de bande </td><td> PDC </td><td> T-534-RP </td><td></td></tr><tr><td> Tubes Luer </td><td> Cole-Parmer </td><td> 30600-66 </td><td></td></tr><tr><td> Tube à vide </td><td> McMaster-Carr </td><td> 5488K66 </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Préparation / Dissection </td></tr><tr><td> 100 x 15 mm boîte de Pétri </td><td> VWR International </td><td> 89000-304 </td><td></td></tr><tr><td> 18 AWG toronné en cuivre </td><td> Lapp Kabel </td><td> 4510013 </td><td> isolation des fils est utilisé comme joints en caoutchouc </td></tr><tr><td> 22 AWG branchement brin </td><td> Alphawire </td><td> 1551 </td><td> cerveauplate-forme </td></tr><tr><td> Batik cire </td><td> Jacquard </td><td> 7946000 </td><td></td></tr><tr><td> Cire dentaire périphérie </td><td> Henry Schein </td><td> 6652151 </td><td></td></tr><tr><td> Electrowaxer </td><td> Almore international </td><td> 66000 </td><td></td></tr><tr><td> Epoxy, 5 min </td><td> Permatex </td><td> 84101 </td><td></td></tr><tr><td> Moyeu en aluminium aiguille hypodermique </td><td> Kendall </td><td> 8881-200136 </td><td></td></tr><tr><td> Protéase de Streptomyces griseus </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> P5147 </td><td> pour dégainage cerveau criquets </td></tr><tr><td> Fil de suture non stérile </td><td> Pêcheur </td><td> NC9087024 </td><td> pour attacher l&#39;abdomen après l&#39;élimination intestinale </td></tr><tr><td> Vetbond </td><td> 3M </td><td> 1469SB </td><td> pour assurer l&#39;étanchéité amputation des sites </td></tr><tr><td> Dumont # 1 pince (grossier) </td><td> WPI </td><td> 500335 </td><td></td></tr><tr><td> Dumont n ° 5 de titane forceps (fin) </td><td> WPI </td><td> 14096 </td><td></td></tr><tr><td> Dumont # 5SF forceps (super fine) </td><td> WPI </td><td> 500085 </td><td> dégainage cerveau criquets </td></tr><tr><td> 10 cm dissection ciseaux </td><td> WPI </td><td> 14393 </td><td> de suppression de pattes et les ailes </td></tr><tr><td> Ciseaux Vannas (fin) </td><td> WPI </td><td> 500086 </td><td> pour enlever les cuticules, coupe l&#39;intestin antérieur </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Profusion Saline </td></tr><tr><td> Kit d&#39;extension avec régulateur de débit </td><td> Moore Medical </td><td> 69136 </td><td> pour réguler l&#39;écoulement salin </td></tr><tr><td> Administration IV réglé avecSite d&#39;injection Y </td><td> Moore Medical </td><td> 73190 </td><td> pour réguler l&#39;écoulement salin </td></tr></tbody></table>

multi-unit recording methods to characterize neural activity in the locust (schistocerca americana) olfactory circuits

Détection et interprétation des signaux olfactifs sont essentiels pour la survie de nombreux organismes. Remarquablement, les espèces à travers phylums ont étonnamment semblables systèmes olfactifs qui suggère que l&#39;approche biologique pour la détection chimique a été optimisé au fil du temps l&#39;évolution 1. Dans le système olfactif des insectes, agents odorants sont transduites par les neurones récepteurs olfactifs (ORN) à l&#39;antenne, qui convertit les stimuli chimiques dans des trains de potentiels d&#39;action. La stimulation sensorielle des ORNs est ensuite relayée à l&#39;lobe antennaire (AL; une structure analogue au bulbe olfactif des vertébrés). Dans l&#39;AL, représentations neuronales des odeurs prendre la forme de schémas spatio-temporels de tir répartis dans des ensembles de neurones principaux (PNS; aussi appelé neurones de projection) 2,3. La sortie AL est ensuite traitée par des cellules de Kenyon (KCS) dans le corps de champignon aval (MB), une structure associée à la mémoire et de l&#39;apprentissage olfactif 4,5. Sone, nous présentons les techniques d&#39;enregistrement électrophysiologiques pour contrôler les odeurs évoquées réponses neuronales dans ces circuits olfactifs. Tout d&#39;abord, nous présentons une méthode unique d&#39;enregistrement sensille pour étudier les odeurs réponses évoquées au niveau des populations de ORNs 6,7. Nous discutons de l&#39;utilisation de pipettes en verre remplis de solution saline aiguisés comme des électrodes pour surveiller les réponses extracellulaire RRO. Ensuite, nous présentons une méthode pour surveiller les réponses extracellulaire PN en utilisant un spot publicitaire de 16 canaux électrode 3. Une approche similaire en utilisant une tétrode sur mesure fil 8-channel torsadée est démontré pour les cellules de Kenyon enregistrements 8. Nous fournissons des détails de notre dispositif expérimental et présentent des traces d&#39;enregistrement représentatifs de chacune de ces techniques.

Réponses aux odeurs évoquées d&#39;une ORN unique à deux alcools différents sont présentés dans la figure 3D. Selon le lieu d&#39;enregistrement (type sensilles, le placement de l&#39;électrode) à unités multiples enregistrements peuvent être réalisés. Une forme d&#39;onde brute extracellulaire partir d&#39;un enregistrement AL est illustré à la figure 6A. Les potentiels d&#39;action ou les pics d&#39;amplitudes variables provenant de différe...

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Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust Schistocerca Americana Olfactory Circuits

Nous démontrons variations de la technique d&#39;enregistrement multi-unité extracellulaire de caractériser les odeurs réponses évoquées dans les trois premières étapes de la voie olfactive invertébrés. Ces techniques peuvent être facilement adaptés pour examiner l&#39;activité d&#39;ensemble dans d&#39;autres systèmes neuronaux ainsi.

Méthodes d&#39;enregistrement multi-unités pour caractériser l&#39;activité neuronale dans le Criquet (<em&gt; Schistocerca americana</em&gt; Circuits olfactifs)

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival  of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar ...

multi-unit-recording-methods-to-characterize-neural-activity-locust

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust (Schistocerca Americana) Olfactory Circuits

26.8K vues.  Washington University in St. Louis. Nous démontrons variations de la technique d'enregistrement multi-unité extracellulaire de caractériser les odeurs réponses évoquées dans les trois premières étapes de la voie olfactive invertébrés. Ces techniques peuvent être facilement adaptés pour examiner l'activité d'ensemble dans d'autres systèmes neuronaux ainsi.

Vidéo: Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust Schistocerca Americana Olfactory Circuits

Surgical Implantation of Chronic Neural Electrodes for Recording Single Unit Activity and Electrocorticographic Signals

The success of long-term electrophysiological recordings often depends on the quality of the implantation surgery. Here we provide useful information for surgeons who are learning the process of implanting electrode systems. We demonstrate the implantation procedure of both a penetrating and a surface electrode. The surgical process is described from start to finish, including detailed descriptions of each step throughout the procedure. It should also be noted that this video guide is focused towards procedures conducted in rodent models and other small animal models. Modifications of the described procedures are feasible for other animal models.

We provide useful information for surgeons who are learning the process of implanting chronic neural recording electrodes. Techniques for both penetrating and surface electrode systems are described in a rodent animal model.

L&#39;implantation chirurgicale d&#39;électrodes neurales chroniques pour l&#39;enregistrement d&#39;activité Unité unique et Signaux Electrocorticographic

The success of long-term electrophysiological recordings often depends on the quality of the implantation surgery.  Here we provide useful information for ...

Recherche

Neurosciences

Optical Recording of Suprathreshold Neural Activity with Single-cell and Single-spike Resolution

Signaling of information in the vertebrate central nervous system is often carried by populations of neurons rather than individual neurons. Also propagation of suprathreshold spiking activity involves populations of neurons. Empirical studies addressing cortical function directly thus require recordings from populations of neurons with high resolution. Here we describe an optical method and a deconvolution algorithm to record neural activity from up to 100 neurons with single-cell and single-spike resolution. This method relies on detection of the transient increases in intracellular somatic calcium concentration associated with suprathreshold electrical spikes (action potentials) in cortical neurons. High temporal resolution of the optical recordings is achieved by a fast random-access scanning technique using acousto-optical deflectors (AODs)1. Two-photon excitation of the calcium-sensitive dye results in high spatial resolution in opaque brain tissue2. Reconstruction of spikes from the fluorescence calcium recordings is achieved by a maximum-likelihood method. Simultaneous electrophysiological and optical recordings indicate that our method reliably detects spikes (&gt;97% spike detection efficiency), has a low rate of false positive spike detection (&lt; 0.003 spikes/sec), and a high temporal precision (about 3 msec) 3. This optical method of spike detection can be used to record neural activity in vitro and in anesthetized animals in vivo3,4.

Understanding the function of the vertebrate central nervous system requires recordings from many neurons because cortical function arises on the level of populations of neurons. Here we describe an optical method to record suprathreshold neural activity with single-cell and single-spike resolution, dithered random-access scanning. This method records somatic fluorescence calcium signals from up to 100 neurons with high temporal resolution. A maximum-likelihood algorithm deconvolves the underlying suprathreshold neural activity from the somatic fluorescence calcium signals. This method reliably detects spikes with high detection efficiency and a low rate of false positives and can be used to study neural populations in vitro and in vivo.

D&#39;enregistrement optique de l&#39;activité neuronale supraliminaire avec une résolution à cellule unique et un seul pic

Signaling of information in the vertebrate central nervous system is often carried by populations of neurons rather than individual neurons. Also ...

Identification of Olfactory Volatiles using Gas Chromatography-Multi-unit Recordings (GCMR) in the Insect Antennal Lobe

All organisms inhabit a world full of sensory stimuli that determine their behavioral and physiological response to their environment. Olfaction is especially important in insects, which use their olfactory systems to respond to, and discriminate amongst, complex odor stimuli. These odors elicit behaviors that mediate processes such as reproduction and habitat selection1-3. Additionally, chemical sensing by insects mediates behaviors that are highly significant for agriculture and human health, including pollination4-6, herbivory of food crops7, and transmission of disease8,9. Identification of olfactory signals and their role in insect behavior is thus important for understanding both ecological processes and human food resources and well-being.
	To date, the identification of volatiles that drive insect behavior has been difficult and often tedious. Current techniques include gas chromatography-coupled electroantennogram recording (GC-EAG), and gas chromatography-coupled single sensillum recordings (GC-SSR)10-12. These techniques proved to be vital in the identification of bioactive compounds. We have developed a method that uses gas chromatography coupled to multi-channel electrophysiological recordings (termed 'GCMR') from neurons in the antennal lobe (AL; the insect's primary olfactory center)13,14. This state-of-the-art technique allows us to probe how odor information is represented in the insect brain. Moreover, because neural responses to odors at this level of olfactory processing are highly sensitive owing to the degree of convergence of the antenna's receptor neurons into AL neurons, AL recordings will allow the detection of active constituents of natural odors efficiently and with high sensitivity. Here we describe GCMR and give an example of its use.
	Several general steps are involved in the detection of bioactive volatiles and insect response. Volatiles first need to be collected from sources of interest (in this example we use flowers from the genus Mimulus (Phyrmaceae)) and characterized as needed using standard GC-MS techniques14-16. Insects are prepared for study using minimal dissection, after which a recording electrode is inserted into the antennal lobe and multi-channel neural recording begins. Post-processing of the neural data then reveals which particular odorants cause significant neural responses by the insect nervous system.
	Although the example we present here is specific to pollination studies, GCMR can be expanded to a wide range of study organisms and volatile sources. For instance, this method can be used in the identification of odorants attracting or repelling vector insects and crop pests. Moreover, GCMR can also be used to identify attractants for beneficial insects, such as pollinators. The technique may be expanded to non-insect subjects as well.

Identification of Olfactory Volatiles using Gas Chromatography-Multi-unit Recordings GCMR in the Insect Antennal Lobe

Olfactory cues mediate many different behaviors in insects, and are often complex mixtures comprised of tens to hundreds of volatile compounds. Using gas chromatography with multi-channel recording in the insect antennal lobe, we describe a method for the identification of bioactive compounds.

L&#39;identification des composés volatils olfactifs chromatographie en phase gazeuse-à logements multiples enregistrements (GCMR) dans le lobe antennaire des insectes

All  organisms inhabit a world full of sensory stimuli that determine their  behavioral and physiological response to their environment. Olfaction is ...

Recording and Analysis of Circadian Rhythms in Running-wheel Activity in Rodents

When rodents have free access to a running wheel in their home cage, voluntary use of this wheel will depend on the time of day1-5. Nocturnal rodents, including rats, hamsters, and mice, are active during the night and relatively inactive during the day. Many other behavioral and physiological measures also exhibit daily rhythms, but in rodents, running-wheel activity serves as a particularly reliable and convenient measure of the output of the master circadian clock, the suprachiasmatic nucleus (SCN) of the hypothalamus. In general, through a process called entrainment, the daily pattern of running-wheel activity will naturally align with the environmental light-dark cycle (LD cycle; e.g. 12 hr-light:12 hr-dark). However circadian rhythms are endogenously generated patterns in behavior that exhibit a ~24 hr period, and persist in constant darkness. Thus, in the absence of an LD cycle, the recording and analysis of running-wheel activity can be used to determine the subjective time-of-day. Because these rhythms are directed by the circadian clock the subjective time-of-day is referred to as the circadian time (CT). In contrast, when an LD cycle is present, the time-of-day that is determined by the environmental LD cycle is called the zeitgeber time (ZT).
Although circadian rhythms in running-wheel activity are typically linked to the SCN clock6-8, circadian oscillators in many other regions of the brain and body9-14 could also be involved in the regulation of daily activity rhythms. For instance, daily rhythms in food-anticipatory activity do not require the SCN15,16 and instead, are correlated with changes in the activity of extra-SCN oscillators17-20. Thus, running-wheel activity recordings can provide important behavioral information not only about the output of the master SCN clock, but also on the activity of extra-SCN oscillators. Below we describe the equipment and methods used to record, analyze and display circadian locomotor activity rhythms in laboratory rodents.

Circadian rhythms in voluntary wheel-running activity in mammals are tightly coupled to the molecular oscillations of a master clock in the brain. As such, these daily rhythms in behavior can be used to study the influence of genetic, pharmacological, and environmental factors on the functioning of this circadian clock.

Enregistrement et analyse des rythmes circadiens dans la course roue-activité chez les rongeurs

When rodents have free access to a running wheel in their home cage, voluntary use of this wheel will depend on the time of day1-5. Nocturnal rodents, ...

Optogenetic Perturbation of Neural Activity with Laser Illumination in Semi-intact Drosophila Larvae in Motion

Drosophila larval locomotion is a splendid model system in developmental and physiological neuroscience, by virtue of the genetic accessibility of the underlying neuronal components in the circuits1-6. Application of optogenetics7,8 in the larval neural circuit allows us to manipulate neuronal activity in spatially and temporally patterned ways9-13. Typically, specimens are broadly illuminated with a mercury lamp or LED, so specificity of the target neurons is controlled by binary gene expression systems such as the Gal4-UAS system14,15. In this work, to improve the spatial resolution to "sub-genetic resolution", we locally illuminated a subset of neurons in the ventral nerve cord using lasers implemented in a conventional confocal microscope. While monitoring the motion of the body wall of the semi-intact larvae, we interactively activated or inhibited neural activity with channelrhodopsin16,17 or halorhodopsin18-20, respectively. By spatially and temporally restricted illumination of the neural tissue, we can manipulate the activity of specific neurons in the circuit at a specific phase of behavior. This method is useful for studying the relationship between the activities of a local neural assembly in the ventral nerve cord and the spatiotemporal pattern of motor output.

Optogenetic Perturbation of Neural Activity with Laser Illumination in Semi-intact Drosophila Larvae in Motion

Here we describe a protocol for optogenetic manipulation of motoneuronal activity while monitoring changes in motor output (muscle contraction) in semi-intact Drosophila larvae using lasers within a conventional confocal microscope. This technique enables researchers to achieve local perturbation of neural activity in a few neuromeres to elucidate the dynamics of motor circuits.

Optogenetic Perturbation de l&#39;activité neuronale avec illumination laser à semi-intactes<em&gt; Drosophila</em&gt; Les larves in Motion

Drosophila larval locomotion is a splendid model system in developmental and physiological neuroscience, by virtue of the genetic accessibility of the ...

Using Single Sensillum Recording to Detect Olfactory Neuron Responses of Bed Bugs to Semiochemicals

The insect olfactory system plays an important role in detecting semiochemicals in the environment. In particular, the antennal sensilla which house single or multiple neurons inside, are considered to make the major contribution in responding to the chemical stimuli. By directly recording action potential in the olfactory sensillum after exposure to stimuli, single sensillum recording (SSR) technique provides a powerful approach for investigating the neural responses of insects to chemical stimuli. For the bed bug, which is a notorious human parasite, multiple types of olfactory sensillum have been characterized. In this study, we demonstrated neural responses of bed bug olfactory sensilla to two chemical stimuli and the dose-dependent responses to one of them using the SSR method. This approach enables researchers to conduct early screening for individual chemical stimuli on the bed bug olfactory sensilla, which would provide valuable information for the development of new bed bug attractants or repellents and benefits the bed bug control efforts.

Bed bugs rely on olfactory receptor neurons housed in their antennal olfactory sensilla to detect semiochemicals in the environment. Utilizing single sensillum recording, we demonstrate a method to evaluate bed bug response to semiochemicals and explore the coding process involved.

Utilisation Sensillum simple enregistrement pour détecter les réponses olfactive Neuron des punaises de lit à écomones

The insect olfactory system plays an important role in detecting semiochemicals in the environment. In particular, the antennal sensilla which house ...

Extracellular Recording of Neuronal Activity Combined with Microiontophoretic Application of Neuroactive Substances in Awake Mice

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and awake animals. Therefore, methods allowing the manipulation of synaptic systems in awake animals are required in order to determine the contribution of synaptic inputs to neuronal processing unaffected by anesthetics. Here, we present methodology for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. By combining these procedures, we performed microiontophoretic injections of gabazine to selectively block GABAA receptors in neurons of the inferior colliculus of head-restrained mice. Gabazine successfully modified neural response properties such as the frequency response area and stimulus-specific adaptation. Thus, we demonstrate that our methods are suitable for recording single-unit activity and for dissecting the role of specific neurotransmitter receptors in auditory processing.
The main limitation of the described procedure is the relatively short recording time (~3 hr), which is determined by the level of habituation of the animal to the recording sessions. On the other hand, multiple recording sessions can be performed in the same animal. The advantage of this technique over other experimental procedures used to manipulate the level of neurotransmission or neuromodulation (such as systemic injections or the use of optogenetic models), is that the drug effect is confined to the local synaptic inputs to the target neuron. In addition, the custom-manufacture of electrodes allows adjustment of specific parameters according to the neural structure and type of neuron of interest (such as the tip resistance for improving the signal-to-noise ratio of the recordings).

We present methods for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. This technique allows the detailed analysis of putative local synaptic inputs to the neuron of interest.

Extracellulaires enregistrement de l&#39;activité neuronale Combiné avec Microiontophoretic Application des substances neuroactifs chez la souris Awake

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and ...

Recording Temperature-induced Neuronal Activity through Monitoring Calcium Changes in the Olfactory Bulb of Xenopus laevis

The olfactory system, specialized in the detection, integration and processing of chemical molecules is likely the most thoroughly studied sensory system. However, there is piling evidence that olfaction is not solely limited to chemical sensitivity, but also includes temperature sensitivity. Premetamorphic Xenopus laevis are translucent animals, with protruding nasal cavities deprived of the cribriform plate separating the nose and the olfactory bulb. These characteristics make them well suited for studying olfaction, and particularly thermosensitivity. The present article describes the complete procedure for measuring temperature responses in the olfactory bulb of X. laevis larvae. Firstly, the electroporation of olfactory receptor neurons (ORNs) is performed with spectrally distinct dyes loaded into the nasal cavities in order to stain their axon terminals in the bulbar neuropil. The differential staining between left and right receptor neurons serves to identify the &#947;-glomerulus as the only structure innervated by contralateral presynaptic afferents. Secondly, the electroporation is combined with focal bolus loading in the olfactory bulb in order to stain mitral cells and their dendrites. The 3D brain volume is then scanned under line-illumination microscopy for the acquisition of fast calcium imaging data while small temperature drops are induced at the olfactory epithelium. Lastly, the post-acquisition analysis allows the morphological reconstruction of the thermosensitive network comprising the &#947;-glomerulus and its innervating mitral cells, based on specific temperature-induced Ca2+ traces. Using chemical odorants as stimuli in addition to temperature jumps enables the comparison between thermosensitive and chemosensitive networks in the olfactory bulb.

Recording Temperature-induced Neuronal Activity through Monitoring Calcium Changes in the Olfactory Bulb of Xenopus laevis

Here we describe a protocol for measuring and analyzing temperature responses in the olfactory bulb of Xenopus laevis. Olfactory receptor neurons and mitral cells are differentially stained, after which calcium changes are recorded, reflecting a sensitivity of some neural networks in the bulb to temperature drops induced at the nose.

Enregistrement Neuronal activité induite de Température-travers le contrôle des modifications de calcium dans le bulbe olfactif de<em&gt; Xenopus laevis</em

The olfactory system, specialized in the detection, integration and processing of chemical molecules is likely the most thoroughly studied sensory system. ...

Quadruple Immunostaining of the Olfactory Bulb for Visualization of Olfactory Sensory Axon Molecular Identity Codes

The mouse olfactory system is often used to study mechanisms of neural circuit formation&#12288;because of its simple anatomical structure. An Olfactory Sensory Neuron (OSN) is a bipolar cell with a single dendrite and a single unbranched axon. An OSN expresses only one Olfactory Receptor (OR) gene, OSNs expressing a given type of OR converge their axons to a few sets of invariant glomeruli in the Olfactory Bulb (OB). A remarkable feature of OSN projection is that the expressed ORs play instructive roles in axonal projection. ORs regulate the expression of multiple axon-sorting molecules and generate the combinatorial molecular code of axon-sorting molecules at the OSN axon termini. Thus, to understand the molecular mechanisms of OR-specific axon guidance mechanisms, it is vital to characterize their expression profiles at the OSN axon termini within the same glomerulus. The aim of this article was to introduce methods for collecting as many glomeruli as possible on a single OB section and for performing immunostaining using multiple antibodies. This would allow the comparison and analysis of the expression patterns of axon-sorting molecules without staining variation between OB sections.

Olfactory sensory neurons express a wide variety of axon-sorting molecules to establish proper neural circuitry. This protocol describes an immunohistochemical staining method to visualize combinatorial expressions of axon-sorting molecules at the axon termini of olfactory sensory neurons.

Immunomarquage quadruple de l&#39;ampoule olfactive pour la visualisation des codes d&#39;identité moléculaire des axes sensoriels olfactifs

The mouse olfactory system is often used to study mechanisms of neural circuit formation&#12288;because of its simple anatomical structure. An Olfactory ...

Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats

Converging evidence shows that many neuropsychiatric diseases should be understood as disorders of large-scale neuronal networks. To better understand the pathophysiological basis of these diseases, it is necessary to precisely characterize in which way the processing of information is disturbed between the different neuronal parts of the circuit. Using extracellular in vivo electrophysiological recordings, it is possible to accurately delineate neuronal activity within a neuronal network. The application of this method has several advantages over alternative techniques, e.g., functional magnetic resonance imaging and calcium imaging, as it allows a unique temporal and spatial resolution and does not rely on genetically engineered organisms. However, the use of extracellular in vivo recordings is limited since it is an invasive technique that cannot be universally applied. In this article, a simple and easy to use method is presented with which it is possible to simultaneously record extracellular potentials such as local field potentials and multiunit activity at multiple sites of a network. It is detailed how a precise targeting of subcortical nuclei can be achieved using a combination of stereotactic surgery and online analysis of multi-unit recordings. Thus, it is demonstrated, how a complete network such as the hyperdirect cortico-basal ganglia loop can be studied in anesthetized animals in vivo.

Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats

In this study, the methodology is presented on how to perform multi-site in vivo electrophysiological recordings from the hyperdirect pathway under urethane anesthesia.

Aigu<em&gt; In vivo</em&gt; Enregistrements électrophysiologiques des potentiels de terrain locaux et activité multi-unités à partir de la voie hyperdirect dans les rats anesthésiés

Converging evidence shows that many neuropsychiatric diseases should be understood as disorders of large-scale neuronal networks. To better understand the ...