Cette étude a été soutenue par des subventions SR1 CA 135561, R01 CA151494, CA174432 et R01 P3013330 des Instituts nationaux de la santé. Nous tenons à remercier Michele Houston, Elena Dhima et le Dr Anna Velcich pour leurs précieux commentaires dans l&#39;élaboration du protocole d&#39;isolement de la crypte. Nous remercions également la formation sur le diabète et le Centre de recherche de l&#39;Albert Einstein College of Medicine soutenu par le NIH P60DK20541, et le Dr Michael Brownlee et le Dr Xue Liang-Du, qui dirigent et exploiter les installations Seahorse, respectivement.

Cette étude a été réalisée en conformité avec les recommandations du Guide pour le soin et l&#39;utilisation des animaux de laboratoire des National Institutes of Health. Le protocole a été approuvé par le Comité d&#39;éthique de l&#39;expérimentation animale de l&#39;Albert Einstein College of Medicine. 1. Crypte Isolement et culture <ol><li> Isolation des cryptes de l&#39;intestin grêle: <ol><li> Isoler cryptes intestinales de tout modèle de souris d&#39;intérêt. Euthanasier les souris avec du CO 2 suivie d&#39;une dislocation cervicale. </li><li> Ouvrez l&#39;abdomen longitudinalement et remplir l&#39;intestin grêle (SI) avec une solution saline tamponnée froid glace phosphate, PBS (-Ca 2+; -Mg 2+) avec 2x antibiotique antifongique (anti-anti). Rapidement isoler l&#39;intestin grêle. </li><li> Bien disséquer sans graisse mésentérique aide d&#39;un scalpel. Veillez à ne pas perforer le tissu - en tout temps garder le tissu humide avec PBS glacé. Ouvrez inteStine longitudinalement et laver soigneusement avec du PBS glacé. </li><li> Couper l&#39;intestin grêle en deux sections et aplatir à l&#39;aide d&#39;un coton-tige humide, doucement gratter les villosités en utilisant une lame de pré-refroidissement. Laver vigoureusement dans PBS glacé plusieurs fois. </li><li> Incuber 3 min dans 20 ml de PBS 1X par 3 mM d&#39;acide éthylènediaminetétraacétique (EDTA) /0.5 mM de dithiothréitol (DTT) pour la dissociation non enzymatique du tissu. </li><li> Couper le tissu en petits morceaux (2-4 mm) en utilisant une lame de rasoir sur une lame de pré-refroidi. Transférer les morceaux dans un tube de 50 ml contenant 20 ml de PBS refroidi à la glace. </li><li> Pipette et doucement 10x en utilisant une pipette de 10 ml stérile à usage unique. Laissez fragments de tissus sédimentent par gravité. Retirer le surnageant avec une pipette. Répétez trois fois de plus; assurez-vous surnageant est clair. </li><li> Ajouter 20 ml de PBS par 2 mM EDTA. Swirl et incuber à 4 ° C pendant 30 min sous agitation légère. </li><li> Laissez sédiments de tissus et éliminer le surnageant. Ajouter 15 ml PBS glacé et pipettede haut en bas 5x avec une pipette de 10 ml. Soit les fragments de tissus et des sédiments recueillir le surnageant comme une fraction (F1). Répéter collecte F2-F5, chaque fraction maintenu séparément. </li><li> Ajouter 15 ml PBS glacé et cette fois agiter vigoureusement à la main pendant 15 secondes. Recueillir F6 et F7 pour répéter, F8. Si des morceaux de tissus commencent à flotter, appuyez sur pour les aider à régler. </li><li> Inspecter une partie aliquote de chaque fraction sous le microscope. Mettent en commun les fractions contenant cryptes. </li><li> Faire passer les fractions combinées à travers un tamis cellulaire en nylon de 70 pm, la collecte des cryptes dans un tube de 50 ml. </li><li> Centrifugeuse à 100 g pendant 5 min à 4 ° C, éliminer le surnageant et remettre le culot dans 10 ml PBS glacé avec cryptes anti-anti-transfert et 2x à un tube de 15 ml. Répétez le lavage une fois de plus. </li><li> Laver les cryptes une fois avec 10 ml glacée ADF, avancée DMEM / F-12 (Dulbecco &quot;s Modified Eagle Medium / Ham&quot; s F-12) - 2x anti-anti. </li><li> Laver les cryptes une fois avec 10 ml de ADF - 1x anti-anti. </li><li> Comptez le nombre de cryptes en utilisant un hématimètre. Ajuster le volume de la solution de crypte et transférer dans un tube de 1,5 ml de sorte que la concentration finale de la crypte sera remis en suspension lors de 100-500 cryptes par 50 pi de mélange de protéines gélatineux (Matrigel). Centrifuger à 100 g pendant 5 min à 4 ° C et remettre les cryptes dans le mélange de protéine gélatineux. </li><li> Plaque 50 pi de crypte - gélatineux suspension de mélange de protéines par puits dans une plaque de 24 puits (zone de croissance: 2 cm 2), plaçant soigneusement la chute de suspension au centre de chaque puits. Maintenir la plaque dans un CO 2, à 37 ° C pendant ~ 30 incubateur min jusqu&#39;à ce que la suspension se solidifie. </li><li> Ajouter 500 ul médias glacée de culture complet (Advanced DMEM / F12 avec 1x contre - contre 10 mM 4- (2-hydroxyéthyl) -1-piperazineethanesulfonic (HEPES), 1x GlutaMAX, 1x B27, supplément de 1x N2, 1 mM N-acétyl-L-cystéine (NAC), 50 ng / ml de facteur de croissance épidermique (EGF), 100 ng / mlCaboche, 500 ng / ml R-Spondin). <ol><li> Reconstituer les facteurs de croissance à 0,1% de sérum-albumine bovine (BSA) dans du PBS. </li></ol></li></ol></li><li> Crypte Organoid Culture et Passage: <ol><li> Passage organites de la crypte 14-21 jours après l&#39;ensemencement (ou au besoin) comme suit: <ol><li> Changer médias chaque vendredi et lundi. Le mercredi, remplacer la moitié des médias avec les médias fraîche. </li></ol></li><li> Retirer le milieu de culture. Laver l&#39;échantillon deux fois avec 500 ul de PBS à 5 min d&#39;intervalle. </li><li> Retirer du PBS et casser doucement le mélange de protéines gélatineux en utilisant une pointe de micro pipette P1000 stérile. </li><li> Ajouter milieux de culture 1 ml complet à un seul puits et remettre en suspension les organites dans 1 ml médias. </li><li> Perturber légèrement les organites aide d&#39;un P1000 par aspiration et refoulement 20-30x (vérifier au microscope pour la dissociation organoïde bon avec un bon rendement de la crypte jusqu&#39;à une technique cohérente est développé). </li><li> Transférer les cryptes à un tube de 1,5 ml;centrifuger à 100 xg à 4 ° C, 5 min. </li><li> Laver le culot deux fois avec 1 ml de milieu de culture complet. </li><li> Split à un rapport de 1: 3 ou 1: 6 en tant que besoin, des cryptes remise en suspension dans 50 ul de Matrigel par puits. Procédez comme décrit ci-dessus (section 1.1.16-18). </li></ol></li><li> Crypte de congélation Organoid: <ol><li> Retirer le milieu de culture. Laver l&#39;échantillon avec 500 ul de PBS. </li><li> Disperser le mélange de protéines gélatineux en utilisant une pointe de pipette P1000. </li><li> Ajouter 1 ml de milieu à un seul puits et remettre en suspension les organites dans 1 ml médias. </li><li> Casser délicatement les organites aide d&#39;un P1000 par aspiration et refoulement 20-30x. </li><li> Transférer les organites à un tube de 1,5 ml. Centrifugeuse à 100 g à 4 ° C, 5 min. </li><li> Laver le culot deux fois avec 1 ml de milieu de culture complet. </li><li> cryptes de remettre en suspension dans 500 ul de gel médias. </li><li> cryptes de transfert à un cryotube, placer le tube dans un récipient de congélation et de stocker dans un congélateur à -80 ° C overniGHT. </li><li> Transfert des cryptes de l&#39;azote liquide 2 réservoir. <ol><li> Récupérer organites de la crypte gelés par la fonte rapidement dans un bain d&#39;eau à 37 C °. Laver avec 500 ul de milieu de culture complet une fois, centrifuger à 100 x g, 5 min et remettre en suspension dans le mélange de protéine gélatineuse, et la culture comme décrit ci-dessus. Pour une meilleure récupération, ajouter un inhibiteur de ROCK (Y-27632) au milieu de congélation. </li></ol></li></ol></li></ol> 2. Crypte Organoid métabolisme Assay <ol><li> Plaque de 24 puits Préparation: <ol><li> Isoler et compter cryptes selon le protocole (voir la section 1.1 pour l&#39;isolement de la crypte et la section 1.2 pour le passage de la crypte). </li><li> cryptes de remettre en suspension dans le mélange de protéines gélatineux (100-200 cryptes par 20 pi). </li><li> Plate crypte gélatineuse mélange de protéines en suspension dans une plaque de 24 puits essai (assurez-vous qu&#39;il ya au moins trois exemplaires pour chaque échantillon) et permet la suspension se solidifier à 37 ° C en CO 2incubateur; puis ajouter 500 ul de milieu de culture complet. </li><li> cryptes de culture (comme décrit dans la section 1.1) et d&#39;observer au microscope jusqu&#39;à cryptes deviennent des organites pleinement développés. </li></ol></li><li> Extracellulaire Flux test: <ol><li> Hydrate cartouche pendant une nuit dans un non-CO 2 (0% de CO 2), 37 ° C incubateur. </li><li> Retirez le milieu de culture et laver deux fois avec 500 organoïdes DMEM ul (sans: glucose, L-glutamine, du pyruvate de sodium et de bicarbonate de sodium et avec: rouge phénol). Attendez 5 min. </li><li> Ajouter 675 ul par puits milieu analytique (DMEM avec 2 mM de L-glutamine et 5 mM de D-glucose) dans chaque puits. </li><li> Vérifier morphologie microscopique de crypte de sorte que organites et le mélange de protéines gélatineux sont intactes après les lavages. Incuber 1 heure à une non-CO 2, 37 ° C incubateur. </li><li> Préparation des composés 10 uM injectables (oligomycine, le carbonyl cyanide p-trifluoro-méthoxy-phényl-hydrazone (FCCP), rotenone) en milieu de dosage. </li><li> Mise en place de la cartouche en chargeant 75 pi de 10 um composés injectables dans les ports de la cartouche de façon séquentielle: Port A - oligomycine; Port B - FCCP; Port et C - roténone (Les concentrations finales au cours de l&#39;essai sera de 1 M). </li><li> Incuber cartouche 30 min - 1 heure à 37 ° C dans un incubateur à CO 2 non. </li><li> En même temps, activez l&#39;Analyzer XF et créer le modèle de protocole d&#39;essai. </li><li> Insérer la cartouche et la plaque d&#39;utilité dans Analyzer XF et exécuter &quot;calibrer&quot; cartouche. </li><li> Vérifiez organites de la crypte au microscope afin de s&#39;assurer qu&#39;ils sont attachés au mélange de protéines gélatineux. </li><li> cellule de charge plaque de culture dans le protocole d&#39;essai de l&#39;appareil et l&#39;exécution. </li></ol></li></ol>

<ol>
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Il n&#39;y a aucune divulgation.

Nous avons testé le taux de consommation d&#39;oxygène (OCR) et le taux d&#39;acidification extracellulaire (ECAR) de cryptes isolées à partir de souris âgées de 8 mois et cultivées en organites ex vivo. Après la mesure du taux de base, le métabolisme crypte a été évaluée en ajoutant oligomycine, cyanure de carbonyle -p-trifluoromethoxyphenylhydrazone (FCCP) et la roténone, séquentiellement. Basal OCR et ECAR base ont été enregistrées 0-29 min (figure 2A</s...

Le cancer colorectal (CCR) est la troisième cause de décès liés au cancer aux États-Unis. Cancer du côlon sporadique --à-dire celle qui résulte plus tard dans la vie (&gt; 50 ans) et sans facteurs génétiques prédisposant claires - représentent environ 80% de tous les cas, avec une incidence fortement influencée par les habitudes alimentaires à long terme 1,2. Ces tumeurs présentent un changement métabolique à la dépendance de la glycolyse oxydatif, connu comme l&#39;effet Warburg, qui peut en partie faire des concentrations plus élevées de blocs de construction cellulaires et de l&#39;énergie disponibles (par glutaminolysis) pour permettre et peut-être d&#39;atteindre des taux élevés de prolifération des cellules tumorales 3-5 . Études sur le cancer du côlon ainsi que d&#39;autres cancers gastro-intestinaux, y compris les petits cancers de l&#39;intestin fournissent des indications importantes sur la cause de la formation de tumeurs. Étudier les différences métaboliques entre les états normaux, pro-tumorigènes et tumorigènes de systèmes d&#39;organes gastro-intestinaux peuvent aider detESILIATION de risque relatif pour le développement de la tumeur ainsi que la détection précoce des néoplasies. De plus, la compréhension de métabolisme bioénergétique impliquant la respiration mitochondriale et la glycolyse donnera un aperçu fondamental dans la façon dont la physiologie cellulaire, le vieillissement et la maladie perturbe l&#39;homéostasie intestinale état. L&#39;utilisation de la technologie bioénergétique de dosage pour l&#39;analyse de flux extracellulaire peut évaluer le taux de respiration mitochondriale et de la glycolyse en même temps dans les cellules en croissance en culture en temps réel de 6,7. Jusqu&#39;à récemment, les études in vitro de l&#39;intestin grêle ont été limités à des lignées cellulaires dérivées de tumeurs bénignes ou malignes 8,9 et ne représentent pas la physiologie de l&#39;épithélium intestinale normale et l&#39;influence du micro-environnement dans lequel elles résident. En 2009, Sato et al. 10 ex vivo introduit un système de culture à croissance tridimensionnelle (3D) de souris organites épithéliales de l&#39;intestin, ou epithElial «mini-tripes&quot;, adapté à des recherches expérimentales, diagnostiques et thérapeutiques 10,11. En outre, cryptes isolées de souris soumis à restriction calorique maintenir leurs propriétés de croissance modifiées que organites dans ces cultures 12. Par rapport à des lignées cellulaires transformées, cultures organoïdes crypte peuvent être utilisés pour générer des données physiologiquement pertinents présentant une bien meilleure modèle pour comprendre l&#39;état in vivo. Nous avons adapté la technologie d&#39;analyse bioénergétique pour doser le métabolisme énergétique des organites des cryptes intestinales. Souris organites de la crypte intestinale ont été cultivées ex vivo de développer les études sur le métabolisme de l&#39;énergie organoïdes crypte présentés. Le taux de consommation d&#39;oxygène (OCR) et le taux d&#39;acidification extracellulaire (ECAR) des organites cryptes ont été mesurées en l&#39;absence et en présence de deux inhibiteurs différents métaboliques (oligomycine, la roténone) et un transporteur d&#39;ions (carbonyl cyanure p-trifluoromethoxyphenylhydrazone). L&#39;orga crypteréponse métabolique solénoïde à ces composés chimiques ont été traduit avec succès en changeant ECAR et valeurs OCR. Études bioénergétiques cellulaires permettent d&#39;élucider les interactions réciproques entre l&#39;état métabolique et le risque de maladie et le phénotype dans le cancer, l&#39;obésité, le diabète, les maladies métaboliques et les maladies mitochondriales et aider méthodes de dépistage à l&#39;avance avec des implications directes pour la médecine translationnelle. Ici, nous décrivons un protocole détaillé pour isoler petites cryptes intestinales et à la culture organites de la crypte. En outre, nous introduisons une nouvelle méthode pour utiliser des cultures organoïdes crypte pour les essais métaboliques.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1633">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:815px;">BD Matrigel Basement Membrane Matrix, GFR, Phenol Red-free, LDEV-free</td>
			<td style="width:229px;">BD Biosciences</td>
			<td style="width:135px;">356231</td>
			<td style="width:456px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:815px;">PBS (phosphate buffered saline), no magnesium, no calcium, pH 7.2</td>
			<td style="width:229px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:135px;">20012-027</td>
			<td style="width:456px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:815px;">Advanced DMEM/F-12 (1X)</td>
			<td style="width:229px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:135px;">12634-028</td>
			<td style="width:456px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:815px;">Dulbecco&#8242;s Modified Eagle&#8242;s Medium without glucose, L-glutamine, Phenol Red, sodium pyruvate and sodium bicarbonate</td>
			<td style="width:229px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:135px;">D5030</td>
			<td style="width:456px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:815px;">Phenol Red sodium salt&#160;</td>
			<td style="width:229px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:135px;">P4758</td>
			<td style="width:456px;">Final Concentration 15 mg / L in DMEM (D5030) - step 2.2.2</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:815px;">Antibiotic-Antimycotic, 100X, 100ml</td>
			<td style="width:229px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:135px;">15240-062&#160;</td>
			<td style="width:456px;">Final Concentration 1 X or 2 X</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:815px;">Penicilin-Streptomycin, liquid</td>
			<td style="width:229px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:135px;">15140-122</td>
			<td style="width:456px;">Final Concentration 1 X</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:815px;">Gibco&#174; GlutaMAX&#8482; supplement</td>
			<td style="width:229px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:135px;">35050061</td>
			<td style="width:456px;">Final Concentration 1 X</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:815px;">Gibco&#174; HEPES (N-2-hydroxyethylpiperazine-N-2-ethane sulfonic acid), 1 M</td>
			<td style="width:229px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:135px;">15630-080</td>
			<td style="width:456px;">Final Concentration 10 mM</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:815px;">N-Acetyl-L-Cysteine, 25g</td>
			<td style="width:229px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:135px;">A9165-25G</td>
			<td style="width:456px;">Final Concentration 1 mM</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:815px;">100X N-2 supplement, liquid</td>
			<td style="width:229px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:135px;">17502-048</td>
			<td style="width:456px;">Final Concentration 1 X</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:815px;">50X B-27&#174; supplement minus Vitamin A, liquid</td>
			<td style="width:229px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:135px;">12587-010</td>
			<td style="width:456px;">Final Concentration 1 X</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:815px;">Recombinant Mouse R-Spondin 1, CF, 50ug</td>
			<td style="width:229px;">R&#38;D Systems</td>
			<td style="width:135px;">3474-RS-050&#160;</td>
			<td style="width:456px;">Final Concentration 500 ng / mL</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:815px;">Recombinant Murine EGF, 100ug&#160;</td>
			<td style="width:229px;">Peprotech</td>
			<td style="width:135px;">315-09&#160;</td>
			<td style="width:456px;">Final Concentration 50 ng / mL</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:815px;">Recombinant Murine Noggin, 20ug&#160;</td>
			<td style="width:229px;">Peprotech</td>
			<td style="width:135px;">250-38</td>
			<td style="width:456px;">Final Concentration 100 ng / mL</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:815px;">Gibco&#174; L-glutamine, 200 mM</td>
			<td style="width:229px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:135px;">25030-081</td>
			<td style="width:456px;">Final Concentration 2 mM</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:815px;">Gibco&#174; Glucose powder</td>
			<td style="width:229px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:135px;">15023-021</td>
			<td style="width:456px;">Final Concentration 5 mM</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:815px;">Ambion&#174; 0.5 M EDTA (Ethylenediaminetetraacetic acid), pH 8.0</td>
			<td style="width:229px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:135px;">AM9260G</td>
			<td style="width:456px;">Final Concentration 3 mM for step 1.1.5; 2 mM for step 1.1.8&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:815px;">DTT (Dithiothreitol), 1M</td>
			<td style="width:229px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:135px;">P2325</td>
			<td style="width:456px;">Final Concentration 3 mM</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:815px;">Albumin from bovine serum (BSA)</td>
			<td style="width:229px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:135px;">A2058</td>
			<td style="width:456px;">0.1 % in PBS</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:815px;">Fetal Bovine Serum (FBS)</td>
			<td style="width:229px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:135px;">16000-044</td>
			<td style="width:456px;">1 % in PBS</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:815px;">Recovery&#8482; Cell Culture Freezing Medium</td>
			<td style="width:229px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:135px;">12648-010</td>
			<td style="width:456px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:815px;">ROCK inhibitor (Y-27632)&#160;</td>
			<td style="width:229px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:135px;">Y0503</td>
			<td style="width:456px;">Final Concentration 10 &#181;M</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:815px;">Oligomycin</td>
			<td style="width:229px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:135px;">O4876</td>
			<td style="width:456px;">Final Concentration 1 &#181;M&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:815px;">Carbonyl cyanide-p-trifluoro-methoxy-phenyl-hydrazone (FCCP)</td>
			<td style="width:229px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:135px;">C2920</td>
			<td style="width:456px;">Final Concentration 1 &#181;M&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:815px;">Rotenone</td>
			<td style="width:229px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:135px;">R8875</td>
			<td style="width:456px;">Final Concentration 1 &#181;M&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:815px;">Sodium hydroxide</td>
			<td style="width:229px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:135px;">221465</td>
			<td style="width:456px;">Final Concentration 0.1 N in PBS</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:815px;">XF24 Extracellular Flux Analyzer (XF Analyzer)</td>
			<td style="width:229px;">Seahorse Bioscience</td>
			<td style="width:135px;"></td>
			<td style="width:456px;"></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

real time analysis of metabolic profile in ex vivo mouse intestinal crypt organoid cultures

La muqueuse intestinale présente une architecture répétitive organisée en deux structures fondamentales: villosités, faisant saillie dans la lumière intestinale et composées d&#39;entérocytes matures, des cellules caliciformes et des cellules entéro-endocrines; et cryptes, résidant à proximité de la sous-muqueuse et la musculeuse, l&#39;hébergement souches adultes et des cellules progénitrices et des cellules matures de Paneth, ainsi que du stroma et les cellules immunitaires du microenvironnement de la crypte. Jusqu&#39;à ces dernières années, des études in vitro de l&#39;intestin grêle a été limité à des lignées cellulaires dérivées de tumeurs bénignes ou malignes, et ne pas représenter la physiologie de l&#39;épithélium intestinale normale et l&#39;influence du microenvironnement dans lequel ils résident. Ici, nous démontrons une méthode adaptée de Sato et al. (2009) pour la mise en culture primaire organites des cryptes intestinales de souris dérivées de souris C57BL / 6. En outre, nous présentons l&#39;utilisation de cultures organoïdes crypte de doser le profil métabolique crypte en temps réel par mesurement de la consommation de base d&#39;oxygène, le taux de la glycolyse, la production d&#39;ATP et de la capacité respiratoire. Organites conservent les propriétés définies par leur source et conservent les aspects de leur adaptation métabolique réfléchie par la consommation d&#39;oxygène et les taux d&#39;acidification extracellulaire. Études métaboliques en temps réel dans cette crypte organoïde de système de culture sont un outil puissant pour étudier le métabolisme de l&#39;énergie organoïde crypte, et comment elle peut être modulée par des facteurs nutritionnels et pharmacologiques.

Organites crypte ont été établies à partir de 8 mois C57BL / 6 Fed purifié alimentation des rongeurs American Institute of Nutrition 76A (AIN76A). Organites des cryptes intestinales peuvent être mises en culture pendant des périodes prolongées d&#39;un seul crypte (figure 1A, seule flèche rouge). Organites poussent hors des structures de la crypte comme dans 18-20 jours de culture (figure 1B, flèches rouges). Cryptes ont été passées toutes les 3 semaines et organites effica...

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Real Time Analysis of Metabolic Profile in Ex Vivo Mouse Intestinal Crypt Organoid Cultures

Les petits organites des cryptes intestinales en culture ex vivo de fournir un système de culture de tissu qui récapitule croissance des cryptes charge sur les cellules souches et leur niche. Nous avons établi une méthode pour analyser le profil métabolique en temps réel organites de la crypte de la souris primaire. Nous avons trouvé organites maintenir les propriétés physiologiques définis par leur source.

Analyse en temps réel de profil métabolique dans<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Cultures souris intestinale Crypte organoïde

The small intestinal mucosa exhibits a repetitive architecture organized into two fundamental structures: villi, projecting into the intestinal lumen and ...

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Research

JoVE Journal

Biology

Real Time Analysis of Metabolic Profile in Ex Vivo Mouse Intestinal Crypt Organoid Cultures

16.1K vues.  Albert Einstein College of Medicine.  Les petits organites des cryptes intestinales en culture ex vivo de fournir un système de culture de tissu qui récapitule croissance des cryptes charge sur les cellules souches et leur niche. Nous avons établi une méthode pour analyser le profil métabolique en temps réel organites de la crypte de la souris primaire. Nous avons trouvé organites maintenir les propriétés physiologiques définis par leur source. 

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Eukaryotic Polyribosome Profile Analysis

Protein synthesis is a complex cellular process that is regulated at many levels. For example, global translation can be inhibited at the initiation phase or the elongation phase by a variety of cellular stresses such as amino acid starvation or growth factor withdrawal. Alternatively, translation of individual mRNAs can be regulated by mRNA localization or the presence of cognate microRNAs. Studies of protein synthesis frequently utilize polyribosome analysis to shed light on the mechanisms of translation regulation or defects in protein synthesis. In this assay, mRNA/ribosome complexes are isolated from eukaryotic cells.  A sucrose density gradient separates mRNAs bound to multiple ribosomes known as polyribosomes from mRNAs bound to a single ribosome or monosome. Fractionation of the gradients allows isolation and quantification of the different ribosomal populations and their associated mRNAs or proteins. Differences in the ratio of polyribosomes to monosomes under defined conditions can be indicative of defects in either translation initiation or elongation/termination. Examination of the mRNAs present in the polyribosome fractions can reveal whether the cohort of individual mRNAs being translated changes with experimental conditions. In addition, ribosome assembly can be monitored by analysis of the small and large ribosomal subunit peaks which are also separated by the gradient. In this video, we present a method for the preparation of crude ribosomal extracts from yeast cells, separation of the extract by sucrose gradient and interpretation of the results.  This procedure is readily adaptable to mammalian cells.

This article describes a protocol for the extraction of translating ribosomes from eukaryotic cells. Once extracted, ribosomes are separated into monosomes and polyribosomes by sucrose gradient fractionation to allow different ribosomal populations to be analyzed. As such, this method is the gold standard for examining the regulation of translation.

Eucaryotes Analyse du profil polyribosome

Protein synthesis is a complex cellular process that is regulated at many levels. For example, global translation can be inhibited at the initiation phase ...

Recherche

Biologie

In vivo Imaging and Therapeutic Treatments in an Orthotopic Mouse Model of Ovarian Cancer

Human cancer and response to therapy is better represented in orthotopic animal models. This paper describes the development of an orthotopic mouse model of ovarian cancer, treatment of cancer via oral delivery of drugs, and monitoring of tumor cell behavior in response to drug treatment in real time using in vivo imaging system. In this orthotopic model, ovarian tumor cells expressing luciferase are applied topically by injecting them directly into the mouse bursa where each ovary is enclosed. Upon injection of D-luciferin, a substrate of firefly luciferase, luciferase-expressing cells generate bioluminescence signals. This signal is detected by the in vivo imaging system and allows for a non-invasive means of monitoring tumor growth, distribution, and regression in individual animals. Drug administration via oral gavage allows for a maximum dosing volume of 10 mL/kg body weight to be delivered directly to the stomach and closely resembles delivery of drugs in clinical treatments. Therefore, techniques described here, development of an orthotopic mouse model of ovarian cancer, oral delivery of drugs, and in vivo imaging, are useful for better understanding of human ovarian cancer and treatment and will improve targeting this disease.

In vivo Imaging and Therapeutic Treatments in an Orthotopic Mouse Model of Ovarian Cancer

Orthotopic animal models of ovarian cancer replicate better human disease and therefore enhance our understanding of cancer progression and tumor response to therapy. A mouse model receives an intrabursal injection of luciferase-expressing ovarian tumor cells. Treatment is administered via oral gavage. Tumor growth is monitored by in vivo imaging system.

L&#39;imagerie in vivo et des traitements thérapeutiques dans un modèle de souris orthotopique de cancer des ovaires

Human cancer and response to therapy is better represented in orthotopic animal models.  This paper describes the development of an orthotopic mouse model ...

Metabolic Profile Analysis of Zebrafish Embryos

A growing goal in the field of metabolism is to determine the impact of genetics on different aspects of mitochondrial function. Understanding these relationships will help to understand the underlying etiology for a range of diseases linked with mitochondrial dysfunction, such as diabetes and obesity. Recent advances in instrumentation, has enabled the monitoring of distinct parameters of mitochondrial function in cell lines or tissue explants. Here we present a method for a rapid and sensitive analysis of mitochondrial function parameters in vivo during zebrafish embryonic development using the Seahorse bioscience XF 24 extracellular flux analyser. This protocol utilizes the Islet Capture microplates where a single embryo is placed in each well, allowing measurement of bioenergetics, including: (i) basal respiration; (ii) basal mitochondrial respiration (iii) mitochondrial respiration due to ATP turnover; (iv) mitochondrial uncoupled respiration or proton leak and (iv) maximum respiration. Using this approach embryonic zebrafish respiration parameters can be compared between wild type and genetically altered embryos (mutant, gene over-expression or gene knockdown) or those manipulated pharmacologically. It is anticipated that dissemination of this protocol will provide researchers with new tools to analyse the genetic basis of metabolic disorders in vivo in this relevant vertebrate animal model.

Zebrafish represent a powerful vertebrate model that has been under-utilised for metabolic studies. Here we describe a rapid way to measure the in vivo metabolic profile of developing zebrafish that allows the comparison of different mitochondrial function parameters between genetically or pharmacologically manipulated embryos, thereby increasing the applicability of this organism.

Analyse du profil métabolique des embryons de poisson zèbre

A growing goal in the field of metabolism is to determine the impact of genetics on different aspects of mitochondrial function. Understanding these ...

Metabolic Labeling and Membrane Fractionation for Comparative Proteomic Analysis of Arabidopsis thaliana Suspension Cell Cultures

Plasma membrane microdomains are features based on the physical properties of the lipid and sterol environment and have particular roles in signaling processes. Extracting sterol-enriched membrane microdomains from plant cells for proteomic analysis is a difficult task mainly due to multiple preparation steps and sources for contaminations from other cellular compartments. The plasma membrane constitutes only about 5-20% of all the membranes in a plant cell, and therefore isolation of highly purified plasma membrane fraction is challenging. A frequently used method involves aqueous two-phase partitioning in polyethylene glycol and dextran, which yields plasma membrane vesicles with a purity of 95% 1. Sterol-rich membrane microdomains within the plasma membrane are insoluble upon treatment with cold nonionic detergents at alkaline pH. This detergent-resistant membrane fraction can be separated from the bulk plasma membrane by ultracentrifugation in a sucrose gradient 2. Subsequently, proteins can be extracted from the low density band of the sucrose gradient by methanol/chloroform precipitation. Extracted protein will then be trypsin digested, desalted and finally analyzed by LC-MS/MS. Our extraction protocol for sterol-rich microdomains is optimized for the preparation of clean detergent-resistant membrane fractions from Arabidopsis thaliana cell cultures.
We use full metabolic labeling of Arabidopsis thaliana suspension cell cultures with K15NO3 as the only nitrogen source for quantitative comparative proteomic studies following biological treatment of interest 3. By mixing equal ratios of labeled and unlabeled cell cultures for joint protein extraction the influence of preparation steps on final quantitative result is kept at a minimum. Also loss of material during extraction will affect both control and treatment samples in the same way, and therefore the ratio of light and heave peptide will remain constant. In the proposed method either labeled or unlabeled cell culture undergoes a biological treatment, while the other serves as control 4.

Metabolic Labeling and Membrane Fractionation for Comparative Proteomic Analysis of Arabidopsis thaliana Suspension Cell Cultures

Here we describe a robust method for the fractionation of plant plasma membranes into detergent resistant and detergent soluble membranes based on a mixture of unlabeled and in vivo fully 15N labeled Arabidopsis thaliana cell cultures. The procedure is applied for comparative proteomic studies to understand signaling processes.

Marquage métabolique et la membrane de fractionnement pour comparative Analyse protéomique de<em&gt; Arabidopsis thaliana</em&gt; Cultures Suspension cellulaires

Plasma membrane microdomains are features based on the physical properties of the lipid and sterol environment and have particular roles in signaling ...

A Video Protocol of Retroviral Infection in Primary Intestinal Organoid Culture

Lgr5-positive stem cells can be supplemented with the essential growth factors Egf, Noggin, and R-Spondin, which allows us to culture ever-expanding primary 3D epithelial structures in vitro. Both the architecture and physiological properties of these &#39;mini-guts&#39;, also called organoids, closely resemble their in vivo counterparts. This makes them an attractive model system for the small intestinal epithelium. Using retroviral transduction, functional genetics can now be performed by conditional gene overexpression or knockdown. This video demonstrates the procedure of organoid culture, the generation of retroviruses, and the retroviral transduction of organoids to assist phenotypic analysis of the small intestinal epithelium in vitro. This novel organotypic model system in combination with retroviral mediated gene expression provides a valuable tool for rapid analysis of gene function in vitro without the need of costly and time-consuming generation for transgenic animals.

This protocol explains primary Lgr5-positve organoid culture and the subsequent performance of retroviral transduction. This enables Cre-inducible overexpression or knockdown of the delivered transgene and allows functional studies to be carried out in the novel in vitro organotypic model system.

Un protocole de vidéo infections rétrovirales dans intestinale primaire Organoid Culture

Lgr5-positive stem cells can be supplemented with the essential growth factors Egf, Noggin, and R-Spondin, which allows us to culture ever-expanding ...

Measuring the Stiffness of Ex Vivo Mouse Aortas Using Atomic Force Microscopy

Arterial stiffening is a significant risk factor and biomarker for cardiovascular disease and a hallmark of aging. Atomic force microscopy (AFM) is a versatile analytical tool for characterizing viscoelastic mechanical properties for a variety of materials ranging from hard (plastic, glass, metal, etc.) surfaces to cells on any substrate. It has been widely used to measure the stiffness of cells, but less frequently used to measure the stiffness of aortas. In this paper, we will describe the procedures for using AFM in contact mode to measure the ex vivo elastic modulus of unloaded mouse arteries. We describe our procedure for isolation of mouse aortas, and then provide detailed information for the AFM analysis. This includes step-by-step instructions for alignment of the laser beam, calibration of the spring constant and deflection sensitivity of the AFM probe, and acquisition of force curves. We also provide a detailed protocol for data analysis of the force curves.

Measuring the Stiffness of Ex Vivo Mouse Aortas Using Atomic Force Microscopy

We present detailed protocols for isolation of aortas from mouse and measurement of their elastic modulus using atomic force microscopy.

Mesure de la rigidité de<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Souris aortes Utiliser Atomic Force Microscopy

Arterial stiffening is a significant risk factor and biomarker for cardiovascular disease and a hallmark of aging. Atomic force microscopy (AFM) is a ...

Mixed Primary Cultures of Murine Small Intestine Intended for the Study of Gut Hormone Secretion and Live Cell Imaging of Enteroendocrine Cells

The gut is the largest endocrine organ of the body, with hormone-secreting enteroendocrine cells located along the length of the gastrointestinal epithelium. Despite their physiological importance, enteroendocrine cells represent only a small fraction of the epithelial cell population and in the past, their characterization has presented a considerable challenge resulting in a reliance on cell line models. Here, we provide a detailed protocol for the isolation and culture of mixed murine small intestinal cells. These primary cultures have been used to identify the signaling pathways underlying the stimulation and inhibition of gut peptide secretion in response to a number of nutrients and neuropeptides as well as pharmacological agents. Furthermore, in combination with the use of transgenic fluorescent reporter mice, we have demonstrated that these primary cultures become a powerful tool for the examination of fluorescently-tagged enteroendocrine cells at the intracellular level, using methods such as patch clamping and single-cell calcium and cAMP-FRET imaging.

This protocol describes the isolation and culture of mixed murine small intestinal cells. These primary intestinal cultures enable the investigation of signaling pathways underlying gut peptide secretion using a number of techniques.

Cultures primaires mixtes de murine Petit Intestin destiné à l&#39;étude de la Gut hormone Sécrétion et imagerie de cellules vivantes de cellules entéroendocrines

The gut is the largest endocrine organ of the body, with hormone-secreting enteroendocrine cells located along the length of the gastrointestinal ...

Real-time In Vivo Recording of Arabidopsis Calcium Signals During Insect Feeding Using a Fluorescent Biosensor

Calcium ions are predicted to be key signaling entities during biotic interactions, with calcium signaling forming an established part of the plant defense response to microbial elicitors and to wounding caused by chewing insects, eliciting systemic calcium signals in plants. However, the role of calcium in vivo during biotic stress is still unclear. This protocol describes the use of a genetically-encoded calcium sensor to detect calcium signals in plants during feeding by a hemipteran pest. Hemipterans such as aphids pierce a small number of cells with specialized, elongated sucking mouthparts, making them the ideal tool to study calcium dynamics when a plant is faced with a biotic stress, which is distinct from a wounding response. In addition, fluorescent biosensors are revolutionizing the measurement of signaling molecules in vivo in both animals and plants. Expressing a GFP-based calcium biosensor, GCaMP3, in the model plant Arabidopsis thaliana allows for the real-time imaging of plant calcium dynamics during insect feeding, with a high spatial and temporal resolution. A repeatable and robust assay has been developed using the fluorescence microscopy of detached GCaMP3 leaves, allowing for the continuous measurement of cytosolic calcium dynamics before, during, and after insect feeding. This reveals a highly-localized rapid calcium elevation around the aphid feeding site that occurs within a few minutes. The protocol can be adapted to other biotic stresses, such as additional insect species, while the use of Arabidopsis thaliana allows for the rapid generation of mutants to facilitate the molecular analysis of the phenomenon.

Real-time In Vivo Recording of Arabidopsis Calcium Signals During Insect Feeding Using a Fluorescent Biosensor

This protocol outlines a simple method for analyzing calcium signals in plants generated by feeding hemipteran insects, such as aphids. Arabidopsis thaliana transformed with the GFP calcium biosensor GCaMP3 allow for the real-time in vivo imaging of calcium dynamics with a high temporal and spatial resolution.

Enregistrement en temps réel In Vivo des signaux calciques Arabidopsis pendant la tétée insectes à l’aide d’un biocapteur Fluorescent

Calcium ions are predicted to be key signaling entities during biotic interactions, with calcium signaling forming an established part of the plant ...

An Ex Vivo Choroid Sprouting Assay of Ocular Microvascular Angiogenesis

Pathological choroidal angiogenesis, a salient feature of age-related macular degeneration, leads to vision impairment and blindness. Endothelial cell (EC) proliferation assays using human retinal microvascular endothelial cells (HRMECs) or isolated primary retinal ECs are widely used in vitro models to study retinal angiogenesis. However, isolating pure murine retinal endothelial cells is technically challenging and retinal ECs may have different proliferation responses than choroidal endothelial cells and different cell/cell interactions. A highly reproducible ex vivo choroidal sprouting assay as a model of choroidal microvascular proliferation was developed. This model includes the interaction between choroid vasculature (EC, macrophages, pericytes) and retinal pigment epithelium (RPE). Mouse RPE/choroid/scleral explants are isolated and incubated in growth-factor-reduced basal membrane extract (BME) (day 0). Medium is changed every other day and choroid sprouting is quantified at day 6. The images of individual choroid explant are taken with an inverted phase microscope and the sprouting area is quantified using a semi-automated macro plug-in to the ImageJ software developed in this lab. This reproducible ex vivo choroidal sprouting assay can be used to assess compounds for potential treatment and for microvascular disease research to assess pathways involved in choroidal micro vessel proliferation using wild type and genetically modified mouse tissue.

This protocol presents choroid sprouting assay, an ex vivo model of microvascular proliferation. This assay can be used to assess pathways involved in proliferating choroidal micro vessels and assess drug treatments using wild type and genetically modified mouse tissue.

Un ex Vivo Choroid Sprouting Assay de l’angiogenèse microvasculaire oculaire

Pathological choroidal angiogenesis, a salient feature of age-related macular degeneration, leads to vision impairment and blindness. Endothelial cell ...

Organoid-Derived Epithelial Monolayer: A Clinically Relevant In Vitro Model for Intestinal Barrier Function

In the past, intestinal epithelial model systems were limited to transformed cell lines and primary tissue. These model systems have inherent limitations as the former do not faithfully represent original tissue physiology, and the availability of the latter is limited. Hence, their application hampers fundamental and drug development research. Adult stem-cell-based organoids (henceforth referred to as organoids) are miniatures of normal or diseased epithelial tissue from which they are derived. They can be established very efficiently from different gastrointestinal (GI) tract regions, have long-term expandability, and simulate tissue- and patient-specific responses to treatments in vitro. Here, the establishment of intestinal organoid-derived epithelial monolayers has been demonstrated along with methods to measure epithelial barrier integrity, permeability and transport,&#160;antimicrobial protein secretion, as well as histology. Moreover, intestinal organoid-derived monolayers can be enriched with proliferating stem and transit-amplifying cells as well as with key differentiated epithelial cells. Therefore, they represent a model system that can be tailored to study the effects of compounds on target cells and their mode of action. Although organoid cultures are technically more demanding than cell lines, once established, they can reduce failures in the later stages of drug development as they truly represent in vivo epithelium complexity and interpatient heterogeneity.

Here, we describe the preparation of human organoid-derived intestinal epithelial monolayers for studying intestinal barrier function, permeability, and transport. As organoids represent original epithelial tissue response to external stimuli, these models combine the advantages of expandability of cell lines and the relevance and complexity of primary tissue.

Monocouche épithéliale dérivée d’organoïdes : un modèle in vitro cliniquement pertinent pour la fonction de barrière intestinale

In the past, intestinal epithelial model systems were limited to transformed cell lines and primary tissue. These model systems have inherent limitations ...