We would like to thank Prof David Walker for his technical advice and provision of equipment in the development of this technique. This work is supported by the Victorian Government&#8217;s Operational Infrastructure Support Program. This work was partly supported by the Victorian Government&#8217;s Operational Infrastructure Support Program.

REMARQUE: La procédure expérimentale suivante est approuvé par le Comité d&#39;éthique animale à l&#39;Université Monash et réalisée conformément aux dispositions du Code australien de pratiques pour le soin et l&#39;utilisation des animaux à des fins scientifiques (2006). Adultes C57BL / 6 femelles souris utilisées pour générer les résultats représentatifs ont été obtenues à partir des Services animaliers de Monash. Les souris ont été logées dans un local spécifique de l&#39;agent pathogène, température et humidité contrôlées avec un cycle de lumière-obscurité de 12 heures. Ces souris avaient un accès libre à la nourriture et de l&#39;eau. 1 Configuration initiale <ol><li> Connectez l&#39;ordinateur portable / de bureau à la machine d&#39;acquisition de données pour l&#39;enregistrement via un câble USB. </li><li> Connectez l&#39;amplificateur pont de &#39;sortie 1&#39; à &#39;entrée 1&#39; de la machine d&#39;acquisition de données via un câble BNC. </li><li> Insérez le capteur de pression en «voie 1» de la Octal Pont Amp. Mettez l&#39;appareil d&#39;acquisition de données et ouvrir le logiciel d&#39;analyse. Le logiciel devrait autodétecter automatiquement la configuration de l&#39;équipement (voir tableau des matériaux et de l&#39;équipement). </li><li> Les réglages des canaux ouverts trouvés dans la barre d&#39;outils de configuration du logiciel. Changer le nombre de canaux en cours d&#39;enregistrement à 1. </li><li> Mettre en place le baromètre pour mesurer la pression ambiante et l&#39;appareil de colonne d&#39;eau pour calibrer l&#39;amplificateur Bridge. Appareil de colonne d&#39;eau comprend deux pipettes de seringue 5 ml sérologiques reliés par des tubes en plastique. </li><li> Remplissez les colonnes avec de l&#39;eau et s&#39;assurer que les niveaux d&#39;eau sont équilibrés avec une règle. Raccorder une section de tube en matière plastique à la partie supérieure de chaque pipette. Figure 2 montre la colonne d&#39;eau créée. </li></ol> 2 Pont Amplificateur étalonnage Remarque: Pour étalonner l&#39;amplificateur de pont d&#39;une injection d&#39;air dans la colonne d&#39;eau est nécessaire pour créer un 1 cm H 2 O déviation. Cela se produit dans un seul ensemble de conditions et dépend de l&#39;appareil de l&#39;utilisateur. Pour plus de précisions ces étapes demonstrate comment ce laboratoire serait effectuer l&#39;étalonnage. <ol><li> Retirer une seringue de 1 ml à 300 pi; fixer la seringue au robinet d&#39;arrêt à l&#39;extrémité de la tubulure sur le côté droit de la colonne d&#39;eau. REMARQUE: Assurez-vous que le robinet est ouvert à la seringue et la colonne d&#39;eau, et fermé à l&#39;air ambiant. Si les niveaux d&#39;eau ne sont pas équilibrés, à ce stade, tourner le robinet de sorte qu&#39;il est ouvert à l&#39;air ambiant et la colonne d&#39;eau, ce sera à rééquilibrer l&#39;eau. Le tube sur le côté gauche de la colonne d&#39;eau doit être connecté au transducteur de pression pour mesurer la variation de pression provoquée par la chute de la seringue. </li><li> Fixer le tube de la colonne d&#39;eau sur le côté gauche du connecteur sur le transducteur de pression (supérieure annulaire du transducteur). </li><li> Sélectionnez le menu déroulant en bas trouvé près de la voie 1 à l&#39;écran principal sur le côté droit du logiciel et sélectionnez &quot;ampli Bridge&quot; (voir tableau des matériaux et de l&#39;équipement). </li><li> Entrerles paramètres à 5 mV, 20 Hz passe-bas, cocher la case «inverti» et cliquez sur «zéro». Cliquez sur &#39;zéro&#39; pour fixer la trace à ~ 0 mV. Réduire la taille de la fenêtre à 4: 1 pour faciliter la visualisation. </li><li> Avec tout mis en place, appuyer sur la seringue de 1 ml, laissant pendant 3 sec. Cela fera apparaître une hausse soudaine sur le logiciel parce que la pression a changé. Lorsque les 300 ul est enfoncée la pression déplace l&#39;eau dans la colonne d&#39;eau de 1 cm. Cette valeur connue aidera calibrer l&#39;amplificateur Bridge. NOTE: L&#39;augmentation de la pression dans la chambre en raison de la dépression 300 pi correspond à la valeur P K utilisée pour des calculs ultérieurs. </li><li> Sélectionnez «unités d&#39;entrée», trouvées sur le coin inférieur gauche de la fenêtre Bridge Amp. </li><li> Mettez en surbrillance le &quot;trace de fond&quot; avant le pic autrement connu comme la «Région zéro». <ol><li> Cliquez sur la flèche à côté de «point 1» et cela produira le bacsignal de kground dans la gamme de -0.002 mV 0,002 mV (la valeur ne sera jamais exactement à 0 mV). </li><li> Type de «0» dans la fenêtre adjacente à la fenêtre du signal de fond. </li></ol></li><li> Mettez en surbrillance le &quot;zone de pression accrue de graphique&quot; à partir de quand la seringue est enfoncé. Cliquez sur la flèche au point 2 et la valeur doit être dans la gamme de 0,9-1,2 mV. <ol><li> Type «1» dans la fenêtre à côté de la fenêtre &quot;pression accrue&quot;. Pour une clarification visuelle sur les mesures 2.7 et 2.8 se référer à la Figure 3. Valeurs trouvées en dehors des plages spécifiées peuvent indiquer des dommages à l&#39;octal Pont Amp. </li></ol></li><li> Aller à «définir des unités» qui se trouve dans le coin supérieur droit de la fenêtre et sélectionnez &quot;cmH 2 O&quot;. Si cette option n&#39;est pas disponible, elle peut être saisie manuellement. Cliquez sur OK. </li><li> Retour au menu «Pont Amp» (voir 2.1). Sélectionnez 1 mV et réglez l&#39;amplificateur à «zéro»;. Cela viendra compléter l&#39;étalonnage et la colonne d&#39;eau peut être retiré en toute sécurité. </li></ol> Fonction 3 Enregistrement du poumon <ol><li> Peser la souris (g). REMARQUE: Une semaine avant l&#39;évaluation physiologique introduire la souris à l&#39;environnement de la chambre de pléthysmographie. Cela aidera à réduire le stress et l&#39;acclimatation lors de l&#39;exécution de cette procédure à une date ultérieure. Pour un schéma d&#39;ensemble montrant la configuration UWBP, s&#39;il vous plaît se référer à la Figure 4. </li><li> Mesurer la température du corps avec un thermomètre rectal. Graisser le thermomètre avec de la vaseline avant l&#39;insertion. Enregistrez la lecture de la température et de nettoyer le lubrifiant hors 80% (v / v) d&#39;éthanol. Si l&#39;on utilise de très petits animaux tels que les souriceaux nouveau-nés, la valeur moyenne de la température corporelle peut être déterminée avec un thermomètre infrarouge à la place. </li><li> Placer la sonde d&#39;humidité / température par rapport à l&#39;extrémité d&#39;un trou de la chambre de pléthysmographie. Enregistrer la température, l&#39;humidité et barometric pression à l&#39;intérieur de la chambre de pléthysmographie avant de passer à l&#39;intérieur de la souris. </li><li> Placez la souris dans la chambre de la pléthysmographie, couvrir légèrement l&#39;extrémité ouverte. Cela permet à la souris pour s&#39;acclimater. Fermez la chambre. </li><li> Avec la sonde de température / humidité inséré dans le côté de la chambre de pléthysmographie avec un trou, maintenant insérer la seringue dans le transducteur et de l&#39;autre côté avec les deux trous. </li><li> Appuyez sur &#39;Start&#39; sur le logiciel et d&#39;enregistrer pendant environ 15-45 secondes. Fiche 5-10 sec de données où l&#39;animal ne se déplace pas. Mouvement va modifier la physiologie respiratoire de base de l&#39;animal et de fournir des résultats médiocres. La respiration doit osciller sur un trajet linéaire sur le programme. Ce sont des données utilisables. Remarque: la miction ou la défécation peut conduire à une augmentation de la température et de l&#39;humidité à l&#39;intérieur de la chambre de pléthysmographie. Cela occulter les résultats lors de l&#39;analyse. Dans le cas de la miction ou la défécation, arrêter immédiatement l&#39;enregistrement et nettoyer la plchambre de ethysmography avec 80% (v / v) d&#39;éthanol. Reportez-vous à la figure 6 pour une représentation visuelle des résultats sous-optimaux, où les données doivent être rejetés. </li><li> Après avoir enregistré pendant 45 secondes, appuyez sur «Stop» sur le logiciel (voir matériels et ustensiles de table) programme. Débranchez la souris de la chambre de pléthysmographie et enregistrer immédiatement la température et de l&#39;humidité chambre. Ne pas enregistrer continuellement pendant plus de 45 secondes comme cela peut souligner l&#39;animal. </li><li> Retour de la souris dans sa cage, vaporiser et essuyer la chambre avec 80% (v / v) d&#39;éthanol. </li><li> Laisser la chambre à sécher et revenir à la température et l&#39;humidité de base avant de passer à la prochaine souris. Répétez les étapes 3.1 à 3.9 pour les animaux suivants. Remarque: Si plusieurs animaux sont à l&#39;étude, s&#39;assurer que la température de la chambre et le retour de l&#39;humidité à des valeurs de référence proches avant chaque nouvel animal est mis dans la chambre. </li></ol> 4. pléthysmographie analyse Aucunte: Pour calculer les paramètres respiratoires tels que le volume courant (V T) et le volume minute, les variables suivantes doivent être mesurées: le taux de respiration (respirations / min), la respiration totale du temps de cycle (s), d&#39;inspiration / heure d&#39;expiration (Ti / Te, secondes) et le changement de la pression due à chaque volume courant (P T). Figure 1 illustre les variables qui peuvent être mesurées à partir d&#39;une trace. Les étapes suivantes utilisent un logiciel (voir matériaux et de la table de l&#39;équipement) pour mesurer ces variables. Lors de l&#39;analyse, d&#39;éviter les régions de la trace contenant renifler ou mouvement. Pour obtenir des résultats reproductibles, au moins 5 secondes de la bonne trace respiratoire est nécessaire. Pour un exemple de différentes traces de respiration se référer à la Figure 5 et 6. <ol><li> Ouvrez l&#39;écran en plein écran, réglez vue de 1: 1 et sélectionnez 5 secondes de données utilisables. Un cliché représentatif de ceci est montré dans la Figure 5. </li><li> Ouvrez la mini-fenêtre de tampon de données se trouve en haut de la programme dans l&#39;onglet Datapad. Sélectionnez le canal 1 et sélectionnez «mesures de cycle» dans la colonne de gauche et la «hauteur moyenne cyclique» dans la colonne de droite. <ol><li> Sélectionnez «Option» et définir l&#39;échelle pour la détection de crête minimum de 1 (ms). Cela permettra la détection de chaque valeur de crête et devient extrêmement important lors de l&#39;utilisation de petits animaux qui produisent de petites oscillations. </li><li> Cliquez sur &#39;OK&#39;. Ce présentera &#39;déviation de la pression due à chaque volume courant &quot;(P T) de mesure. </li></ol></li><li> Dans le mini-tampon de données, sélectionnez «mesures de cycle» suivi de «nombre d&#39;événements &#39;et cliquez sur&#39; OK &#39;. Ce présentera la «fréquence» (f) mesure. <ol><li> La fréquence doit être converti de respirations / min. Cela se fait en multipliant la valeur de 60 secondes et en divisant le résultat par la durée totale d&#39;enregistrement (min). </li></ol></li><li> Dans le mini-tampon de données, sélectionnez cy »mesures de cle &#39;suivi de&#39; période &#39;et cliquez sur&#39; OK &#39;. Cela présente le «temps total de cycle de respiration» (T tot, s) mesure. </li><li> Les prochaines étapes sont utilisés pour créer une macro-instruction pour générer inspiration et d&#39;expiration des valeurs de pointe de temps. Assurez-vous que le curseur est directement au-dessus du maximum du pic / creux et ajouter un commentaire sur 9 pics et les creux successifs. Commencer avec le sommet de l&#39;oscillation, comme illustré sur la figure 5. </li><li> Par la suite, sélectionnez la fenêtre: tampon de données et de la colonne 1 Dans la fenêtre qui apparaît, cliquez sur &quot;information de sélection» dans la colonne de gauche, la «durée» dans la colonne de droite et cliquez sur &#39;OK&#39;. </li><li> Sélectionnez macro se trouve en haut de programme et puis commencer l&#39;enregistrement. Maintenant, sélectionnez les commandes: &#39;Rechercher&#39;, &#39;Go&#39;, &#39;début du fichier &quot;et cliquez sur&quot; Rechercher &quot;. </li><li> Sélectionner des commandes à: &#39;Rechercher&#39; et &#39;Rechercher commentaires&#39;. Tapez la même phrase typé pour la boîte de commentaire dans le &#39;contenant&#39; case prévue. Choisissez l&#39;onglet &quot;Sélectionner pour point précédent &#39;et&#39; Rechercher &#39;. </li><li> Sélectionnez les commandes: «Ajouter au tampon de données. Ensuite, sélectionnez la macro: macro-commandes et de commencer la répétition. La fenêtre de comptage de répétition qui apparaît devrait être fixé à 9. </li><li> Sélectionnez la commande: «Rechercher le suivant». Sélectionnez la commande: «Ajouter au tampon de données. Enfin, sélectionnez macro-commandes et la répétition de fin. <ol><li> Maintenant, sélectionnez la macro et arrêter l&#39;enregistrement. Enregistrez et nommez la macro après le nombre d&#39;animaux. REMARQUE: La mise en place de la macro pour chaque animal permet la macro à utiliser pour les études longitudinales et gagner du temps. </li></ol></li><li> La macro peut maintenant être exécuté pour obtenir l&#39;Inspiration (T i) et d&#39;expiration (T e) le temps entre chaque commentaire. Les données apparaissent sous la voie 1 du bloc de données. Expiration et l&#39;inspiration se produit consécutivement et les données apparaîtront dans cet ordre. <ol><li> Les données doivent être répartis manuellement dans les valeurs d&#39;inspiration et d&#39;expiration. Faire la moyenne des quatre valeurs de données de chaque paramètre afin d&#39;obtenir la moyenne T i et T e. </li></ol></li><li> Une fois que les valeurs de base ont été dérivées du volume courant (V T, ml) peut être calculée. Pour obtenir le volume de marée de l&#39;équation de Drorbaugh et Fenn 8 est utilisé: V T (ml) = (P T / P K) x (V K) x ((T CORE (P B - P C)) / (T CORE (P B - P C) - T C (P B - P CORE))) Où V T: Volume courant P k: déviation de la pression due à l&#39;injection de 1 ml (Reportez-vous à l&#39;étape 2.5) T de base: la température de base de chaque animal P C: pression de vapeur d&#39;eau à température chambre X humidité relative de chambre T C: la température dans la chambre animaux P noyau: la pression à la température du corps (pression de vapeur de l&#39;eau à la température corporelle x 1,0) P t: déviation de la pression due à chaque volume courant V k: injection de volume pour l&#39;étalonnage P B: pression barométrique </li><li> Une fois que le volume courant a été calculé les paramètres suivants peuvent également être déterminés: <ul><li> Volume minute (ml / min) = V T xf </li><li> Volume minute (ml / min / kg) = (V T xf) / poids corporel (kg) </li><li> V T (ml / kg) = V T (ml) / poids corporel (kg) </li><li> Duty cycle inspiratoire (%) = T i / T tot </li><li> Inspiratoire Débit (ml / sec) = V T / T i </li><li> Ratio du temps d&#39;inspiration au temps d&#39;expiration = T i / T e </li><li> Durée totale du cycle (sec) = temps de Inspiration (s) + temps d&#39;expiration (s) </li></ul></li></ol>

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Pharmacol. 76 (10-11), 945-951 (1998).</li><li>Zhang, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Does+unrestrained+single-chamber+plethysmography+provide+a+valid+assessment+of+airway+responsiveness+in+allergic+BALB/c+mice.">Does unrestrained single-chamber plethysmography provide a valid assessment of airway responsiveness in allergic BALB/c mice.</a> Respir. Res. 10 (61), (2009).</li></ol>

The authors declare that they have no competing interests. The authors have no conflicts to disclose.

La technique décrite ici est une méthode non-invasive pour l&#39;évaluation des paramètres respiratoires des souris effrénés et non anesthésiés. Les points forts de ce protocole sont sa simplicité et de précision pour mesurer la fonction pulmonaire longitudinalement avec des objets minimaux. Il ya, cependant, des limitations et des étapes critiques à noter à propos de la procédure. Tout d&#39;abord et surtout, la souris doit rester calme dans la chambre pour un minimum de cinq secondes. Stress supplémenta...

Dysfonction du poumon est l&#39;une des principales causes de morbidité et de mortalité dans le monde. La condition est caractérisée par l&#39;échange d&#39;oxygène insuffisante, synonyme de la toux, des douleurs thoraciques et dyspnée. Les maladies respiratoires pour ~ 10% de mortalité dans le monde 1. Selon l&#39;Organisation mondiale de la santé, les taux de mortalité vont augmenter à cause du tabagisme persistant, la pollution et les irritants au travail. UWBP est un complément utile pour l&#39;étude de la physiologie du poumon, qui complète fortement biochimique traditionnelle et analyse histologique 2. D&#39;autres procédures utilisées pour l&#39;évaluation du poumon ne fournissent pas les mêmes avantages que UWBP. Pléthysmographie invasive est une technique couramment utilisée qui exige que l&#39;animal soit anesthésié 3,4 et donc, des mesures respiratoires résultant ne sont pas nécessairement le reflet d&#39;un état ​​naturel. En outre, l&#39;exigence de ventilation et chimiques défis mécaniques n&#39;empêche mesures futures 3,4.Une autre méthode de collecte de données respiratoire est en oscillation forcée, qui est plus sensible aux changements dans les plus fins par rapport aux paramètres respiratoires UWBP 5. Oscillation forcée est, cependant, une technique invasive et nécessite résiliation animal pour la collecte de données 5-7. UWBP consiste à placer un animal à l&#39;intérieur d&#39;une chambre spécialisée. Pendant l&#39;inspiration, la marée air est réchauffé et humidifié à l&#39;intérieur des poumons de plus en plus la pression de vapeur d&#39;eau et provoque la dilatation thermique de gaz 8. Cet effet provoque une variation nette de la quantité d&#39;air créant une augmentation de pression dans la chambre de pléthysmographe 8. L&#39;inverse se produit lors de l&#39;expiration créer une forme d&#39;onde respiratoire à partir de l&#39;animal. analyse de forme d&#39;onde est ensuite utilisé pour mesurer à partir de la trace respiratoire: fréquence respiratoire (respirations / min), le temps de cycle de la respiration totale (s), d&#39;inspiration / heure d&#39;expiration (Ti / Te, sec) et les variations de pression dues à chaque volume courant (P T). <strong&gt; Figure 1 illustre chaque origine des mesures à partir d&#39;une trace respiratoire. Ces mesures sont simples à calculer les paramètres respiratoires et multiples peuvent être dérivés à partir de ces mesures. Ces paramètres sont les suivants: volume courant (le volume d&#39;air déplacé entre l&#39;inhalation normale et l&#39;expiration), le volume minute (volume de gaz inhalé par les poumons par minute), le rapport cyclique inspiratoire (le pourcentage de temps d&#39;inspiration pour la durée totale du cycle de la respiration) et débit inspiratoire (la quantité d&#39;air inspiré dans un temps donné). UWBP fournit une analyse précise et non invasive, quantitative de physiologie respiratoire chez des modèles animaux et peut être utilisé pour mesurer la progression de la maladie des voies respiratoires et des poumons 6,9. Contrairement à d&#39;autres techniques de pléthysmographie, UWBP évite l&#39;utilisation de l&#39;anesthésie, les restrictions et les manipulations invasives qui produisent des artefacts et expérimentale variabilité 6,9. Anesthésie peut supprimer la respiration,modifier le rythme cardiaque et peut être difficile à régler 10. Restrictions induisent une augmentation de la respiration due à un stress supplémentaire via la corticostérone et l&#39;adrénaline libèrent 11,13. La principale caractéristique de UWBP est répété évaluation physiologique rendant prêtent à des études longitudinales. UWBP est fortement recommandé pour l&#39;évaluation longitudinale de la physiologie du poumon et offre une compétence précieuse pour l&#39;avenir de l&#39;évaluation des médicaments respiratoires. Bléomycine, l&#39;ovalbumine et l&#39;hypoxie ont été utilisés pour induire défis respiratoires dans plusieurs études et UWBP a réussi à mesurer poumon précis évaluation physiologique 7,9,13-16. Le protocole décrit est conçu pour les souris de laboratoire adulte standard. Cependant, UWBP a été adaptée à d&#39;autres animaux tels que les rats, les cobayes et les primates non humains de 17 à 20. UWBP ne se limite pas seulement à l&#39;évaluation de la dysfonction pulmonaire mais a également été utilisée pour l&#39;évaluation de la maturation pulmonaire 3.La polyvalence, la simplicité et la reproductibilité des UWBP ont établi une excellente technique pour l&#39;évaluation de la fonction pulmonaire chez les animaux. Divers logiciels (voir matériaux et la table de l&#39;équipement) sera tenu de suivre cette procédure. Un scientifique expérimenté serait en mesure d&#39;effectuer ce protocole avec une souris dans 1 heure.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1031">
	<tbody>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;width:263px;">LabChart 7 software (for Macintosh)</td>
			<td style="width:139px;">ADINSTRUMENTS</td>
			<td style="width:155px;">MLU60/7</td>
			<td style="width:475px;">used in protocol step 4</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">PowerLab 8/30 (model ML870)</td>
			<td>ADINSTRUMENTS</td>
			<td>PL3508</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Octal Bridge Amp (model ML228)</td>
			<td>ADINSTRUMENTS</td>
			<td>FE228</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Black BNC to BNC cable (1m)</td>
			<td>ADINSTRUMENTS</td>
			<td style="width:155px;">MLAC01&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Macintosh OS&#160;</td>
			<td>Apple Inc.&#160;</td>
			<td>-</td>
			<td style="width:475px;">Mac OS X 10.4 or later</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Surgipack Digital Rectal Thermometer&#160;</td>
			<td>Vega Technologies</td>
			<td>MT-918</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="34">
			<td height="34" style="height:34px;">Grass volumeteric pressure transducer PT5A</td>
			<td>Grass Instruments Co.</td>
			<td style="width:155px;">Model number PT5A; serial No. L302P4.</td>
			<td style="width:475px;"></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">1ml Syringe</td>
			<td>Becton Dickinson (BD)</td>
			<td>309628</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;width:263px;">5ml serological syringe pipettes</td>
			<td>Greiner Bio One</td>
			<td>606160</td>
			<td style="width:475px;">Connected via plastic tubing</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Balance/Scales</td>
			<td>VWR International, Pty Ltd</td>
			<td>SHIMAUW220D</td>
			<td style="width:475px;">Any weighing balance with of 0.1 gram resolution</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">HM40 Humidity &#38; temperature meter&#160;</td>
			<td>Vaisala&#160;</td>
			<td>HM40A1AB</td>
			<td style="width:475px;"></td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Barometer</td>
			<td>Barometer World</td>
			<td>1586</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="52">
			<td height="52" style="height:52px;">Laboratory tubing</td>
			<td>Dow Corning&#160;</td>
			<td>508-101</td>
			<td style="width:475px;">Used to connect water column to the syringe and pressure transducer</td>
		</tr>
		<tr height="136">
			<td height="136" style="height:136px;width:263px;">Cylindrical Perspex Chamber</td>
			<td>Dynalab Corp.</td>
			<td></td>
			<td style="width:475px;">Custom built cylindrical chamber with internal dimensions as follows: 50mm(w) x 1500mm(l). There are two lids for each side, with dimensions 80mm(l) x 80mm(w). Each lid has a 60mm wide circular hole cut on the face of the lid 50mm deep. This allows the chamber to fit into the lid. A rubber ring is fitted around each hole of the lid where the chamber will fit. For attachment of syringe and pressure transducer, the openings are 5mm in diameter. For attachment of humidity probe, the openings are 25mm in diameter.&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">80% Ethanol (4L)</td>
			<td>VWR International, Pty Ltd</td>
			<td>BDH1162-4LP</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

measuring respiratory function in mice using unrestrained whole-body plethysmography

Dysfonctionnement respiratoire est l&#39;une des principales causes de morbidité et de mortalité dans le monde et les taux de mortalité continuent d&#39;augmenter. L&#39;évaluation quantitative de la fonction pulmonaire chez les rongeurs est un outil important dans le développement de futures thérapies. Communément utilisé des techniques pour évaluer la fonction respiratoire, y compris pléthysmographie invasive et oscillation forcée. Bien que ces techniques fournissent des informations précieuses, la collecte de données peut être lourde avec des objets et de la variabilité expérimentale en raison de la nécessité d&#39;une anesthésie et / ou instrumentation invasive de l&#39;animal. En revanche, sans retenue pléthysmographie corps entier (UWBP) offre un moyen quantitatif précis, non invasif qui pour analyser les paramètres respiratoires. Cette technique permet d&#39;éviter l&#39;utilisation de dispositifs de retenue et l&#39;anesthésie, qui est commun aux techniques traditionnelles de pléthysmographie. Cette vidéo montrera la procédure UWBP y compris l&#39;équipement mis en place, l&#39;étalonnage et les poumons fonction enregistrement. Ilexpliquera comment analyser les données recueillies, ainsi que d&#39;identifier les valeurs aberrantes expérimentales et des objets qui résulte de mouvements d&#39;animaux. Les paramètres respiratoires obtenus en utilisant cette technique comprennent le volume courant, le volume minute, le rapport cyclique inspiratoire, le débit inspiratoire et le rapport du temps d&#39;inspiration au temps d&#39;expiration. UWBP ne repose pas sur des compétences spécialisées et est peu coûteux. Une caractéristique clé de UWBP, et plus attrayant pour les utilisateurs potentiels, est la possibilité d&#39;effectuer des mesures répétées de la fonction pulmonaire sur le même animal.

Lorsque cette procédure a été correctement suivie, une trace d&#39;oscillation cohérente est créé sur le logiciel d&#39;analyse de données. La procédure prévoit une trace des voies respiratoires en quelques minutes après l&#39;installation des calculs informatiques simples pour déterminer les paramètres respiratoires énumérés. Figure 5 représente une trace respiratoire approprié d&#39;une gestion de la souris (en bonne santé). Données oscillant approprié est produit lorsque l&#39;ani...

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Measuring Respiratory Function in Mice Using Unrestrained Whole-body Plethysmography

L&#39;évaluation de la physiologie respiratoire a traditionnellement compté sur des techniques, qui nécessitent une contention ou sédation de l&#39;animal. Effrénée pléthysmographie corps entier, cependant, fournit une analyse précise et non invasive, quantitative de physiologie respiratoire dans des modèles animaux. En outre, la technique permet une évaluation répétée de souris respiratoire permettant d&#39;études longitudinales.

Mesure de la fonction respiratoire chez la souris utilisant effrénée pléthysmographie corps entier

Respiratory dysfunction is one of the leading causes of morbidity and mortality in the world and the rates of mortality continue to rise. Quantitative ...

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Research

JoVE Journal

Biology

30.0K vues.  Monash Institute of Medical Research.  L'évaluation de la physiologie respiratoire a traditionnellement compté sur des techniques, qui nécessitent une contention ou sédation de l'animal. Effrénée pléthysmographie corps entier, cependant, fournit une analyse précise et non invasive, quantitative de physiologie respiratoire dans des modèles animaux. En outre, la technique permet une évaluation répétée de souris respiratoire permettant d'études longitudinales. 

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Measuring Exocytosis in Neurons Using FM Labeling

The ability to measure the kinetics of vesicle release can help provide insight into some of the basics of neurotransmission.  Here we used real-time imaging of vesicles labeled with FM dye to monitor the rate of presynaptic vesicle release.  FM4-64 is a red fluorescent amphiphilic styryl dye that embeds into the membranes of synaptic vesicles as endocytosis is stimulated.  Lipophilic interactions cause the dye to greatly increase in fluorescence, thus emitting a bright signal when associated with vesicles and a nominal one when in the extracellular fluid. After a wash step is used to help remove external dye within the plasma membrane, the remaining FM is concentrated within the vesicles and is then expelled when exocytosis is induced by another round of electrical stimulation. The rate of vesicles release is measured from the resulting decrease in fluorescence.  Since FM dye can be applied external and transiently, it is a useful tool for determining rates of exocytosis in neuronal cultures, especially when comparing the rates between transfected synapses and neighboring control boutons.



The ability to measure the kinetics of vesicle release can help provide insight into some of the basics of neurotransmission. Here we used real-time imaging of vesicles labeled with the red fluorescent dye FM 4-64 to measure the rate of presynaptic vesicle release in hippocampal neuronal cultures.

Mesure exocytose dans les neurones en utilisant un étiquetage FM

The ability to measure the kinetics of vesicle release can help provide insight into some of the basics of neurotransmission.  Here we used real-time ...

Recherche

Biologie

Measuring Blood Pressure in Mice using Volume Pressure Recording, a Tail-cuff Method

The CODA 8-Channel High Throughput Non-Invasive Blood Pressure system measures the blood pressure in up to 8 mice or rats simultaneously. The CODA tail-cuff system uses Volume Pressure Recording (VPR) to measure the blood pressure by determining the tail blood volume. A specially designed differential pressure transducer and an occlusion tail-cuff measure the total blood volume in the tail without the need to obtain the individual pulse signal. Special attention is afforded to the length of the occlusion cuff in order to derive the most accurate blood pressure readings. VPR can easily obtain readings on dark-skinned rodents, such as C57BL6 mice and is MRI compatible. The CODA system provides you with measurements of six (6) different blood pressure parameters; systolic and diastolic blood pressure, heart rate, mean blood pressure, tail blood flow, and tail blood volume. Measurements can be made on either awake or anesthetized mice or rats. The CODA system includes a controller, laptop computer, software, cuffs, animal holders, infrared warming pads, and an infrared thermometer. There are seven different holder sizes for mice as small as 8 grams to rats as large as 900 grams.

The CODA 8-Channel High Throughput Non-Invasive Blood Pressure system measures the blood pressure in up to 8 mice or rats simultaneously. This tail-cuff system uses Volume Pressure Recording (VPR) to measure the blood pressure by determining the tail blood volume.

Mesurer la pression sanguine chez des souris en utilisant enregistrement de la pression du volume, une méthode Queue-coiffe

The CODA 8-Channel High Throughput Non-Invasive Blood Pressure system measures the blood pressure in up to 8 mice or rats simultaneously. The CODA ...

Visualization of Mitochondrial Respiratory Function using Cytochrome C Oxidase / Succinate Dehydrogenase (COX/SDH) Double-labeling Histochemistry

Mitochondrial DNA (mtDNA) defects are an important cause of disease and may underlie aging and aging-related alterations 1,2. The mitochondrial theory of aging suggests a role for mtDNA mutations, which can alter bioenergetics homeostasis and cellular function, in the aging process 3. A wealth of evidence has been compiled in support of this theory 1,4, an example being the mtDNA mutator mouse 5; however, the precise role of mtDNA damage in aging is not entirely understood 6,7.
Observing the activity of respiratory enzymes is a straightforward approach for investigating mitochondrial dysfunction. Complex IV, or cytochrome c oxidase (COX), is essential for mitochondrial function. The catalytic subunits of COX are encoded by mtDNA and are essential for assembly of the complex (Figure 1). Thus, proper synthesis and function are largely based on mtDNA integrity 2. Although other respiratory complexes could be investigated, Complexes IV and II are the most amenable to histochemical examination 8,9. Complex II, or succinate dehydrogenase (SDH), is entirely encoded by nuclear DNA (Figure 1), and its activity is typically not affected by impaired mtDNA, although an increase might indicate mitochondrial biogenesis 10-12. The impaired mtDNA observed in mitochondrial diseases, aging, and age-related diseases often leads to the presence of cells with low or absent COX activity 2,12-14. Although COX and SDH activities can be investigated individually, the sequential double-labeling method 15,16 has proved to be advantageous in locating cells with mitochondrial dysfunction 12,17-21.
Many of the optimal constitutions of the assay have been determined, such as substrate concentration, electron acceptors/donors, intermediate electron carriers, influence of pH, and reaction time 9,22,23. 3,3'-diaminobenzidine (DAB) is an effective and reliable electron donor 22. In cells with functioning COX, the brown indamine polymer product will localize in mitochondrial cristae and saturate cells 22. Those cells with dysfunctional COX will therefore not be saturated by the DAB product, allowing for the visualization of SDH activity by reduction of nitroblue tetrazolium (NBT), an electron acceptor, to a blue formazan end product 9,24. Cytochrome c and sodium succinate substrates are added to normalize endogenous levels between control and diseased/mutant tissues 9. Catalase is added as a precaution to avoid possible contaminating reactions from peroxidase activity 9,22. Phenazine methosulfate (PMS), an intermediate electron carrier, is used in conjunction with sodium azide, a respiratory chain inhibitor, to increase the formation of the final reaction products 9,25. Despite this information, some critical details affecting the result of this seemly straightforward assay, in addition to specificity controls and advances in the technique, have not yet been presented.

Visualization of Mitochondrial Respiratory Function using Cytochrome C Oxidase / Succinate Dehydrogenase COX/SDH Double-labeling Histochemistry

The cytochrome c oxidase/sodium dehydrogenase (COX/SDH) double-labeling method allows for direct visualization of mitochondrial respiratory enzyme deficiencies in fresh-frozen tissue sections. This is a straightforward histochemical technique and is useful in investigating mitochondrial diseases, aging, and aging-related disorders.

Visualisation de la fonction respiratoire mitochondriale utilisant Cytochrome C Oxydase / succinate déshydrogénase (COX / SDH) Double-histochimie étiquetage

Mitochondrial DNA (mtDNA) defects are an important cause of disease and may underlie aging and aging-related alterations 1,2. The mitochondrial theory of ...

Evaluation of Respiratory System Mechanics in Mice using the Forced Oscillation Technique

The forced oscillation technique (FOT) is a powerful, integrative and translational tool permitting the experimental assessment of lung function in mice in a comprehensive, detailed, precise and reproducible manner. It provides measurements of respiratory system mechanics through the analysis of pressure and volume signals acquired in reaction to predefined, small amplitude, oscillatory airflow waveforms, which are typically applied at the subject's airway opening. The present protocol details the steps required to adequately execute forced oscillation measurements in mice using a computer-controlled piston ventilator (flexiVent; SCIREQ Inc, Montreal, Qc, Canada). The description is divided into four parts: preparatory steps, mechanical ventilation, lung function measurements, and data analysis. It also includes details of how to assess airway responsiveness to inhaled methacholine in anesthetized mice, a common application of this technique which also extends to other outcomes and various lung pathologies. Measurements obtained in na&iuml;ve mice as well as from an oxidative-stress driven model of airway damage are presented to illustrate how this tool can contribute to a better characterization and understanding of studied physiological changes or disease models as well as to applications in new research areas.

The present protocol provides a detailed step-by-step description of the procedures required to execute measurements of respiratory system mechanics as well as the assessment of airway responsiveness to inhaled methacholine in mice using the forced oscillation technique (flexiVent; SCIREQ Inc, Montreal, Qc, Canada).

Évaluation de la mécanique de l&#39;appareil respiratoire chez les souris en utilisant la technique d&#39;oscillation forcée

The  forced oscillation technique (FOT) is a powerful, integrative and translational  tool permitting the experimental assessment of lung function in mice ...

Whole-Body Nanoparticle Aerosol Inhalation Exposures

Inhalation is the most likely exposure route for individuals working with aerosolizable engineered nano-materials (ENM). To properly perform nanoparticle inhalation toxicology studies, the aerosols in a chamber housing the experimental animals must have: 1) a steady concentration maintained at a desired level for the entire exposure period; 2) a homogenous composition free of contaminants; and 3) a stable size distribution with a geometric mean diameter &lt; 200 nm and a geometric standard deviation &sigma;g &lt; 2.5 5. The generation of aerosols containing nanoparticles is quite challenging because nanoparticles easily agglomerate. This is largely due to very strong inter-particle forces and the formation of large fractal structures in tens or hundreds of microns in size 6, which are difficult to be broken up. Several common aerosol generators, including nebulizers, fluidized beds, Venturi aspirators and the Wright dust feed, were tested; however, none were able to produce nanoparticle aerosols which satisfy all criteria 5.
A whole-body nanoparticle aerosol inhalation exposure system was fabricated, validated and utilized for nano-TiO2 inhalation toxicology studies. Critical components: 1) novel nano-TiO2 aerosol generator; 2) 0.5 m3 whole-body inhalation exposure chamber; and 3) monitor and control system. Nano-TiO2 aerosols generated from bulk dry nano-TiO2 powders (primary diameter of 21 nm, bulk density of 3.8 g/cm3) were delivered into the exposure chamber at a flow rate of 90 LPM (10.8 air changes/hr). Particle size distribution and mass concentration profiles were measured continuously with a scanning mobility particle sizer (SMPS), and an electric low pressure impactor (ELPI). The aerosol mass concentration (C) was verified gravimetrically (mg/m3). The mass (M) of the collected particles was determined as M = (Mpost-Mpre), where Mpre and Mpost are masses of the filter before and after sampling (mg). The mass concentration was calculated as C = M/(Q*t), where Q is sampling flowrate (m3/min), and t is the sampling time (minute). The chamber pressure, temperature, relative humidity (RH), O2 and CO2 concentrations were monitored and controlled continuously. Nano-TiO2 aerosols collected on Nuclepore filters were analyzed with a scanning electron microscope (SEM) and energy dispersive X-ray (EDX) analysis.
In summary, we report that the nano-particle aerosols generated and delivered to our exposure chamber have: 1) steady mass concentration; 2) homogenous composition free of contaminants; 3) stable particle size distributions with a count-median aerodynamic diameter of 157 nm during aerosol generation. This system reliably and repeatedly creates test atmospheres that simulate occupational, environmental or domestic ENM aerosol exposures.

A whole-body nanoparticle aerosol inhalation exposure facility was constructed for nano-sized titanium dioxide (TiO2) inhalation toxicology studies. This system provides nano-TiO2 aerosol test atmospheres that have: 1) a steady mass concentration; 2) a homogenous composition free of contaminants; and 3) a stable particle size distribution during aerosol generation.

Nanoparticules corps entier des expositions par inhalation d&#39;aérosols

Inhalation is the most likely exposure route for individuals working with aerosolizable engineered nano-materials (ENM). To properly perform nanoparticle ...

Measuring Glutathione-induced Feeding Response in Hydra

Hydra is among the most primitive organisms possessing a nervous system and chemosensation for detecting reduced glutathione (GSH) for capturing the prey. The movement of prey organisms causes mechanosensory discharge of the stinging cells called nematocysts from hydra, which are inserted into the prey. The feeding response in hydra, which includes curling of the tentacles to bring the prey towards the mouth, opening of the mouth and consequent engulfing of the prey, is triggered by GSH present in the fluid released from the injured prey. To be able to identify the molecular mechanism of the feeding response in hydra which is unknown to date, it is necessary to establish an assay to measure the feeding response. Here, we describe a simple method for the quantitation of the feeding response in which the distance between the apical end of the tentacle and mouth of hydra is measured and the ratio of such distance before and after the addition of GSH is determined. The ratio, called the relative tentacle spread, was found to give a measure of the feeding response. This assay was validated using a starvation model in which starved hydra show an enhanced feeding response in comparison with daily fed hydra.

Here we describe a simple assay for the quantification of the feeding response in hydra induced by the reduced form of glutathione. This assay relies on measuring the distance between the apical end of the tentacle and mouth of hydra.

Mesure induite glutathion-réponse d&#39;alimentation à Hydra

Hydra is among the most primitive organisms possessing a nervous system and chemosensation for detecting reduced glutathione (GSH) for capturing the prey. ...

Functional Reconstitution and Channel Activity Measurements of Purified Wildtype and Mutant CFTR Protein

The Cystic Fibrosis Transmembrane Conductance Regulator (CFTR) is a unique channel-forming member of the ATP Binding Cassette (ABC) superfamily of transporters. The phosphorylation and nucleotide dependent chloride channel activity of CFTR has been frequently studied in whole cell systems and as single channels in excised membrane patches. Many Cystic Fibrosis-causing mutations have been shown to alter this activity. While a small number of purification protocols have been published, a fast reconstitution method that retains channel activity and a suitable method for studying population channel activity in a purified system have been lacking. Here rapid methods are described for purification and functional reconstitution of the full-length CFTR protein into proteoliposomes of defined lipid composition that retains activity as a regulated halide channel. This reconstitution method together with a novel flux-based assay of channel activity is a suitable system for studying the population channel properties of wild type CFTR and the disease-causing mutants F508del- and G551D-CFTR. Specifically, the method has utility in studying the direct effects of phosphorylation, nucleotides and small molecules such as potentiators and inhibitors on CFTR channel activity. The methods are also amenable to the study of other membrane channels/transporters for anionic substrates.

Described here is a rapid and effective procedure for functional reconstitution of purified wild-type and mutant CFTR protein that preserves activity for this chloride channel, which is defective in Cystic Fibrosis. Iodide efflux from reconstituted proteoliposomes mediated by CFTR allows studies of channel activity and the effects of small molecules.

Reconstitution fonctionnelle et Activité du Chan mesures de type sauvage purifiée et Mutant protéine CFTR

The Cystic Fibrosis Transmembrane Conductance Regulator (CFTR) is a unique channel-forming member of the ATP Binding Cassette (ABC) superfamily of ...

Measuring the Stiffness of Ex Vivo Mouse Aortas Using Atomic Force Microscopy

Arterial stiffening is a significant risk factor and biomarker for cardiovascular disease and a hallmark of aging. Atomic force microscopy (AFM) is a versatile analytical tool for characterizing viscoelastic mechanical properties for a variety of materials ranging from hard (plastic, glass, metal, etc.) surfaces to cells on any substrate. It has been widely used to measure the stiffness of cells, but less frequently used to measure the stiffness of aortas. In this paper, we will describe the procedures for using AFM in contact mode to measure the ex vivo elastic modulus of unloaded mouse arteries. We describe our procedure for isolation of mouse aortas, and then provide detailed information for the AFM analysis. This includes step-by-step instructions for alignment of the laser beam, calibration of the spring constant and deflection sensitivity of the AFM probe, and acquisition of force curves. We also provide a detailed protocol for data analysis of the force curves.

Measuring the Stiffness of Ex Vivo Mouse Aortas Using Atomic Force Microscopy

We present detailed protocols for isolation of aortas from mouse and measurement of their elastic modulus using atomic force microscopy.

Mesure de la rigidité de<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Souris aortes Utiliser Atomic Force Microscopy

Arterial stiffening is a significant risk factor and biomarker for cardiovascular disease and a hallmark of aging. Atomic force microscopy (AFM) is a ...

Measuring RAN Peptide Toxicity in C. elegans

C. elegans is commonly used to model age-related neurodegenerative diseases caused by repeat expansion mutations, such as Amyotrophic Lateral Sclerosis (ALS) and Huntington&#8217;s disease. Recently, repeat expansion-containing RNA was shown to be the substrate for a novel type of protein translation called repeat-associated non-AUG-dependent (RAN) translation. Unlike canonical translation, RAN translation does not require a start codon and only occurs when repeats exceed a threshold length. Because there is no start codon to determine the reading frame, RAN translation occurs in all reading frames from both sense and antisense RNA templates that contain a repeat expansion sequence. Therefore, RAN translation expands the number of possible disease-associated toxic peptides from one to six. Thus far, RAN translation has been documented in eight different repeat expansion-based neurodegenerative and neuromuscular diseases. In each case, deciphering which RAN products are toxic, as well as their mechanisms of toxicity, is a critical step towards understanding how these peptides contribute to disease pathophysiology. In this paper, we present strategies to measure the toxicity of RAN peptides in the model system C. elegans. First, we describe procedures for measuring RAN peptide toxicity on the growth and motility of developing C. elegans. Second, we detail an assay for measuring postdevelopmental, age-dependent effects of RAN peptides on motility. Finally, we describe a neurotoxicity assay for evaluating the effects of RAN peptides on neuron morphology. These assays provide a broad assessment of RAN peptide toxicity and may be useful for performing large-scale genetic or small molecule screens to identify disease mechanisms or therapies.

Measuring RAN Peptide Toxicity in C. elegans

Repeat-associated non-ATG-dependent translational products are emerging pathogenic features of several repeat expansion-based diseases. The goal of the protocol described is to evaluate toxicity caused by these peptides using behavioral and cellular assays in the model system C. elegans.

Mesurer RAN Peptide Toxicity à C. elegans

C. elegans is commonly used to model age-related neurodegenerative diseases caused by repeat expansion mutations, such as Amyotrophic Lateral Sclerosis ...

In vivo Measurement of Knee Extensor Muscle Function in Mice

Skeletal muscle plasticity in response to countless conditions and stimuli mediates concurrent functional adaptation, both negative and positive. In the clinic and the research laboratory, maximal muscular strength is widely measured longitudinally in humans, with knee extensor musculature the most reported functional outcome. Pathology of the knee extensor muscle complex is well documented in aging, orthopedic injury, disease, and disuse; knee extensor strength is closely related to functional capacity and injury risk, underscoring the importance of reliable measurement of knee extensor strength. Repeatable, in vivo assessment of knee extensor strength in pre-clinical rodent studies offers valuable functional endpoints for studies exploring osteoarthritis or knee injury. We report an in vivo and non-invasive protocol to repeatedly measure isometric peak tetanic torque of the knee extensors in mice across time. We demonstrate consistency using this novel method to measure knee extensor strength with repeated assessment in multiple mice producing similar results.

Quantification of knee extensor maximal strength is imperative to understand functional adaptations to aging, disease, injury, and rehabilitation. We present a novel method to repeatedly measure in vivo knee extension isometric peak tetanic torque.

Mesure in vivo de la fonction musculaire extensrice du genou chez la souris

Skeletal muscle plasticity in response to countless conditions and stimuli mediates concurrent functional adaptation, both negative and positive. In the ...