Nous remercions le Dr Chris Rogers (Tufts University) pour la programmation et manuscrit suggestions. Nous remercions Alex Giuliano et Deborah Lee appui à la production vidéo. Le financement fourni par une bourse de recherche doctorale NSF et un MURI ONR en biologie synthétique.

1. Construire le modèle de robot <ol><li> Choisir un organisme modèle pour l&#39;étude qui est bien représenté dans la littérature neuroethological. Invertébrés font généralement de bons candidats parce que leur système nerveux relativement simples ont été bien étudiés et sont principalement composé de réflexes innés. Nous allons démontrer cette approche en utilisant le homard, Homarus americanus. </li><li> Choisissez bien étudié les comportements réfléchis à des fins de modélisation. Nous avons choisi les réponses du homard à coude antennaire et à la détection de bosse griffe que l&#39;animal réagit par réflexe à la flexion des antennes pour obtenir rhéotaxie (orientation à l&#39;écoulement de l&#39;eau) tandis que les contacts de griffes médiation évitement d&#39;obstacles. Réflexes simples s&#39;appuyant sur ​​decussating connexions neuronales à partir de capteurs bilatéralement symétriques sont bien adaptés à ce type d&#39;étude 1. </li><li> Construire ou choisir une plate-forme robotique avec des capteurs appropriés pour les comportements sélectionnés afin de lancer le neuralla simulation de réseau. Alors un robot dédié peut être construit comme RoboLobster 12 ou le Sprawl (cafard) famille de robot 13, ici nous utilisons un kit disponible dans le commerce pour accélérer le processus expérimental. Le kit Mindstorms NXT 2.0 LEGO, fournissant des modèles, des composants modulaires et des capteurs en place, permet la construction physique rapide du robot. </li><li> Sélectionnez ou construire des capteurs pour correspondre aux modalités des comportements sélectionnés à l&#39;étape 1.2. Premade capteurs du kit Mindstorms LEGO peuvent être utilisés ou capteurs homebrew peuvent être conçues 14,15. Nous avons sélectionné le capteur tactile LEGO inclus et un capteur de courbure antennaire coutume composé d&#39;un capteur de courbure FlexPoint jointées à un connecteur NXT. Pour construire un connecteur résistive coutume, couper un fil de connecteur NXT et soudez les câbles noir et blanc pour les fils du capteur. </li><li> Utilisez études neuroethological publiés antérieurement à trouver ou à développer un réseau de neurones pour la modélisation hypothétique purposes. La littérature a proposé divers réseaux neuronaux pour expliquer le comportement de différents organismes modèles, de homards 16 à 17 lamproie. Unités de neurones fonctionnels doivent être identifiés et leurs connexions synaptiques théorisé. Neuroethological expériences nouvelles peuvent également être développées et mises en œuvre si les circonstances permettent de laboratoire. </li></ol> 2. Programmation du système nerveux <ol><li> Utilisez un logiciel LabVIEW avec le Module LabVIEW pour Lego Mindstorms NXT de créer des instruments virtuels (VI) qui fonctionnent équations pour un neurone mathématique et modèle de synapse. Alors que n&#39;importe quel modèle publié peut être utilisé, nous vous recommandons le temps discret à base de cartes (DTM) modèle 18. Cela permet un fonctionnement en temps réel de calcul efficace tout en maintenant une grande variété de régimes de sortie de décharge neuronale. Deux paramètres de contrôle, les alpha et sigma, déterminent la dynamique du neurone simulé pour produire une sortie de neurones varié comprenant tonic dopage, tir chaotique, silence éclatement et intrinsèque. VIs LabVIEW pour LEGO Mindstorms pour ce modèle neurone peut être consulté en ligne ici: <a href="http://myfiles.neu.edu/blustein.d/neurobots" target="_blank">http://myfiles.neu.edu/blustein.d/neurobots</a> </li><li> Lieu VIs dans une boucle While pour que le réseau met à jour de manière itérative. </li><li> Connectez les sorties pic neurone présynaptique par des synapses des neurones post-synaptiques. </li><li> Laissez-passer de manière itérative la mise à jour des paramètres par les registres à décalage pour le prochain cycle de calcul. Le DTM modèle mises à jour rapide (x) et lents variables (y) dynamiques qui sont passés à la prochaine itération de calculs. </li><li> Définissez les paramètres de synapse pour définir les caractéristiques du réseau. Pour chaque synapse, la force synaptique (gsyn), le taux de relaxation (gamma), et le potentiel d&#39;inversion (xrp) sont des coefficients dans les équations du modèle DTM qui déterminent le comportement synaptique. La valeur de gsyn est un multiPince qui détermine l&#39;amplitude de l&#39;effet de courant synaptique à partir d&#39;un événement transitoire, allant de 0,0 (pas d&#39;effet) à 1,0 (100% d&#39;effet). La valeur de gamma est un multiplicateur qui détermine le taux de décroissance du courant synaptique indépendamment des événements pic, allant de 0,0 (décomposition complète) à 1.0 (pas de pourriture). La valeur de xrp détermine le niveau de l&#39;excitation ou l&#39;inhibition de la synapse, les valeurs typiquement gamme de -3,0 à 3,0 avec des valeurs positives représentatives d&#39;excitation et des valeurs négatives représentant l&#39;inhibition. Les valeurs peuvent être ajustées en fonction de vos caractéristiques spécifiques du réseau. Ici, nous utilisons les paramètres suivants: gamma = 0,95, gsyn = 0,60 et xrp = 2.2 (synapse excitatrice) ou -1.8 (synapse inhibitrice). </li><li> Ajustez les paramètres de contrôle Sigma Alpha et de modifier l&#39;activité des neurones de référence. La dynamique du modèle de paramètres de contrôle variés sont décrits en détail ailleurs 18 mais en général, alpha </em&gt; &lt;4 produit intrinsèquement activité neuronale silencieux pour des valeurs ou des toniques de dopage pour les hautes valeurs sigma sigma faible. La transition entre «faible» et «élevé» des valeurs sigma se produit généralement compris entre -1,0 et 1,0 en fonction de la valeur alpha. Éclatement de l&#39;activité des neurones est produite pour alpha&gt; 4 lorsque les valeurs sigma sont proches de zéro. Ici, nous utilisons alpha = 4,05 et sigma = -3.10. </li><li> Utilisez les VIs LabVIEW à l&#39;information du capteur d&#39;entrée dans votre réseau. Pour les capteurs fournis, le VIS sont déjà disponibles dans le module LabVIEW Mindstorms. Pour capteurs résistifs personnalisés, utilisez le capteur VI Léger comme un cadre de programmation. Informations sur la création capteurs homebrew peut être trouvé ailleurs 14. </li><li> Insérez chartes graphiques sur la face avant du programme LabVIEW pour visualiser l&#39;activité neuronale. </li><li> Remplacer temporairement les entrées capteurs avec des boîtes de contrôle du panneau avant afin de manipuler manuellement le capteurles informations allant vers le réseau neuronal. </li><li> Exécutez le réseau neuronal et d&#39;ajuster manuellement les commandes du panneau avant de présenter entrées sensorielles variées. Assurez-vous que le réseau fonctionne qualitativement comme prévu pour des conditions connues. </li><li> Ajuster le réseau en fonction des besoins en modifiant les paramètres de neurones et synapses. Premiers essais de mise au point du réseau doivent être effectués en changeant la force synaptique (gsyn) des différents synapses. D&#39;autres paramètres peuvent être nécessaire d&#39;ajuster ainsi. </li><li> Une fois que le réseau fonctionne avec une précision qualitative, remplacer les boîtiers de commande de la face avant avec l&#39;entrée du capteur VIs. </li></ol> 3. Nerveux Testing System Simulation <ol><li> Mettre en place un environnement contrôlé pour observer l&#39;animal et le robot dans des conditions similaires. Nous utilisons un réservoir rectangulaire contenant obstacles de roche (figure 1). Le réservoir peut être vidé pour accueillir le robot LEGO dans le même espace. </li><li> Mont avideo tête de caméra pour enregistrer l&#39;animal / comportement du robot. Assurez-vous que le contraste entre le sujet et le fond est élevée pour permettre un suivi automatique. Nous avons peint le fond de l&#39;essai blanc réservoir. </li><li> Placez l&#39;animal dans l&#39;environnement contrôlé et enregistrement vidéo le comportement. Veillez à limiter les capacités sensorielles de la langouste pour correspondre à ceux du robot. Ici, nous limitons les capacités sensorielles du homard en couvrant les yeux avec un masque de feuille d&#39;aluminium et deafferenting chemoreceptors à l&#39;eau douce 19. </li><li> Ajuster l&#39;environnement pour répondre à un robot LEGO (élimination de l&#39;eau si nécessaire) et exécuter le robot dans le même environnement contrôlé. </li><li> Utiliser un script MATLAB pour suivre automatiquement les marqueurs sur les spécimens. Nous utilisons MouseLabTracker 20. </li><li> Créer et comparer des parcelles de vecteurs de mouvements du robot et l&#39;animal. </li><li> Modifier le système nerveux et répétez les étapes 3.3 à 3.6 pour observer comment les différents aspects de l&#39;électroniquesystème nerveux affecte le comportement du robot. Ici, nous ajustons la force synaptique entre les neurones griffe bosse de capteurs et le système moteur et les performances du robot moniteur par rapport à celle d&#39;un homard. Alternativement, les conditions sensorielles dans l&#39;arène de test peuvent être modifiés et les effets observés en robot et animal. Par exemple, la scène décrite ici pourrait être soumis à différents débits d&#39;eau. </li></ol>

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Les auteurs déclarent qu&#39;ils n&#39;ont aucun intérêt financier concurrents.

Lors de l&#39;initiation des expériences de simulation du système nerveux biorobotic, il ya quelques règles importantes à suivre. Choisir le bon modèle organisme est critique: choisir un organisme qui est facile à obtenir et à maintenir. Les invertébrés sont idéales car elles ne nécessitent généralement pas l&#39;approbation institutionnel à l&#39;expérimentation et à leurs besoins d&#39;élevage sont souvent moins exigeants que ceux des vertébrés. D&#39;un point de vue scientifique, il est avantageux ...

Investigations neurophysiologiques au cours des 100 dernières années ont élargi considérablement notre connaissance de la structure du système nerveux et la fonction. Cependant, la majorité de la recherche sur le système nerveux à ce jour a misé sur l&#39;utilisation de préparations isolées ou des sujets sobres. Bien qu&#39;il y ait eu beaucoup d&#39;efforts réussis pour enregistrer l&#39;activité neurale de se comporter librement animaux 2-5, l&#39;approche biorobotic offre un outil précieux pour permettre une manipulation du système nerveux afin de tester les systèmes au niveau neurosciences hypothèses 6. Systèmes nerveux simulés d&#39;exploitation sur des robots peuvent être manipulés expérimentalement et permettent l&#39;extension du logiciel de modélisation du monde physique. Cette approche a été mise en œuvre dans le monde universitaire 7,8 mais le processus de construction d&#39;un robot biomimétique pour la vérification d&#39;hypothèses peut être long et coûteux. Nous présentons une méthode pour exécuter l&#39;approche biorobotic utilisant un commerce robotique kil (LEGO Mindstorms NXT 2.0). Le but de cette méthode est de fournir un moyen rapide et efficace pour tester les systèmes niveau neurosciences hypothèses sur robotisé 9 ou bio-hybrides 10 simulations de réseaux de neurones incarnés. Accélérer le processus de l&#39;hypothèse d&#39;expérimenter améliore la productivité de la recherche. Le simple plate-forme LEGO Mindstorms fournit un banc d&#39;essai pour les capteurs biomimétiques et les réseaux neuronaux qui nous démontrons l&#39;aide du homard américain (Homarus americanus) comme organisme modèle. La méthode fournit également un puissant outil pratique pédagogique en classe que les élèves peuvent concevoir et manipuler des systèmes nerveux pour leurs propres robots 11.

designing and implementing nervous system simulations on lego robots

Nous présentons une méthode pour utiliser la plate-forme disponible dans le commerce LEGO Mindstorms NXT robotique pour tester les systèmes niveau neurosciences hypothèses. La première étape de la méthode est de développer une simulation du système nerveux de comportements réflexes spécifiques d&#39;un organisme modèle approprié, ici nous utilisons le homard américain. Réflexes exteroceptifs médiées par decussating (croisement) connexions neuronales peuvent expliquer les taxis de l&#39;animal vers ou à partir d&#39;un stimulus tel que décrit par Braitenberg et sont particulièrement bien adaptés pour la recherche en utilisant la plate-forme NXT. 1 La simulation du système nerveux est programmé en utilisant le logiciel LabVIEW sur le LEGO plate-forme Mindstorms. Une fois que le système nerveux est réglé correctement, expériences comportementales sont exécutés sur le robot et sur l&#39;animal dans des conditions environnementales identiques. En contrôlant le milieu sensorielle vécue par les spécimens, les différences de comportement des sorties peuvent être observés. Ces différences peuvent pointer vers deficienc spécifiques dans le modèle du système nerveux et servent à informer l&#39;itération du modèle pour le comportement particulier à l&#39;étude. Cette méthode permet la manipulation expérimentale des systèmes nerveux électroniques et sert comme un moyen d&#39;explorer des hypothèses neuroscientifiques concernant spécifiquement la base neurophysiologique de comportements réflexes innés simples. Le kit Lego Mindstorms NXT offre une plate-forme abordable et efficace sur lequel tester des systèmes de contrôle de robots biomimétiques préliminaires. L&#39;approche est aussi bien adapté pour les salles de classe de l&#39;école secondaire à servir de base pour un hands-on basé sur l&#39;enquête curriculum de biorobotique.

Entrées des griffes d&#39;un homard dans son système nerveux médiation négociation d&#39;obstacle dans un nouvel environnement. Figure 1 montre une capture d&#39;écran de la vidéo utilisée pour analyser le comportement d&#39;un robot LEGO (figure 1A) et un homard (figure 1B) dans l&#39;arène de test. L&#39;arène de test a été non modifiée entre les essais de robots animaux, sauf que l&#39;eau a été vidée de la cuve pour les essais de robots. <p class=...

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Designing and Implementing Nervous System Simulations on LEGO Robots

Une approche de modélisation de réseau neuronal sur la plate-forme robotique LEGO Mindstorms est présentée. La méthode fournit un outil de simulation pour les invertébrés recherche en neurosciences à la fois dans le laboratoire de recherche et de la salle de classe. Cette technique permet l&#39;étude des principes de contrôle de robots biomimétiques.

Conception et implémentation de simulations du système nerveux sur LEGO Robots

We present a method to use the commercially available LEGO Mindstorms NXT robotics platform to test systems level neuroscience hypotheses. The first step ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

14.9K vues.  Northeastern University. Une approche de modélisation de réseau neuronal sur la plate-forme robotique LEGO Mindstorms est présentée. La méthode fournit un outil de simulation pour les invertébrés recherche en neurosciences à la fois dans le laboratoire de recherche et de la salle de classe. Cette technique permet l'étude des principes de contrôle de robots biomimétiques.

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Visualization of the Embryonic Nervous System in Whole-mount Drosophila Embryos

The Drosophila embryo is an attractive model system for investigating the cellular and molecular basis of neuronal development. Here we describe the procedure for the visualization of Drosophila embryonic nervous system using antibodies to neuronal proteins. Since the entire embryonic peripheral nervous and central nervous systems are well characterized at the level of individual cells (Dambly-Chaudi&egrave;re et al., 1986; Bodmer et al., 1987; Bodmer et al., 1989), any aberrations to these systems can be easily identified using antibodies to different neuronal proteins. The developing embryos are collected at certain times to ensure that the embryos are in the proper developmental stages for visualization. After collection, the outer layers of the embryo, the chorion membrane and the vitelline envelope that surrounds the embryo, are removed before fixation. Embryos are then incubated with neuronal antibodies and visualized using fluorescently labeled secondary antibodies. Embryos at stages 12-17 are visualized to access the embryonic nervous system. At stage 12 the CNS germ band starts shortening and by stage 15 the definitive pattern of the commissure has been achieved. By stage 17 the CNS contracts and the PNS is fully developed (Campos-Ortega et al. 1985). Thus changes in the pattern of the PNS and CNS can be easily observed during these developmental stages.

Visualization of the Embryonic Nervous System in Whole-mount Drosophila Embryos

We describe the procedure to prepare staged Drosophila embryos for the visualization of the embryonic nervous system during embryogenesis.

La visualisation du système nerveux embryonnaire, en totalité montage Drosophile Embryons

The Drosophila embryo is an attractive model system for investigating the cellular and molecular basis of neuronal development. Here we describe the ...

Recherche

Neurosciences

Production of Lentiviral Vectors for Transducing Cells from the Central Nervous System

Efficient gene delivery in the central nervous system (CNS) is important in studying gene functions, modeling neurological diseases and developing therapeutic approaches. Lentiviral vectors are attractive tools in transduction of neurons and other cell types in CNS as they transduce both dividing and non-dividing cells, support sustained expression of transgenes, and have relatively large packaging capacity and low toxicity 1-3. Lentiviral vectors have been successfully used in transducing many neural cell types in vitro 4-6 and in animals 7-10.
Great efforts have been made to develop lentiviral vectors with improved biosafety and efficiency for gene delivery. The current third generation replication-defective and self-inactivating (SIN) lentiviral vectors are depicted in Figure 1. The required elements for vector packaging are split into four plasmids. In the lentiviral transfer plasmid, the U3 region in the 5' long terminal repeat (LTR) is replaced with a strong promoter from another virus. This modification allows the transcription of the vector sequence independent of HIV-1 Tat protein that is normally required for HIV gene expression 11. The packaging signal (&Psi;) is essential for encapsidation and the Rev-responsive element (RRE) is required for producing high titer vectors. The central polypurine tract (cPPT) is important for nuclear import of the vector DNA, a feature required for transducing non-dividing cells 12. In the 3' LTR, the cis-regulatory sequences are completely removed from the U3 region. This deletion is copied to 5' LTR after reverse transcription, resulting in transcriptional inactivation of both LTRs. Plasmid pMDLg/pRRE contains HIV-1 gag/pol genes, which provide structural proteins and reverse transcriptase. pRSV-Rev encodes Rev which binds to the RRE for efficient RNA export from the nucleus. pCMV-G encodes the vesicular stomatitis virus glycoprotein (VSV-G) that replaces HIV-1 Env. VSV-G expands the tropism of the vectors and allows concentration via ultracentrifugation 13. All the genes encoding the accessory proteins, including Vif, Vpr, Vpu, and Nef are excluded in the packaging system. The production and manipulation of lentiviral vectors should be carried out according to NIH guidelines for research involving recombinant DNA (<a href="http://oba.od.nih.gov/oba/rac/Guidelines/NIH_Guidelines.pdf" target="_blank">http://oba.od.nih.gov/oba/rac/Guidelines/NIH_Guidelines.pdf</a>). An approval from individual Institutional Biological and Chemical Safety Committee may be required before using lentiviral vectors. Lentiviral vectors are commonly produced by cotransfection of 293T cells with lentiviral transfer plasmid and the helper plasmids encoding the proteins required for vector packaging. Many lentiviral transfer plasmids and helper plasmids can be obtained from Addgene, a non-profit plasmid repository (<a href="http://www.addgene.org/" target="_blank">http://www.addgene.org/</a>). Some stable packaging cell lines have been developed, but these systems provide less flexibility and their packaging efficiency generally declines over time 14, 15. Commercially available transfection kits may support high efficiency of transfection 16, but they can be very expensive for large scale vector preparations. Calcium phosphate precipitation methods provide highly efficient transfection of 293T cells and thus provide a reliable and cost effective approach for lentiviral vector production.
In this protocol, we produce lentiviral vectors by cotransfection of 293T cells with four plasmids based on the calcium phosphate precipitation principle, followed by purification and concentration with ultracentrifugation through a 20% sucrose cushion. The vector titers are determined by fluorescence- activated cell sorting (FACS) analysis or by real time qPCR. The production and titration of lentiviral vectors in this protocol can be finished with 9 days. We provide an example of transducing these vectors into murine neocortical cultures containing both neurons and astrocytes. We demonstrate that lentiviral vectors support high efficiency of transduction and cell type-specific gene expression in primary cultured cells from CNS.

In this protocol we describe production, purification and titration of lentiviral vectors. We provide an example of lentiviral vector-mediated gene delivery in primary cultured neurons and astrocytes. Our methods may also apply to other cell types in vitro and in vivo.

La production de vecteurs lentiviraux pour les cellules de transduction du Système Nerveux Central

Efficient gene delivery in the central nervous system (CNS) is important in studying gene functions, modeling neurological diseases and developing ...

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

In this article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the lipophilic fluorescent membrane marker DiI. This method allows the visualization of neuronal cell morphology in great detail. It is possible to label any cell in the CNS: cell bodies of target neurons are visualized under DIC optics or by expression of a fluorescent genetic marker such as GFP. After labeling, the DiI can be transformed into a permanent brown stain by photoconversion to allow visualization of cell morphology with transmitted light and DIC optics. Alternatively, the DiI-labeled cells can be observed directly with confocal microscopy, enabling genetically introduced fluorescent reporter proteins to be colocalised. The technique can be used in any animal, irrespective of genotype, making it possible to analyze mutant phenotypes at single cell resolution.

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

We present a technique for labeling single neurons in the central nervous system (CNS) of Drosophila embryos, which allows the analysis of neuronal morphology by either transmitted light or confocal microscopy.

Étiquetage des cellules isolées dans le système nerveux central des<em&gt; Drosophila melanogaster</em

In this  article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the ...

Neural Circuit Recording from an Intact Cockroach Nervous System

The cockroach ventral nerve cord preparation is a tractable system for neuroethology experiments, neural network modeling, and testing the physiological effects of insecticides. This article describes the scope of cockroach sensory modalities that can be used to assay how an insect nervous system responds to environmental perturbations. Emphasis here is on the escape behavior mediated by cerci to giant fiber transmission in Periplaneta americana. This in situ preparation requires only moderate dissecting skill and electrophysiological expertise to generate reproducible recordings of neuronal activity. Peptides or other chemical reagents can then be applied directly to the nervous system in solution with the physiological saline. Insecticides could also be administered prior to dissection and the escape circuit can serve as a proxy for the excitable state of the central nervous system. In this context the assays described herein would also be useful to researchers interested in limb regeneration and the evolution of nervous system development for which P. americana is an established model organism.

This article describes the cockroach ventral nerve cord dissection and extracellular recordings from the cercal nerve and connectives. Evoked responses are generated by electrical stimulation of the cercal nerve or direct mechanical stimulation of the cerci.

Des circuits neuronaux enregistrement à partir d&#39;un cancrelat système nerveux Intact

The cockroach ventral nerve cord preparation is a tractable system for neuroethology experiments, neural network modeling, and testing the physiological ...

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution has been a long sought tool for neuroscientists in the systems-level search for the neural circuitry governing complex behavioral states. Optogenetics is a cutting-edge tool that is revolutionizing the field of neuroscience and represents one of the first systematic approaches to enable causal testing regarding the relation between neural signaling events and behavior. By combining optical and genetic approaches, neural signaling can be bi-directionally controlled through expression of light-sensitive ion channels (opsins) in mammalian cells. The current protocol describes delivery of specific wavelengths of light to opsin-expressing cells in deep brain structures of awake, freely-moving rodents for neural circuit modulation. Theoretical principles of light transmission as an experimental consideration are discussed in the context of performing in vivo optogenetic stimulation. The protocol details the design and construction of both simple and complex laser configurations and describes tethering strategies to permit simultaneous stimulation of multiple animals for high-throughput behavioral testing.

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

Optogenetics has become a powerful tool for use in behavioral neuroscience experiments. This protocol offers a step-by-step guide to the design and set-up of laser systems, and provides a full protocol for carrying out multiple and simultaneous in vivo optogenetic stimulations compatible with most rodent behavioral testing paradigms.

In vivo optogénétiques stimulation du système nerveux central pour rongeurs

The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution ...

Using Insect Electroantennogram Sensors on Autonomous Robots for Olfactory Searches

Robots designed to track chemical leaks in hazardous industrial facilities1 or explosive traces in landmine fields2 face the same problem as insects foraging for food or searching for mates3: the olfactory search is constrained by the physics of turbulent transport4. The concentration landscape of wind borne odors is discontinuous and consists of sporadically located patches. A pre-requisite to olfactory search is that intermittent odor patches are detected. Because of its high speed and sensitivity5-6, the olfactory organ of insects provides a unique opportunity for detection. Insect antennae have been used in the past to detect not only sex pheromones7 but also chemicals that are relevant to humans, e.g., volatile compounds emanating from cancer cells8 or toxic and illicit substances9-11. We describe here a protocol for using insect antennae on autonomous robots and present a proof of concept for tracking odor plumes to their source. The global response of olfactory neurons is recorded in situ in the form of electroantennograms (EAGs). Our experimental design, based on a whole insect preparation, allows stable recordings within a working day. In comparison, EAGs on excised antennae have a lifetime of 2 hr. A custom hardware/software interface was developed between the EAG electrodes and a robot. The measurement system resolves individual odor patches up to 10 Hz, which exceeds the time scale of artificial chemical sensors12. The efficiency of EAG sensors for olfactory searches is further demonstrated in driving the robot toward a source of pheromone. By using identical olfactory stimuli and sensors as in real animals, our robotic platform provides a direct means for testing biological hypotheses about olfactory coding and search strategies13. It may also prove beneficial for detecting other odorants of interests by combining EAGs from different insect species in a bioelectronic nose configuration14 or using nanostructured gas sensors that mimic insect antennae15.

We describe a protocol for using insect antennae in the form of electroantennograms (EAGs) on autonomous robots. Our experimental design allows stable recordings within a day and resolves individual odor patches up to 10 Hz. The efficiency of EAG sensors for olfactory searches is demonstrated in driving a robot toward an odor source.

Utilisation d&#39;insectes électroantennogramme capteurs sur autonome Robots Recherches olfactives

Robots designed to track chemical leaks in hazardous industrial facilities1 or explosive traces in landmine fields2 face the same problem as insects ...

In Situ Ca2+ Imaging of the Enteric Nervous System

Reflex behaviors of the intestine are controlled by the enteric nervous system (ENS). The ENS is an integrative network of neurons and glia in two ganglionated plexuses housed in the gut wall. Enteric neurons and enteric glia are the only cell types within the enteric ganglia. The activity of enteric neurons and glia is responsible for coordinating intestinal functions. This protocol describes methods for observing the activity of neurons and glia within the intact ENS by imaging intracellular calcium (Ca2+) transients with fluorescent indicator dyes. Our technical discussion focuses on methods for Ca2+ imaging in whole-mount preparations of the myenteric plexus from the rodent bowel. Bulk loading of ENS whole-mounts with a high-affinity Ca2+ indicator such as Fluo-4 permits measurements of Ca2+ responses in individual neurons or glial cells. These responses can be evoked repeatedly and reliably, which permits quantitative studies using pharmacological tools. Ca2+ responses in cells of the ENS are recorded using a fluorescence microscope equipped with a cooled charge-coupled device (CCD) camera. Fluorescence measurements obtained using Ca2+ imaging in whole-mount preparations offer a straightforward means of characterizing the mechanisms and potential functional consequences of Ca2+ responses in enteric neurons and glial cells.

In Situ Ca2+ Imaging of the Enteric Nervous System

The enteric nervous system (ENS) is a network of neurons and glia located in the gut wall that controls intestinal reflexes. This protocol describes methods for recording the activity of enteric neurons and glia in live preparations of ENS using Ca2+ imaging.

De l&#39;imagerie in situ de Ca du système nerveux entérique

Reflex behaviors of the intestine are controlled by the enteric nervous system (ENS). The ENS is an integrative network of neurons and glia in two ...

Generation of 3-D Collagen-based Hydrogels to Analyze Axonal Growth and Behavior During Nervous System Development

This protocol uses natural type I collagen to generate three-dimensional (3-D) hydrogel for monitoring and analyzing the axonal growth. The protocol is centered on culturing small pieces of embryonic or early postnatal rodent brains inside a 3-D hydrogel formed by the rat tail tendon-derived type I collagen with specific porosity. Tissue pieces are cultured inside the hydrogel and confronted to specific brain fragments or genetically-modified cell aggregates to produce and secrete molecules suitable for creating a gradient inside the porous matrix. The steps of this protocol are simple and reproducible but include critical steps to be considered carefully during its development. Moreover, the behavior of growing axons can be monitored and analyzed directly using a phase-contrast microscope or mono/multiphoton fluorescence microscope after fixation by immunocytochemical methods.

Here, we provide a method for analyzing the behavior of growing axons in 3D matrices, mimicking their natural development.

Génération d'hydrogels à base de collagène 3D pour analyser la croissance et le comportement axonal pendant le développement du système nerveux

This protocol uses natural type I collagen to generate three-dimensional (3-D) hydrogel for monitoring and analyzing the axonal growth. The protocol is ...

Transplantation of Chemogenetically Engineered Cortical Interneuron Progenitors into Early Postnatal Mouse Brains

Neuronal development is regulated by a complex combination of environmental and genetic factors. Assessing the relative contribution of each component is a complicated task, which is particularly difficult in regards to the development of &#947;-aminobutyric acid (GABA)ergic cortical interneurons (CIs). CIs are the main inhibitory neurons in the cerebral cortex, and they play key roles in neuronal networks, by regulating both the activity of individual pyramidal neurons, as well as the oscillatory behavior of neuronal ensembles. They are generated in transient embryonic structures (medial and caudal ganglionic eminences -&#160;MGE and CGE) that are very difficult to efficiently target using in utero electroporation approaches. Interneuron progenitors migrate long distances during normal embryonic development, before they integrate in the cortical circuit. This remarkable ability to disperse and integrate into a developing network can be hijacked by transplanting embryonic interneuron precursors into early post-natal host cortices. Here, we present a protocol that allows genetic modification of embryonic interneuron progenitors using focal ex vivo electroporation. These engineered interneuron precursors are then transplanted into early post-natal host cortices, where they will mature into easily identifiable CIs. This protocol allows the use of multiple genetically encoded tools, or the ability to regulate the expression of specific genes in interneuron progenitors, in order to investigate the impact of either genetic or environmental variables on the maturation and integration of CIs.

Here we present a protocol, designed to use chemogenetic tools to manipulate the activity of cortical interneuron progenitors transplanted into the cortex of early postnatal mice.

Transplantation de progéniteurs interneuron corticales génétiquement modifiés dans les cerveaux de souris postnatales précoces

Neuronal development is regulated by a complex combination of environmental and genetic factors. Assessing the relative contribution of each component is ...

Reliable Isolation of Central Nervous System Microvessels Across Five Vertebrate Groups

Isolation of microvessels from the central nervous system (CNS) is commonly performed by combining cortical tissue from multiple animals, most often rodents. This approach limits the interrogation of blood-brain barrier (BBB) properties to the cortex and does not allow for individual comparison. This project focuses on the development of an isolation method that allows for the comparison of the neurovascular unit (NVU) from multiple CNS regions: cortex, cerebellum, optic lobe, hypothalamus, pituitary, brainstem, and spinal cord. Moreover, this protocol, originally developed for murine samples, was successfully adapted for use on CNS tissues from small and large vertebrate species from which we are also able to isolate microvessels from brain hemisphere white matter. This method, when paired with immunolabeling, allows for quantitation of protein expression and statistical comparison between individuals, tissue type, or treatment. We proved this applicability by evaluating changes in protein expression during experimental autoimmune encephalomyelitis (EAE), a murine model of a neuroinflammatory disease, multiple sclerosis. Additionally, microvessels isolated by this method could be used for downstream applications like qPCR, RNA-seq, and Western blot, among others. Even though this is not the first attempt to isolate CNS microvessels without the use of ultracentrifugation or enzymatic dissociation, it is unique in its adeptness for the comparison of single individuals and multiple CNS regions. Therefore, it allows for investigation of a range of differences that may otherwise remain obscure: CNS portions (cortex, cerebellum, optic lobe, brainstem, hypothalamus, pituitary, and spinal cord), CNS tissue type (gray or white matter), individuals, experimental treatment groups, and species.

The goal of this protocol is to isolate microvessels from multiple regions of the central nervous system of lissencephalic and gyrencephalic vertebrates.

Isolement fiable des micronavires du système nerveux central dans cinq groupes de vertébrés

Isolation of microvessels from the central nervous system (CNS) is commonly performed by combining cortical tissue from multiple animals, most often ...