Les auteurs tiennent à remercier Eliana Beraldi pour effectuer la transduction virale des lignées cellulaires tumorales et Ben Deeley pour son instruction sur l&#39;utilisation de la petite plate-forme d&#39;imagerie par ultrasons des animaux. Ce projet a été soutenu par le système Fondation allemande (DFG; juge 2117/1-1: 1), l&#39;Institut de recherche de la Société canadienne du cancer et une Scientist Award du mentorat des médecins de l&#39;Institut de recherche en santé Vancouver Coastal. La plate-forme d&#39;imagerie par ultrasons a été financée par la Fondation canadienne pour l&#39;innovation.

Toutes les procédures d&#39;animaux ont été réalisés selon les directives du Conseil canadien de protection des animaux (CCPA). Le protocole a été approuvé par le Comité de protection des animaux de l&#39;Université de la Colombie-Britannique (numéro de protocole: A10-0192). Une. Préparation de lignées cellulaires <ol><li> Confirmer l&#39;identité des lignées de cellules de cancer de la vessie humaine respectifs par les empreintes génétiques 7. </li><li> Pour l&#39;analyse de la croissance de tumeurs de xénogreffes par bioluminescence, transfecter des lignées de cellules avec un produit d&#39;assemblage lentiviral portant le gène de la luciférase de luciole 3. </li><li> Dégel et d&#39;étendre les lignes de cellules existant dans le milieu de Eagle modifié par Dulbecco (DMEM) avec 10% de sérum bovin fœtal (FBS) à 37 ° C dans une atmosphère humidifiée de CO2 à 5%. Passage des cellules au moins 3x mais éviter les temps de culture de plus de 3 mois. </li></ol> 2. Préparation de suspension cellulaire <ol><li> Décongeler Matrigel. Maintenir la température en dessous de4 ° C pour éviter d&#39;accroître la viscosité du gel. </li><li> Trypsiniser les cellules à une confluence de 70% et de mettre en suspension dans un milieu de croissance normal. </li><li> Compter le nombre de cellules avec un hémocytomètre ou compteur de cellules automatique. </li><li> Faire tourner la suspension de cellules pendant 5 min à 200 x g. Retirer le surnageant. </li><li> Ajouter le volume approprié de DMEM (FBS à 10%) et Matrigel (rapport 1:1) pour parvenir à la concentration cellulaire désirée qui dépend de la lignée cellulaire utilisée et la cinétique de croissance souhaités (8-15 x 10 6 / ml). Le volume injecté de la tumeur suspension cellulaire sera de 40 ul. </li><li> Mélangez bien par aspiration et refoulement (P1000), éviter de créer des bulles d&#39;air dans la suspension. </li></ol> 3. Préparation des animaux Remarque: En raison de la nécessité éventuelle de cathétérisme endoscopique à l&#39;étape 4.7, les souris femelles sont le genre préféré dans ce modèle animal. <ol><li> Les souris domestiques selon gu institutionnel et les soins des animaux nationaleidelines. Obtenir l&#39;approbation du comité d&#39;éthique pour toutes les expériences sur des souris. </li><li> Anesthésier les souris avec de l&#39;isoflurane mélange / oxygène de 3%. Confirmer le bon anesthésie des animaux (par exemple, l&#39;absence de réponse à pincées d&#39;orteil). </li></ol> 4. Expérimental <ol><li> Couper la stabilisation de la vessie à partir de tout type de plat en matière plastique rigide [Figure 2 I]. Inspectez soigneusement la courroie et retirez les arêtes vives avant l&#39;application sur les souris. </li><li> Montez l&#39;animal sur la table d&#39;imagerie chauffée [Figure 1 I] de la petite plate-forme d&#39;imagerie animale avec un suivi continu des signes vitaux. Fixer les membres inférieurs avec une bande de caoutchouc [Figure 1 III]. </li><li> Désinfecter l&#39;abdomen avec 2% de gluconate de chlorhexidine et essuyer la peau avec un coton-tige stérile. </li><li> Immobiliser la vessie avec la sangle de stabilisation de la vessie [Figure 2 II]. Ainsi, une évasionde la vessie lors de l&#39;injection intra-muros à l&#39;étape 5.6 seront évités. </li><li> Appliquer le gel d&#39;échographie stérile à l&#39;abdomen inférieur. </li><li> Approchez lentement la tête de balayage à ultrasons (fréquence de 40 MHz) [figure 1 IV] de la peau (longitudinal avec un angle de 45-70 ° crânienne) et de visualiser la vessie sur l&#39;écran de l&#39;échographie [Figure 3 I]. </li><li> Si la vessie est vide, remplissez-le avec 50 pi stérile, chaud salines de tampon phosphate (PBS) à un G angiocathéter transurétrale 24. </li></ol> 5. La séparation des couches de la vessie mur <ol><li> Attacher une seringue 1,0 ml rempli avec du PBS et reliée à un 30 G, ¾ en aiguille (biseau dirigé en avant) de la bride de la seringue. </li><li> Positionner l&#39;aiguille vers la peau juste au-dessus de l&#39;os pubien dans un angle de 30-45 ° (80 à 90 ° par rapport à l&#39;axe longitudinal de la tête de balayage ultrasonore [Figure 1]). </li><li> Détecter l&#39;aiguillesur l&#39;écran d&#39;ultrasons. </li><li> Lentement perforer la peau et les muscles de la paroi abdominale [Figure 3 II]. </li><li> Tourner le biseau de l&#39;aiguille 180 ° (maintenant dirigé en arrière). </li><li> Insérer la pointe de l&#39;aiguille dans la paroi de la vessie sans pénétrer la muqueuse [Figure 3 III] </li><li> Injecter lentement 50 pi de PBS entre la couche musculaire et la muqueuse afin de créer un espace artificiel [Figure 3 IV]. Remarque: Si la muqueuse est accidentellement perforé lors de l&#39;étape 5.6, tirez lentement l&#39;aiguille et injecter 50 ul de PBS après la couche de muqueuse a basculé en arrière sur la pointe de l&#39;aiguille. </li><li> Retirer l&#39;aiguille. </li></ol> 6. Intra-muros inoculation de cellules cancéreuses de la vessie <ol><li> Attacher une seconde seringue 1,0 ml (rempli avec des cellules cancéreuses mises en suspension dans du Matrigel) avec un 30 G, ¾ en aiguille à l&#39;étrier de seringue. </li><li> Guider la pointe de l&#39;aiguille à la mêmeEspace PBS-rempli qui a été créé à l&#39;étape 5.7. </li><li> Injecter 40 ul de la suspension cellulaire dans cet espace [Figures 3 V et VI]. </li><li> Retirer l&#39;aiguille. </li></ol> 7. Soins de soutien post-interventionnelle <ol><li> Démonter la souris à partir de la plate-forme d&#39;imagerie. </li><li> Garder l&#39;animal dans un environnement confortable et chaleureux sous surveillance continue lors de la récupération de l&#39;anesthésie. </li><li> Après avoir repris conscience et de reprendre la marche normale, placez le dos de l&#39;animal dans sa cage. </li></ol>

<ol>
	<li>Chan, E., Patel, A., Heston, W., Larchian, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+orthotopic+models+for+bladder+cancer+research.">Mouse orthotopic models for bladder cancer research.</a> BJU Int. 104, 1286-1291 (2009).</li><li>Kubota, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Metastatic+models+of+human+cancer+xenografted+in+the+nude+mouse:+the+importance+of+orthotopic+transplantation.">Metastatic models of human cancer xenografted in the nude mouse: the importance of orthotopic transplantation.</a> J. Cell. Biochem. 56, 4-8 (1994).</li><li>Hadaschik, B. 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Presque toutes les grandes avancées dans le traitement du cancer, il faudra des tests dans des modèles animaux avant d&#39;entamer les essais cliniques. Des modèles animaux de cancer sont des outils indispensables qui permettent aux chercheurs d&#39;étudier la biologie des tumeurs in vivo. Modèles de xénogreffe orthotopique restent la norme de l&#39;or 1,2 et continuent d&#39;offrir le plus de flexibilité (en termes de sélection de lignées cellulaires) et ont la plus grande utilité pratique. La procédure illustrée est une modification peu invasive du modèle orthotopique décrit précédemment par Dinney et al. 12 Nous avons établi des tumeurs de xénogreffes par injection percutanée guidée par ultrasons de trois lignées cellulaires différentes avec un taux de réussite de 100% technique. Pendant un suivi continu, 98% des souris a démontré l&#39;augmentation constante du volume de la tumeur. En effectuant une technique mini-invasive, nous avons pu tenir compte des limites existantes du modèle intra-muros. Outre respection du bien-être animal, le caractère invasif réduit de cette procédure contribue également à la reproductibilité des expériences in vivo en diminuant le nombre de complications chirurgicales. Il est très efficace pour éviter les temps d&#39;une laparotomie abdominale et le besoin associé à la fermeture de la plaie. Nous avons réussi à diminuer de manière significative le temps de la procédure par animal à 3,4 min (± 1,6). Cependant, le principal avantage de notre nouvelle approche est sa précision. Haute résolution échographie permet de visualiser l&#39;espace créé par l&#39;injection de solution saline sous la muqueuse de la paroi de la vessie. Cette première étape d&#39;injection facilite l&#39;injection de cellules tumorales dans une deuxième étape, et minimise le risque de renversement de la cellule tumorale. Cela contraste avec la technique de l&#39;injection intra-muros après laparotomie, où il est impossible de visualiser le placement de l&#39;aiguille et il ya toujours un élément d&#39;incertitude quant à la profondeur exacte de l&#39;injection. En outre, comme nous l&#39;inoculation des cellules tumorales strictement dans la paroi de la vessie antérieure, growt de tumeurh sur la paroi postérieure de la vessie est évitée. Par la suite, le taux de complications obstructives raison de la croissance de la tumeur à proximité des orifices urétéraux est extrêmement rare. Cet effet permet d&#39;accompagnement des périodes de croissance et de traitement plus longues. La principale limitation de l&#39;inoculation de la tumeur guidée par échographie est la nécessité d&#39;un équipement technique adéquat. Par conséquent, la performance de cette procédure sera probablement limité à des centres qui sont spécialisés dans des modèles animaux de cancer humain. Cela devrait encourager les collaborations entre les groupes de recherche en dehors de ces institutions et les groupes ayant une expertise dans ce roman modélisation animale. Bien que dépendant de familiarité avec l&#39;imagerie par ultrasons et une certaine dextérité manuelle, ce modèle est facile à apprendre sur instruction compétent. L&#39;étape clé dans le procédé est la création d&#39;une sous-muqueuse de l&#39;espace artificiel dans la paroi de la vessie avec une solution saline. Une fois cet espace est créé sans perforation of la couche muqueuse, il reste stable pendant plusieurs minutes. L&#39;orientation de la seconde aiguille dans cet espace afin d&#39;inoculer les cellules tumorales est relativement simple. La principale complication lors de la création de l&#39;espace sous-muqueux est la perforation de l&#39;aiguille dans la lumière de la vessie. La création d&#39;un espace sous-muqueux, reste cependant réalisable. L&#39;aiguille doit être retirée lentement dans la paroi de la vessie et de la solution saline injectée juste au moment où la couche muqueuse renversent la pointe de l&#39;aiguille. Après cette manoeuvre l&#39;espace sous-muqueux est moins stable (solution saline va échapper à la lumière à l&#39;intérieur de la vessie 30 à 60 sec) et l&#39;injection de cellules tumorales doit être effectué rapidement. Déversement de cellules tumorales dans la lumière de la vessie peut se produire dans ces cas avec la perforation de la muqueuse. Bien que la perte de cellules tumorales à partir de l&#39;espace intra-muros pourrait conduire à une diminution de volume de la tumeur au cours du suivi, nous n&#39;avons jamais observé de captation tumorale intravésicale. Un autre c potentielomplication est le déversement des cellules tumorales dans la cavité péritonéale à travers le canal d&#39;injection. Nous avons observé une seule diffusion des cellules tumorales par voie intrapéritonéale à 50 animaux, et cela s&#39;est produit dans l&#39;un de nos premiers essais. On attribue ceci à l&#39;injection d&#39;un volume trop important de la suspension de cellules tumorales. Ceci a été corroboré par le fait que la réduction du volume de 50 à 40 ul a donné lieu à aucune autre fuite intrapéritonéale. Cette inoculation minimalement invasive de souris orthotopique xénogreffe de cancer de la vessie représente une modification innovatrice du «modèle intra-muros&quot; existant, bénéficiant à la fois l&#39;enquêteur et les animaux aussi. Les avantages de ce modèle d&#39;encourager son adaptation à d&#39;autres organes tels que les reins, de la prostate et du foie afin d&#39;établir des tumeurs de xénogreffe orthotopique de manière mini-invasive.

recherche sur le cancer est tributaire des modèles animaux de cancer humain utilisant des lignées cellulaires dérivées de tumeurs de patients afin d&#39;approfondir notre compréhension de la biologie de la tumeur. Pour l&#39;analyse in vivo de la croissance des sous différentes stratégies de traitement des modèles de cancer de la vessie murin orthotopique restent l&#39;étalon de référence de 1,2. L&#39;inoculation des cellules cancéreuses de la vessie humaines chez des souris immunodéprimées (modèle de xénogreffe) repose sur l&#39;instillation intravésicale (&quot;modèle intravésicale&quot;) 3,4,5 ou injection directe dans la paroi de la vessie (&quot;modèle intra-muros&quot;) 6,7. Les deux techniques peuvent également être effectuées sur des rats 8,9. Instillation intravésicale induit la formation de tumeurs sur la surface urothéliale de la vessie, qui sont susceptibles d&#39;être ensuite instillation intravésicale ultérieure de nouveaux agents thérapeutiques. Toutefois, le nombre de lignées cellulaires qui sont de façon fiable lorsque tumorigène envoyé par cette méthode est limitée d&#39;uned l&#39;une de ces lignées cellulaires, KU7, a récemment été démontré que les cellules HeLa 4,10. Instillation intravésicale est également beaucoup de temps en raison des temps de séjour nécessaires, et il induit souvent la croissance tumorale dans les éléments adjacents de l&#39;appareil urinaire, y compris l&#39;urètre, l&#39;uretère et bassinet 11. En outre, instillation intravésicale conduit souvent à la croissance de la tumeur sur le plancher de la vessie, où les uretères pénètrent dans la vessie, et cela peut provoquer une obstruction des voies supérieure et une insuffisance rénale concomitante. Xénogreffes de cancer de la vessie invasifs primaires qui sont appropriées pour des traitements systémiques sont créées par l&#39;injection directe de cellules tumorales dans la paroi de la vessie 12. Bien que de nombreuses lignées cellulaires croissent convenablement dans ce modèle, la limitation est le pouvoir envahissant du modèle relative à la nécessité d&#39;une incision abdominale 13. Le modèle est également difficile à apprendre en raison de la difficulté technique de l&#39;injection de cellules précisément dans la paroi du musclede la vessie. Une nouvelle approche pour établir des xénogreffes primaires orthotopiques de cancer invasif de la vessie chez les souris a été développé dans notre département afin de combler les lacunes existantes du «modèle intra-muros&quot;. Nous avons été en mesure d&#39;optimiser l&#39;injection percutanée guidée par ultrasons des cellules du cancer de la vessie dans la paroi antérieure de la vessie résultant de cette nouvelle technique de remplacer avec succès le modèle établi invasive. En outre, nous avons potentiellement accroître la précision et la reproductibilité du &quot;modèle intra-muros&quot;.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<colgroup>
		<col span="4" />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Chlorhexidine gluconate (2%)</td>
			<td>Aplicare</td>
			<td>82-319</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="121">
			<td height="121" style="height:121px;width:64px;">Dulbecco&#8217;s modified Eagle&#8217;s medium (DMEM)</td>
			<td style="width:64px;">Thermo Scientific</td>
			<td style="width:64px;">SH3008101</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="81">
			<td height="81" style="height:81px;width:64px;">Fetal bovine serum (FBS)</td>
			<td style="width:64px;">Thermo Scientific</td>
			<td style="width:64px;">SH3007103</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="61">
			<td height="61" style="height:61px;width:64px;">Matrigel</td>
			<td style="width:64px;">BD Bioscience</td>
			<td align="right" style="width:64px;">356234</td>
			<td style="width:64px;">Keep between 2-4&#8304;C</td>
		</tr>
		<tr height="61">
			<td height="61" style="height:61px;width:64px;">Isoflurane</td>
			<td style="width:64px;">Baxter Corporation</td>
			<td style="width:64px;">402-069-02</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:64px;">Trypsin (0.25%)</td>
			<td style="width:64px;">Thermo Scientific</td>
			<td style="width:64px;">SH3004202</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="61">
			<td height="61" style="height:61px;width:64px;">Syringe (1ml)</td>
			<td style="width:64px;">BD Bioscience</td>
			<td align="right" style="width:64px;">309659</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="101">
			<td height="101" style="height:101px;width:64px;">Hypodermic needle (30G; &#190; inch)</td>
			<td style="width:64px;">Kendall</td>
			<td align="right" style="width:64px;">830340</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="61">
			<td height="61" style="height:61px;width:64px;">Angiocatheter (24G)</td>
			<td style="width:64px;">BD Bioscience</td>
			<td align="right" style="width:64px;">381112</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="101">
			<td height="101" style="height:101px;width:64px;">Vevo 770 small animal imaging platform</td>
			<td style="width:64px;">VisualSonics</td>
			<td style="width:64px;"></td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="101">
			<td height="101" style="height:101px;width:64px;">RMV 706 ultrasound scanhead</td>
			<td style="width:64px;">VisualSonics</td>
			<td style="width:64px;"></td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="61">
			<td height="61" style="height:61px;width:64px;">IVIS Lumina III</td>
			<td style="width:64px;">&#160;Caliper Life Science</td>
			<td style="width:64px;"></td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

minimally invasive establishment of murine orthotopic bladder xenografts

Xénogreffes de cancer de la vessie orthotopique sont l&#39;étalon-or pour étudier manipulations cellulaires moléculaires et de nouveaux agents thérapeutiques in vivo. Des lignées cellulaires appropriées sont inoculés soit par instillation intravésicale (modèle de croissance invasive non musculaire) ou par injection intra-muros dans la paroi de la vessie (modèle de croissance invasive). Les deux procédures sont complexes et très chronophage. En outre, le modèle superficiel a ses défauts dus à l&#39;absence de lignées cellulaires qui sont tumorigènes instillation de ce qui suit. Injection intra-muros, d&#39;autre part, est marquée par le caractère invasif de la procédure et la morbidité associée à la souris hôte. Avec ces lacunes à l&#39;esprit, nous avons modifié les méthodes précédentes de développer une approche minimalement invasive pour la création de xénogreffes de cancer de la vessie orthotopique. Utilisation échographie nous avons effectué avec succès inoculation percutanée des lignées cellulaires de cancer de la vessie UM-UC1, UM-UC3 et UM-UC13 dans 50 nu athymiques. Nous avons pu démontrer que cette approche est temps efficace, précise et sûre. Avec cette technique, d&#39;abord un espace est créé sous la muqueuse de la vessie avec du PBS, et les cellules tumorales sont ensuite injecté dans cet espace, dans une deuxième étape. La croissance tumorale est surveillée à intervalles réguliers avec l&#39;imagerie par bioluminescence et les ultrasons. Les volumes tumoraux moyens ont augmenté de façon constante dans tout, mais l&#39;un de nos 50 souris sur la période d&#39;étude. Dans notre institution, cette nouvelle approche, qui permet de xénogreffe de cancer de la vessie inoculation de manière mini-invasive, rapide et très précis, a remplacé le modèle traditionnel.

<html> Injection intra-muros de trois lignées cellulaires de tumeurs différentes (UM-UC1 luc, UM-UC3 luc et UM-UC13 luc) a été réalisée dans 50 animaux sous échographie orientation sur trois jours consécutifs. L&#39;inoculation a été réalisée avec l&#39;efficacité (temps moyen de 5,7 min / animal) et n&#39;a pas été associée à des complications intra-ou post-interventionnelles. Le suivi de la croissance tumorale a été effectuée par imagerie par ultrasons et la bioluminescence. Le jour # 3 une tumeur a pu être détecté par échographie de la vessie antérieure de tous les 50 animaux [Figure 4 I]. 98% des souris ont montré une croissance tumorale constante au cours de la période de suivi [Figures 4 et 5]. Suite à l&#39;inoculation de UM-UC3 luc, une souris a développé la dissémination tumorale intrapéritonéale et la tumeur involution après jour # 7 dans un deuxième animal [Tableau 1]. Il s&#39;agissait du premier groupe de souris inoculées avec cette nouvelle technique. nt &quot;&gt; Les souris ont été sacrifiées le jour # 24, # 28 et # 37 après l&#39;inoculation de UM-UC3 luc, UM-UC1 luc et UM-UC13 luc, respectivement. tumeurs de xénogreffes ont été récoltées et examinées sur hématoxyline et l&#39;éosine (H &amp; E ) sections. Toutes les tumeurs étaient muscle invasive et certains se sont infiltrés dans la graisse perivesical, mais pas d&#39;invasion dans des organes adjacents a été observée [Figure 6 I]. 60% des souris portant des tumeurs de luc UM-UC13 et 20% des souris porteuses de UM-UC3 luc tumeurs développées rétropéritonéale métastases ganglionnaires qui ont été confirmés par coloration H &amp; E [Figure 6 II]. <img alt="Figure 1" fo:content-width="4in" fo:src="/files/ftp_upload/51123/51123fig1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51123/51123fig1.jpg" /> Figure 1. L&#39;image et l&#39;illustration schématique du dispositif expérimental. L&#39;souris est monté sur la table d&#39;opération chauffée (I) et maintenu sous anesthésie (&lt;strong&gt; II) avec le mélange d&#39;isoflurane / oxygène de 3%. Les membres inférieurs sont fixés avec une bande de caoutchouc (III). Après s&#39;approchant de la tête de balayage à ultrasons (IV) sur la peau (d&#39;alignement longitudinal avec un angle de 45-70 ° crânienne) la vessie (V) est visualisée sur l&#39;écran de l&#39;échographie. Une seringue avec une aiguille 30 G (VI) est guidé sur la peau sous un angle de 30 à 45 ° (de 80 à 90 ° par rapport à l&#39;axe longitudinal de la tête de balayage à ultrasons). <img alt="Figure 2" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51123/51123fig2highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51123/51123fig2.jpg" /> Figure 2. L&#39;immobilisation de la vessie. Dimensions illustration et de construire la sangle de stabilisation de la vessie (I) La sangle est attachée à l&#39;abdomen inférieur et immobilise la vessie (II). Ainsi, une évasion de la<html> la vessie lors de l&#39;injection intra-muros est évitée. <img alt="Figure 3" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51123/51123fig3highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51123/51123fig3.jpg" /> Figure 3. Inoculation intra-muros de cellules tumorales. Visualisation de la vessie sur l&#39;écran d&#39;ultrasons (I). La perforation de la peau et des muscles de la paroi abdominale (II). l&#39;insertion dans la paroi de la vessie de l&#39;aiguille sans pénétration de la muqueuse (III). PBS (50 ul) entre la couche musculaire et la muqueuse après injection lente (IV). Les cellules tumorales en suspension dans Matrigel dans l&#39;espace intra-muros créé artificiellement (V, VI). 1123fig4.jpg &quot;/&gt; Figure 4. . Suivi par échographie suivi continu par ultrasons montré une augmentation significative du volume de la tumeur (I: jour # 3, II: jour # 7, III: jour # 13). <img alt="Figure 5" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51123/51123fig5highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51123/51123fig5.jpg" /> Figure 5. Suivi par bioluminescence. Continu suivi par bioluminescence montré une augmentation constante de la luminescence au cours de la période d&#39;étude. <img alt="Figure 6" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51123/51123fig6highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51123/51123fig6.jpg" /> Figure 6. Histologie de xénogreffe tumorale et métastase ganglionnaire., En somme section H &amp; E d&#39;une xénogreffe représentant tu<html> mor démontrant croissance invasive dans le muscle sans invasion dans les organes adjacents (I). 60% des souris portant des tumeurs de luc UM-UC13 et 20% des souris porteuses de UM-UC3 luc tumeurs métastases ganglionnaires rétropéritonéales présentés (II). <table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="320"><colgroup><col span="5" /></colgroup><tbody><tr height="61"><td height="61" style="height:61px;width:64px;"> Lignée de cellules inoculées </td><td style="width:64px;"></td><td style="width:64px;"> UM-UC1 luc </td><td style="width:64px;"> UM-UC3 luc </td><td style="width:64px;"> Luc UM-UC13 </td></tr><tr height="41"><td height="41" style="height:41px;width:64px;"> Nombre de souris </td><td style="width:64px;"></td><td style="width:64px;"> 20 </td><td style="width:64px;"> 15 </td><td style="width:64px;"> 15 </td></tr><tr height="61"><td height="61" style="height:61px;width:64px;"> Volume injecté, uL </td>idth: 64px; &quot;&gt; </td><td style="width:64px;"> 40 </td><td style="width:64px;"> 50 </td><td style="width:64px;"> 50 </td></tr><tr height="61"><td height="61" style="height:61px;width:64px;"> La numération cellulaire absolue </td><td style="width:64px;"></td><td style="width:64px;"> 3,6 x 10 5 </td><td style="width:64px;"> 6 x 10 5 </td><td style="width:64px;"> 5,5 x 10 5 </td></tr><tr height="61"><td height="61" style="height:61px;width:64px;"> Temps par animal, min </td><td style="width:64px;"></td><td style="width:64px;"> 3,4 (± 1,6) </td><td style="width:64px;"> 7,7 (± 3,7) </td><td style="width:64px;"> 6,8 (± 2,9) </td></tr><tr height="61"><td height="61" style="height:61px;width:64px;"> L&#39;incidence tumorale </td><td style="width:64px;"></td><td colspan="3" style="width:192px;"> 49 (98%) </td></tr><tr height="41"><td height="41" style="height:41px;width:64px;"></td><td style="width:64px;"&gt; </td><td style="width:64px;"> 20 (100%) </td><td style="width:64px;"> 14 (93%) </td><td style="width:64px;"> 15 (100%) </td></tr><tr height="81"><td height="81" style="height:81px;width:64px;"> Métastases ganglionnaires </td><td style="width:64px;"></td><td style="width:64px;"> 0 </td><td style="width:64px;"> 3 (20%) </td><td style="width:64px;"> 9 (60%) </td></tr><tr height="81"><td height="81" style="height:81px;width:64px;"> Suivi (jours) </td><td style="width:64px;"></td><td style="width:64px;"> 28 </td><td style="width:64px;"> 22 [avant le traitement] </td><td style="width:64px;"> 28 [avant le traitement] </td></tr><tr height="61"><td height="61" style="height:61px;width:64px;"> Le volume des tumeurs (uL) </td><td style="width:64px;"> 4 jours </td><td style="width:64px;"> 11,6 (± 1,3) </td><td style="width:64px;"> 12,5 (± 1,7) </td><td style="width:64px;"> 14,4 (± 1,3) </td></tr><tr height="20"><td height="61" rowdurée = &quot;hauteur: 61px; largeur: 64px;&quot; &quot;2&quot; style =&gt; </td><td style="width:64px;"> fin </td><td rowspan="2" style="width:64px;"> 394,6 (± 72,4) </td><td rowspan="2" style="width:64px;"> 288,7 (± 66,1) </td><td rowspan="2" style="width:64px;"> 78,3 (± 13,4) </td></tr><tr height="41"><td height="41" style="height:41px;width:64px;"> suivi </td></tr><tr height="56"><td height="100" rowspan="2" style="height:100px;width:64px;"> Tumeur luminescence (photons / sec) </td><td rowspan="2" style="width:64px;"> 4 jours </td><td style="width:64px;"> 4,6 x 10 8 </td><td style="width:64px;"> 2,0 x 10 8 </td><td style="width:64px;"> 5,8 x 10 8 </td></tr><tr height="44"><td height="44" style="height:44px;width:64px;"> (± 9,4 x 10 7) </td><td style="width:64px;"> (± 3,7 x 10 7) </td><td style="width:64px;"> (± 1,3 x 10 8) </td></tr><tr height="23"><td height="67" rowspan="2"style = &quot;height: 67px; largeur: 64px;&quot;&gt; </td><td style="width:64px;"> fin </td><td style="width:64px;"> 1,9 x 10 10 </td><td style="width:64px;"> 1,4 x 10 10 </td><td style="width:64px;"> 1,5 x 10 10 </td></tr><tr height="44"><td height="44" style="height:44px;width:64px;"> suivi </td><td style="width:64px;"> (± 4,0 x 10 9) </td><td style="width:64px;"> (± 2,3 x 10 9) </td><td style="width:64px;"> (± 1,9 x 10 9) </td></tr></tbody></table> Tableau 1. Injection de cellules tumorales guidée par échographie - procédure et les résultats.

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Minimally Invasive Establishment of Murine Orthotopic Bladder Xenografts

La technique établie pour inoculer des xénogreffes invasifs primaires de cancer de la vessie orthotopique nécessite une laparotomie et de mobilisation de la vessie. Cette procédure inflige une morbidité importante sur les souris, est techniquement difficile et de longue haleine. Nous avons donc développé une haute précision, approche percutanée utilisant un guidage échographique.

Minimalement invasive Création d&#39;murin orthotopique de la vessie xénogreffes

Orthotopic bladder cancer xenografts are the gold standard to study molecular cellular manipulations and new therapeutic agents&#160;in vivo. Suitable ...

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Research

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Medicine

15.8K vues.  University of British Columbia.  La technique établie pour inoculer des xénogreffes invasifs primaires de cancer de la vessie orthotopique nécessite une laparotomie et de mobilisation de la vessie. Cette procédure inflige une morbidité importante sur les souris, est techniquement difficile et de longue haleine. Nous avons donc développé une haute précision, approche percutanée utilisant un guidage échographique. 

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An Orthotopic Model of Murine Bladder Cancer

In this straightforward procedure, bladder tumors are established in female C57 mice through the use of catheterization, local cauterization, and subsequent cell adhesion. After their bladders are transurethrally catheterized and drained, animals are again catheterized to permit insertion of a platinum wire into bladders without damaging the urethra or bladder. The catheters are made of Teflon to serve as an insulator for the wire, which will conduct electrical current into the bladder to create a burn injury. An electrocautery unit is used to deliver 2.5W to the exposed end of the wire, burning away extracellular layers and providing attachment sites for carcinoma cells that are delivered in suspension to the bladder through a subsequent catheterization. Cells remain in the bladder for 90 minutes, after which the catheters are removed and the bladders allowed to drain naturally. The development of tumor is monitored via ultrasound. Specific attention is paid to the catheterization technique in the accompanying video.

Bladder tumors are established in female mice in a minimally invasive fashion through catheterization, local cauterization, and subsequent adhesion of carcinoma cells to the burn sites.

Un modèle orthotopique de cancer de la vessie murin

In this straightforward procedure, bladder tumors are established in female C57 mice through the use of catheterization, local cauterization, and ...

Recherche

Médecine

An Orthotopic Bladder Tumor Model and the Evaluation of Intravesical saRNA Treatment

We present a novel method for treating bladder cancer with intravesically delivered small activating RNA (saRNA) in an orthotopic xenograft mouse bladder tumor model. The mouse model is established by urethral catheterization under inhaled general anesthetic. Chemical burn is then introduced to the bladder mucosa using intravesical silver nitrate solution to disrupt the bladder glycosaminoglycan layer and allows cells to attach. Following several washes with sterile water, human bladder cancer KU-7-luc2-GFP cells are instilled through the catheter into the bladder to dwell for 2 hours. Subsequent growth of bladder tumors is confirmed and monitored by in vivo bladder ultrasound and bioluminescent imaging. The tumors are then treated intravesically with saRNA formulated in lipid nanoparticles (LNPs). Tumor growth is monitored with ultrasound and bioluminescence. All steps of this procedure are demonstrated in the accompanying video.

Establishing an orthotopic bladder tumor model to evaluate antitumor effects of intravesically delivered saRNA and monitoring tumor growth by ultrasound and bioluminescent imaging.

Un modèle de la vessie orthotopique tumorale et l&#39;évaluation de Sarna traitement intravésicale

We present a novel method for treating bladder cancer with intravesically delivered small activating RNA (saRNA) in an orthotopic xenograft mouse bladder ...

An Orthotopic Bladder Cancer Model for Gene Delivery Studies

Bladder cancer is the second most common cancer of the urogenital tract and novel therapeutic approaches that can reduce recurrence and progression are needed. The tumor microenvironment can significantly influence tumor development and therapy response. It is therefore often desirable to grow tumor cells in the organ from which they originated. This protocol describes an orthotopic model of bladder cancer, in which MB49 murine bladder carcinoma cells are instilled into the bladder via catheterization. Successful tumor cell implantation in this model requires disruption of the protective glycosaminoglycan layer, which can be accomplished by physical or chemical means. In our protocol the bladder is treated with trypsin prior to cell instillation. Catheterization of the bladder can also be used to deliver therapeutics once the tumors are established. This protocol describes the delivery of an adenoviral construct that expresses a luciferase reporter gene. While our protocol has been optimized for short-term studies and focuses on gene delivery, the methodology of mouse bladder catheterization has broad applications.

Implantation of cancer cells into the organ of origin can serve as a useful preclinical model to evaluate novel therapies. MB49 bladder carcinoma cells can be grown within the bladder following intravesical instillation. This protocol demonstrates catheterization of the mouse bladder for the purpose of tumor implantation and adenoviral delivery.

Un modèle de cancer de la vessie orthotopique d&#39;études livraison Gene

Bladder cancer is the second most common cancer of the urogenital tract and novel therapeutic approaches that can reduce recurrence and progression are ...

Primary Orthotopic Glioma Xenografts Recapitulate Infiltrative Growth and Isocitrate Dehydrogenase I Mutation

Malignant gliomas constitute a heterogeneous group of highly infiltrative glial neoplasms with distinct clinical and molecular features. Primary orthotopic xenografts recapitulate the histopathological and molecular features of malignant glioma subtypes in preclinical animal models. To model WHO grades III and IV malignant gliomas in transplantation assays, human tumor cells are xenografted into an orthotopic site, the brain, of immunocompromised mice. In contrast to secondary xenografts that utilize cultured tumor cells, human glioma cells are dissociated from resected specimens and transplanted without prior passage in tissue culture to generate primary xenografts. The procedure in this report details tumor sample preparation, intracranial transplantation into immunocompromised mice, monitoring for tumor engraftment and tumor harvesting for subsequent passage into recipient animals or analysis. Tumor cell preparation requires 2 hr and surgical procedure requires 20 min/animal.

Malignant gliomas constitute a heterogeneous group of highly infiltrative glial neoplasms with distinct clinical and molecular features. Primary orthotopic xenografts recapitulate the histopathological and molecular features of malignant glioma subtypes in preclinical animal models.

Les xénogreffes orthotopiques primaires de gliome récapitulent la croissance infiltrante et la mutation de l’isocitrate déshydrogénase I

Malignant gliomas constitute a heterogeneous group of highly infiltrative glial neoplasms with distinct clinical and molecular features. Primary ...

Evaluation of the Efficacy of the H. pylori Protein HP-NAP as a Therapeutic Tool for Treatment of Bladder Cancer in an Orthotopic Murine Model

Bladder cancer is one of the most common malignancies of the urogenital tract. Intravesical injection of Bacillus Calmette-Gu&#233;rin (BCG) is the gold standard treatment for the high-grade non-muscle invasive bladder cancer (NMIBC). However, since the treatment-related side effects are relevant, newer biological response modifiers with a better benefit/side effects ratio are needed.
The tumour microenvironment can influence both tumour development and therapy efficacy. In order to obtain a good model, it is desirable to implant tumour cells in the organ from which the cancer originates.
In this protocol, we describe a method for establishing a tumour in the bladder cavity of female mice and subsequent delivery of therapeutic agents; the latter are exemplified by our use of Helicobacter pylori neutrophil activating protein (HP-NAP). A preliminary chemical burn of the mucosa, followed by the injection of mouse urothelial carcinoma cell line MB49 via urethral catheterization, enables the cells to attach to the bladder mucosa. After a period, required to allow an initial proliferation of the cells, mice are treated with HP-NAP, administrated again via catheterization. The anti-tumour activity of HP-NAP is evaluated comparing the tumour volume, the extent of necrosis and the degree of vascularization between vehicle- and HP-NAP-treated animals.

Evaluation of the Efficacy of the H. pylori Protein HP-NAP as a Therapeutic Tool for Treatment of Bladder Cancer in an Orthotopic Murine Model

Here the method to establish a syngeneic mouse model of orthotopic bladder tumour to evaluate the anti-tumour efficacy of the bacterial protein HP-NAP is described.

Évaluation de l&#39;efficacité de la<em&gt; H. pylori</em&gt; Protéines HP-NAP comme outil thérapeutique pour le traitement du cancer de la vessie dans un modèle murin orthotopique

Bladder cancer is one of the most common malignancies of the urogenital tract. Intravesical injection of Bacillus Calmette-Gu&#233;rin (BCG) is the gold ...

Encapsulation Thermogenic Preadipocytes for Transplantation into Adipose Tissue Depots

Cell encapsulation was developed to entrap viable cells within semi-permeable membranes. The engrafted encapsulated cells can exchange low molecular weight metabolites in tissues of the treated host to achieve long-term survival. The semipermeable membrane allows engrafted encapsulated cells to avoid rejection by the immune system. The encapsulation procedure was designed to enable a controlled release of bioactive compounds, such as insulin, other hormones, and cytokines. Here we describe a method for encapsulation of catabolic cells, which consume lipids for heat production and energy dissipation (thermogenesis) in the intra-abdominal adipose tissue of obese mice. Encapsulation of thermogenic catabolic cells may be potentially applicable to the prevention and treatment of obesity and type 2 diabetes. Another potential application of catabolic cells may include detoxification from alcohols or other toxic metabolites and environmental pollutants.

Here, we present a protocol for encapsulation of catabolic cells, which consume lipids for heat production in intra-abdominal adipose tissue and increase energy dissipation in obese mice.

Encapsulation thermogénique préadipocytes pour la transplantation dans dépôts de tissu adipeux

Cell encapsulation was developed to entrap viable cells within semi-permeable membranes. The engrafted encapsulated cells can exchange low molecular ...

Minimally Invasive Transverse Aortic Constriction in Mice

Minimally invasive transverse aortic constriction (MTAC) is a more desirable method for the constriction of the transverse aorta in mice than standard open-chest transverse aortic constriction (TAC). Although transverse aortic constriction is a highly functional method for the induction of high pressure in the left ventricle, it is a more difficult and lengthy procedure due to its use of artificial ventilation with tracheal intubation. TAC is oftentimes also less survivable, as the newer method, MTAC, neither requires the cutting of the ribs and intercostal muscles nor tracheal intubation with a ventilation setup. In MTAC, as opposed to a thoracotomy to access to the chest cavity, the aortic arch is reached through a midline incision in the anterior neck. The thyroid is pulled back to reveal the sternal notch. The sternum is subsequently cut down to the second rib level, and the aortic arch is reached simply by separating the connective tissues and thymus. From there, a suture can be wrapped around the arch and tied with a spacer, and then the sternal cut and skin can be closed. MTAC is a much faster and less invasive way to induce left ventricular hypertension and enables the possibility for high-throughput studies. The success of the constriction can be verified using high-frequency trans-thoracic echocardiography, particularly color Doppler and pulsed-wave Doppler, to determine the flow velocities of the aortic arch and left and right carotid arteries, the dimension of the blood vessels, and the left ventricular function and morphology. A successful constriction will also trigger significant histopathological changes, such as cardiac muscle cell hypertrophy with interstitial and perivascular fibrosis. Here, the procedure of MTAC is described, demonstrating how the resulting flow changes in the carotid arteries can be examined with echocardiography, gross morphology, and histopathological changes in the heart.

Minimally invasive transverse aortic constriction (MTAC) conserves the essentials of regular transverse aortic constriction (TAC) while eliminating the use of a ventilator with tracheal intubation. It proves to be a highly desirable method for high-throughput studies on left ventricular overload, particularly in translational studies.

Minimalement invasive Transverse Aortic constriction chez la souris

Minimally invasive transverse aortic constriction (MTAC) is a more desirable method for the constriction of the transverse aorta in mice than standard ...

An Anatomical Study of Nerves at Risk During Minimally Invasive Hallux Valgus Surgery

The growing popularity of minimally invasive surgical (MIS) procedures makes it necessary that new anatomical references arise, to aid in tridimensional orientation and localization of structures that are not directly visible to the surgeon. This is especially critical for structures at risk like nerves or blood vessels. Optimization of the handling of cadaveric material and the combination of multiple techniques compensate for the limited availability of adequate specimens. The described protocol combines anatomical plane-by-plane dissection and sectional anatomy of fresh-frozen specimens to help localize relevant structures, such as nerves, arteries, veins and to correctly position the portals during MIS procedures. Depiction of these structures in anatomy textbooks can differ from what is encountered in the surgical field; and for this reason, new anatomical studies with a surgical orientation are needed. However, this is a complex, time-consuming technique requiring specific training. The anatomical references described with the so-called 'clock method' provide the surgeon with an easy and reproducible system to locate the path of the nerves at risk in Hallux Valgus MIS procedures. This model can be extrapolated to many other minimally invasive surgical procedures.

Minimally invasive surgical (MIS) procedures rely on anatomical references to localize structures not directly visible to the surgeon. This manuscript describes a combined method of plane-by-plane dissection and sectional anatomy of fresh-frozen specimens to locate the structures at risk during MIS procedures.

Une étude anatomique des nerfs à risque au cours de la mini-Invasive Hallux Valgus chirurgie

The growing popularity of minimally invasive surgical (MIS) procedures makes it necessary that new anatomical references arise, to aid in tridimensional ...

Electromagnetic Navigation Transthoracic Nodule Localization for Minimally Invasive Thoracic Surgery

The increased use of chest computed tomography (CT) has led to an increased detection of pulmonary nodules requiring diagnostic evaluation and/or excision. Many of these nodules are identified and excised via minimally invasive thoracic surgery; however, subcentimeter and subsolid nodules are frequently difficult to identify intra-operatively. This can be mitigated by the use of electromagnetic transthoracic needle localization. This protocol delineates the step-by-step process of electromagnetic localization from the pre-operative period to the postoperative period and is an adaptation of the electromagnetically guided percutaneous biopsy previously described by Arias et al. Pre-operative steps include obtaining a same day CT followed by the generation of a three-dimensional virtual map of the lung. From this map, the target lesion(s) and an entry site are chosen. In the operating room, the virtual reconstruction of the lung is then calibrated with the patient and the electromagnetic navigation platform. The patient is then sedated, intubated, and placed in the lateral decubitus position. Using a sterile technique and visualization from multiple views, the needle is inserted into the chest wall at the prechosen skin entry site and driven down to the target lesion. Dye is then injected into the lesion and, then, continuously during needle withdrawal, creating a tract for visualization intra-operatively. This method has many potential benefits when compared to the CT-guided localization, including a decreased radiation exposure and decreased time between the dye injection and the surgery. Dye diffusion from the pathway occurs over time, thereby limiting intra-operative nodule identification. By decreasing the time to surgery, there is a decrease in wait time for the patient, and less time for dye diffusion to occur, resulting in an improvement in nodule localization. When compared to electromagnetic bronchoscopy, airway architecture is no longer a limitation as the target nodule is accessed via a transparenchymal approach. Details of this procedure are described in a step-by-step fashion.

Presented here is a protocol for lung nodule localization using dye marking via electromagnetically navigated transthoracic needle access. The technique described here can be accomplished in the peri-operative period to optimize nodule localization and to successful resection when performing minimally invasive thoracic surgery.

Navigation électromagnétique Localisation des nodules transthoraciques pour la chirurgie thoracique mini-invasive

The increased use of chest computed tomography (CT) has led to an increased detection of pulmonary nodules requiring diagnostic evaluation and/or ...

A Pre-clinical Rat Model for the Study of Ischemia-reperfusion Injury in Reconstructive Microsurgery

Ischemia-reperfusion injury is the main cause of flap failure in reconstructive microsurgery. The rat is the preferred preclinical animal model in many areas of biomedical research due to its cost-effectiveness and its translation to humans. This protocol describes a method to create a preclinical free skin flap model in rats with ischemia-reperfusion injury. The described 3 cm x 6 cm rat free skin flap model is easily obtained after the placement of several vascular ligatures and the section of the vascular pedicle. Then, 8 h after the ischemic insult and completion of the microsurgical anastomosis, the free skin flap develops the tissue damage. These ischemia-reperfusion injury-related damages can be studied in this model, making it a suitable model for evaluating therapeutic agents to address this pathophysiological process. Furthermore, two main monitoring techniques are described in the protocol for the assessment of this animal model: transit-time ultrasound technology and laser speckle contrast analysis.

Here, we describe a pre-clinical animal model for studying the pathophysiology of ischemia-reperfusion injury in reconstructive microsurgery. This free skin flap model based on the superficial caudal epigastric vessels in the rat may also allow for the evaluation of different therapies and compounds to counteract ischemia-reperfusion injury-related damage.

Un modèle préclinique de rat pour l'étude des dommages d'ischémie-réperfusion dans la microchirurgie reconstructive

Ischemia-reperfusion injury is the main cause of flap failure in reconstructive microsurgery. The rat is the preferred preclinical animal model in many ...