financement de la recherche a été reçue par l&#39;Institut national des troubles neurologiques et des maladies (NS049177 et NS087834). Les auteurs tiennent à souligner la contribution intellectuelle de la fin du Dr. Paul Bass et ses collègues à la conception originale de les jauges de contrainte; et Carol Tollefsrud pour la fabrication et la commercialisation de jauges de contrainte jusqu&#39;à ce que l&#39;arrêt de la production en 2010 ainsi que pour sa correspondance perspicace.

Toutes les procédures suivies Instituts nationaux de la santé et des lignes directrices ont été approuvées par le Comité de protection des animaux dans les institutions et l&#39;utilisation au Hershey Collège Penn State of Medicine. Les rats ont été logés en utilisant des pratiques de vivarium communes. Remarque: Ce protocole utilise des rats mâles Wistar ≥8 semaines et pesant initialement 175 à 200 g. 1. Procédures de fabrication de jauge de contrainte <ol><li> La plupart outillage et les composants restent disponibles dans les sociétés d&#39;origine ou successeurs et sont résumés dans le tableau 1. </li><li> Préparation et collage de deux jauges de contrainte seul élément <ol><li> Manipuler les éléments à jauge de contrainte (EA-06-031-350) soigneusement avec propres Dumont # 5 forceps. Pour limiter les mouvements indésirables des éléments, utilisez une petite pièce propre, auto-adhésif de papier avec le côté adhésif vers le haut pour fixer les éléments à la surface de travail sans risque de contamination ou de l&#39;adhésion excessive. </li><li> Bond deux seule jauge de contrainteéléments de back-to-back, pour former un élément double. Nettoyez le dos de chaque film de l&#39;élément avec de l&#39;alcool isopropylique et laisser sécher par évaporation (séchage avec de la gaze introduit souvent des contaminants de fibres qui sont difficiles à enlever). Sous la direction de stéréomicroscope (1 - 3x), et à l&#39;aide d&#39;un pinceau de l&#39;artiste propre (10-0 chameau de cheveux), appliquer une fine couche de colle époxy-phénolique à l&#39;arrière d&#39;un élément et le placer immédiatement l&#39;opposant arrière du second élément en contact et aligner les grilles de feuilles (figure 1A). </li><li> Placez les éléments liés à un 50 - C four à 60 ° O / N pour durcir complètement la résine époxy. REMARQUE: Ne pas serrer les éléments collés depuis excès d&#39;époxy peut s&#39;infiltrer sur les éléments et la pression peut provoquer le désalignement des grilles. Les deux parties époxy a un réfrigérateur-durée de vie de seulement 6 semaines après le mélange. Bond et guérir un approvisionnement suffisant d&#39;éléments en une seule fois et de les stocker dans un endroit propre, sans poussière, de l&#39;environnement pour une utilisation ultérieure. </li></ol></li><li> Dimensionnement et câblageÉlément double jauges <ol><li> Coupez deux éléments collés à une taille finale de 3 x 3 mm avec un scalpel # 11 ou seule lame lame de rasoir. Retard de coupe de la partie supérieure des deux éléments à l&#39;heure actuelle dans le but de disposer d&#39;un espace pour la manipulation en toute sécurité de l&#39;élément (Figure 1A). </li><li> Chaque élément nécessite un fil à quatre conducteurs fabriqués à partir de trois conducteurs, liable, Teflon fil isolé (P / N 336 ETP). Démonter un 30 cm tressé brin de fil à trois conducteurs en trois fils constitutifs. </li><li> Pour fabriquer un câble à quatre fils, paire l&#39;un des fils simples résultant avec le fil de même couleur contenue dans une deuxième longueur de 30 cm de trois fils conducteurs. Dans les étapes suivantes, ces fils de couleur correspondant seront rejoints à l&#39;extrémité terminale pour former un fil commun pour la souche finale jauge (figure 1B). </li><li> Retirer environ 1 mm d&#39;isolant en téflon des deux extrémités de chaque fil avec une pince à dénuder thermiques. Utilisation activé sol de colophaneDering flux et soudure à basse température (183 ° C Point de fusion) d&#39;étain le fil se termine avec un fer à souder. </li><li> Pour l&#39;étape suivante, une pointe de microsoldering est nécessaire pour former un joint de soudure plus discret pour éviter d&#39;endommager la chaleur à la couche de film de l&#39;élément (Figure 1C). Pour fabriquer une pointe de microsoldering plus petit, envelopper un petit morceau de fil de cuivre (~ de 0,25 mm de diamètre) une fois autour de la pointe à souder standard, assurant que le fil de cuivre s&#39;étend au-delà de la durée de la panne standard. </li><li> Flux seulement les plaquettes de soudure sur un côté de la double élément lié avec un pinceau propre 10-0 et soudure d&#39;un seul plomb et l&#39;un des fils du commun appariés à la pastille de soudure (figure 1D). Flux résiduel peut être retiré après avec un pinceau propre trempé dans un solvant à base de résine. </li><li> Répétez le processus sur le côté opposé, veiller à ce que le reste de fil conducteur commun est soudé à la plage en face de l&#39;initiative commune d&#39;origine. </li></ol></li><li> Test d&#39;unee epoxying double élément jauges <ol><li> Prise de connecteurs d&#39;or de soudure (E363 / 0) vers les extrémités libres des fils conducteurs. A ce stade, la jauge de contrainte se connecter à un amplificateur d&#39;enregistrement (décrite ci-dessous) pour vérifier l&#39;intégrité de l&#39;ensemble d&#39;élément double. </li><li> Mesurer la résistance avec une bonne qualité voltmètre ohms. Éléments s&#39;inscrivent une résistance d&#39;environ 350 Ω. Connexions insuffisantes ressouder à ce point de soudure frais. </li><li> Si les connexions de soudure et l&#39;assemblage de l&#39;élément double sont jugés satisfaisants, enlevez tout film d&#39;élément restant. </li><li> Isoler les joints de soudure sur les plots de soudure élément d&#39;une fine couche de résine époxy-silicone caoutchouc en deux parties (P / N E211). Pour de meilleurs résultats, guérir partiellement la résine pendant 20 - 30 min avant l&#39;application (figure 1E). </li></ol></li><li> Encapsulant deux jauges de contrainte de l&#39;élément en silicone <ol><li> Couper trois morceaux de feuille de silicone de 0,5 mm d&#39;épaisseur (P / N 20 à 20) à 15 mm 2 et cpencher la silicone avec de l&#39;eau distillée. Couper un morceau de feuille de silicone en forme de U afin d&#39;accueillir l&#39;assemblage final de l&#39;élément à double encapsulation sans déformation de la silicone (figure 1F). </li><li> Enduire les surfaces intérieures des feuilles de silicone sans entailles avec un adhésif silicone transparent. </li><li> Sandwich de l&#39;ensemble à deux éléments dans l&#39;encoche et les feuilles extérieures alignées, puis appuyez doucement tout excès de silicone, ainsi que des bulles d&#39;air, du centre vers l&#39;extérieur. Serrer avec précaution l&#39;ensemble encapsulé entre deux blocs de métal en barre pendant 24 heures afin d&#39;assurer une épaisseur uniforme et qu&#39;aucune déformations se produisent. </li><li> Permettre à l&#39;excès de silicone de rester le long des frontières de l&#39;assemblage et de la guérison. Cet excès sera retiré lorsque la feuille de silicone est coupé aux dimensions désirées finales (généralement 6 mm x 8 mm, de la figure 1G). </li></ol></li><li> Achèvement du connecteur de fil et d&#39;étalonnage <ol><li> Renforcer la brasuredes connecteurs femelles d&#39;or sur le fil borne individuelle conduit à 3 mm (1/8 pouce) gaine thermorétractable et aligner dans un socle en plastique électrode (MS363, figure 1H). Fixez le piédestal de l&#39;électrode et des fils de diamètre 0,125 et 0,25 pouce gaine thermorétractable pour éviter toute déconnexion pendant l&#39;expérience (figure 1E). </li><li> Signaux des jauges de contrainte sont traités par un amplificateur de pont à gain élevé (P / N AMP-01-SG). Connectez la jauge de contrainte à l&#39;amplificateur en utilisant un câble avec un connecteur accouplé (363 - SL / 6) pour faire correspondre le socle de l&#39;électrode. Le bouchon fileté offre une sécurité supplémentaire pour maintenir les signaux sans interruption pendant l&#39;expérience. </li><li> Réglez les paramètres Bridge, d&#39;équilibre et de gain de l&#39;amplificateur à une jauge de contrainte dédiée par les instructions du fabricant. Fixer l&#39;extrémité de la jauge de contrainte, où les fils sortent horizontalement à une pince rigide et calibrer en plaçant une charge statique de 1 g à l&#39;extrémité opposée de la manière décrite à l&#39;origine par Pascaud et collègues2, 16, 17. </li></ol></li></ol> 2. procédures chirurgicales pour aiguë Implantation de jauge de contrainte <ol><li> Protection des animaux et de préparation: <ol><li> Alimentation priver les animaux de laboratoire la nuit avant l&#39;implantation chirurgicale (l&#39;eau peut être fournie ad libitum). </li><li> Profondément anesthésier l&#39;animal. Thiobutabarbital (100 - 150 mg / kg; ip chez le rat) est préférable pour le terminal implantation des jauges de contrainte et d&#39;expérimentation en raison de l&#39;effet anesthésique soutenue et un minimum de modifications des réflexes gastriques chez le rat 10 (c&#39;est à dire, non-survie.). Test de l&#39;absence de patte pincée réflexe de déterminer la profondeur de l&#39;anesthésie. </li><li> Préparer le rat pour la chirurgie aseptique dictée par la conception expérimentale et approuvé des lignes directrices IACUC, y compris la stérilisation des instruments chirurgicaux, le rasage sites d&#39;incision, l&#39;application de pommade vétérinaire de l&#39;œil et de désinfection tous les domaines chirurgicaux. REMARQUE: Si la jauge de contrainte est adapté à une utilisation chronique, stériliser lela jauge de contrainte seulement avec de l&#39;oxyde d&#39;éthylène (gaz) stérilisation. L&#39;utilisation de techniques de chaleur ou de stérilisation chimique peut endommager la jauge de contrainte. </li></ol></li><li> L&#39;intubation trachéale pour des expériences de terminaux: <ol><li> Pour une longue durée, terminal, expériences intuber le rat avec un tube trachéal pour maintenir les voies respiratoires ouvertes. Faire un 1 - cm incision médiane 2 sur la face ventrale du cou du bord inférieur de la mandibule à la fourchette sternale. </li><li> Séparez les muscles de la sangle sous-jacentes à l&#39;aide de dissection sur la ligne médiane pour exposer la trachée. Isoler la trachée de l&#39;œsophage sous-jacents et placer une boucle de 3-0 Ethilon suture entre la trachée et l&#39;œsophage pour former une ligature. </li><li> Ouvrir la trachée en avant en faisant un petit incison dans la membrane entre deux des anneaux cartilagineux de la trachée juste distale à la glande thyroïde. Insérer un petit morceau de tube de polyéthylène (P / N PE-270), 5 mm de longueur (et biseautée à une extrémité) dans la trachéeet fixez-le en place avec la ligature. </li><li> Mettez les muscles de la sangle en place et suturer la peau sus-jacente avec 3-0 Ethilon. </li></ol></li><li> Jauge instrumentation de surface gastro-intestinal: <ol><li> Faire passer les quatre coins de la jauge de contrainte à 4-5 cm de longueur de 4-0, ou plus petite, une suture de soie en utilisant une aiguille stérile de cercle 08.03 ° 14 du point de cône avant l&#39;intervention chirurgicale. Suture soie offre un haut niveau de flexibilité et est moins susceptible d&#39;endommager la silicone encapsuler l&#39;élément de jauge de contrainte. REMARQUE: fil de soie est acceptable pour les chirurgies non-survie et pour des applications internes, où la mèche de bactéries dans une barrière épithéliale n&#39;est pas un risque. Dans des applications nécessitant une chirurgie de survie, une suture prolène est nécessaire afin de réduire le risque d&#39;infection inhérent aux fibres de tissu tressé de fil de suture de soie. </li><li> Effectuez une laparotomie par incision de la peau de l&#39;abdomen le long de la ligne médiane. Section de la musculature muscle droit de l&#39;abdomen le longla ligne blanche de raccordement (avasculaire) pour prévenir les saignements. Ensuite, faire une incision médiane très superficielle dans le péritoine pariétal pour éviter lacérant viscères abdominaux sous-jacent. </li><li> Extérioriser l&#39;estomac à l&#39;aide d&#39;un coton-tige imbibé de solution saline applicateurs. Maintenir l&#39;estomac dans la position en plaçant soigneusement sur une compresse de gaze imbibée de solution saline à l&#39;extrémité caudale de l&#39;incision abdominale. </li><li> Aligner la grille de la jauge de contrainte encapsulé en parallèle avec les fibres musculaires lisses circulaires. En utilisant les sutures auparavant filetés (étape 2.3.1), fixez les coins de la jauge à la surface de la séreuse ventrale du corpus gastrique à l&#39;aide d&#39;une pointe effilée aiguille n ° 14 3/8 de cercle. Afin de minimiser les lésions tissulaires et les saignements potentiel, ne pas utiliser d&#39;aiguille de coupe tranchant et ne pas percer des vaisseaux sanguins superficiels sur la surface de l&#39;estomac. </li><li> Commencez le modèle de suture de la jauge le long de la grande courbure de l&#39;estomac près du fond / frontière de corpus et de procédersuivant le long du fond / corpus frontière vers la petite courbure. La séreuse sous-tend la jauge de contrainte ne doit être ni mou, ni trop étiré pour obtenir les meilleurs résultats. </li><li> Remettez soigneusement l&#39;estomac à sa position anatomique utilisant un coton-tige applicateurs imbibé de sérum physiologique. </li><li> Dans un modèle aigu, extériorisation de la jauge de contrainte conduit à l&#39;extrémité caudale de l&#39;incision sur la ligne médiane avant la fermeture de l&#39;incision abdominale. Fixez les fils libres à l&#39;animal (par exemple., Pied arrière) afin de fournir de décharge de traction lors de la manipulation de l&#39;animal ou le connecteur de fil terminal. Fermer les muscles grands droits de l&#39;abdominus et la peau abdominale séparément avec 3-0 suture en nylon. Dans un modèle chronique, sécuriser les fils sous-cutanée sur la face dorsale du rat et extérioriser leur au-dessus du crâne 18. </li><li> Après l&#39;instrumentation chirurgicale, placer les animaux dans un cadre stéréotaxique pour soutenir la tête et élever la partie supérieure du torse. Cette dernière étape permet de réduire les reartefact de inspiration pendant l&#39;enregistrement. Surveiller la température rectale et maintenue à 37 ± 1 ° C en utilisant un coussin chauffant asservi. </li><li> A l&#39;issue d&#39;expériences de terminaux utilisant l&#39;anesthésie thiobutabarbital, l&#39;animal doit être euthanasié dans une manière compatible avec American Veterinary Medical Association (AVMA) Lignes directrices sur l&#39;euthanasie. </li></ol></li><li> Enregistrements de la motilité gastrique: <ol><li> Amplifier le signal de jauge de contrainte avec un amplificateur disponible dans le commerce de pont DC. </li><li> Enregistrer les signaux de sortie DC sur un ordinateur à l&#39;aide de la fonction d&#39;enregistreur graphique d&#39;un système d&#39;acquisition de données disponibles dans le commerce. NOTE: Une copie papier de la sortie de l&#39;amplificateur peut être généré par un enregistreur graphique de polygraphe. </li></ol></li></ol> 3. Représentant mesure de contractions gastriques Après stimulation du tronc cérébral <ol><li> L&#39;exposition de tronc cérébral et quatrième ventricule <ol><li> Après l&#39;instrumentation chirurgicale, et placement de l&#39;animal anesthésié thiobutabarbital dans un cadre stéréotaxique, effectuer une 1,5 à 2 cm de l&#39;incision de la peau de la ligne médiane de l&#39;os occipital vers la base du cou. </li><li> Séparer le tissu conjonctif de rejoindre les ventres musculaires bilatérales des muscles du cou sous-jacents le long de la ligne médiane (muscles, du plus superficiel au profond sont releveur auris longus partie crânienne, la partie caudale auris longus releveur, et platysma partie crânienne). </li><li> Détachez du long releveur de l&#39;Auris de l&#39;os occipital fois la ligne médiane est clairement définie et exposée. </li><li> Dégager prudemment la région caudale du crâne à l&#39;aide de dissection à détacher platysma muscle de la dure-mère sous-jacente. </li><li> Utilisez une nouvelle aiguille 25 G à détacher soigneusement la dure-mère le long du trou occipital extension bilatérale vers les condyles occipitaux. </li><li> Utilisez # 5 pince Dumont pour enlever la pie-mère et l&#39;arachnoïde méninges recouvrant la quatrième ventricule et exposer le tronc cérébral. </li></ol></li><li> Administration quatrième ventricule thyrotropine releasing hormone ou de nitroprussiate de sodium par voie intraveineuse <ol><li> Peser et dissoudre l&#39;hormone de libération de la thyrotropine (TRH) dans une solution saline stérile pour obtenir une concentration finale de 50 uM de TRH. </li><li> Peser et dissoudre le nitroprussiate de sodium (SNP) dans une solution saline stérile pour obtenir une concentration finale de 150 uM de SNP. </li><li> En utilisant une seringue de 10 ul, 2 pi d&#39;administrer la TRH (dose finale est égale à 100 pmol) à la face dorsale du quatrième ventricule cérébral pour faciliter l&#39;enregistrement des contractions gastriques. </li><li> En utilisant une seringue stérile et 27 aiguille G, administrer 150 pmol / kg de SNP par la veine de la queue pour faciliter l&#39;enregistrement de relaxation gastrique. </li></ol></li></ol>

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Physiol. 230, 389-397 (1976).</li><li>Fukuda, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impaired+gastric+motor+activity+after+abdominal+surgery+in+rats.">Impaired gastric motor activity after abdominal surgery in rats.</a> Neurogastroenterol. Motil. 17 (2), 245-250 (2005).</li><li>Browning, K. N., Babic, T., Holmes, G. M., Swartz, E., Travagli, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+critical+re-evaluation+of+the+specificity+of+action+of+perivagal+capsaicin.">A critical re-evaluation of the specificity of action of perivagal capsaicin.</a> J. Physiol. 591 (6), 1563-1580 (2013).</li></ol>

The authors declare that they have no competing financial interests. The suppliers listed in this manuscript are provided for reference only.

Les procédures présentées ici permettent de fabriquer des laboratoires individuels sensibles à jauges de contrainte décoratifs pour des applications biologiques, y compris, mais sans s&#39;y limiter, la motilité gastro-intestinale chez le petit animal de laboratoire. Depuis la fabrication commerciale de ces jauges de contrainte a cessé, les laboratoires de l&#39;enquête fonction gastro-intestinale sont limités à d&#39;autres techniques qui peuvent ne pas permettre la gamme complète des applications expérimen...

Des études expérimentales in vivo que le dossier gastro-intestinal (GI) de la motilité dans un certain nombre de conditions expérimentales restent un outil puissant pour comprendre les processus normaux et physiopathologiques sous-jacents nécessaires à l&#39;homéostasie des éléments nutritifs. Traditionnellement, de nombreuses méthodologies expérimentales, certaines similitudes avec ceux trouvés dans la pratique clinique 1, ont été utilisées pour quantifier directement les changements dans GI taux de contraction 2-5, la pression intraluminale 6, 7, ou le transit gastro-intestinal des marqueurs non-résorbables 8, 9 ou les isotopes stables 10-12. Chacune de ces techniques a des avantages et des inconvénients spécifiques, qui ont été traités précédemment dans la littérature. Par exemple, l&#39;utilitaire de ballon manométrie pour quantifier les changements de pression a été mise en doute en raison de la conformité intrinsèque du matériau du ballon alors que la reprise gastro-intestinal des marqueurs non résorbables exige euthanasier l&#39;anima expérimentall pour un seul point de données. Récemment, l&#39;application et la validation d&#39;un cathéter de pression artérielle miniaturisé a été rapporté que propose un procédé non-chirurgical pour le contrôle de la contractilité gastrique chez les rats et les souris 3. Même si un capteur de pression placé orogastrically élimine efficacement les facteurs de confusion sur la fonction gastro-intestinale en évitant des interventions chirurgicales invasives, une telle approche ne convient que pour les préparations anesthésiés. En outre, l&#39;absence d&#39;orientation visuelle ne permet pas le placement uniforme du transducteur à l&#39;intérieur des régions spécifiques de l&#39;estomac. En tant que telle, cette demande est limitée à l&#39;estomac ou du colon depuis visualisation, couplée avec le fil de la sonde relativement rigide, dans le duodénum ou l&#39;iléon n&#39;est pas une option. De même, la biosusceptometry courant (ACB) autre technique biomagnétique a été validée pour l&#39;analyse GI de contraction 4. Bien que la technique de PBR fournit une ap non invasiveapproche pour mesurer les contractions gastro-intestinaux, ACB souffre d&#39;une limitation similaire à ce que l&#39;utilisation des médias de détection magnétique ingéré ne permet pas l&#39;enregistrement précis des régions spécifiques du tractus gastro-intestinal. Cette limitation peut être surmontée par l&#39;implantation chirurgicale de marqueurs magnétiques. Néanmoins, la technique de ACB exige que l&#39;animal soit anesthésié pour la collecte des données. Ultrasonomicrometry a été utilisée dans certains GI étudie 13, 14 afin de profiter de la petite taille, l&#39;espace, et les avantages temporels de piézo-électriques émetteurs / récepteurs de cristal. Vagues de gastrique contraction des muscles lisses ne sont pas un événement à haute fréquence et se produisent à un rythme d&#39;environ 3 - 5 cycles / min. Par conséquent, les avantages temporels de sonomicrométrie peut ne pas être nécessaire pour justifier le coût. En outre, alors que le mouvement linéaire est mesurée avec précision sonomicrométrie, les limites ont été présentés concernant les données gastro préciseinterprétation qui pourraient résulter de l&#39;implantation d&#39;un nombre insuffisant de cristaux 14. Sur la base des dessins originaux de Bass et ses collègues 2, 15 ce protocole visualisé documente davantage la fabrication étape par étape et l&#39;application expérimentale de la miniature, deux jauges de contrainte de l&#39;élément dont la sensibilité et la flexibilité pour l&#39;enregistrement des contractions musculaires lisses sur toute la GI voies. Les dimensions des éléments de jauges de contrainte sont adaptés à toutes les applications de rongeurs depuis sensibilité et la taille de la jauge de contrainte fini sont les plus dépendants des feuilles de silicone encapsulant les éléments. Ces jauges de contrainte sont facilement adaptés pour une application aiguë et chronique chez les modèles anesthésiés et se comportant librement animaux de laboratoire offrant ainsi une seule technique pour la quantification des contractions des muscles lisses.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Strain gage element</td>
			<td>Micro-Measurements (Vishay Product Group)</td>
			<td>EA-06-031-350</td>
			<td>&#160;Linear pattern, foil, stress analysis strain gage (2 required) 
			<a href="http://www.vishaypg.com/micro-measurements/">www.vishaypg.com/micro-measurements/</a> 
			or 
			<a href="http://www.vishaypg.com/docs/11070/031ce.pdf">http://www.vishaypg.com/docs/11070/031ce.pdf</a></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>epoxy-phenolic adhesive</td>
			<td>M-bond 610</td>
			<td>General purpose adhesive for bonding strain gage elements</td>
			<td><a href="http://www.vishaypg.com/docs/11024/wirecable.pdf">http://www.vishaypg.com/docs/11024/wirecable.pdf</a></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3 conductor insulated wire</td>
			<td>336-FTE</td>
			<td>Fine gage, flexible general purpose wire</td>
			<td><a href="http://www.vishaypg.com/docs/11024/wirecable.pdf">http://www.vishaypg.com/docs/11024/wirecable.pdf</a></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flux and rosin solvent kit</td>
			<td>FAR-2 M-Flux AR kit</td>
			<td>Liquid solder flux</td>
			<td><a href="http://www.vishaypg.com/docs/11023/soldacce.pdf">http://www.vishaypg.com/docs/11023/soldacce.pdf</a></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Solder</td>
			<td>361A-20R-25</td>
			<td>Optimized and recommended for strain gage applications</td>
			<td><a href="http://www.vishaypg.com/docs/11023/soldacce.pdf">http://www.vishaypg.com/docs/11023/soldacce.pdf</a></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gold socket connector</td>
			<td>PlasticsOne</td>
			<td>E363/0</td>
			<td>Socket contact for electrode pedestal 
			<a href="http://www.plastics1.com/PCR/Catalog/Item.php?item=407">http://www.plastics1.com/PCR/Catalog/Item.php?item=407</a></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electrode pedestal</td>
			<td>MS363</td>
			<td>Secure platform for wire contacts</td>
			<td><a href="http://www.plastics1.com/PCR/Catalog/Item.php?item=499">http://www.plastics1.com/PCR/Catalog/Item.php?item=499</a></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6-wire cable</td>
			<td>363 PLUG W/VINYL SL/6</td>
			<td>Pre-fabricated vinyl-coated cable (in customized lengths) with plug adaptor to match electrode pedestal and tinned solder lugs on terminal end</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silicone rubber casting compound</td>
			<td>EIS electrical products</td>
			<td>Elan Tron E211</td>
			<td>Potting medium for gage/wire solder joints 
			<a href="http://www.eis-inc.com/">http://www.eis-inc.com</a></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HOTweezers</td>
			<td>Meisei Corporation</td>
			<td>Model 4B</td>
			<td>Wire insulation strippers 
			<a href="http://www.impexron.us/">http://www.impexron.us</a></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Soldering station</td>
			<td>Weller (Apex Tool Group)</td>
			<td>WES 51</td>
			<td>High quality soldering equipment 
			<a href="http://www.apexhandtools.com/weller/index.cfm">http://www.apexhandtools.com/weller/index.cfm</a></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Available through http://www.eis-inc.com or http://www.amazon.com</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silicone sheet</td>
			<td>Trelleborg Sealing Solutions Northborough-Life Sciences</td>
			<td>Pharmelast 20-20</td>
			<td>Encapsulating strain gauge elements 
			10 B Forbes Road Northborough, MA 01532 (800) 634-2000</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Amplifier</td>
			<td>Experimetria Ltd</td>
			<td>AMP-01-SG</td>
			<td> 
			<a href="http://experimetria.com/Biological_amplifiers.php">http://experimetria.com/Biological_amplifiers.php</a></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

fabrication and implantation of miniature dual-element strain gages for measuring in vivo gastrointestinal contractions in rodents.

Gastrointestinal dysfunction remains a major cause of morbidity and mortality. Indeed, gastrointestinal (GI) motility in health and disease remains an area of productive research with over 1,400 published animal studies in just the last 5 years. Numerous techniques have been developed for quantifying smooth muscle activity of the stomach, small intestine, and colon. In vitro and ex vivo techniques offer powerful tools for mechanistic studies of GI function, but outside the context of the integrated systems inherent to an intact organism. Typically, measuring in vivo smooth muscle contractions of the stomach has involved an anesthetized preparation coupled with the introduction of a surgically placed pressure sensor, a static pressure load such as a mildly inflated balloon or by distending the stomach with fluid under barostatically-controlled feedback. Yet many of these approaches present unique disadvantages regarding both the interpretation of results as well as applicability for in vivo use in conscious experimental animal models. The use of dual element strain gages that have been affixed to the serosal surface of the GI tract has offered numerous experimental advantages, which may continue to outweigh the disadvantages. Since these gages are not commercially available, this video presentation provides a detailed, step-by-step guide to the fabrication of the current design of these gages. The strain gage described in this protocol is a design for recording gastric motility in rats. This design has been modified for recording smooth muscle activity along the entire GI tract and requires only subtle variation in the overall fabrication. Representative data from the entire GI tract are included as well as discussion of analysis methods, data interpretation and presentation.

Les données représentatives d&#39;un rat thiobutabarbital-anesthésié sont présentés sur la figure 2. L&#39;tracé supérieur représente les contractions corpus gastriques du rat au cours de l&#39;administration du tronc de l&#39;hormone de libération de la thyrotropine (TRH, 100 pmol), une motilité améliorant peptide connu 3, 19. Il montre contractions de base avant l&#39;augmentation de l&#39;activité phasique du muscle lisse gastrique. Note: L&#39;analyse de ces pics de contracti...

Watch this Scientific Journal Video about Fabrication and Implantation of Miniature Dual-element Strain Gages for Measuring In Vivo Gastrointestinal Contractions in Rodents. at JoVE.com

Fabrication and Implantation of Miniature Dual-element Strain Gages for Measuring In Vivo Gastrointestinal Contractions in Rodents.

The in vivo measurement of smooth muscle contractions along the gastrointestinal tract of laboratory animals remains a powerful, though underutilized, technique. Flexible, dual element strain gages are not commercially available and require fabrication. This protocol describes the construction of reliable, inexpensive strain gages for acute or chronic implantation in rodents.

Fabrication et implantation de miniatures à double élément jauges de contrainte pour mesurer<em&gt; In Vivo</em&gt; Gastro contractions chez les rongeurs.

Gastrointestinal dysfunction remains a major cause of morbidity and mortality. Indeed, gastrointestinal (GI) motility in health and disease remains an ...

fabrication-implantation-miniature-dual-element-strain-gages-for

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Fabrication and Implantation of Miniature Dual-element Strain Gages for Measuring In Vivo Gastrointestinal Contractions in Rodents.

10.2K vues.  Penn State University College of Medicine. The in vivo measurement of smooth muscle contractions along the gastrointestinal tract of laboratory animals remains a powerful, though underutilized, technique. Flexible, dual element strain gages are not commercially available and require fabrication. This protocol describes the construction of reliable, inexpensive strain gages for acute or chronic implantation in rodents.

Vidéo: Fabrication and Implantation of Miniature Dual-element Strain Gages for Measuring In Vivo Gastrointestinal Contractions in Rodents.

Fabrication of Electrochemical-DNA Biosensors for the Reagentless Detection of Nucleic Acids, Proteins and Small Molecules

As medicine is currently practiced, doctors send specimens to a central laboratory for testing and thus must wait hours or days to 
receive the results. Many patients would be better served by rapid, bedside tests. To this end our laboratory and others have developed a versatile, reagentless 
biosensor platform that supports the quantitative, reagentless, electrochemical detection of nucleic acids (DNA, RNA), proteins (including antibodies) and small 
molecules analytes directly in unprocessed clinical and environmental samples. In this video, we demonstrate the preparation and use of several biosensors in this 
"E-DNA" class. In particular, we fabricate and demonstrate sensors for the detection of a target DNA sequence in a polymerase chain reaction mixture, an HIV-specific antibody and the drug cocaine. The preparation procedure requires only three hours of hands-on effort followed by an overnight incubation, and their use requires only minutes.

"E-DNA" sensors, reagentless, electrochemical biosensors that perform well even when challenged directly in blood and other complex matrices, have been adapted to the detection of a wide range of nucleic acid, protein and small molecule analytes. Here we present a general procedure for the fabrication and use of such sensors.

La fabrication des électrochimique de l&#39;ADN des Biocapteurs pour la détection sans réactif d&#39;acides nucléiques, protéines et petites molécules

As medicine is currently practiced, doctors send specimens to a central laboratory for testing and thus must wait hours or days to 
receive the results. ...

Recherche

Bio-ingénierie

Quantification of Global Diastolic Function by Kinematic Modeling-based Analysis of Transmitral Flow via the Parametrized Diastolic Filling Formalism

Quantitative cardiac function assessment remains a challenge for physiologists and clinicians.&#160;Although historically invasive methods have comprised the only means available, the development of noninvasive imaging modalities (echocardiography, MRI, CT) having high temporal and spatial resolution provide a new window for quantitative diastolic function assessment. Echocardiography is the agreed upon standard for diastolic function assessment, but indexes in current clinical use merely utilize selected features of chamber dimension (M-mode) or blood/tissue motion (Doppler) waveforms without incorporating the physiologic causal determinants of the motion itself.&#160;The recognition that all left ventricles (LV) initiate filling by serving as mechanical suction pumps allows global diastolic function to be assessed based on laws of motion that apply to all chambers. What differentiates one heart from another are the parameters of the equation of motion that governs filling. Accordingly, development of the Parametrized Diastolic Filling (PDF) formalism&#160;has shown that the entire range of clinically observed early transmitral flow (Doppler E-wave) patterns are extremely well fit by the laws of damped oscillatory motion.&#160;This permits analysis of individual E-waves in accordance with a causal mechanism (recoil-initiated suction) that yields three (numerically) unique lumped parameters whose physiologic analogues are chamber stiffness (k), viscoelasticity/relaxation (c), and load (xo).&#160;The recording of transmitral flow (Doppler E-waves) is standard practice in clinical cardiology and, therefore, the echocardiographic recording method is only briefly reviewed. Our focus is on determination of the PDF parameters from routinely recorded E-wave data.&#160;As the highlighted results indicate, once the PDF parameters have been obtained from a suitable number of load varying E-waves, the investigator is free to use the parameters or construct indexes from the parameters (such as stored energy 1/2kxo2, maximum A-V pressure gradient kxo, load independent index of diastolic function, etc.) and select the aspect of physiology or pathophysiology to be quantified.

Accurate, causality-based quantification of global diastolic function has been achieved by kinematic modeling-based analysis of transmitral flow via the Parametrized Diastolic Filling (PDF) formalism. PDF generates unique stiffness, relaxation,&#160;and load parameters and elucidates &#39;new&#39; physiology while providing sensitive and specific indexes of dysfunction.

Quantification de Global diastolique fonction de l&#39;analyse basée sur la modélisation cinématique de transmitral débit via le formalisme de remplissage diastolique paramétrée

Quantitative cardiac function assessment remains a challenge for physiologists and clinicians.&#160;Although historically invasive methods have comprised ...

Surgical Technique for the Implantation of Tissue Engineered Vascular Grafts and Subsequent In Vivo Monitoring

The development of Tissue Engineered Vessels (TEVs) is advanced by the ability to routinely and effectively implant TEVs (4-5 mm in diameter) into a large animal model. A step by-step protocol for inter-positional placement of the TEV and real-time digital assessment of the TEV and native carotid arteries is described here. In vivo monitoring is made possible by the implantation of flow probes, catheters and ultrasonic crystals (capable of recording dynamic diameter changes of implanted TEVs and native carotid arteries) at the time of surgery. Once implanted, researchers can calculate arterial blood flow patterns, invasive blood pressure and artery diameter yielding parameters such as pulse wave velocity, augmentation index, pulse pressures and compliance. Data acquisition is accomplished using a single computer program for analysis throughout the duration of the experiment. Such invaluable data provides insight into TEV matrix remodeling, its resemblance to native/sham controls and overall TEV performance in vivo.

Surgical Technique for the Implantation of Tissue Engineered Vascular Grafts and Subsequent In Vivo Monitoring

A step-by-step protocol for the inter-positional placement of Tissue Engineered Vessels (TEVs) into the carotid artery of a sheep using end-to-end anastomosis and real-time digital assessment in vivo until animal sacrifice.

Technique chirurgicale pour l&#39;implantation de l&#39;ingénierie tissulaire vasculaires greffes et suivantes<em&gt; In Vivo</em&gt; Surveillance

The development of Tissue Engineered Vessels (TEVs) is advanced by the ability to routinely and effectively implant TEVs (4-5 mm in diameter) into a large ...

Culturing Mouse Cardiac Valves in the Miniature Tissue Culture System

Heart valve disease is a major burden in the Western world and no effective treatment is available. This is mainly due to a lack of knowledge of the molecular, cellular and mechanical mechanisms underlying the maintenance and/or loss of the valvular structure. 
Current models used to study valvular biology include in vitro cultures of valvular endothelial and interstitial cells. Although, in vitro culturing models provide both cellular and molecular mechanisms, the mechanisms involved in the 3D-organization of the valve remain unclear. While in vivo models have provided insight into the molecular mechanisms underlying valvular development, insight into adult valvular biology is still elusive. 
In order to be able to study the regulation of the valvular 3D-organization on tissue, cellular and molecular levels, we have developed the Miniature Tissue Culture System. In this ex vivo flow model the mitral or the aortic valve is cultured in its natural position in the heart. The natural configuration and composition of the leaflet are maintained allowing the most natural response of the valvular cells to stimuli. The valves remain viable and are responsive to changing environmental conditions. This MTCS may provide advantages on studying questions including but not limited to, how does the 3D organization affect valvular biology, what factors affect 3D organization of the valve, and which network of signaling pathways regulates the 3D organization of the valve.

Here, we present an ex vivo flow model in which murine cardiac valves can be cultured allowing the study of the biology of the valve.

La culture de la souris cardiaque Vannes dans le système de culture de tissus Miniature

Heart valve disease is a major burden in the Western world and no effective treatment is available. This is mainly due to a lack of knowledge of the ...

Gradient Strain Chip for Stimulating Cellular Behaviors in Cell-laden Hydrogel

Artificial guidance for cellular alignment is a hot topic in the field of tissue engineering. Most of the previous research has investigated single strain-induced cellular alignment on a cell-laden hydrogel by using complex experimental processes and mass controlling systems, which are usually associated with contamination issues. Thus, in this article, we propose a simple approach to building a gradient static strain using a fluidic chip with a plastic PDMS cover and a UV transparent glass substrate for the stimulation of cellular behavior in a 3D hydrogel. Overloading photo-patternable cell prepolymer in the fluidic chamber can generate a convex curved PDMS membrane on the cover. After UV crosslinking, through a concentric circular micropattern under the curved PDMS membrane, and buffer washing, a microenvironment for investigating cell behaviors under a variety of gradient strains is self-established in a single fluidic chip, without external instruments. NIH3T3 cells were demonstrated after observing the change in the cellular alignment trend under geometry guidance, in cooperation with strain stimulation, which varied from 15 - 65% on hydrogels. After a 3-day incubation, the hydrogel geometry dominated the cell alignment under low compressive strain, where cells aligned along the hydrogel elongation direction under high compressive strain. Between these, the cells showed random alignment due to the dissipation of the radical guidance of hydrogel elongation and the geometry guidance of the patterned hydrogel.

This article introduces a simple approach to providing non-continuous gradient static strains on a concentric cell-laden hydrogel to regulate cell alignment for tissue engineering.

Gradient de déformation puce pour des comportements cellulaires stimulants en Hydrogel chargés de cellule

Artificial guidance for cellular alignment is a hot topic in the field of tissue engineering. Most of the previous research has investigated single ...

Rigid Embedding of Fixed and Stained, Whole, Millimeter-Scale Specimens for Section-free 3D Histology by Micro-Computed Tomography

For over a hundred years, the histological study of tissues has been the gold standard for medical diagnosis because histology allows all cell types in every tissue to be identified and characterized. Our laboratory is actively working to make technological advances in X-ray micro-computed tomography (micro-CT) that will bring the diagnostic power of histology to the study of full tissue volumes at cellular resolution (i.e., an X-ray Histo-tomography modality). Toward this end, we have made targeted improvements to the sample preparation pipeline. One key optimization, and the focus of the present work, is a straightforward method for rigid embedding of fixed and stained millimeter-scale samples. Many of the published methods for sample immobilization and correlative micro-CT imaging rely on placing the samples in paraffin wax, agarose, or liquids such as alcohol. Our approach extends this work with custom procedures and the design of a 3-dimensional printable apparatus to embed the samples in an acrylic resin directly into polyimide tubing, which is relatively transparent to X-rays. Herein, sample preparation procedures are described for the samples from 0.5 to 10 mm in diameter, which would be suitable for whole zebrafish larvae and juveniles, or other animals and tissue samples of similar dimensions. As proof of concept, we have embedded the specimens from Danio, Drosophila, Daphnia, and a mouse embryo; representative images from 3-dimensional scans for three of these samples are shown. Importantly, our methodology leads to multiple benefits including rigid immobilization, long-term preservation of laboriously-created resources, and the ability to re-interrogate samples.

We developed protocols and designed a custom apparatus to enable embedding of millimeter-scale specimens. We present sample preparation procedures with an emphasis on embedding in acrylic resin and polyimide tubing to achieve rigid immobilization and long-term storage of specimens for the interrogation of tissue architecture and cell morphology by micro-CT.

Rigide incrustation du fixe et tachée, ensemble, échelle millimétrique spécimens pour histologie exempt de Section 3D de Micro-Computed Tomography

For over a hundred years, the histological study of tissues has been the gold standard for medical diagnosis because histology allows all cell types in ...

Fabrication of Ti3C2 MXene Microelectrode Arrays for In Vivo Neural Recording

Implantable microelectrode technologies have been widely used to elucidate neural dynamics at the microscale to gain a deeper understanding of the neural underpinnings of brain disease and injury. As electrodes are miniaturized to the scale of individual cells, a corresponding rise in the interface impedance limits the quality of recorded signals. Additionally, conventional electrode materials are stiff, resulting in a significant mechanical mismatch between the electrode and the surrounding brain tissue, which elicits an inflammatory response that eventually leads to a degradation of the device performance. To address these challenges, we have developed a process to fabricate flexible microelectrodes based on Ti3C2 MXene, a recently discovered nanomaterial that possesses remarkably high volumetric capacitance, electrical conductivity, surface functionality, and processability in aqueous dispersions. Flexible arrays of Ti3C2 MXene microelectrodes have remarkably low impedance due to the high conductivity and high specific surface area of the Ti3C2 MXene films, and they have proven to be exquisitely sensitive for recording neuronal activity. In this protocol, we describe a novel method for micropatterning Ti3C2 MXene into microelectrode arrays on flexible polymeric substrates and outline their use for in vivo micro-electrocorticography recording. This method can easily be extended to create MXene electrode arrays of arbitrary size or geometry for a range of other applications in bioelectronics and it can also be adapted for use with other conductive inks besides Ti3C2 MXene. This protocol enables simple and scalable fabrication of microelectrodes from solution-based conductive inks, and specifically allows harnessing the unique properties of hydrophilic Ti3C2 MXene to overcome many of the barriers that have long hindered the widespread adoption of carbon-based nanomaterials for high-fidelity neural microelectrodes.

Fabrication of Ti3C2 MXene Microelectrode Arrays for In Vivo Neural Recording

We describe here a method for fabricating Ti3C2 MXene microelectrode arrays and utilizing them for in vivo neural recording.

Fabrication de Ti3C2 MXene Microelectrode Arrays pour In Vivo Neural Recording

Implantable microelectrode technologies have been widely used to elucidate neural dynamics at the microscale to gain a deeper understanding of the neural ...

High Throughput Yeast Strain Phenotyping with Droplet-Based RNA Sequencing

The powerful tools available to edit yeast genomes have made this microbe a valuable platform for engineering. While it is now possible to construct libraries of millions of genetically distinct strains, screening for a desired phenotype remains a significant obstacle. With existing screening techniques, there is a tradeoff between information output and throughput, with high-throughput screening typically being performed on one product of interest. Therefore, we present an approach to accelerate strain screening by adapting single cell RNA sequencing to isogenic picoliter colonies of genetically engineered yeast strains. To address the unique challenges of performing RNA sequencing on yeast cells, we culture isogenic yeast colonies within hydrogels and spheroplast prior to performing RNA sequencing. The RNA sequencing data can be used to infer yeast phenotypes and sort out engineered pathways. The scalability of our method addresses a critical obstruction in microbial engineering.

A bottleneck in the &#8216;design-build-test&#8217; cycle of microbial engineering is the speed at which we can perform functional screens of strains. We describe a high-throughput method for strain screening applied to hundreds to thousands of yeast cells per experiment that utilizes droplet-based RNA sequencing.

Phénottypage à haute teneur en levures avec séquençage à base d’ARN à base de gouttelette

The powerful tools available to edit yeast genomes have made this microbe a valuable platform for engineering. While it is now possible to construct ...

Measuring 3D In-vivo Shoulder Kinematics using Biplanar Videoradiography

The shoulder is one of the human body's most complex joint systems, with motion occurring through the coordinated actions of four individual joints, multiple ligaments, and approximately 20 muscles. Unfortunately, shoulder pathologies (e.g., rotator cuff tears, joint dislocations, arthritis) are common, resulting in substantial pain, disability, and decreased quality of life. The specific etiology for many of these pathologic conditions is not fully understood, but it is generally accepted that shoulder pathology is often associated with altered joint motion. Unfortunately, measuring shoulder motion with the necessary level of accuracy to investigate motion-based hypotheses is not trivial. However, radiographic-based motion measurement techniques have provided the advancement necessary to investigate motion-based hypotheses and provide a mechanistic understanding of shoulder function. Thus, the purpose of this article is to describe the approaches for measuring shoulder motion using a custom biplanar videoradiography system. The specific objectives of this article are to describe the protocols to acquire biplanar videoradiographic images of the shoulder complex, acquire CT scans, develop 3D bone models, locate anatomical landmarks, track the position and orientation of the humerus, scapula, and torso from the biplanar radiographic images, and calculate the kinematic outcome measures. In addition, the article will describe special considerations unique to the shoulder when measuring joint kinematics using this approach.

Biplane videoradiography can quantify shoulder kinematics with a high degree of accuracy. The protocol described herein was specifically designed to track the scapula, humerus, and the ribs during planar humeral elevation, and outlines the procedures for data collection, processing, and analysis. Unique considerations for data collection are also described.

Mesure de la cinématique 3D in vivo de l’épaule à l’aide de la vidéoradiographie biplanaire

The shoulder is one of the human body's most complex joint systems, with motion occurring through the coordinated actions of four individual joints, ...

A Micropatterning Assay for Measuring Cell Chirality

Chirality is an intrinsic cellular property, which depicts the asymmetry in terms of polarization along the left-right axis of the cell. As this unique property attracts increasing attention due to its important roles in both development and disease, a standardized quantification method for characterizing cell chirality would advance research and potential applications. In this protocol, we describe a multicellular chirality characterization assay that utilizes micropatterned arrays of cells. Cellular micropatterns are fabricated on titanium/gold-coated glass slides via microcontact printing. After seeding on the geometrically defined (e.g., ring-shaped), protein-coated islands, cells directionally migrate and form a biased alignment toward either the clockwise or the counterclockwise direction, which can be automatically analyzed and quantified by a custom-written MATLAB program. Here we describe in detail the fabrication of micropatterned substrates, cell seeding, image collection, and data analysis and show representative results obtained using the NIH/3T3 cells. This protocol has previously been validated in multiple published studies and is an efficient and reliable tool for studying cell chirality in vitro.

We present a protocol for determining multicellular chirality in vitro, using the micropatterning technique. This assay allows for automatic quantification of the left-right biases of various types of cells and can be used for screening purposes.

Un test de micromodélisme pour mesurer la chiralité cellulaire

Chirality is an intrinsic cellular property, which depicts the asymmetry in terms of polarization along the left-right axis of the cell. As this unique ...