Ce travail est soutenu par l&#39;ARRA NSF IRM Instrument Development Grant # 0923179 de FMF. Nous remercions Aqua Asberry, coordonnateur de laboratoire pour le H. Petit Institut Parker pour bioingénierie et Biosciences histologie de base, à l&#39;aide de coupes de tissus.

1. Tissue sectionnement <ol><li> Magasin, tout le tissu surgelé en -80 ° C congélateur jusqu&#39;au moment de la coupe. </li><li> Permettre à l&#39;échantillon de tissu pour atteindre la température dans la cryomicrotome avant la coupe (30 min). Régler la lame et la température de l&#39;échantillon à -30 ° C. </li><li> Une fois que le tissu a atteint la température, la manipulation de l&#39;échantillon avec des pincettes, couper avant ou l&#39;arrière du cerveau en fonction de quelle partie du cerveau est d&#39;intérêt pour montage en surface suffisante (c&#39;est à dire si l&#39;avant du cerveau est d&#39;une importance primordiale, monter à l&#39;arrière du cerveau le mandrin). <ol><li> Appliquer ~ 0,5 ml coupe optimale composé de température (OCT, Tissue-Tek, Sakura) à mandrin dans le centre et, en utilisant des pinces, maintenez échantillon en place en octobre jusqu&#39;à ce qu&#39;il se solidifie. Une fois que octobre est complètement gelé, montage mandrin porte-échantillon. </li><li> Un montant minimal de l&#39;OCT utilisé pour monter l&#39;échantillon est préférable (contrairement à monter le spécimen dans un bloc de l&#39;OCT comme cela se fait couramment dans d&#39;autres histoprocédures logiques) afin de minimiser la contamination de l&#39;échantillon. La contamination de l&#39;échantillon par OPO est préjudiciable à la DESI et le processus d&#39;imagerie raison de la suppression d&#39;ions. </li></ol></li><li> Coupes de tissus typiques nécessaires pour la gamme MS imagerie 12-18 um d&#39;épaisseur. Section tissus à l&#39;épaisseur désirée dans la fourchette recommandée. Décongelez-monter chaque tissu sectionnée par un léger toucher une lame de verre microscope à température ambiante sur l&#39;article. Une fois qu&#39;un échantillon est monté, soyez prudent de ne pas toucher la coupe de tissu que cela va changer les distributions et compositions chimiques. </li></ol> Remarque: Nous recommandons le montage de deux sections par lame, en utilisant une section d&#39;optimisation, et l&#39;autre pour l&#39;imagerie. Si les articles ne sont pas pour l&#39;imagerie immédiate, conserver les lames à -80 ° C dans un congélateur boîte à lames jusqu&#39;au moment de l&#39;analyse. <ol start="5"><li> Si l&#39;analyse des sections stockées, retirez diapositive du congélateur, transférer immédiatement au dessiccateur sous vide, et permettre ~ 15-20min pour dégeler. Laissant le spécimen dans le dessiccateur plus va sécher l&#39;échantillon et réduire l&#39;efficacité de DESI. L&#39;optimisation de la source d&#39;ions de DESI se fera avec l&#39;échantillon de tissu une fois qu&#39;il a dégelé, cependant, dans l&#39;intérêt de temps, la période au cours de laquelle l&#39;échantillon est en train de fondre sert le moment idéal pour l&#39;initialisation de l&#39;appareil. <ol><li> En utilisant l&#39;acétonitrile avec de l&#39;acide acétique à 1% comme solvant DESI, tourner sur la pompe à seringue avec un débit de 5 pl / min. Un débit inférieur réduit du côté de la tache d&#39;impact du jet de DESI, et la taille effective de pixel, mais une vitesse d&#39;écoulement supérieure peut être nécessaire pour une sensibilité suffisante. Par conséquent, le débit (typiquement 1-5 pl / min) doit être optimisée pour chaque application et de la sensibilité et de la résolution souhaitée. S&#39;assurer que la seringue contient suffisamment de solvant pour l&#39;optimisation complète et d&#39;imagerie à un débit donné. </li><li> Une fois le solvant semble dégoulinant de la pointe de la source, allumez le gaz de nébulisation d&#39;azote avec un pressure de 160 psi. </li><li> Allumez l&#39;alimentation haute tension relié à la source d&#39;ions appliquer 3,600 V. </li></ol></li><li> Monter la lame sur la platine du mouvement et commencer source d&#39;ions et d&#39;optimisation MS </li></ol> 2. Optimisation de la DESI <ol><li> Le système de DESI compose d&#39;une sonde de la source (voir la figure 2), une seringue et d&#39;une pompe ou d&#39;un système de distribution alternatif solvant, l&#39;azote comprimé, le stade de l&#39;échantillon de traduction et de montage. Procéder à l&#39;optimisation de la source de DESI une fois le spectromètre de masse a été réglé pour la gamme et les analytes d&#39;intérêt masse appropriée. <ol><li> Si les composants de la source n&#39;ont pas été encore activée, se reporter aux sections 1.5.1-3 pour les directions. </li><li> Les variables examinées dans les sections suivantes sont recommandées pour l&#39;imagerie des tissus biologiques. Toutefois, ces variables doivent être optimisés pour différents types de tissus ou d&#39;échantillon. D&#39;autres solvants, les débits, les pressions de gaz de nébulisation et les tensions ont été signalées imaginationng de tissus biologiques. 16-18 </li></ol></li><li> S&#39;assurer que d&#39;abord la source de DESI n&#39;est en contact avec la lame de verre, et non dirigé sur une partie de la coupe de tissu. Cela permettra d&#39;assurer que la sonde ne soit pas endommagée dans le processus d&#39;optimisation initial et ne sera pas contaminer n&#39;importe quelle partie de la mise en place en entrant en contact avec l&#39;échantillon de tissu. <ol><li> Une bonne position de départ est à l&#39;extrémité 3 mm de la surface de l&#39;échantillon et de 5 mm à partir de l&#39;entrée capillaire MS, avec la sonde à un angle de 55 ° par rapport à la surface de l&#39;échantillon. Le capillaire interne de la sonde de DESI devrait s&#39;étendre ~ 1 mm au-delà de la capillaire extérieure. Tous ces paramètres seront optimisés. </li></ol></li><li> L&#39;interface MS capillaire doit avoir un angle de collecte de ~ 15 ° par rapport à la surface de l&#39;échantillon pour un transfert optimal d&#39;ions. Réglez la hauteur du stade afin que les capillaires MS plane sur la surface de l&#39;échantillon, le capillaire doit être &lt;1 mm de la surface, aussi près que possiblesans se toucher. </li><li> Aligner la sonde de DESI dans la dimension x par rapport au capillaire d&#39;entrée MS afin qu&#39;ils soient directement en ligne. </li><li> Réglez les positions y et z de la source de DESI pour une sensibilité optimale en utilisant la section de tissu supplémentaire. Notez que la sonde de DESI est dirigée vers une zone d&#39;échantillonnage, elle finira par désorption et l&#39;ionisation de tous les analytes dans ce domaine et le signal va progressivement diminuer à mesure que cela se produit. L&#39;exécution de cette étape aussi rapidement que possible est important. <ol><li> Par conséquent, pendant tout le processus d&#39;optimisation, l&#39;échantillon doit être déplacée en dessous de la tête de pulvérisation afin d&#39;assurer que nouvel échantillon est analysé et que tout changement de signal sont dues à l&#39;optimisation de la source, et non pas l&#39;appauvrissement de l&#39;échantillon. Toutefois, étant donné que la composition chimique variée de différentes régions du tissu, une comparaison directe de l&#39;intensité des ions à travers la section de tissu tout n&#39;est pas tout à fait exacte. Le thalamus du cerveau fournit une zone assez grande taille aveccomposition chimique plus cohérent, mais toujours pas parfaitement uniforme. Alternativement, un marquage des Sharpie rouge, qui contient la rhodamine colorant 6G ([M] +, m / z 443), sur la lame de verre à partir de l&#39;échantillon prévoit une forte réponse MS par DESI et peut également être utilisé pour l&#39;optimisation, mais compte tenu de la forme différente de l&#39;échantillon et de l&#39;analyte, ces conditions peuvent toujours pas en corrélation avec un set-up idéal pour les tissus biologiques. </li><li> Recommandé séparation y entre la pointe de source et capillaire d&#39;entrée: ~ 4 mm, recommandé séparation z entre la pointe et la surface de l&#39;échantillon: ~ 1,5 mm. Bien que ces paramètres seront légèrement différent pour chaque configuration expérimentale. </li><li> Compte tenu de la géométrie et de l&#39;angle de la sonde, il faut tenir compte du fait que la position y et cote z sont liés entre eux par rapport à la transmission efficace du solvant et contenant de l&#39;analyte gouttelettes. Un changement d&#39;une variable de demande une modification ultérieure de l&#39;autre pour maintenir le même point d&#39;impact de jet etles angles de transmission. </li></ol></li><li> Réglez la distance des extrusions capillaires internes du capillaire externe de la source pour une sensibilité maximale et un impact minimal taille de spot. Attention: Assurez-vous que la haute tension est éteint tout en faisant cet ajustement. </li><li> La géométrie de la source sera considérée comme optimale lorsque le signal maximal est observé. <ol><li> Les variables optimisés dans les sections 2.5 à 2.6 sont liés entre eux, donc le réglage d&#39;une façon inhérente nécessite le réajustement de l&#39;autre pour maintenir la géométrie nécessaire source échantillon d&#39;entrée ou le réglage des conditions discutées dans la section 1.5.1- 3. </li></ol></li><li> De plus, un élément chauffant qui entoure le transfert capillaire pour le spectromètre de masse peut améliorer la sensibilité en facilitant désolvatation de gouttelettes de substance à analyser chargées produites pendant le processus d&#39;ionisation. Ici, nous utilisons un appareil de chauffage de la corde enroulée autour du transfert capillaire réglé à 100 ° C. </li></ol> 3. Tissue Imaging <ol><li> Au cours du processus de formation d&#39;image, la phase de l&#39;échantillon se déplace l&#39;échantillon sous la sonde d&#39;admission et DESI MS capillaire et tous les autres composants restent stationnaires. Les paramètres de mouvement de la scène doivent être choisis en fonction de l&#39;impact DESI taille du panache et sensibilité optimale. <ol><li> Un grand panache de l&#39;impact se traduira par une intensité ionique plus élevée, étant donné que plus l&#39;échantillon est désorbé, mais pour l&#39;imagerie, il entraînera également une taille de pixel plus large et donc plus mauvais résolution d&#39;image. </li></ol></li><li> L&#39;étape de traduction utilisé dans cette expérience est la maison-construit et contrôlé par un programme LabVIEW qui permet de contrôler la vitesse et l&#39;espacement des lignes de tramage pour une image de dimensions données. Le VI de commande de mouvement de scène utilisé dans cette expérience est disponible à omnispect.bme.gatech.edu. Alternativement, une source de DESI disponible dans le commerce et le stade pourraient être utilisés comme source de l&#39;Omni 2D automatisé de pulvérisation Prosolia Inc. (Indianapolis, IN USA). <ol><li> Pour les tissus du cerveau d&#39;untaille de l&#39;image typique est de 10 x 15 mm, et compte tenu des paramètres de mouvement de la scène, l&#39;image prendra environ 3 heures. <ol><li> Programme LabView VI ou le logiciel de commande équivalente pour des conditions de formation d&#39;image souhaités, en utilisant une vitesse de phase de balayage de 80 pm / sec, et de l&#39;espacement de ligne entre des rangées de 200 um. Lorsque vous utilisez la source pulvérisation Omni, paramètres de mouvement devraient être fixées pour une vitesse de balayage de 100 à 200 um / s et un espacement des lignes de 200 um. A noter que ces paramètres de mouvement peuvent être modifiés en fonction du nombre de pixels désirées dans chaque dimension et de sensibilité nécessaire. <ol><li> Un espacement de ligne inférieure a été montré pour améliorer la qualité d&#39;image, avec la vitesse de balayage ayant moins d&#39;effet. 25 Cependant, il est important de noter que cela ne signifie pas nécessairement et une meilleure résolution de l&#39;image, comme c&#39;est fortement dépendante point d&#39;impact taille. Une vitesse de balayage lent et l&#39;espacement des lignes plus petite permettra d&#39;accroître considérablement le temps d&#39;analyse et doivent donc être optized pour chaque type de tissu ou de l&#39;échantillon. </li></ol></li><li> Grâce à l&#39;acquisition spectrale MS fixé à 1 scan / sec, et de l&#39;image créée en tant que 1 pixel / balayage, la vitesse de phase détermine la taille des pixels dans la dimension x, tandis que l&#39;espacement de ligne détermine la taille des pixels dans la dimension y. Bien que la taille réelle de pixel de l&#39;image est plus grande que ce à cause de pulvériser la diffusion, le mouvement lent permet plus de temps pour la désorption et la détection des analytes. </li></ol></li><li> Donnez-chemin du répertoire et nom de fichier pour les fichiers de position et de temps pour être enregistrées au cours des images dans le LabView VI. </li></ol></li><li> En préparation pour l&#39;acquisition des données des spectres de masse, calculer le temps total nécessaire pour l&#39;imagerie. Le programme Labview utilisé par notre groupe fournit automatiquement cette valeur, mais si le contrôle de la scène alternative est utilisée, ce calcul est nécessaire pour que les paramètres d&#39;acquisition de données MS. <ol><li> Lorsque vous utilisez un spray source et stade automatisé Omni, chaque ligne de l&#39;image est acquise comme dansindividu s&#39;exécute. La-per-ligne du temps et le nombre de lignes nécessaires pour des dimensions d&#39;imagerie sont calculés en utilisant le logiciel de contrôle pulvérisation Omni à entrer dans le logiciel du spectromètre de masse. </li></ol></li><li> S&#39;assurer que la vitesse de balayage d&#39;un spectromètre de masse est une spectre / sec, et de régler le temps d&#39;acquisition de l&#39;appareil pour correspondre à la durée totale calculée. <ol><li> Réglez la vitesse de balayage spectral à 1 spectre / sec. </li><li> Acquérir des données en mode profil et faire en sorte que la gamme m / z est approprié pour les espèces d&#39;intérêt. Rappelez-vous que DESI produit également des analytes à charges multiples, comme dans ESI. </li><li> Réglez le temps d&#39;acquisition pour correspondre à la durée totale de l&#39;image donnée par LabView. </li></ol></li><li> Placez le point d&#39;impact de pulvérisation dans le coin supérieur gauche de la zone à imager. </li><li> Commencez acquisition de données MS et le mouvement de la scène en même temps. </li><li> Lors de la conclusion de l&#39;acquisition de données, retourner spectromètre de masse en mode veille. </li><li> Éteignez haute tension de la source de DESI. </li><li> Tournez off de l&#39;azote gazeux. </li><li> Arrêter la pompe de la seringue. </li></ol> 4. Traitement de l&#39;image <ol><li> De spectrométrie de masse, en combinaison avec un temps de la scène et les données de position enregistrées sous forme de fichiers texte via LabView doivent être «plié» en une image 2D corrélation coordonnées de pixels avec les spectres correspondants. Les images présentées ici ont été traitées en utilisant le logiciel Matlab basée qui est disponible gratuitement à l&#39;adresse: omnispect.bme.gatech.edu. Si les données sont acquises en utilisant la source de pulvérisation Omni, le logiciel de conversion de données Firefly est utilisé pour créer le cube de données de visualisation de l&#39;image dans BioMAP (www.maldi-msi.org). </li><li> Pour les données acquises sur le spectromètre de masse Jeol AccuTOF, le chromatogramme enregistré doit être exporté au format CDF. Pour une analyse ultérieure. <ol><li> Utilisation du DataManager sein MassCenter, d&#39;abord convertir les données acquises à des données centroided (Outils → convertir les données d&#39;acquistion de Centroid). Puis exporter les données au format CDF. L&#39;aide de la combinaison de touches Ctrl + Maj + E foltiquement en Outils → Exporter. </li></ol></li><li> Télécharger le fichier. Cdf données brutes de masse spectrales et les deux fichiers texte, la position et l&#39;heure, sur le site OmniSpect. Données d&#39;imagerie Firefly-traitées peuvent être visualisées dans BioMAP. <ol><li> Le traitement ultérieur des données dont l&#39;analyse statistique par factorisation matrices non-négatives ou tracé d&#39;un seul ion d&#39;intérêt peut être effectuée directement sur le site. </li><li> Alternativement, le cube de données brutes peuvent être exportées pour analyse dans Matlab. </li></ol></li></ol>

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Mass Spectrom. 22, 2639-2644 (2008).</li><li>Campbell, D., Ferreira, C., Eberlin, L., Cooks, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+spatial+resolution+in+the+imaging+of+biological+tissue+using+desorption+electrospray+ionization.">Improved spatial resolution in the imaging of biological tissue using desorption electrospray ionization.</a> Anal. Bioanal. Chem. 404, 389-398 (2012).</li><li>Chaurand, P., Cornett, D. S., Angel, P. M., Caprioli, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=From+Whole-body+Sections+Down+to+Cellular+Level,+Multiscale+Imaging+of+Phospholipids+by+MALDI+Mass+Spectrometry.">From Whole-body Sections Down to Cellular Level, Multiscale Imaging of Phospholipids by MALDI Mass Spectrometry.</a> Mol. Cell. Proteomics. 10, (2011).</li><li>Dill, A., Eberlin, L., Costa, A., Ifa, D., Cooks, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Data+quality+in+tissue+analysis+using+desorption+electrospray+ionization.">Data quality in tissue analysis using desorption electrospray ionization.</a> Anal. Bioanal. Chem. 401, 1949-1961 (2011).</li><li>Jackson, S. N., Wang, H. -. Y. J., Woods, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Direct+Profiling+of+Lipid+Distribution+in+Brain+Tissue+Using+MALDI-TOFMS.">Direct Profiling of Lipid Distribution in Brain Tissue Using MALDI-TOFMS.</a> Anal. Chem. 77, 4523-4527 (2005).</li><li>Jackson, S. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=MALDI-ion+mobility-TOFMS+imaging+of+lipids+in+rat+brain+tissue.">MALDI-ion mobility-TOFMS imaging of lipids in rat brain tissue.</a> J. Mass Spectrom. 42, 1093-1098 (2007).</li><li>Wang, H. -. Y. J., Post, S. N. J. J., Woods, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+minimalist+approach+to+MALDI+imaging+of+glycerophospholipids+and+sphingolipids+in+rat+brain+sections.">A minimalist approach to MALDI imaging of glycerophospholipids and sphingolipids in rat brain sections.</a> Int. J. Mass Spectrom. 278, 143-149 (2008).</li><li>Wu, B., Becker, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+of+elements+and+molecules+in+biological+tissues+and+cells+in+the+low-micrometer+and+nanometer+range.">Imaging of elements and molecules in biological tissues and cells in the low-micrometer and nanometer range.</a> Int. J. Mass Spectrom. 307, 112-122 (2011).</li><li>Eberlin, L. S., Ifa, D. R., Wu, C., Cooks, R. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Three-Dimensional+Vizualization+of+Mouse+Brain+by+Lipid+Analysis+Using+Ambient+Ionization+Mass+Spectrometry.">Three-Dimensional Vizualization of Mouse Brain by Lipid Analysis Using Ambient Ionization Mass Spectrometry.</a> Angew. Chem. Int. Ed. 49, 873-876 (2010).</li><li>Seeley, E. H., Caprioli, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=3D+Imaging+by+Mass+Spectrometry:+A+New+Frontier.">3D Imaging by Mass Spectrometry: A New Frontier.</a> Anal. Chem. 84, 2105-2110 (2012).</li><li>Nemes, P., Barton, A. A., Vertes, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Three-Dimensional+Imaging+of+Metabolites+in+Tissues+under+Ambient+Conditions+by+Laser+Ablation+Electrospray+Ionization+Mass+Spectrometry.">Three-Dimensional Imaging of Metabolites in Tissues under Ambient Conditions by Laser Ablation Electrospray Ionization Mass Spectrometry.</a> Anal. Chem. 81, 6668-6675 (2009).</li><li>Pulfer, M., Murphy, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrospray+mass+spectrometry+of+phospholipids.">Electrospray mass spectrometry of phospholipids.</a> Mass Spectrom. Rev. 22, 332-364 (2003).</li><li>Han, X., Holtzman, D. M., McKeel, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Plasmalogen+deficiency+in+early+Alzheimer's+disease+subjects+and+in+animal+models:+molecular+characterization+using+electrospray+ionization+mass+spectrometry.">Plasmalogen deficiency in early Alzheimer's disease subjects and in animal models: molecular characterization using electrospray ionization mass spectrometry.</a> J. Neurochem. 77, 1168-1180 (2001).</li><li>Murphy, E. J., Schapiro, M. B., Rapoport, S. I., Shetty, H. U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Phospholipid+composition+and+levels+are+altered+in+down+syndrome+brain.">Phospholipid composition and levels are altered in down syndrome brain.</a> Brain Res. 867, 9-18 (2000).</li><li>Han, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Alterations+in+Myocardial+Cardiolipin+Content+and+Composition+Occur+at+the+Very+Earliest+Stages+of+Diabetes:+A+Shotgun+Lipidomics+Study.">Alterations in Myocardial Cardiolipin Content and Composition Occur at the Very Earliest Stages of Diabetes: A Shotgun Lipidomics Study.</a> Biochemistry. 46, 6417-6428 (2007).</li></ol>

Les auteurs déclarent qu&#39;ils n&#39;ont aucun intérêt financier concurrents.

L&#39;optimisation de la géométrie de la source de DESI est essentiel pour les expériences de MSI succès. Les multiples variables contribuant à l&#39;alignement du système affectent directement la sensibilité et la résolution d&#39;image. Si lors de l&#39;optimisation, l&#39;expérimentateur a des difficultés à obtenir signaux, nous vous recommandons d&#39;utiliser lieu de Sharpie rouge dessiné sur la diapositive comme point de repère, la teinture, la rhodamine 6G, m / z 443, produit un signal fort dans le m...

A correction was made to <a href="http://www.jove.com/video/50575" target="_parent">Imaging of Biological Tissues by Desorption Electrospray Ionization Mass Spectrometry</a>. There was an error with an author's name. The author's surname was appended with a missing character:
Rachel V. Bennett
instead of:
Rachel V. Bennet

Erratum: Imaging of Biological Tissues by Desorption Electrospray Ionization Mass Spectrometry

Imagerie non ciblée par spectrométrie de masse facilite l&#39;acquisition de l&#39;information chimique pour des applications de découverte et génératrice d&#39;hypothèses. Imagerie ciblée d&#39;un produit chimique connu sous le nom de l&#39;intérêt, d&#39;autre part, peut faciliter l&#39;augmentation de la sensibilité et de sélectivité par le développement de la méthode spécifique. Spectrométrie de masse d&#39;imagerie (MSI) est le plus souvent réalisée sur les tissus en utilisant MALDI, 1 spectrométrie de masse d&#39;ions secondaires (SIMS), 2 et techniques d&#39;ionisation ambiantes, y compris désorption ionisation électrospray (DESI), 3 ionisation laser ablation électrospray (LAESI), 4, 5 et liquide micro-jonction de la surface sonde de prélèvement (LMJ-SSP). 6 Dans MALDI et SIMS, les échantillons doivent être éliminés physiquement de l&#39;échantillon, et doivent être plate et mince, comme elles sont analysées sous un vide poussé. MALDI nécessite revêtement de l&#39;échantillon avec une matrice d&#39;absorption de rayonnement, l&#39;ajout d&#39;une étape supplémentaire et encombrant pour la préparation de l&#39;échantillon. SIMSa la résolution latérale la plus élevée, mais bombardement avec des particules de haute énergie provoque une fragmentation moléculaire. Par conséquent, MSI par des méthodes ambiantes occuper un créneau où l&#39;analyse doux avec une préparation minimale de l&#39;échantillon est souhaitable. Cependant, à ce jour, toutes les méthodes sont encore limités par l&#39;exigence de surfaces d&#39;échantillons plats. DESI utilise un spray solvant chargé ASSISTEE dirigé à la surface de l&#39;échantillon pour désorber et ioniser les analytes. 7 Le modèle de travail pour la désorption et l&#39;ionisation ultérieure par DESI est connue comme la &quot;goutte modèle pick-up&quot;. 8-10 Les gouttelettes chargées primaires produite par la sonde de DESI entrer en collision avec la surface, le mouillant et en formant un film mince dans laquelle la substance à analyser est dissous par un mécanisme de micro-extraction solide-liquide 8 ultérieur gouttelette collisions se traduisent par transfert de quantité de mouvement et de décollage de gouttelettes secondaires contenant la matière extraite de la surface 9,10. Finalement, le gazions en phase sont soupçonnés d&#39;être générées par des processus ESI-comme la suite de l&#39;évaporation de l&#39;ion, modèles de résidus de charge ou d&#39;autres modèles, 11 mais le processus de formation des ions précis dans DESI doit encore être prouvé expérimentalement. 12 sensibilité de DESI est fortement dépendante de la solubilité l&#39;analyte dans le solvant de pulvérisation, que la désorption se fonde sur la micro-extraction localisée 13. Lorsqu&#39;il est utilisé avec un stade de l&#39;échantillon contrôlé par logiciel, l&#39;échantillon est analysé unidirectionnelle avec voie marcher sous la sonde d&#39;ionisation de DESI, et à travers le domaine temporel, m / z information est corrélée avec la distribution spatiale de l&#39;espèce chimique (figure 1). Depuis la première preuve de principe expérience DESI-MSI rapporté par Van Berkel et Kertesz en 2006, 14 la technique a considérablement évolué, avec 15 applications signalées dans l&#39;analyse des lipides, 3,16 métabolites de drogues, 17,18 diseabiomarqueurs soi, 19 tissus du cerveau, 3,18,20 tissus du poumon, 18 tissu rénal, 18 tissu testiculaire, 18 glandes surrénales, 17 plaques de chromatographie sur couche mince, 21 et surfaces d&#39;algues. 22 La résolution de routine des images obtenues par DESI-MSI est 100-200 um, ce qui est finalement déterminé par la surface effective extraite par les embruns, mais résolutions aussi basses que 40 um ont été rapportés. telle résolution et la facilité d&#39;analyse 23-25 ​​rend DESI-MSI approprié pour l&#39;analyse rapide et simple des échantillons de tissus biologiques avec des zones de surface dans la gamme 0,5-5 cm 2, ce qui permet l&#39;acquisition de données spatiales utiles pour mieux comprendre les processus biologiques 26. Voici, à titre d&#39;exemple d&#39;application typique DESI-MSI, nous passons en revue les détails de la procédure de réalisation d&#39;une expérience réussie impliquant l&#39;imagerie de lipides dans les tissus du cerveau de rat. Les deux étapes les plus critiques dans le protocole sont lestissus préparation 27 et l&#39;optimisation de la source d&#39;ions de DESI, comme décrit ci-dessous.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="always">
		<tbody>
		 <tr>
			<td>Reagents</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Tissue-Tek O.C.T. Compound</td>
			<td>Sakura-Finetek</td>
			<td>4583</td>
			<td><a href="http://www.sakuraeu.com/products/showitem.asp?cat=11&amp;subcat=48" target="_blank">http://www.sakuraeu.com/products/showitem.asp?cat=11&amp;subcat=48</a></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Acetonitrile</td>
			<td>EMD</td>
			<td>AX0156-6</td>
			<td>OmniSolv, LC-MS Grade</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Acetic Acid</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>695092-500 ml</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Equipment</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Cryostat microtome</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>CryoStar* NX70</td>
			<td>Any available microtome can be used for tissue sectioning <a href=" http://www.thermoscientific.com/ecomm/servlet/productsdetail?productId=13958375&amp;groupType=PRODUCT&amp;searchType=0&amp;storeId=11152&amp;from=search&amp;ca=cryostar" target="_blank"> http://www.thermoscientific.com/ecomm/servlet/productsdetail?productId=13958375&amp;groupType=PRODUCT&amp;searchType=0&amp;storeId=11152&amp;from=search&amp;ca=cryostar</a></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Omni Spray;DESI Spray Head</td>
			<td>Prosolia Inc.</td>
			<td></td>
			<td>Can also use the 2-D Omni Spray; Source kit instead of assembling components of imaging experiment <a href=" http://www.prosolia.com/sources.php" target="_blank"> http://www.prosolia.com/sources.php</a></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>High Voltage Power Supply</td>
			<td>Stanford Research Systems, Inc.</td>
			<td>PS350/5000V-25W</td>
			<td><a href="http://www.thinksrs.com/products/PS300.htm" target="_blank">http://www.thinksrs.com/products/PS300.htm</a></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Rope heater, RTD, controller</td>
			<td>Omega</td>
			<td></td>
			<td><a href="http://www.omega.com/toc_asp/subsectionSC.asp?subsection=M02&amp;book=Heaters" target="_blank">http://www.omega.com/toc_asp/subsectionSC.asp?subsection=M02&amp;book=Heaters</a></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Labview</td>
			<td>National Instruments</td>
			<td>Version 7.1 </td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Translational stage</td>
			<td>Prior Scientific</td>
			<td>Optiscan II</td>
			<td><a href="http://www.prior.com/productinfo_auto_motorized_optiscan.html" target="_blank">http://www.prior.com/productinfo_auto_motorized_optiscan.html</a></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>AccuTOF Mass Spectrometer</td>
			<td>JEOL</td>
			<td>JMS-T100LC</td>
			<td>Can use any mass spectrometer equipped with an extended capillary atmospheric pressure interface</td>
		 </tr>
		</tbody>
 </table>

imaging of biological tissues by desorption electrospray ionization mass spectrometry

L&#39;imagerie par spectrométrie de masse (MSI) fournit de l&#39;information moléculaire non ciblées avec la plus grande spécificité et la résolution spatiale pour l&#39;étude des tissus biologiques à des centaines à des dizaines d&#39;échelle microns. Quand elle est réalisée dans les conditions ambiantes, l&#39;échantillon de pré-traitement devient inutile, ce qui simplifie le protocole tout en maintenant la haute qualité des renseignements obtenus. La désorption ionisation électrospray (DESI) est une technique de MSI ambiante à base de pulvérisation que permet l&#39;échantillonnage direct de surfaces à l&#39;air libre, même in vivo. Lorsqu&#39;il est utilisé avec un étage d&#39;échantillon commandé par logiciel, l&#39;échantillon est tramé en dessous de la sonde d&#39;ionisation DESI, et à travers le domaine du temps, m / z information est corrélée avec la répartition spatiale de l&#39;espèce chimique. La fidélité de la sortie DESI-MSI dépend de l&#39;orientation de la source et de positionnement par rapport à la surface de l&#39;échantillon et d&#39;une entrée de spectromètre de masse. Ici, nous examinons la façon de préparer des coupes de tissus pour DESI iforgemagie et conditions expérimentales supplémentaires qui influent directement sur la qualité de l&#39;image. Plus précisément, nous décrivons le protocole pour l&#39;imagerie des coupes de tissus de cerveau de rat par DESI-MSI.

La figure 3 montre un spectre représentant obtenu à partir d&#39;une section de cerveau de rat non traité. Dans le mode positif, le spectre de masse est dominé par les phosphatidylcholines en raison de leur efficacité d&#39;ionisation élevé (attribué au groupe d&#39;ammonium quaternaire chargé positivement). L&#39;image d&#39;ions total de la coupe de tissu est également représenté sur la figure 3, montrant signaux abondante à travers toute la section du cerveau. Lipides cl...

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Imaging of Biological Tissues by Desorption Electrospray Ionization Mass Spectrometry

Désorption ionisation électrospray spectrométrie de masse (DESI-MS) est une méthode ambiant par lequel des échantillons, y compris les tissus biologiques, peuvent être imagées avec une préparation minimale de l&#39;échantillon. Par rastering l&#39;échantillon en dessous de la sonde d&#39;ionisation, cette technique spray à base offre une résolution spatiale suffisante pour discerner les caractéristiques moléculaires d&#39;intérêt au sein des coupes de tissus.

Imagerie des tissus biologiques par désorption ionisation électrospray spectrométrie de masse

Mass spectrometry imaging (MSI) provides untargeted molecular information with the highest specificity and spatial resolution for investigating biological ...

imaging-biological-tissues-desorption-electrospray-ionization-mass

Research

JoVE Journal

Bioengineering

18.4K vues.  Georgia Institute of Technology. Désorption ionisation électrospray spectrométrie de masse (DESI-MS) est une méthode ambiant par lequel des échantillons, y compris les tissus biologiques, peuvent être imagées avec une préparation minimale de l'échantillon. Par rastering l'échantillon en dessous de la sonde d'ionisation, cette technique spray à base offre une résolution spatiale suffisante pour discerner les caractéristiques moléculaires d'intérêt au sein des coupes de tiss...

Vidéo: Imaging of Biological Tissues by Desorption Electrospray Ionization Mass Spectrometry

Characterizing Bacterial Volatiles using Secondary Electrospray Ionization Mass Spectrometry (SESI-MS)

Secondary electrospray ionization mass spectrometry (SESI-MS) is a method developed for the rapid detection of volatile compounds, without the need for sample pretreatment. The method was first described by Fenn and colleagues1 and has been applied to the detection of illicit drugs2 and explosives3-4, the characterization of skin volatiles5, and the analysis of breath6-7.
SESI ionization occurs by proton transfer reactions between the electrospray solution and the volatile analyte, and is therefore suitable for the analysis of hetero-organic molecules, just as in traditional electrospray ionization (ESI). However, unlike standard ESI, the proton transfer process of SESI occurs in the vapor phase rather than in solution (Fig. 1), and therefore SESI is best suited for detecting organic volatiles and aerosols.
We are expanding the use of SESI-MS to the detection of bacterial volatiles as a method for bacterial identification and characterization8. We have demonstrated that SESI-MS volatile fingerprinting, combined with a statistical analysis method, can be used to differentiate bacterial genera, species, and mixed cultures in a variety of growth media.8 Here we provide the steps for obtaining bacterial volatile fingerprints using SESI-MS, including the instrumental parameters that should be optimized to ensure robust bacterial identification and characterization.

Characterizing Bacterial Volatiles using Secondary Electrospray Ionization Mass Spectrometry SESI-MS

Secondary electrospray ionization mass spectrometry (SESI-MS) enables the detection of volatile organic compounds (VOCs) without the need for any sample pretreatment. This protocol provides instructions for the rapid (within minutes) characterization of bacterial VOCs using SESI-MS.

Caractériser Volatiles bactérienne secondaire à l&#39;aide d&#39;ionisation électrospray spectrométrie de masse (SESI-MS)

Secondary electrospray ionization mass spectrometry (SESI-MS) is a method developed for the rapid detection of volatile compounds, without the need for ...

Recherche

Bio-ingénierie

High Resolution 3D Imaging of Ex-Vivo Biological Samples by Micro CT

Non-destructive volume visualization can be achieved only by tomographic techniques, of which the most efficient is the x-ray micro computerized tomography (&mu;CT).
High resolution &mu;CT is a very versatile yet accurate (1-2 microns of resolution) technique for 3D examination of ex-vivo biological samples1, 2. As opposed to electron tomography, the &mu;CT allows the examination of up to 4 cm thick samples. This technique requires only few hours of measurement as compared to weeks in histology. In addition, &mu;CT does not rely on 2D stereologic models, thus it may complement and in some cases can even replace histological methods3, 4, which are both time consuming and destructive. Sample conditioning and positioning in &mu;CT is straightforward and does not require high vacuum or low temperatures, which may adversely affect the structure. The sample is positioned and rotated 180&deg; or 360&deg;between a microfocused x-ray source and a detector, which includes a scintillator and an accurate CCD camera, For each angle a 2D image is taken, and then the entire volume is reconstructed using one of the different available algorithms5-7. The 3D resolution increases with the decrease of the rotation step. The present video protocol shows the main steps in preparation, immobilization and positioning of the sample followed by imaging at high resolution.

High Resolution 3D Imaging of Ex-Vivo Biological Samples by Micro CT

Non-destructive volume visualization can be achieved only by tomographic techniques, of which the most efficient is the x-ray micro computerized tomography ( CT).

High Resolution Imaging 3D des Ex-Vivo Échantillons biologiques par Micro CT

Non-destructive volume visualization can be achieved only by tomographic techniques, of which the most efficient is the x-ray micro computerized ...

Bacterial Immobilization for Imaging by Atomic Force Microscopy

AFM is a high-resolution (nm scale) imaging tool that mechanically probes a surface. It has the ability to image cells and biomolecules, in a liquid environment, without the need to chemically treat the sample. In order to accomplish this goal, the sample must sufficiently adhere to the mounting surface to prevent removal by forces exerted by the scanning AFM cantilever tip. In many instances, successful imaging depends on immobilization of the sample to the mounting surface. Optimally, immobilization should be minimally invasive to the sample such that metabolic processes and functional attributes are not compromised. By coating freshly cleaved mica surfaces with porcine (pig) gelatin, negatively charged bacteria can be immobilized on the surface and imaged in liquid by AFM. Immobilization of bacterial cells on gelatin-coated mica is most likely due to electrostatic interaction between the negatively charged bacteria and the positively charged gelatin. Several factors can interfere with bacterial immobilization, including chemical constituents of the liquid in which the bacteria are suspended, the incubation time of the bacteria on the gelatin coated mica, surface characteristics of the bacterial strain and the medium in which the bacteria are imaged. Overall, the use of gelatin-coated mica is found to be generally applicable for imaging microbial cells.

Live Gram-negative and Gram-positive bacteria can be immobilized on gelatin-coated mica and imaged in liquid using Atomic Force Microscopy (AFM).

Immobilisation bactérienne pour l&#39;imagerie par microscopie à force atomique

AFM is a high-resolution (nm scale) imaging tool that mechanically probes a surface.  It has the ability to image cells and biomolecules, in a liquid ...

Cellular Lipid Extraction for Targeted Stable Isotope Dilution Liquid Chromatography-Mass Spectrometry Analysis

The metabolism of fatty acids, such as arachidonic acid (AA) and linoleic acid (LA), results in the formation of oxidized bioactive lipids, including numerous stereoisomers1,2. These metabolites can be formed from free or esterified fatty acids. Many of these oxidized metabolites have biological activity and have been implicated in various diseases including cardiovascular and neurodegenerative diseases, asthma, and cancer3-7. Oxidized bioactive lipids can be formed enzymatically or by reactive oxygen species (ROS). Enzymes that metabolize fatty acids include cyclooxygenase (COX), lipoxygenase (LO), and cytochromes P450 (CYPs)1,8. Enzymatic metabolism results in enantioselective formation whereas ROS oxidation results in the racemic formation of products.
While this protocol focuses primarily on the analysis of AA- and some LA-derived bioactive metabolites; it could be easily applied to metabolites of other fatty acids. Bioactive lipids are extracted from cell lysate or media using liquid-liquid (l-l) extraction. At the beginning of the l-l extraction process, stable isotope internal standards are added to account for errors during sample preparation. Stable isotope dilution (SID) also accounts for any differences, such as ion suppression, that metabolites may experience during the mass spectrometry (MS) analysis9. After the extraction, derivatization with an electron capture (EC) reagent, pentafluorylbenzyl bromide (PFB) is employed to increase detection sensitivity10,11. Multiple reaction monitoring (MRM) is used to increase the selectivity of the MS analysis. Before MS analysis, lipids are separated using chiral normal phase high performance liquid chromatography (HPLC). The HPLC conditions are optimized to separate the enantiomers and various stereoisomers of the monitored lipids12. This specific LC-MS method monitors prostaglandins (PGs), isoprostanes (isoPs), hydroxyeicosatetraenoic acids (HETEs), hydroxyoctadecadienoic acids (HODEs), oxoeicosatetraenoic acids (oxoETEs) and oxooctadecadienoic acids (oxoODEs); however, the HPLC and MS parameters can be optimized to include any fatty acid metabolites13.
Most of the currently available bioanalytical methods do not take into account the separate quantification of enantiomers. This is extremely important when trying to deduce whether or not the metabolites were formed enzymatically or by ROS. Additionally, the ratios of the enantiomers may provide evidence for a specific enzymatic pathway of formation. The use of SID allows for accurate quantification of metabolites and accounts for any sample loss during preparation as well as the differences experienced during ionization. Using the PFB electron capture reagent increases the sensitivity of detection by two orders of magnitude over conventional APCI methods. Overall, this method, SID-LC-EC-atmospheric pressure chemical ionization APCI-MRM/MS, is one of the most sensitive, selective, and accurate methods of quantification for bioactive lipids.

This protocol will demonstrate the extraction and analysis of free and esterified bioactive fatty acids from cells. Fatty acids are accurately quantified using stable isotope dilution, chiral liquid chromatography, electron capture atmospheric chemical ionization multiple reaction monitoring mass spectrometry (SID-LC-ECAPCI-MRM/MS).

L&#39;extraction des lipides cellulaires pour ciblées dilution isotopique stable analyse de spectrométrie de masse chromatographie liquide-

The metabolism of fatty acids, such as arachidonic acid (AA) and linoleic acid (LA), results in the formation of oxidized bioactive lipids, including ...

Analyzing Cellular Internalization of Nanoparticles and Bacteria by Multi-spectral Imaging Flow Cytometry

Nanoparticulate systems have emerged as valuable tools in vaccine delivery through their ability to efficiently deliver cargo, including proteins, to antigen presenting cells1-5. Internalization of nanoparticles (NP) by antigen presenting cells is a critical step in generating an effective immune response to the encapsulated antigen. To determine how changes in nanoparticle formulation impact function, we sought to develop a high throughput, quantitative experimental protocol that was compatible with detecting internalized nanoparticles as well as bacteria. To date, two independent techniques, microscopy and flow cytometry, have been the methods used to study the phagocytosis of nanoparticles. The high throughput nature of flow cytometry generates robust statistical data. However, due to low resolution, it fails to accurately quantify internalized versus cell bound nanoparticles. Microscopy generates images with high spatial resolution; however, it is time consuming and involves small sample sizes6-8. Multi-spectral imaging flow cytometry (MIFC) is a new technology that incorporates aspects of both microscopy and flow cytometry that performs multi-color spectral fluorescence and bright field imaging simultaneously through a laminar core. This capability provides an accurate analysis of fluorescent signal intensities and spatial relationships between different structures and cellular features at high speed.
	Herein, we describe a method utilizing MIFC to characterize the cell populations that have internalized polyanhydride nanoparticles or Salmonella enterica serovar Typhimurium. We also describe the preparation of nanoparticle suspensions, cell labeling, acquisition on an ImageStreamX system and analysis of the data using the IDEAS application. We also demonstrate the application of a technique that can be used to differentiate the internalization pathways for nanoparticles and bacteria by using cytochalasin-D as an inhibitor of actin-mediated phagocytosis.

In this article, we describe a method utilizing multi-spectral imaging flow cytometry to quantify the internalization of polyanhydride nanoparticles or bacteria by RAW 264.7 cells.

Analyser l&#39;internalisation cellulaire de nanoparticules et de bactéries multi-spectrale par cytométrie de flux d&#39;imagerie

Nanoparticulate  systems have emerged as valuable tools in vaccine delivery through their  ability to efficiently deliver cargo, including proteins, to ...

Sample Preparation Strategies for Mass Spectrometry Imaging of 3D Cell Culture Models

Three dimensional cell cultures are attractive models for biological research. They combine the flexibility and cost-effectiveness of cell culture with some of the spatial and molecular complexity of tissue. For example, many cell lines form 3D structures given appropriate in vitro conditions. Colon cancer cell lines form 3D cell culture spheroids, in vitro mimics of avascular tumor nodules. While immunohistochemistry and other classical imaging methods are popular for monitoring the distribution of specific analytes, mass spectrometric imaging examines the distribution of classes of molecules in an unbiased fashion. While MALDI mass spectrometric imaging was originally developed to interrogate samples obtained from humans or animal models, this report describes the analysis of in vitro three dimensional cell cultures, including improvements in sample preparation strategies. Herein is described methods for growth, harvesting, sectioning, washing, and analysis of 3D cell cultures via matrix-assisted laser desorption/ionization-mass spectrometry (MALDI-MS) imaging. Using colon carcinoma 3D cell cultures as a model system, this protocol demonstrates the ability to monitor analytes in an unbiased fashion across the 3D cell culture system with MALDI-MSI.

Immortalized cancer cell lines can be grown as 3D cell cultures, a valuable model for biological research. This protocol describes mass spectrometry imaging of 3D cell cultures, including improvements in the sample preparation platform. The goal of this protocol is to instruct users to prepare 3D cell cultures for mass spectrometry imaging analysis.

Exemple Stratégies Préparation de Spectrométrie de Masse Imagerie de culture cellulaire 3D Modèles

Three dimensional cell cultures are attractive models for biological research. They combine the flexibility and cost-effectiveness of cell culture with ...

Qualitative Characterization of the Aqueous Fraction from Hydrothermal Liquefaction of Algae Using 2D Gas Chromatography with Time-of-flight Mass Spectrometry

Two-dimensional gas chromatography coupled with time-of-flight mass spectrometry is a powerful tool for identifying and quantifying chemical components in complex mixtures. It is often used to analyze gasoline, jet fuel, diesel, bio-diesel and the organic fraction of bio-crude/bio-oil. In most of those analyses, the first dimension of separation is non-polar, followed by a polar separation. The aqueous fractions of bio-crude and other aqueous samples from biofuels production have been examined with similar column combinations. However, sample preparation techniques such as derivatization, solvent extraction, and solid-phase extraction were necessary prior to analysis. In this study, aqueous fractions obtained from the hydrothermal liquefaction of algae were characterized by two-dimensional gas chromatography coupled with time-of-flight mass spectrometry without prior sample preparation techniques using a polar separation in the first dimension followed by a non-polar separation in the second. Two-dimensional plots from this analysis were compared with those obtained from the more traditional column configuration. Results from qualitative characterization of the aqueous fractions of algal bio-crude are discussed in detail. The advantages of using a polar separation followed by a non-polar separation for characterization of organics in aqueous samples by two-dimensional gas chromatography coupled with time-of-flight mass spectrometry are highlighted.

A two-dimensional gas chromatography-time-of-flight mass spectrometry method is described for characterization of the aqueous fraction of bio-crude produced from hydrothermal liquefaction of algae. This protocol can also be employed to analyze the aqueous fraction of liquid products from fast pyrolysis, catalytic fast pyrolysis, catalytic deoxygenation and hydro-treating.

Caractérisation qualitative de la fraction aqueuse de hydrothermale Liquéfaction d&#39;algues Utilisation 2D chromatographie en phase gazeuse avec le temps de vol Spectrométrie de masse

Two-dimensional gas chromatography coupled with time-of-flight mass spectrometry is a powerful tool for identifying and quantifying chemical components in ...

Whole-body Mass Spectrometry Imaging by Infrared Matrix-assisted Laser Desorption Electrospray Ionization (IR-MALDESI)

Ambient ionization sources for mass spectrometry (MS) have been the subject of much interest in the past decade. Matrix-assisted laser desorption electrospray ionization (MALDESI) is an example of such methods, where features of matrix-assisted laser desorption/ionization (MALDI) (e.g., pulsed nature of desorption) and electrospray ionization (ESI) (e.g., soft-ionization) are combined. One of the major advantages of MALDESI is its inherent versatility. In MALDESI experiments, an ultraviolet (UV) or infrared (IR) laser can be used to resonantly excite an endogenous or exogenous matrix. The choice of matrix is not analyte dependent, and depends solely on the laser wavelength used for excitation. In IR-MALDESI experiments, a thin layer of ice is deposited on the sample surface as an energy-absorbing matrix. The IR-MALDESI source geometry has been optimized using statistical design of experiments (DOE) for analysis of liquid samples as well as biological tissue specimens. Furthermore, a robust IR-MALDESI imaging source has been developed, where a tunable mid-IR laser is synchronized with a computer controlled XY translational stage and a high resolving power mass spectrometer. A custom graphical user interface (GUI) allows user selection of the repetition rate of the laser, number of shots per voxel, step-size of the sample stage, and the delay between the desorption and scan events for the source. IR-MALDESI has been used in variety of applications such as forensic analysis of fibers and dyes and MSI of biological tissue sections. Distribution of different analytes ranging from endogenous metabolites to exogenous xenobiotics within tissue sections can be measured and quantified using this technique. The protocol presented in this manuscript describes major steps necessary for IR-MALDESI MSI of whole-body tissue sections.

Whole-body Mass Spectrometry Imaging by Infrared Matrix-assisted Laser Desorption Electrospray Ionization IR-MALDESI

A mass spectrometry imaging (MSI) source operated at atmospheric pressure was developed by coupling mid-infrared laser desorption and electrospray post-ionization. Exogenous ice matrix was used as the energy-absorbing matrix to facilitate resonant desorption of tissue-related material. This manuscript provides a step-by-step protocol for performing IR-MALDESI MSI of whole-body neonatal mouse.

Corps entier Spectrométrie de masse d&#39;imagerie par infrarouge laser assistée par matrice désorption Electrospray Ionisation (IR-MALDESI)

Ambient ionization sources for mass spectrometry (MS) have been the subject of much interest in the past decade. Matrix-assisted laser desorption ...

Engineering Three-dimensional Epithelial Tissues Embedded within Extracellular Matrix

The architecture of branched organs such as the lungs, kidneys, and mammary glands arises through the developmental process of branching morphogenesis, which is regulated by a variety of soluble and physical signals in the microenvironment. Described here is a method created to study the process of branching morphogenesis by forming engineered three-dimensional (3D) epithelial tissues of defined shape and size that are completely embedded within an extracellular matrix (ECM). This method enables the formation of arrays of identical tissues and enables the control of a variety of environmental factors, including tissue geometry, spacing, and ECM composition. This method can also be combined with widely used techniques such as traction force microscopy (TFM) to gain more information about the interactions between cells and their surrounding ECM. The protocol can be used to investigate a variety of cell and tissue processes beyond branching morphogenesis, including cancer invasion.

This manuscript describes a soft lithography-based technique to engineer uniform arrays of three-dimensional (3D) epithelial tissues of defined geometry surrounded by extracellular matrix. This method is amenable to a wide variety of cell types and experimental contexts and allows for high-throughput screening of identical replicates.

Ingénierie en trois dimensions des tissus épithéliaux incorporés au sein de la matrice extracellulaire

The architecture of branched organs such as the lungs, kidneys, and mammary glands arises through the developmental process of branching morphogenesis, ...

Engineering 'Golden' Fluorescence by Selective Pressure Incorporation of Non-canonical Amino Acids and Protein Analysis by Mass Spectrometry and Fluorescence

Fluorescent proteins are fundamental tools for the life sciences, in particular for fluorescence microscopy of living cells. While wild-type and engineered variants of the green fluorescent protein from Aequorea victoria (avGFP) as well as homologs from other species already cover large parts of the optical spectrum, a spectral gap remains in the near-infrared region, for which avGFP-based fluorophores are not available. Red-shifted fluorescent protein (FP) variants would substantially expand the toolkit for spectral unmixing of multiple molecular species, but the naturally occurring red-shifted FPs derived from corals or sea anemones have lower fluorescence quantum yield and inferior photo-stability compared to the avGFP variants. Further manipulation and possible expansion of the chromophore&#39;s conjugated system towards the far-red spectral region is also limited by the repertoire of 20 canonical amino acids prescribed by the genetic code. To overcome these limitations, synthetic biology can achieve further spectral red-shifting via insertion of non-canonical amino acids into the chromophore triad. We describe the application of SPI to engineer avGFP variants with novel spectral properties. Protein expression is performed in a tryptophan-auxotrophic E. coli strain and by supplementing growth media with suitable indole precursors. Inside the cells, these precursors are converted to the corresponding tryptophan analogs and incorporated into proteins by the ribosomal machinery in response to UGG codons. The replacement of Trp-66 in the enhanced &#34;cyan&#34; variant of avGFP (ECFP) by an electron-donating 4-aminotryptophan results in GdFP featuring a 108 nm Stokes shift and a strongly red-shifted emission maximum (574 nm), while being thermodynamically more stable than its predecessor ECFP. Residue-specific incorporation of the non-canonical amino acid is analyzed by mass spectrometry. The spectroscopic properties of GdFP are characterized by time-resolved fluorescence spectroscopy as one of the valuable applications of genetically encoded FPs in life sciences.

Engineering &#039;Golden&#039; Fluorescence by Selective Pressure Incorporation of Non-canonical Amino Acids and Protein Analysis by Mass Spectrometry and Fluorescence

Synthetic biology enables the engineering of proteins with unprecedented properties using the co-translational insertion of non-canonical amino acids. Here, we presented how a spectrally red-shifted variant of a GFP-type fluorophore with novel fluorescence spectroscopic properties, termed &#34;gold&#34; fluorescent protein (GdFP), is produced in E. coli via selective pressure incorporation (SPI).

Ingénierie « Golden » Fluorescence par l’Incorporation de la pression sélective d’amino-acides Non canoniques et analyse des protéines par spectrométrie de masse et de Fluorescence