Nous remercions le Dr Martin Rosenberg, Gary Tarpley, et le Dr Keith Wood pour le soutien de ce travail, et le Dr James Cali pour la lecture critique du manuscrit. DLD, JM, HB, NM, AN, JC, et MU sont des employés de Promega Corporation. MF, RJ, RA, et DA sont des employés de MS Bioworks, LLC.

Remarque: Le protocole suivant peut être utilisé avec n&#39;importe quel HaloTag fusion et dans toute lignée cellulaire de choix de manière stable ou transfectée de manière transitoire. Pour ces exemples, nous donnerons des protocoles de transfection transitoire de fusions Halotag dans les cellules HeLa ou HEK293T. Pour toutes les expériences, nous vous recommandons d&#39;utiliser le seul contrôle de la protéine. 1. Fusion Protein Expression test <ol><li> Obtenir la protéine de fusion construction: <ol><li> Obtenir pré-faites vecteur HaloTag de fusion ou de construire en utilisant des vecteurs existants. Pour plus d&#39;informations sur les constructions disponibles, s&#39;il vous plaît voir le tableau des réactifs spécifiques. </li><li> Si vous faites tout clone, il est recommandé de vérifier la séquence de l&#39;ADN. </li></ol></li><li> Test de l&#39;expression de protéines et de contrôle fusion: <ol><li> Pour chaque échantillon, préparer 250 pi de SDS 1X colorant de charge tampon (60 mM Tris HCL pH 6,8, 0,75 mM bleu de bromophénol, 12,5% de glycérol, dithiothréitol 100 mM, SDS 0,5%). </li><li> Pour chaque protéine de fusionet le contrôle, la plaque 0,5 ml de HEK293T ou cellules HeLa dans leur support approprié à une densité de 2-4 x 10 5 cellules / ml dans une plaque à la norme 24. </li><li> Incuber pendant 18-24 h à 37 ° C et 5% de CO 2, puis transfecter comme recommandé. </li><li> 24 heures après la transfection, ajouter 0,5 pi de 5 mM rhodamine tétra-méthyle (TMR) ligand aux médias de chaque bien et doucement plaque mélanger. </li><li> Incuber les cellules transfectées contenant ligand pendant 15 min à 37 ° C et 5% de CO 2. </li><li> Aspirer le milieu hors ligand contenant et laver chaque puits de cellules doucement avec 1 ml de PBS RT. </li><li> Aspirer le PBS et effectuer un second lavage avec 1 ml de PBS RT. </li><li> Retirer du PBS et ajouter 200 ul de tampon 1X SDS Chargement de colorant directement aux cellules. </li><li> Pipette lysat de plaque en tube de 1,5 ml Eppendorf. </li><li> Faire bouillir lysat pendant 5 min à 95 ° C. </li><li> Retirer 5-10 ul de la réaction et de la charge sur un gel SDS-PAGE. </li><li> Utiliser un scanner de détection fluorescent(TMR excitation: 555 nm, émission: 585 nm) pour détecter des bandes. Utiliser des marqueurs de protéines fluorescentes comme standards. </li><li> Si un scanner de détection fluorescent n&#39;est pas disponible, effectuer des transferts Western en utilisant des anticorps contre l&#39;une ou l&#39;autre de la protéine de fusion ou d&#39;une protéine appât balise pour détecter l&#39;expression de la protéine de fusion. </li></ol></li></ol> 2. Tirages de protéines <ol><li> Préparation de cellules transfectées de manière transitoire: <ol><li> Pour chaque fusion ou de contrôle préparer un plat de 15 cm avec 30 ml de cellules de 3-4 x 10 5 cellules / ml ou de 1 à 1,2 x 10 7 cellules par construction totale. </li><li> Incuber pendant 18-24 h à 37 ° C et 5% de CO 2, puis transfecter construire comme recommandé. </li><li> Après 24-48 heures après la transfection, retirez le support et laver délicatement la couche de cellules avec 20-25 ml de PBS glacé. </li><li> Retirer du PBS lavage, puis ajouter 25-30 ml de 4 ° C réfrigérés PBS et gratter délicatement les cellules de la plaque. </li><li> Prélever des cellules dans des tubes et centrifuge coniquesfuge pendant 5-10 min à 2000 xg et 4 ° C. </li><li> Rejeter le surnageant et le placer culot cellulaire à -80 ° C pendant au moins 30 minutes, ou au maximum 6 mois. </li></ol></li><li> L&#39;équilibrage de la résine HaloLink: <ol><li> Pour chaque échantillon de fusion ou de contrôle, préparer 12 ml de tampon de résine équilibrage / Wash (100 mM Tris-HCl pH 7,5, NaCl 150 mM, et 0,005% IGEPAL CA-630). Remarque: Il est très important de réaliser et d&#39;utiliser la résine tampon d&#39;équilibration dans les 12 heures comme dilué IGEPAL CA-630 n&#39;est pas stable ou efficace au-delà de ce laps de temps. </li><li> Secouer doucement ou mélanger la résine pour obtenir une suspension uniforme. </li><li> Pour chaque expérience déroulant, distribuer 200 pi de résine dans un 1,5 ml microtubes. </li><li> Centrifuger pendant 1 min à 800 xg (par exemple, 3000 tours par minute dans une micro), puis retirez soigneusement et jeter le surnageant (éthanol) sans perturber résine au fond du tube. </li><li> Ajouter 800 ul de résine équilibrage / Wash tampon et mélanger en inversant le tube plusieurs fois. </li><li> Centrifuger pendant 2 min à 800 xg, puis retirez soigneusement et jeter le surnageant. </li><li> Répétez les étapes 2.2.5 et 2.2.6 deux fois de plus pour un total de 3 lavages. </li><li> Ne retirez pas le lavage final ou surnageant jusqu&#39;à prêt à ajouter des lysats cellulaires décrites ci-dessous (étape 2.3.8) pour empêcher la résine de se dessécher. </li></ol></li><li> Reliure et le lavage des complexes de fusion: <ol><li> Pour chaque échantillon, préparer 500 ul de tampon de lyse de mammifères (50 mM Tris-HCl pH 7,5, 150 mM de NaCl, 1% de Triton X-100, 0,1% de désoxycholate de Na) et 1 ml de tampon TBS 1X (100 mM Tris-HCl pH 7,5 et NaCl 150 mM). </li><li> Décongeler les culots de cellules et remettre en suspension dans 300 ul de tampon de lyse mammifères par aspiration et refoulement ou brièvement au vortex. </li><li> Ajouter 6 pi de 50X inhibiteur de protéase Cocktail (800 ug / ml benzamidine HCl, 500 pg / ml phénanthroline, 500 pg / ml d&#39;aprotinine, 500 ug / ml de leupeptine, 500 &amp; #. 181; g / ml de pepstatine A, 50 mM PMSF) Note: cocktails protéase qui comprennent AEBSF ne peuvent pas être utilisés car ils interfèrent avec la liaison aux protéines fusion tag. </li><li> Ajouter 3 pi RQ1 DNase et inverser pendant 10 min à température ambiante. </li><li> DOUNCE avec un verre d&#39;homogénéisation 2,0 ml taille; 25-30. Coups sur la glace, ou passer les cellules à travers une aiguille G 25 ou 27 5-10 fois pour terminer la lyse Remarque: Le traitement par ultrasons n&#39;est pas recommandée comme complexes peuvent s&#39;effondrer et la surchauffe peuvent affecter la balise activité de la protéine de fusion. </li><li> Centrifuger à 14 000 g pendant 5 min à 4 ° C pour éliminer le lysat. </li><li> Transfert lysat clair, environ 300 pi volume total, dans un nouveau tube et le placer sur la glace. </li><li> Ajouter à effacer un lysat 700 pi supplémentaires de tampon 1X SCT et bien mélanger par pipetage de haut en bas. </li><li> Prendre des tubes de résine équilibrée préparés à l&#39;étape 2.2.8 et retirer finale de lavage / surnageant de résine sans perturber la résine au fond du tube. </li><li> Ajouter à chaque tuêtre de la résine, de 1 ml de lysat dilué. </li><li> Incuber avec le mélange sur un agitateur de tube (ou mélangeur doux) pendant 15 min à 22 ° C. Note: La décantation de la résine pendant ce temps réduit l&#39;efficacité de liaison. Si la liaison à 4 ° C est souhaitée, faire en mélangeant pendant 1 heure. </li><li> tubes de résine de centrifuger 2 min à 800 xg et éliminer le surnageant. </li><li> Ajouter 1 ml de tampon d&#39;équilibration résine / Wash faites à l&#39;étape 2.2.1 et bien mélanger en inversant le tube de résine à la main à plusieurs reprises. </li><li> tubes de résine de centrifuger 2 min à 800 xg et jeter le lavage. </li><li> Répétez les étapes 2.3.12 suivie 2.3.14 trois fois supplémentaires. </li><li> Ajouter 1 ml de tampon d&#39;équilibration Résine / Wash et incuber à 22 ° C pendant 5 minutes avec rotation constante. </li><li> tubes de résine de centrifuger 2 min à 800 xg et jeter le lavage. </li><li> Selon la demande de fin (voir l&#39;introduction pour plus d&#39;explications), passez à la section soit 2.4 ou 2.5. </li></ol></li><li> SDS élution de gels dénaturants, transferts Western, ou la spectrométrie de masse: <ol><li> Remettre en suspension la résine à partir de chaque échantillon dans 50 ul de tampon d&#39;élution SDS (1% de SDS et 50 mM Tris-HCl pH 7,5) </li><li> Agiter les tubes à température ambiante pendant 30 min. </li><li> Centrifuger 2 min à 800 xg et transfert éluats à de nouveaux tubes pour l&#39;analyse. </li><li> Pour western blot ou gel de coloration à l&#39;argent, charge 5-10 pi sur un gel dénaturant SDS. </li><li> Pour la spectrométrie de masse, à l&#39;exception de 40 ul de chaque échantillon à -20 ° C. </li></ol></li><li> TEV protéase élution pour des analyses fonctionnelles, transferts Western, ou la spectrométrie de masse: <ol><li> Après avoir retiré le dernier lavage, remettre en suspension la résine dans 50 ul ProTEV tampon de clivage et 30 unités de TEV enzyme. </li><li> Incuber à 25 ° C avec agitation par secousses pendant 1 h. </li><li> Centrifuger 2 min à 800 x g. </li><li> Transfert éluat de nouveaux tubes. </li><li> échantillon de magasin à 4 ° C pour une utilisation immédiate dans des essais fonctionnels. </li></ol></li></ol> 3.Imagerie cellulaire par fluorescence labellisés protéines de fusion utilisant un cytoplasmique et nucléaire perméable ligand <ol><li> Transfecter, étiquette, et les cellules de l&#39;image: <ol><li> Dans une lamelle 8 bien chambré pour chaque protéine ou le contrôle fusion, plaque 400 ul de cellules HeLa dans leur support approprié dans chaque puits à une densité de 1-2 x 10 5 cellules / ml. </li><li> Incuber pendant 18-24 h à 37 ° C et 5% de CO 2, puis transfecter comme recommandé. </li><li> 18-24 heures après la transfection, diluer TMR ligand 1:200 dans les médias cellulaires appropriés, puis ajouter 100 ul de cette solution dans chaque puits et mélanger doucement. </li><li> Incuber les cellules transfectées contenant ligand pendant 15 min à 37 ° C et 5% de CO 2. </li><li> Médias Aspirer contenant ligand et le remplacer par 500 pi de milieu approprié manquant protéine fusion tag ligand, qui a été préchauffé à 37 ° C. </li><li> Répéter deux fois pour un total de trois lavages. </li><li> Mettez les cellules de nouveau dans l&#39;incubateur (376, C et 5% CO2) pendant 30 min. </li><li> Aspirer les médias et les remplacer par 500 pi de médias appropriés, qui a été pré-chauffé à 37 ° C. </li><li> Image sur un microscope en utilisant les paramètres d&#39;acquisition appropriées (TMR d&#39;excitation: 555 nm, émission: 585 nm). </li></ol></li></ol>

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Frais de publication de cet article sont parrainés par Promega Corporation. Danette L. Daniels, Jacqui Méndez, Hélène Benink, Andrew Niles, Nancy Murphy et Marjeta Urh sont des employés de Promega Corporation, le propriétaire du commerce de la cession de brevets de la technologie HaloTag et ses applications. Michael Ford, Richard Jones, Ravi Amunugama, et David Allen sont des employés de MSBioworks, qui fournit des services de spectrométrie de masse décrites dans ce manuscrit.

Présentés ici sont deux protéines de fusion, Halo et Halo BRD4-HDAC1, caractérisé en cellules de mammifères pour l&#39;expression eucaryotes, les protéines et l&#39;isolement activité complexe, et la localisation cellulaire. En travaillant à travers ces différents protocoles, il ya plusieurs étapes importantes pour la réussite de chaque expérience. Comme c&#39;est le cas avec n&#39;importe quelle protéine de fusion, le niveau d&#39;expression et le placement de l&#39;étiquette elle-même peut être critique pour le maintien de la physiologie. Il est donc important de considérer que les fusions C-terminal N-et / ou devront être conçus si la connaissance préalable ou de travailler avec une autre étiquette n&#39;a pas été démontrée pour la protéine particulière de choix. En ce qui concerne l&#39;expression, si le niveau est trop élevé, la dilution de l&#39;ADN peut être effectuée au cours de la transfection ou l&#39;utilisation de vecteurs avec des promoteurs plus faibles sont possibles pour atteindre le niveau qui est approprié. Des travaux antérieurs ont été réalisées montrant l&#39;isolement efficace des complexes macromoléculaires endogène levels d&#39;expression 8, permettant le travail à de très faibles niveaux d&#39;expression. Si possible, les études de localisation cellulaire seraient également en mesure de donner un aperçu quant à la position optimale de l&#39;étiquette de placement ainsi que le niveau d&#39;expression relatif nécessaire pour la physiologie appropriée. Une fois que les protéines de fusion sont prêts pour des expériences déroulants, pour obtenir le maximum de succès avec le protocole, il est très important de suivre les délais recommandés dans la lyse, la reliure et sections de lavage, comme l&#39;un des plus grands avantages est la vitesse de l&#39;isolement complexe processus. Si l&#39;une de ces étapes sont allongés dans le temps, comme est nécessaire pour une méthode de capture à base d&#39;anticorps, il existe un risque de dissociation complexe ou non spécifique augmentation de la liaison 8. Même si les temps sont raccourcis lors de la lyse cellulaire ou de liaison, les cellules ne peuvent pas être complètement lysées ou efficacement capturés respectivement. Si le nombre de lavages est dim.assouplissement ou un bon mélange de la résine ne se produit pas au cours des lavages de liaison ou, alors les niveaux de protéines non spécifiques fond seront augmentés. En outre, les moyens de lyse est très importante par rapport aux l&#39;efficacité de liaison à la résine. Les tentatives de Soniquer les échantillons, éliminer le détergent recommandé, ajouter SDS ou autre détergent puissant, et / ou comprendre AEBSF inhibiteur de la protéase se traduira par la réduction ou la perte de la liaison de protéines de fusion et de leurs complexes de la résine. Les méthodes existantes pour l&#39;isolement complexe de cellules de mammifères et protéomique lutte de l&#39;analyse humaine avec le défi de la réduction fond dans l&#39;analyse par spectrométrie de masse 16. Cela a été tellement importante que un dépôt de protéines contaminantes a été créé par de nombreux groupes de spectrométrie de masse 16. Fond dans les échantillons spectrométrie de masse déroulants peut être définie comme tout ce qui empêche l&#39;identification devéritables interacteurs de la protéine appât. En tant que telle, le fond peut provenir de protéines contaminantes non spécifiques ou aussi de fortes concentrations de protéine appât ou anticorps utilisés pour précipiter les protéines d&#39;appât. Un travail important a été fait pour optimiser à la fois le protocole d&#39;excursion basse présentée ici, ainsi que la résine pour minimiser le niveau des protéines contaminantes non-spécifiques dans le processus de pulldown. Ceci est évident dans les gels de coloration d&#39;argent et une analyse par spectrométrie de masse de la commande (figure 2). Pour faire face aux niveaux élevés de protéine appât ou des anticorps qui peuvent être tout aussi préjudiciable que les contaminants et à laquelle d&#39;autres méthodes de lutte, le menu déroulant avec SDS élution est recommandé (Protocole section 2.4). En raison de la fixation covalente à la résine, ce procédé laisse la majorité de la protéine de fusion de départ lié de manière covalente à la résine. Un faible pourcentage d&#39;appât est observé dans l&#39;analyse par spectrométrie de masse, qui est censéde se produire par hydrolyse, mais il ne présente pas un problème pour la détection d&#39;autres interactions faibles ou transitoires 8. Comme mentionné dans l&#39;introduction, des avancées significatives dans la protéomique ont été permis par des avancées significatives dans la spectrométrie de masse 1,7. Par conséquent, il est important de mettre en évidence les paramètres importants du choix de l&#39;analyse de spectrométrie de masse pour déconvoluer le mélange de protéines obtenues dans les pulldowns. Instrumentation doit être robuste et capable de routine et de manière efficace l&#39;analyse d&#39;échantillons contenant une petite quantité de protéines, souvent inférieure à &lt;1 pg. Chromatographie échelle nanométrique impliquant 50-75 um internes colonnes diamètre HPLC avec des débits de l&#39;ordre de 100-300 nl / min est typiquement utilisé pour la compatibilité avec les petites tailles d&#39;échantillon et de maximiser la sensibilité du spectromètre de masse. Afin de maximiser l&#39;information acquise dans une analyse unique état of les spectromètres de masse de pointe capables d&#39;acquérir des spectres de masse à haute résolution sur une échelle de temps compatible avec les séparations à l&#39;échelle nanométrique précités, ≥ 10 Hz, sont généralement employés. Ces instruments ont des niveaux de sensibilité et de attomolar peuvent acquérir régulièrement des données avec les sous précurseur ppm et d&#39;ions produit tolérances d&#39;erreur de masse. Ces performances permettent d&#39;augmenter le rendement du nombre de protéines identifiées et la confiance associée à ces identifications. Avec ces données, nous démontrons localisation physiologique cellulaire, la protéine adéquate: les interactions entre protéines ainsi que le potentiel pour la découverte de nouvelles interactions, et l&#39;isolement de complexes actifs tout en utilisant une seule construction. En effet, les technologies alternatives peuvent être utilisées pour chacun de ces différents aspects, mais probablement pas pour autant 23,24. Grâce à la technologie HaloTag, une approche polyvalente peut être utilisée, en avançant protéomiqueics études et l&#39;obtention d&#39;une compréhension plus complète de la fonction des protéines dans des cellules de mammifères.

Compréhension de la fonction cellulaire, réponse à des stimuli, et des changements dans le développement et / ou des états pathologiques est intimement liée à dé-convolution du protéome tout au long de ces différents états dynamiques 1,2. Beaucoup a été fait pour comprendre le protéome des organismes inférieurs, cependant, étant donné le nombre de protéines et toutes les interactions possibles, cela a été très difficile dans la lutte contre le protéome humain 1,3-7. Les progrès de la spectrométrie de masse ont largement permis à la capacité d&#39;entreprendre ces études, et ici nous présenter un avancement supplémentaire et significative avec le développement de la technologie HaloTag à la fois la capture efficace des complexes de protéines et la caractérisation fonctionnelle des protéines humaines à partir de cellules de mammifères 8-10. Cette technologie a récemment été montré dans plusieurs études pour être un facteur critique pour la découverte des interactions importantes, ce qui permet de mieux comprendre la fonction de la protéine nouvelle et understandide la maladie de 11 à 13 ng. La protéine de fusion HaloTag a été initialement développé pour répondre à plusieurs défis de marqueurs d&#39;affinité traditionnels et des anticorps comme connexes à la capture de la protéine, la purification et l&#39;étiquetage 8-10. De la quasi-totalité des procédés pour la capture et la purification des protéines, il existe une étape d&#39;interaction non covalente, qui est utilisé pour l&#39;enrichissement d&#39;une protéine particulière 14. Au cours de cette étape, la protéine et / ou complexe peuvent dissocier due à la diffusion, en particulier si le procédé nécessite heures au lieu de minutes. Pour répondre à cette préoccupation, la protéine de fusion a été spécifiquement conçu pour interagir rapidement et irréversiblement avec ses ligands, qui peuvent être soit des particules, des surfaces ou des fluorophores 9. Par conséquent, une fois qu&#39;il est lié à son ligand, il reste lié, qui est l&#39;un des facteurs les plus différentiation par rapport à d&#39;autres marqueurs d&#39;affinité. Également démontré ici, est la capacitépour traiter différentes questions biologiques avec un seul produit d&#39;assemblage, ce qui est possible par des ligands 9 (figure 1) en alternance. Par exemple, pour interroger les interactions ou la fonction des protéines, des ligands de surface sont utilisés pour la capture des protéines ou des complexes (figure 1). Dans une expérience séparée, la même protéine de fusion peut être marqué par fluorescence pour étudier la localisation cellulaire, le trafic, ou le renouvellement des protéines (Figure 1). Il est important de se rappeler, cependant, que, une fois un ligand est lié, qu&#39;il s&#39;agisse d&#39;une surface ou d&#39;un fluorophore, il est irréversible, et donc d&#39;autres ligands ne peut pas alors être lié par la suite dans la même expérience. Analyse des technologies existantes pour cartographier les interactions entre protéines révèle la difficulté d&#39;isoler efficacement les interactions spécifiques, y compris ceux qui sont plus transitoire ou sont en faible abondance 1,6,7,14,15. En outre, les travaux récents de nombreux groupes représente la préoccupation que, dans des méthodes d&#39;isolement classiques, en particulier dans le domaine de la protéomique humaines, il existe un nombre significatif de contaminants protéiques qui peuvent masquer des signaux provenant de vraies interacteurs dans l&#39;analyse par spectrométrie de masse 16. Les propriétés développées pour la protéine HaloTag et son adresse de résine co-développé bien ces préoccupations. Dans le protocole de pulldowns complexes (figure 1), la liaison de complexes peut être réalisée en 15 min, à la fois complexe et la promotion de la capture de la réduction des niveaux de liaison non-spécifique 8. En outre, la liaison irréversible permet une capture efficace des protéines de faible abondance et permet l&#39;utilisation de beaucoup moins de cellules, ce qui réduit encore le fond 8. Une fois la capture de complexes est établi, le protocole comprend des conditions de lavage doux pour préserver l&#39;intégrité complexe. Élution des complexes capturés peut être effectuée par deux méthodes et choix de la méthode est dicté par l&#39;objectif de l&#39;anus avallyse. Si l&#39;on souhaite analyser ou découvrir des protéines qui interagissent par transfert de Western ou par spectrométrie de masse, il est alors recommandé, pour éluer des complexes avec des agents dénaturants tels que le SDS ou de l&#39;urée (figure 1). Ceci est particulièrement avantageux pour la spectrométrie de masse comme la protéine fusionnée à l&#39;origine HaloTag, appelée la protéine appât, restera en arrière lié à la résine et ne sera donc pas dominer la population de peptides détectés dans la spectrométrie de masse. Cela signifie aussi, cependant, que la protéine appât ne sera probablement pas être visible dans l&#39;analyse par transfert de Western, une différence significative par rapport à d&#39;autres purifications d&#39;affinité non covalentes ou des co-immunoprécipitations. Si le but est de purifier une intact complexes pour être utilisées pour des études fonctionnelles, l&#39;élution peut être réalisée en utilisant TEV (Tobacco Etch Virus) protéase, qui reconnaît la séquence de clivage apparenté codé entre la protéine de fusion et la protéine appât (figure 1). Tes échantillons pourraient aussi être analysés par spectrométrie de masse, mais comme montré plus tard, ils contiennent une quantité significative de protéine appât qui peut empêcher la détection de faible abondance, interacteurs spécifiques. Nous présentons ici les protocoles déroulants et d&#39;imagerie appliquées à deux protéines thérapeutiques importants, la protéine bromodomain BRD4 et une histone déacétylase, HDAC1 17. Nous avons montré avec ces exemples, l&#39;interaction avec les partenaires attendus tel que déterminé par spectrométrie de masse, l&#39;activité enzymatique après isolement complexe pour HDAC1, et la localisation cellulaire correcte pour les deux. Ensemble, ces résultats démontrent le caractère multifonctionnel et la force de la technologie pour la caractérisation des interactions des protéines eucaryotes et fonction.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="924">
	<tbody>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:337px;">HeLa Cells</td>
			<td style="width:204px;">ATCC</td>
			<td style="width:103px;">CCL-2</td>
			<td style="width:280px;">Adherent</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">HEK293T Cells</td>
			<td>ATCC</td>
			<td>CRL-11268</td>
			<td style="width:280px;">Adherent</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Cellular growth media</td>
			<td>Invitrogen/Gibco</td>
			<td></td>
			<td style="width:280px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">PBS - tissue culture certified</td>
			<td>Invitrogen/Gibco</td>
			<td></td>
			<td style="width:280px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">FuGENE HD Transfection Reagent</td>
			<td>Promega</td>
			<td>E2311</td>
			<td style="width:280px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">HaloTag Control Vector</td>
			<td>Promega</td>
			<td>G6591</td>
			<td style="width:280px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">HaloTag-BRD4</td>
			<td>Kazusa DNA Research Institute</td>
			<td>FHC11882</td>
			<td style="width:280px;">N-terminal HaloTag fusion</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">HaloTag-HDAC1</td>
			<td>Kazusa DNA Research Institute</td>
			<td>FHC02563</td>
			<td style="width:280px;">N-terminal HaloTag fusion</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">HaloTag Clones containing content</td>
			<td>Promega</td>
			<td>Various</td>
			<td style="width:280px;">http://www.promega.com/FindMyGene/</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">HaloTag Flexi Vectors for cloning (N- or C-terminal)</td>
			<td>Promega</td>
			<td>Various</td>
			<td style="width:280px;">Choose based upon expression level and HaloTag orientation</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">HaloTag TMR Ligand</td>
			<td>Promega</td>
			<td>G8251</td>
			<td style="width:280px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">IGEPAL CA-630</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>18896</td>
			<td style="width:280px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">HaloTag Mammalian Pull-Down and Labelling System</td>
			<td>Promega</td>
			<td>G6500</td>
			<td style="width:280px;">Contains HaloTag TMR ligand</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">HaloTag Mammalian Pull-Down System</td>
			<td>Promega</td>
			<td>G6504</td>
			<td style="width:280px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Protease Inhibitor Cocktail, 50X</td>
			<td>Promega</td>
			<td>G6521</td>
			<td style="width:280px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Mammalian Lysis Buffer</td>
			<td>Promega</td>
			<td>G9381</td>
			<td style="width:280px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">HaloTag Monoclonal Antibody</td>
			<td>Promega</td>
			<td>G9211</td>
			<td style="width:280px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">ProTEV Plus</td>
			<td>Promega</td>
			<td>V6101</td>
			<td style="width:280px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">RQ1 Dnase</td>
			<td>Promega</td>
			<td>M6101</td>
			<td style="width:280px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">HaloLink Resin</td>
			<td>Promega&#160;</td>
			<td>G1912</td>
			<td style="width:280px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">HDAC-Glo</td>
			<td>Promega</td>
			<td>G6420</td>
			<td style="width:280px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">PBS + 0.1% Triton X-100</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td style="width:280px;">For optional imaging</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">4% paraformaldehyde/0.2M sucrose/PBS</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td style="width:280px;">For optional imaging</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Ethanol</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td style="width:280px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Tissue culture vessels and dishes</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td style="width:280px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Cell culture incubator</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td style="width:280px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Disposable cell lifter</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>08-773-1</td>
			<td style="width:280px;"></td>
		</tr>
		<tr height="18">
			<td height="18" style="height:18px;">Glass homogenizer such as Kontes Dounce Tissue Grinder</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>K885300-0002</td>
			<td style="width:280px;">25-to 27- gauge needle could also be used</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Microcentrifuge</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td style="width:280px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Tube rotator such as Labquake</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>4002110Q</td>
			<td style="width:280px;">Ideal for binding and washing steps</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;">Shaking platform such as Eppendorf Thermomixer</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>05-400-200</td>
			<td style="width:280px;">Ideal for SDS elution and TEV cleavage steps</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Chambered cover glass</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>155409</td>
			<td style="width:280px;">For optional imaging</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Fluorescent Microscrope (555nm Ex/585nm Em)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td style="width:280px;">For optional imaging</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

discovering protein interactions and characterizing protein function using halotag technology

Recherche en protéomique a explosé ces dernières années avec les progrès dans les capacités de spectrométrie de masse qui ont conduit à la caractérisation de nombreux protéomes, y compris ceux contre les virus, les bactéries et la levure. En comparaison, l&#39;analyse du protéome humain est à la traîne, en partie à cause du grand nombre de protéines qui doivent être étudiés, mais aussi la complexité des réseaux et les interactions de ces présents. Pour répondre spécifiquement aux défis de la compréhension du protéome humain, nous avons développé une technologie HaloTag pour l&#39;isolement des protéines, particulièrement forte pour l&#39;isolement de complexes multiprotéiques et permettant la capture plus efficace des interactions et / ou de protéines faibles ou transitoires de faible abondance. HaloTag est une étiquette codée génétiquement protéine de fusion, conçu pour covalente, spécifique, et l&#39;immobilisation rapide ou marquage des protéines avec différents ligands. S&#39;appuyant sur ces propriétés, de nombreuses applications pour les cellules de mammifères ont été développés pour caractèreiser la fonction des protéines et ici nous présentons les méthodes, y compris: protéines listes déroulantes utilisées pour la découverte de nouvelles interactions ou des tests fonctionnels et la localisation cellulaire. On trouve des avantages significatifs de la vitesse, la spécificité et la capture covalente de protéines de fusion à des surfaces pour l&#39;analyse protéomique par rapport aux autres approches traditionnelles non covalentes. Nous démontrons ci et la grande utilité de la technologie utilisant deux protéines épigénétiques importantes à titre d&#39;exemples, la protéine humaine bromodomain BRD4, et l&#39;histone déacétylase HDAC1. Ces exemples démontrent la puissance de cette technologie pour permettre la découverte de nouvelles interactions et caractérisant la localisation cellulaire chez les eucaryotes, qui, ensemble, une meilleure compréhension des droits de la protéomique fonctionnelle.

Lorsque l&#39;on travaille avec toute nouvelle protéine de fusion, il est important de premier test pour l&#39;expression de cette protéine après transfection et également de valider qu&#39;une protéine de poids moléculaire approprié est produit. Comme les protéines de fusion peuvent être Halotag par fluorescence et de manière covalente, de ligands marqués avec perméables ou imperméables en fonction de la localisation, il est possible de déterminer rapidement expression en appliquant les lysats cellulaires à une électrophorèse sur gel dénaturant suivie d&#39;une analyse sur un Fluorimager. Selon le protocole décrit dans la section 1.2, l&#39;expression de Halo-BRD4 (189 kDa) et le contrôle seul HaloTag (Ctrl) est observée (34 kDa, figure 2A). Comme mentionné dans le protocole, l&#39;expression de protéines de fusion peut également être détectée en utilisant des transferts Western traditionnels avec des anticorps anti-Halotag, ou si elles sont disponibles, les anticorps à la protéine appât. Si possible, il est recommandé d&#39;utiliser le ligand fluorescent à la place car il est plus précis, plus rapide et plus facile tdétection des anticorps han, et aussi quantitative 10. Après expression de la protéine de fusion pleine longueur correcte est vérifiée, pulldowns de protéines peuvent être effectuées. Présentés dans la figure 2B sont les gels colorés argent de répétitions biologiques de Halo-Brd4 et Ctrl pulldowns élues par SDS (Protocole section 2.4) qui démontrent une grande reproductibilité. Les gels de teinture d&#39;argent présentent un grand nombre de protéines se trouvent à interagir avec la protéine BRD4 et très faible bruit de fond dans le témoin (figure 2B). Comme mentionné dans l&#39;introduction, dans ce processus d&#39;élution, le Halo-BRD4 ne sera pas élue de la résine qu&#39;il reste lié de façon covalente. Par conséquent, il n&#39;est pas un groupe significatif à ce poids moléculaire étant détectée dans la coloration à l&#39;argent (Figure 2B) ou transfert de type Western (données non présentées). Pour déterminer si ces protéines sont spécifiques à BRD4, liquide spectrométrie de masse par Chromatographie (LC-MS/MS) a été effectuée sur le cmélange omplex obtenu après élution SDS. Présentés dans la figure 2C sont des chiffres spectrales et normalisée facteur spectral de l&#39;abondance (NSAF) des valeurs pour interacteurs connus de BRD4 18-20 trouvés dans le Halo-BRD4 analyse par spectrométrie de masse. L&#39;abondance élevée de composants de pTEFb 18,20 et aussi la protéine BRD9 19 confirmer la capture spécifique de complexes Brd4. Comme prévu par les taches d&#39;argent gels (figure 2B), de nombreuses autres protéines ont également été identifiés comme interacteurs potentiels de BRD4 qui n&#39;avaient pas été observés dans le contrôle (données non présentées). Comme ceux-ci sont jusque-là inconnu, ils doivent être vérifiées indépendamment par d&#39;autres méthodes pour confirmer si la protéine est un vrai interacteur, et si oui, si elle est directement ou indirectement associée à BRD4. Complexes isolés peuvent également être étudiés pour l&#39;activité; il est recommandé d&#39;éluer complexes en utilisant la protéase TEV (Protocole section 2.5), de sorte qu&#39;ils maintiennent functionalité. Sur la figure 3A, un gel de coloration à l&#39;argent des complexes de pulldown Halo-HDAC1 libérés de la résine en utilisant la protéase TEV est représenté. Comme la protéase TEV clive dans une région de liaison entre la balise protéine de fusion et son partenaire de fusion, d&#39;importantes quantités de la protéine appât, dans ce cas HDAC1, on observe (figure 3A). Pour déterminer si cette fraction contenait une activité de HDAC1, des échantillons de TEV éluées ont été testés dans un dosage luminescent de HDAC, HDAC-Glo 21. Comme le montre la figure 3B, les échantillons HDAC1 déroulants ont montré des niveaux élevés d&#39;activité de HDAC1 (colonne 1), qui a été spécifiquement inhibée par un inhibiteur de HDAC connus, SAHA 22 (colonne 2). Comme contrôles pour démontrer la spécificité de plus, aucune inhibition de HDAC a été observée avec un inhibiteur de la famille sirtuines connexe, EX-527 22 (colonne 3) et aucun signal n&#39;a été détecté en utilisant un tampon seul, sans l&#39;échantillon HDAC1 déroulant ajoutée (colonne 4). Une composante importante de la fonctionprotéomique et al compréhension complexes, est aussi de comprendre la localisation et / ou le trafic des protéines. Comme ces constructions de fusion peuvent même être marquées par fluorescence dans les cellules, nous avons surveillé leur localisation en utilisant l&#39;imagerie confocale. Après le protocole à la section 3, les cellules HeLa transfectées de façon transitoire avec Halo-BRD4 (figure 4A) et Halo-HDAC1 (figure 4B) ont été marquées par fluorescence avec le ligand TMR et imagés. Comme représenté sur les figures 4A et 4B, les deux localisées dans le noyau 17 comme on s&#39;y attendait. Ces données démontrent que la présence du mot-clé n&#39;a pas modifié la localisation cellulaire physiologique de ses partenaires de fusion. <img alt="Figure 1" fo:content-width="6in" src="/files/ftp_upload/51553/51553fig1highres.jpg" width="600" /> Figure 1. Schéma de menu déroulant de la protéine et des applications d&#39;imagerie confocale. Utilisation en tant que<html> Ingle construire plusieurs applications à la compréhension de la fonction des protéines dans les cellules de mammifères sont possibles. Pour tous, une construction de fusion Halo est soit stable ou transitoire exprimé dans des cellules de mammifères adhérentes ou en suspension. Pour protéines pulldowns complexes, les cellules sont ensuite lysées, complexes sont capturés de façon covalente à la résine, et élues soit par SDS élution (voie de gauche) ou TEV clivage (voie de droite). SDS élution est recommandé pour procéder à une analyse par spectrométrie de masse, tandis que TEV clivage est optimale pour réaliser une analyse fonctionnelle. Pour caractériser l&#39;expression, la localisation cellulaire, les événements de trafic, ou le renouvellement des protéines, des cellules vivantes exprimant des protéines de fusion sont marqués par fluorescence et une analyse plus approfondie sur des gels SDS PAGE ou en utilisant l&#39;imagerie confocale. Les deux ligands fluorescents cellulaires perméables ou imperméables sont disponibles en fonction de la localisation ou de la présentation de la protéine de fusion dans la cellule. igure 2 &quot;fo: contenu width =&quot; 6 po &quot;src =&quot; / files/ftp_upload/51553/51553fig2highres.jpg &quot;width =&quot; 600 &quot;/&gt; Figure 2. Expression Halo-BRD4 protéine, déroulant, et l&#39;analyse par spectrométrie de masse. Gels (A) SDS PAGE montrant l&#39;expression de Halo-BRD4 protéine de fusion, 189 kD, et Halo tag protéine de fusion seul, 34 kD, contrôle (Ctrl) dans un lysat cellulaire HEK293T marqué avec TMR ligand (Protocole section 2.1). Les gels ont été scannés avec Fluorimager pour la détection et un marqueur fluorescent de poids moléculaire ont été utilisées. (B) des gels d&#39;argent de teinture de répétitions biologiques pour pulldowns d&#39;échantillons Halo-Brd4 et Ctrl élue avec SDS. Tailles de poids moléculaire sont indiqués pour le gel. (C) chiffres spectrales (panneau de gauche) et normalisées facteurs d&#39;abondance spectrales (NSAF) valeurs (panneau de droite), qui représentent la protéine de poids moléculaire de protéines identifiées dans la masse une analyse par spectrométrie de répétitions biologiques de Halo- BRD4 et Ctrl. Montré sont des protéines connues pour interagir avecith BRD4, y compris les composants de pTEFb (CDK9 et la cycline T) 18,20, ainsi que BRD9 19. Pas de peptides de ces protéines ont été identifiées dans le Ctrl. <img alt="Figure 3" fo:content-width="6in" src="/files/ftp_upload/51553/51553fig3highres.jpg" width="600" /> Figure 3. Halo-HDAC1 isolement complexe et analyse de l&#39;activité. (A) des gels Argent tache montrant l&#39;isolement de complexes Halo-HDAC1 et fond de la (Protocole section 2.5) Ctrl après TEV clivage. La bande proéminente de HDAC1 (55 kDa) et la bande de protéase TEV sont étiquetés. La HDAC1 libre est générée par TEV clivage au sein d&#39;un groupe de liaison optimisé entre la séquence de fusion HaloTag et HDAC1 après la capture de la résine (figure 1). (B) Graphique montrant l&#39;activité de la HDAC1 isolations complexes échantillons dans un dosage de l&#39;histone déacétylase luminescent, HDAC- Glo 21. Colonne 1 du graphique montre une grande levels de l&#39;activité des HDAC contenus avec les échantillons déroulants Halo-HDAC1 (HDAC1). La colonne 2 montre cette activité peut être diminuée en particulier par addition de l&#39;inhibiteur de HDAC, 22 SAHA, aux échantillons de pulldown de HDAC1. Comme témoins, colonne 3 montre un inhibiteur de désacétylases spécifique à la famille des sirtuines, mais pas HDAC, EX-527 22, n&#39;inhibe pas l&#39;activité de HDAC1 et la colonne 4 montre aucune activité n&#39;est observée à l&#39;aide du tampon seul. <img alt="Figure 4" fo:content-width="6in" src="/files/ftp_upload/51553/51553fig4highres.jpg" width="600" /> Figure 4. Halo-BRD4 et Halo-HDAC1 imagerie confocale. Vivez cellule imagerie confocale de cellules HeLa transfectées avec Halo-BRD4 (A) ou Halo-HDAC1 (B) marqué par fluorescence avec le ligand TMR. (A) l&#39;expression de Halo-BRD4 est limitée vers le noyau et (B) l&#39;expression halo-HDAC1 est principalement nucLear. Le côté gauche de panneaux est le canal fluorescent et le côté droit est une superposition du canal de fluorescence avec le canal DIC pour chacun. Les images ont été acquises sur un microscope confocal équipé d&#39;un + CO 2 chambre environnementale 37 ° C en utilisant des filtres appropriés. Barres d&#39;échelle = 20 um.

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Discovering Protein Interactions and Characterizing Protein Function Using HaloTag Technology

Technologie HaloTag est une technologie multifonctionnelle qui a remporté un succès important dans l&#39;isolement de petits et de grands complexes de protéines à partir de cellules de mammifères. Ici, nous mettons en évidence les avantages de cette technologie par rapport aux alternatives existantes et de démontrer son utilité pour étudier de nombreux aspects de la fonction des protéines dans les cellules eucaryotes.

Découvrir interactions des protéines et caractérisation de protéines de fonction utilisant la technologie HaloTag

Research in proteomics has exploded in recent years with advances in mass spectrometry capabilities that have led to the characterization of numerous ...

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Research

JoVE Journal

Biology

36.8K vues.  Promega Corporation.  Technologie HaloTag est une technologie multifonctionnelle qui a remporté un succès important dans l'isolement de petits et de grands complexes de protéines à partir de cellules de mammifères. Ici, nous mettons en évidence les avantages de cette technologie par rapport aux alternatives existantes et de démontrer son utilité pour étudier de nombreux aspects de la fonction des protéines dans les cellules eucaryotes. 

Vidéo: Discovering Protein Interactions and Characterizing Protein Function Using HaloTag Technology

Staining of Proteins in Gels with Coomassie G-250 without Organic Solvent and Acetic Acid

In classical protein staining protocols using Coomassie Brilliant Blue (CBB), solutions with high contents of toxic and flammable organic solvents (Methanol, Ethanol or 2-Propanol) and acetic acid are used for fixation, staining and destaining of proteins in a gel after SDS-PAGE. To speed up the procedure, heating the staining solution in the microwave oven for a short time is frequently used. This usually results in evaporation of toxic or hazardous Methanol, Ethanol or 2-Propanol and a strong smell of acetic acid in the lab which should be avoided due to safety considerations. In a protocol originally published in two patent applications by E.M. Wondrak (US2001046709 (A1), US6319720 (B1)), an alternative composition of the staining solution is described in which no organic solvent or acid is used. The CBB is dissolved in bidistilled water (60-80mg of CBB G-250 per liter) and 35 mM HCl is added as the only other compound in the staining solution. The CBB staning of the gel is done after SDS-PAGE and thorough washing of the gel in bidistilled water. By heating the gel during the washing and staining steps, the process can be finished faster and no toxic or hazardous compunds are evaporating. The staining of proteins occurs already within 1 minute after heating the gel in staining solution and is fully developed after 15-30 min with a slightly blue background that is destained completely by prolonged washing of the stained gel in bidistilled water, without affecting the stained protein bands.

A short protocol for protein staining with Coomassie Brilliant Blue (CBB) G-250 in polyacrylamide gels is described without using organic solvents or acetic acid as in the classical staining procedures with CBB.

Coloration des protéines dans les gels de Coomassie G-250, sans solvant et l&#39;acide acétique organique

In classical protein staining protocols using Coomassie Brilliant Blue (CBB), solutions with high contents of toxic and flammable organic solvents ...

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Biologie

Using the GELFREE 8100 Fractionation System for Molecular Weight-Based Fractionation with Liquid Phase Recovery

The GELFREE 8100 Fractionation System is a novel protein fractionation system designed to maximize protein recovery during molecular weight based fractionation. The system is comprised of single-use, 8-sample capacity cartridges and a benchtop GELFREE Fractionation Instrument. During separation, a constant voltage is applied between the anode and cathode reservoirs, and each protein mixture is electrophoretically driven from a loading chamber into a specially designed gel column gel. Proteins are concentrated into a tight band in a stacking gel, and separated based on their respective electrophoretic mobilities in a resolving gel. As proteins elute from the column, they are trapped and concentrated in liquid phase in the collection chamber, free of the gel. The instrument is then paused at specific time intervals, and fractions are collected using a pipette. This process is repeated until all desired fractions have been collected. If fewer than 8 samples are run on a cartridge, any unused chambers can be used in subsequent separations.
This novel technology facilitates the quick and simple separation of up to 8 complex protein mixtures simultaneously, and offers several advantages when compared to previously available fractionation methods. This system is capable of fractionating up to 1mg of total protein per channel, for a total of 8mg per cartridge. Intact proteins over a broad mass range are separated on the basis of molecular weight, retaining important physiochemical properties of the analyte. The liquid phase entrapment provides for high recovery while eliminating the need for band or spot cutting, making the fractionation process highly reproducible1.

The accompanying video describes the use of the GELFREE 8100 Fractionation System, which partitions complex protein samples on the basis of molecular weight and recovers the fractions in liquid phase. The video describes how the technology works, how it is used, and provides resultant data, with polyacrylamide gel electrophoresis analysis of fractionated bovine liver homogenate.

Utiliser le système de fractionnement GELFREE 8100 pour les Poids Moléculaire à base de fractionnement avec récupération de la phase liquide

The GELFREE 8100 Fractionation System is a novel protein fractionation system designed to maximize protein recovery during molecular weight based ...

Imaging Protein-protein Interactions in vivo

Protein-protein interactions are a hallmark of all essential cellular processes. However, many of these interactions are transient, or energetically weak, preventing their identification and analysis through traditional biochemical methods such as co-immunoprecipitation. In this regard, the genetically encodable fluorescent proteins (GFP, RFP, etc.) and their associated overlapping fluorescence spectrum have revolutionized our ability to monitor weak interactions in vivo using F&ouml;rster resonance energy transfer (FRET)1-3. Here, we detail our use of a FRET-based proximity assay for monitoring receptor-receptor interactions on the endothelial cell surface.

Imaging Protein-protein Interactions in vivo

This protocol describes how to image protein-protein interactions using a FRET-based proximity assay.

Imagerie interactions protéine-protéine In vivo</em

Protein-protein interactions are a hallmark of all essential cellular processes. However, many of these interactions are transient, or energetically weak, ...

The MultiBac Protein Complex Production Platform at the EMBL

Proteomics research revealed the impressive complexity of eukaryotic proteomes in unprecedented detail. It is now a commonly accepted notion that proteins in cells mostly exist not as isolated entities but exert their biological activity in association with many other proteins, in humans ten or more, forming assembly lines in the cell for most if not all vital functions.1,2 Knowledge of the function and architecture of these multiprotein assemblies requires their provision in superior quality and sufficient quantity for detailed analysis. The paucity of many protein complexes in cells, in particular in eukaryotes, prohibits their extraction from native sources, and necessitates recombinant production. The baculovirus expression vector system (BEVS) has proven to be particularly useful for producing eukaryotic proteins, the activity of which often relies on post-translational processing that other commonly used expression systems often cannot support.3 BEVS use a recombinant baculovirus into which the gene of interest was inserted to infect insect cell cultures which in turn produce the protein of choice. MultiBac is a BEVS that has been particularly tailored for the production of eukaryotic protein complexes that contain many subunits.4 A vital prerequisite for efficient production of proteins and their complexes are robust protocols for all steps involved in an expression experiment that ideally can be implemented as standard operating procedures (SOPs) and followed also by non-specialist users with comparative ease. The MultiBac platform at the European Molecular Biology Laboratory (EMBL) uses SOPs for all steps involved in a multiprotein complex expression experiment, starting from insertion of the genes into an engineered baculoviral genome optimized for heterologous protein production properties to small-scale analysis of the protein specimens produced.5-8 The platform is installed in an open-access mode at EMBL Grenoble and has supported many scientists from academia and industry to accelerate protein complex research projects.

Protein complexes catalyze key cellular functions. Detailed functional and structural characterization of many essential complexes requires recombinant production. MultiBac is a baculovirus/insect cell system particularly tailored for expressing eukaryotic proteins and their complexes. MultiBac was implemented as an open-access platform, and standard operating procedures developed to maximize its utility.

La protéine plate-forme de production complexe MultiBac à l&#39;EMBL

Proteomics  research revealed the impressive complexity of eukaryotic proteomes in  unprecedented detail. It is now a commonly accepted notion that ...

Budding Yeast Protein Extraction and Purification for the Study of Function, Interactions, and Post-translational Modifications

Homogenization by bead beating is a fast and efficient way to release DNA, RNA, proteins, and metabolites from budding yeast cells, which are notoriously hard to disrupt. Here we describe the use of a bead mill homogenizer for the extraction of proteins into buffers optimized to maintain the functions, interactions and post-translational modifications of proteins. Logarithmically growing cells expressing the protein of interest are grown in a liquid growth media of choice. The growth media may be supplemented with reagents to induce protein expression from inducible promoters (e.g. galactose), synchronize cell cycle stage (e.g. nocodazole), or inhibit proteasome function (e.g. MG132). Cells are then pelleted and resuspended in a suitable buffer containing protease and/or phosphatase inhibitors and are either processed immediately or frozen in liquid nitrogen for later use. Homogenization is accomplished by six cycles of 20 sec&#160;bead-beating (5.5 m/sec), each followed by one minute incubation on ice. The resulting homogenate is cleared by centrifugation and small particulates can be removed by filtration. The resulting cleared whole cell extract (WCE) is precipitated using 20% TCA for direct analysis of total proteins by SDS-PAGE followed by Western blotting. Extracts are also suitable for affinity purification of specific proteins, the detection of post-translational modifications, or the analysis of co-purifying proteins. As is the case for most protein purification protocols, some enzymes and proteins may require unique conditions or buffer compositions for their purification and others may be unstable or insoluble under the conditions stated. In the latter case, the protocol presented may provide a useful starting point to empirically determine the best bead-beating strategy for protein extraction and purification. We show the extraction and purification of an epitope-tagged SUMO E3 ligase, Siz1, a cell cycle regulated protein that becomes both sumoylated and phosphorylated, as well as a SUMO-targeted ubiquitin ligase subunit, Slx5.

The preparation of high quality yeast cell extracts is a necessary first step in the analysis of individual proteins or entire proteomes. Here we describe a fast, efficient, and reliable homogenization protocol for budding yeast cells that has been optimized to preserve protein functions, interactions, and post-translational modifications.

Bourgeonnement de levure extraction et purification des protéines pour l&#39;étude de la fonction, Interactions, et des modifications post-traductionnelles

Homogenization by bead beating is a fast and efficient way to release DNA, RNA, proteins, and metabolites from budding yeast cells, which are notoriously ...

Protein-protein Interactions Visualized by Bimolecular Fluorescence Complementation in Tobacco Protoplasts and Leaves

Many proteins interact transiently with other proteins or are integrated into multi-protein complexes to perform their biological function. Bimolecular fluorescence complementation (BiFC) is an in vivo method to monitor such interactions in plant cells. In the presented protocol the investigated candidate proteins are fused to complementary halves of fluorescent proteins and the respective constructs are introduced into plant cells via agrobacterium-mediated transformation. Subsequently, the proteins are transiently expressed in tobacco leaves and the restored fluorescent signals can be detected with a confocal laser scanning microscope in the intact cells. This allows not only visualization of the interaction itself, but also the subcellular localization of the protein complexes can be determined. For this purpose, marker genes containing a fluorescent tag can be coexpressed along with the BiFC constructs, thus visualizing cellular structures such as the endoplasmic reticulum, mitochondria, the Golgi apparatus or the plasma membrane. The fluorescent signal can be monitored either directly in epidermal leaf cells or in single protoplasts, which can be easily isolated from the transformed tobacco leaves. BiFC is ideally suited to study protein-protein interactions in their natural surroundings within the living cell. However, it has to be considered that the expression has to be driven by strong promoters and that the interaction partners are modified due to fusion of the relatively large fluorescence tags, which might interfere with the interaction mechanism. Nevertheless, BiFC is an excellent complementary approach to other commonly applied methods investigating protein-protein interactions, such as coimmunoprecipitation, in vitro pull-down assays or yeast-two-hybrid experiments.

Formation of protein complexes in vivo can be visualized by bimolecular fluorescence complementation. Interaction partners are fused to complementary parts of fluorescent tags and transiently expressed in tobacco leaves, resulting in a reconstituted fluorescent signal upon close proximity of the two proteins.

Interactions protéine-protéine visualisés par fluorescence bimoléculaire complémentation en protoplastes de tabac et des feuilles

Many proteins interact transiently with other proteins or are integrated into multi-protein complexes to perform their biological function. Bimolecular ...

Investigating Protein-protein Interactions in Live Cells Using Bioluminescence Resonance Energy Transfer

Assays based on Bioluminescence Resonance Energy Transfer (BRET) provide a sensitive and reliable means to monitor protein-protein interactions in live cells. BRET is the non-radiative transfer of energy from a 'donor' luciferase enzyme to an 'acceptor' fluorescent protein. In the most common configuration of this assay, the donor is Renilla reniformis luciferase and the acceptor is Yellow Fluorescent Protein (YFP). Because the efficiency of energy transfer is strongly distance-dependent, observation of the BRET phenomenon requires that the donor and acceptor be in close proximity. To test for an interaction between two proteins of interest in cultured mammalian cells, one protein is expressed as a fusion with luciferase and the second as a fusion with YFP. An interaction between the two proteins of interest may bring the donor and acceptor sufficiently close for energy transfer to occur. Compared to other techniques for investigating protein-protein interactions, the BRET assay is sensitive, requires little hands-on time and few reagents, and is able to detect interactions which are weak, transient, or dependent on the biochemical environment found within a live cell. It is therefore an ideal approach for confirming putative interactions suggested by yeast two-hybrid or mass spectrometry proteomics studies, and in addition it is well-suited for mapping interacting regions, assessing the effect of post-translational modifications on protein-protein interactions, and evaluating the impact of mutations identified in patient DNA.

Interactions between proteins are fundamental to all cellular processes. Using Bioluminescence Resonance Energy Transfer, the interaction between a pair of proteins can be monitored in live cells and in real time. Furthermore, the effects of potentially pathogenic mutations can be assessed.

Étudier les interactions protéine-protéine dans les cellules vivantes en utilisant le transfert d&#39;énergie de résonance de bioluminescence

Assays based on Bioluminescence Resonance Energy Transfer (BRET) provide a sensitive and reliable means to monitor protein-protein interactions in live ...

Determination of Protein-ligand Interactions Using Differential Scanning Fluorimetry

A wide range of methods are currently available for determining the dissociation constant between a protein and interacting small molecules. However, most of these require access to specialist equipment, and often require a degree of expertise to effectively establish reliable experiments and analyze data. Differential scanning fluorimetry (DSF) is being increasingly used as a robust method for initial screening of proteins for interacting small molecules, either for identifying physiological partners or for hit discovery. This technique has the advantage that it requires only a PCR machine suitable for quantitative PCR, and so suitable instrumentation is available in most institutions; an excellent range of protocols are already available; and there are strong precedents in the literature for multiple uses of the method. Past work has proposed several means of calculating dissociation constants from DSF data, but these are mathematically demanding. Here, we demonstrate a method for estimating dissociation constants from a moderate amount of DSF experimental data. These data can typically be collected and analyzed within a single day. We demonstrate how different models can be used to fit data collected from simple binding events, and where cooperative binding or independent binding sites are present. Finally, we present an example of data analysis in a case where standard models do not apply. These methods are illustrated with data collected on commercially available control proteins, and two proteins from our research program. Overall, our method provides a straightforward way for researchers to rapidly gain further insight into protein-ligand interactions using DSF.

Differential scanning fluorimetry is a widely used method for screening libraries of small molecules for interactions with proteins. Here, we present a straightforward method to extend these analyses to provide an estimate of the dissociation constant between a small molecule and its protein partner.

Détermination des interactions protéine-ligand à l&#39;aide différentielle à balayage Fluorimétrie

A wide range of methods are currently available for determining the dissociation constant between a protein and interacting small molecules. However, most ...

Probing High-density Functional Protein Microarrays to Detect Protein-protein Interactions

High-density functional protein microarrays containing ~4,200 recombinant yeast proteins are examined for kinase protein-protein interactions using an affinity purified yeast kinase fusion protein containing a V5-epitope tag for read-out. Purified kinase is obtained through culture of a yeast strain optimized for high copy protein production harboring a plasmid containing a Kinase-V5 fusion construct under a GAL inducible promoter. The yeast is grown in restrictive media with a neutral carbon source for 6 hr followed by induction with 2% galactose. Next, the culture is harvested and kinase is purified using standard affinity chromatographic techniques to obtain a highly purified protein kinase for use in the assay. The purified kinase is diluted with kinase buffer to an appropriate range for the assay and the protein microarrays are blocked prior to hybridization with the protein microarray. After the hybridization, the arrays are probed with monoclonal V5 antibody to identify proteins bound by the kinase-V5 protein. Finally, the arrays are scanned using a standard microarray scanner, and data is extracted for downstream informatics analysis1,2 to determine a high confidence set of protein interactions for downstream validation in vivo.

Using protein microarrays containing nearly the entire S. cerevisiae proteome is probed for rapid unbiased interrogation of thousands of protein-protein interactions in parallel. This method can be utilized for protein-small molecule, posttranslational modification, and other assays in high-throughput.

Sondage haute densité fonctionnels des puces à protéines pour détecter les interactions protéine-protéine

High-density functional protein microarrays containing ~4,200 recombinant yeast proteins are examined for kinase protein-protein interactions using an ...

Green Fluorescent Protein-based Expression Screening of Membrane Proteins in Escherichia coli

The production of recombinant membrane proteins for structural and functional studies remains technically challenging due to low levels of expression and the inherent instability of many membrane proteins once solubilized in detergents. A protocol is described that combines ligation independent cloning of membrane proteins as GFP fusions with expression in Escherichia coli detected by GFP fluorescence. This enables the construction and expression screening of multiple membrane protein/variants to identify candidates suitable for further investment of time and effort. The GFP reporter is used in a primary screen of expression by visualizing GFP fluorescence following SDS polyacrylamide gel electrophoresis (SDS-PAGE). Membrane proteins that show both a high expression level with minimum degradation as indicated by the absence of free GFP, are selected for a secondary screen. These constructs are scaled and a total membrane fraction prepared and solubilized in four different detergents. Following ultracentrifugation to remove detergent-insoluble material, lysates are analyzed by fluorescence detection size exclusion chromatography (FSEC). Monitoring the size exclusion profile by GFP fluorescence provides information about the mono-dispersity and integrity of the membrane proteins in different detergents. Protein: detergent combinations that elute with a symmetrical peak with little or no free GFP and minimum aggregation are candidates for subsequent purification. Using the above methodology, the heterologous expression in E. coli of SED (shape, elongation, division, and sporulation) proteins from 47 different species of bacteria was analyzed. These proteins typically have ten transmembrane domains and are essential for cell division. The results show that the production of the SEDs orthologues in E. coli was highly variable with respect to the expression levels and integrity of the GFP fusion proteins. The experiment identified a subset for further investigation.

Green Fluorescent Protein-based Expression Screening of Membrane Proteins in Escherichia coli

A streamlined approach to screening for the expression of recombinant membrane proteins in Escherichia coli based on fusion to green fluorescent protein is presented.

Green Fluorescent Protein base Expression dépistage des protéines membranaires dans<em&gt; Escherichia coli</em

The production of recombinant membrane proteins for structural and functional studies remains technically challenging due to low levels of expression and ...