Financial support from the Flanders Research Foundation FWO (contract n. 12C9112N to DL), the 7th Framework Programme of the European Commission (Marie Curie Network &#8220;C7&#8221;, contract n. 238214; ICT Future Emerging Technology &#8220;ENLIGHTENMENT&#8221; project, contract n. 306502), the Interuniversity Attraction Poles Program initiated by the Belgian Science Policy Office (contract n. IUAP-VII/20), and the University of Antwerp is kindly acknowledged.

Le protocole décrit ici est conforme aux recommandations et directives du Comité d&#39;éthique du département de sciences biomédicales de l&#39;Université d&#39;Anvers. Ce protocole nécessite la préparation d&#39;un matériau non-sensible du cerveau de rats Wistar explantée mineurs, obtenu par des techniques d&#39;euthanasie approuvées. 1. Préparation Equipement <ol><li> Installer et configurer l&#39;acquisition de données et système de stimulation. <ol><li> Utilisation d&#39;un ordinateur personnel (PC) équipé d&#39;une carte d&#39;acquisition de données (DAQ) supporté par Comedi pour enregistrer et envoyer les signaux des tensions de commande analogiques à l&#39;amplificateur électrophysiologique. NOTE: Comedi est un module Linux et la bibliothèque qui prend en charge une multitude de cartes DAQ de fabricants les plus communs: visiter http://www.comedi.org pour plus d&#39;informations. </li><li> Dans le cas où un amplificateur patch clamp contrôlé par ordinateur est en cours d&#39;utilisation, employer un deuxième PC en plus de celle dédiée à l&#39;amplificateurcontrôle. REMARQUE: Alors que ce dernier peut exécuter un système d&#39;exploitation classique, le PC supplémentaire sera d&#39;exploitation en temps réel au moyen d&#39;un système d&#39;exploitation particulier. Dans ces conditions, il est commode d&#39;utiliser un seul moniteur, une souris et clavier connecté au PC supplémentaire, lors de la connexion par une application de bureau à distance à l&#39;ordinateur dédié. </li><li> Télécharger l&#39;image ISO du Live CD contenant un système d&#39;exploitation Linux en temps réel avec LCG préinstallés par http://www.tnb.ua.ac.be/software/LCG_Live_CD.iso et le graver sur un CD ou USB vierge bâton &quot; . </li><li> Il suffit d&#39;insérer le CD dans le lecteur de l&#39;ordinateur contenant la carte DAQ et démarrer. Autrement, installez LCG de son référentiel de source en ligne sur un PC exécutant le système d&#39;exploitation Linux (par exemple, Debian ou Ubuntu). Consultez le manuel en ligne pour plus de détails sur la procédure d&#39;installation. Le manuel est disponible en ligne à http://danielelinaro.github.io/dynclamp/lcg_manual.pdf. </li><li> Amorçage à partir du CD live: this chargera automatiquement un système entièrement configuré. Pour ce faire, placez le LCG Live CD dans le lecteur de CD-ROM de votre ordinateur et de démarrer l&#39;ordinateur à partir du CD; sélectionnez le noyau temps réel (option par défaut) dès que le menu de démarrage apparaît et attendez que le système pour initialiser. </li><li> Calibrer la carte DAQ en tapant à l&#39;invite de commande: sudo comedi_calibrate ou sudo comedi_soft_calibrate selon que le conseil d&#39;acquisition de données prend en charge matériel ou logiciel d&#39;étalonnage, respectivement (utiliser la commande sudo comedi_board_info pour obtenir des informations sur la carte). </li><li> Réglez le convertisseur analogique-numérique et numérique-analogique facteurs de conversion approprié: cela nécessite d&#39;avoir accès au manuel de l&#39;amplificateur électrophysiologique cellulaire, et en particulier à ses caractéristiques sur ses facteurs de conversion. </li><li> Utilisez un éditeur de texte pour spécifier les valeurs numériques appropriées dans le fichier /home/user/.lcg-env, pour les variables d&#39;environnement AI_CONVERSION_FACTOR_CC, AI_CONVERSION_FACTOR_VC, AO_CONVERSION_FACTOR_CC, AO_CONVERSION_FACTOR_VC. NOTE: Ils représentent l&#39;entrée (AI) et de sortie (AO) des gains pour pince de courant (CC) et la pince de tension (VC) des modes, et les facteurs de conversion entre les commandes de tension fournies par l&#39;ordinateur et le courant ou des tensions générées par l&#39;amplificateur respectivement. </li><li> Vous pouvez également utiliser le script fourni (LCG-find-conversion-facteurs LCG), de trouver les facteurs de conversion de son système. REMARQUE: Les valeurs calculées par lcg-trouver-conversion-facteurs sont des suppositions, qui dans certains cas sont nécessaires pour être numériquement tronqués ou arrondis pour refléter les valeurs exactes des facteurs de conversion. </li><li> Pour utiliser lcg-trouver-conversion-facteurs, de commencer par connecter la &quot;cellule modèle» qui est souvent achetée avec l&#39;amplificateur à la headstage correspondante. Ensuite, ouvrez un terminal sur la machine Linux sur lequel vous exécutez le Live CD et entrez la commande suivante à l&#39;invite du shell: lcconversion facteurs g-trouver--i $ HOME / .lcg-env -o $ HOME / .lcg-env NOTE: Dans les deux cas (ie, modification manuelle de /home/user/.lcg-env ou l&#39;utilisation de LCG-trouver-conversion-facteurs), fermer et ouvrir le terminal pour que les modifications prennent effet. </li><li> Si plusieurs headstages sont utilisés, définir les facteurs de conversion aux mêmes valeurs dans tous les canaux; si cela est impossible, consultez le manuel en ligne LCG à comprendre comment utiliser de multiples facteurs de conversion dans lcg-relance ou comment produire des fichiers de configuration qui mieux adaptés aux besoins de l&#39;utilisateur. </li></ol></li></ol> 2. Préparation des tranches aiguë du cerveau cortex somatosensoriel <ol><li> Préparation des solutions pour l&#39;électrophysiologie. <ol><li> Préparation liquide céphalo-rachidien artificiel (ACSF) en mélangeant (en mM) 125 NaCl, 2,5 KCl, 1,25 NaH 2 PO 4, NaHCO 3 26, glucose 25, CaCl2 2, MgCl2 et 1. Préparer 10x actions des solutions pour réduire lale temps de préparation, le jour de l&#39;expérience. Préparer 2 L, dont une sera utilisé pour la préparation des tranches et l&#39;autre pour l&#39;enregistrement. </li><li> Saturer la ACSF avec 95% O 2 et 5% de CO 2 pendant au moins 30 min avant le début de la procédure. </li><li> Pour les enregistrements en cours de serrage, utiliser une solution intracellulaire (ICS) contenant (en mM) 115 K-gluconate, 20 KCl, 10 HEPES, 4 ATP-Mg, 0,3 Na 2 -GTP, 10 Na 2 -phosphocreatine. Préparer la solution dans de la glace et le filtrer avant le début des enregistrements pour éliminer le risque de colmatage de la pipette. </li></ol></li><li> l&#39;extraction du cerveau. <ol><li> Anesthésier l&#39;animal placer l&#39;animal dans une chambre d&#39;induction avec 4% d&#39;isoflurane et décapite rapidement à l&#39;aide d&#39;une guillotine ou grands ciseaux. </li><li> Couper la peau le long de la ligne médiane et faites-le glisser à l&#39;oreille. </li><li> Utilisation d&#39;une belle paire de ciseaux couper le crâne le long de la ligne médiane. Gardez la lame aussi près que possible de the surface de manière à minimiser les dommages au cerveau sous-jacent. Ouvrez le crâne avec une paire de pinces, utiliser une spatule pour couper le nerf optique et le tronc cérébral et doucement tomber le cerveau glacée ACSF. </li><li> Séparer le cervelet et les deux demi-sphères avec un scalpel (lame 24). </li><li> Retirer l&#39;excès d&#39;eau de l&#39;un des deux hémisphères et le coller sur une plate-forme inclinée en utilisant une goutte de colle. Rapidement ajouter quelques gouttes de l&#39;ACSF sur le cerveau et le transférer à la chambre de vibratome. NOTE: Lors de la préparation des tranches sagittal, l&#39;angle de la plate-forme est important pour éviter d&#39;endommager les dendrites des cellules pyramidales pendant la procédure de tranchage. </li></ol></li><li> Préparation des tranches. <ol><li> Placez la lame sur le cerveau et jeter les premiers 2,5 - 3 mm. Régler la vitesse et la fréquence de limiter les dommages à la surface de la tranche, tout en minimisant en même temps le temps nécessaire à la procédure de coupe. </li><li> Réglez l&#39;épaisseur de 300 μm et commencer à trancher. Une fois que la lame a dépassé le cortex, utiliser une lame de rasoir ou une aiguille recourbée à couper au-dessus de l&#39;hippocampe et sur les bords de la zone corticale d&#39;intérêt. </li><li> Placez les tranches dans une chambre d&#39;incubation multi-puits maintenus à 32-34 ° C. </li><li> Rétracter la lame et répétez les points 2.3.2 et 2.3.3 jusqu&#39;à 5 - 8 tranches sont coupées. Les meilleures tranches sont généralement ceux où les vaisseaux sanguins sont parallèles à la surface. </li><li> Incuber les tranches de 30 minutes après la dernière tranche est placée dans la chambre. </li></ol></li></ol> 3. patch-clamp enregistrements à partir de la couche 5 pyramidaux Neurones <ol><li> Placer une tranche dans la chambre d&#39;enregistrement et de recherche pour les cellules saines. Ces cellules ont généralement un contraste plus faible, un aspect lisse et ne sont pas gonflées. </li><li> Vérifier la tranche au microscope avec un grossissement de la lentille de 40X et recherche de cellules dans la couche 5, située à environ 600 à 1 000 um de la surface du cerveau. </li&gt; <li> Une fois qu&#39;une cellule est trouvée, la charge d&#39;un tiers de la micropipette avec ICS et placez-le dans le headstage. </li><li> Sur l&#39;ordinateur personnel utilisant le live CD ou le système pré-configuré exploitation Linux, lancer un shell de commande (par exemple, bash) et à son invite, tapez la commande lcg-zéro. Cela garantit que la carte DAQ ne conduit pas l&#39;amplificateur. </li><li> Appliquer 30 - 50 mbar de pression positive en appuyant sur le piston d&#39;une seringue commun, connecté par un tube sur le porte-pipette et, avec l&#39;aide du microscope, placer la pipette au-dessus d&#39;environ 100 um de la tranche. NOTE: Placez la pipette dans une position qui permet un accès direct à la cellule cible, de préférence en utilisant le mode de la micromanipulateur d&#39;approche. </li><li> Agissant sur les commandes de l&#39;amplificateur d&#39;électrophysiologie, ajuster le décalage de pipette et la sortie une impulsion de test (10 mV) en mode tension de serrage. </li><li> Réduire la pression de 10 - 30 mbar (en fonction de la taille de la pipette) en retirant lepiston de la seringue; approcher doucement la cellule et vérifier pour la formation d&#39;une fossette en observant l&#39;image sur l&#39;écran de la caméra vidéo. Surveiller l&#39;impulsion de test pour une augmentation de la résistance en tout temps, en regardant la forme du courant affiché sur l&#39;oscilloscope relié à l&#39;amplificateur d&#39;électrophysiologie (vous pouvez aussi utiliser le lcg-joint-test de commande pour contrôler la résistance de la pipette). </li><li> Relâchez la pression et si nécessaire, appliquer une pression négative douce à la pipette pour aider à la formation de joint lorsque vous remarquez une augmentation de la résistance à la pipette et la formation d&#39;une «fossette» sur la cellule. </li><li> Alors que les formes de phoques, de diminuer progressivement le potentiel de maintien de -70 mV. </li><li> Une fois que le joint d&#39;gigaohm a été obtenue, en sorte que le courant de maintien est compris entre 0 à 30 pA. Appliquer de courtes impulsions de pression négative (aspiration) pour rompre la membrane et établir la configuration de cellule entière. Alternativement, vous pouvez injecter des impulsions fortes et brèves de tension ( <em&gt;-à-dire, en utilisant la commande «ZAP» sur l&#39;amplificateur ou le maintien des cellules à très négatif) à la rupture de la membrane, en fonction de la préparation et la pipette en verre utilisé. </li><li> Passer en mode pince de courant et vérifiez que le potentiel de membrane de repos est typique d&#39;une cellule saine. Pour les neurones pyramidaux du cortex utilisant une solution à base de gluconate de potassium, cette valeur est généralement comprise entre -65 et -75 mV. </li></ol> 4. Caractérisation semi-automatique des propriétés de réponse électrique d&#39;un neurone <ol><li> Créez un répertoire pour stocker les données de l&#39;utilisateur. Pour ce faire, l&#39;emploi d&#39;un script inclus dans le LCG CD live qui crée des dossiers basés sur la date. Pour l&#39;utiliser, tapez à l&#39;invite de commande cd ~ / expériences lcg-créer-expérience-dossier -s psp, in_vivo_like Cela va créer un dossier où les données de cette cellule seront sauvegardés (et un «psp» et «in_vivo_like &#39;sous-dossiers) et il va imprimer son nom à la bornela fenêtre; il est également possible de stocker des informations supplémentaires telles que la résistance à la pipette et le type de cellule à l&#39;aide de ce script. </li><li> Changer répertoire pour le dossier nouvellement créé en utilisant la commande cd ~ / &lt;nom_dossier&gt; Le nom du dossier est celui affiché par la commande lcg-créer-expérience-dossier et aura l&#39;horodatage de la journée en cours (ie, l&#39;année-mois-jour), comme dans 20140331A01. </li><li> Assurez-vous que l&#39;amplificateur est réglé pour fonctionner en mode pince de courant, que les câbles sont connectés et la commande de tension externe de l&#39;amplificateur, si elle est présente, est activée. </li><li> Entrez la commande lcg-ecodeat l&#39;invite de commande. Cela appelle une série de commandes (à savoir lcg-ap, lcg-vi, lcg-rampe, lcg-tau et LCG-étapes), utilisé pour caractériser les propriétés de réponse de base de la cellule. lcg-ecode exige que l&#39;utilisateur de spécifier deux paramètres: l&#39;amplitude du 1 ms long impulsion de courant utilisé pour susciter un seul pic dans la cellule, et l&#39;amplitude maximale de la RAM actuellep injecté dans la cellule à trouver son rhéobase. Utilisez la syntaxe de commande suivante: lcg-ecode --pulse amplitude X --ramp amplitude Y avec un choix des valeurs X et Y (en Pa) qui sont suffisantes pour rendre le feu de la cellule en réponse à une ms-1 et une longue impulsion d&#39;injection de courant continu, respectivement. NOTE: Ces protocoles nécessitent d&#39;effectuer l&#39;estimation numérique de le «noyau de l&#39;électrode» afin d&#39;utiliser la rémunération électrode active (AEC) 15. Une injection de courant bruyante est utilisée pour estimer le noyau et l&#39;utilisateur est invité à confirmer le nombre d&#39;échantillons qui composent le noyau. Voir 15 pour des informations détaillées sur la signification du noyau de l&#39;électrode et la façon de choisir le nombre d&#39;échantillons du noyau. </li></ol> 5. Injection de la conductance à travers simulées Synapses et Simulation de In Vivo -comme l&#39;activité de fond <ol><li> Injection des potentiels post-synaptiques excitateurs simulées <ol><li>Passez dans le répertoire où vous allez économiser l&#39;expérience suivante, en tapant la commande suivante à l&#39;invite de commande de la coque: cd psp / 01 </li><li> Copier un fichier de configuration LCG dans le répertoire courant et l&#39;ouvrir avec un éditeur de texte (Nano dans cet exemple) en tapant les commandes suivantes à l&#39;invite de commande de la coquille (ce fichier de configuration exemple est inclus dans le code source et le live cd) : cp ~ / / src / lcg / configurations / epsp.xml locale nano epsp.xml NOTE: Ceci est tout simplement un fichier texte avec différentes entités connectées les unes aux autres. Pour plus de détails, voir la section des résultats représentatifs. </li><li> Si nécessaire modifier l&#39;inputChannel, outputChannel, l&#39;inputConversionFactor et outputConversionFactor dans ce fichier pour correspondre à la configuration de l&#39;utilisateur. </li><li> Calculer le noyau de l&#39;électrode nécessaire pour effectuer la compensation de l&#39;électrode active »la méthode utilisée par LCG pour effectuer seule électrode pince dynamique» en lançant la command lcg-kernel Cela incitera pour le nombre de points dans le noyau. Encore une fois, sélectionnez un nombre pour que le noyau de l&#39;électrode couvre la fin de la décroissance exponentielle queue. </li><li> Effectuer l&#39;expérience de serrage dynamique en utilisant la commande lcg-expérimenter epsp.xml -c </li><li> Dressez la liste des fichiers et de visualiser les résultats en utilisant la commande ls -l lcg-plot--f fichier dernière </li></ol></li><li> Injection des potentiels post-synaptiques inhibitrices simulées <ol><li> Créez un dossier et copiez le fichier de epsp.xml à elle en tapant les commandes suivantes à l&#39;invite de commande de la coque: mkdir ../02 cp epsp.xml ../02/ipsp.xml cd ../02 </li><li> Editez le fichier de configuration en utilisant un éditeur de texte: changer le potentiel d&#39;inversion synaptique et temps de montée et de déclin des constantes de la Exp2Synapse modèle de synapse à ce qui suit: paramètres&gt; &lt;E&gt; -80 &lt;/ E&gt; &lt;TauRise&gt; 0.8E-3 &lt;/ tauRise&gt; &lt;TauDecay&gt; 10e-3 &lt;/ tauDecay&gt; &lt;paramètres&gt; Quittez l&#39;éditeur de texte. </li><li> Calculer le noyau de l&#39;électrode et réaliser l&#39;expérience comme dans 5.1, en tapant les commandes suivantes à l&#39;invite de commande de la coque: lcg-kernel lcg-expérimenter ipsp.xml -c </li><li> Dressez la liste des fichiers et de visualiser les résultats, en tapant les commandes suivantes à l&#39;invite de commande de la coque: ls -l lcg-plot-fichier -f &lt;filename.h5&gt; </li></ol></li><li> Simulation d&#39;vivo -comme activité de fond: <ol><li> Passez dans le répertoire où vous souhaitez enregistrer l&#39;expérience suivante, comme précédemment indiqué, en tapant les commandes suivantes à l&#39;invite de commande de la coque: cd ../../in_vivo_like/01 </li><li> Copiez le fichier de configuration du répertoire source LCG, en tapant les commandes suivantes à l&#39;invite de commande de la coque: cp ~ / / src / lcg / configurations / in_vivo_like.xml locale nano in_vivo_like.xml <br /&gt; NOTE: Ce fichier est tout simplement la concaténation des précédents; deux processus de Poisson points qui génèrent des trains de potentiels, qui à son tour se nourrissent synapses modèles excitateurs et inhibiteurs, génèrent l&#39;activité de fond. </li><li> Ajustez les paramètres de configuration DAQ pour la configuration de l&#39;utilisateur, comme décrit au paragraphe 5.1.3 et quittez l&#39;éditeur. </li><li> Calculer le noyau de l&#39;électrode et réaliser l&#39;expérience comme dans 5.1, en tapant les commandes suivantes à l&#39;invite de commande de la coque: lcg-kernel lcg-expérimenter in_vivo_like.xml -c -n 10 -i 3 Les interrupteurs «-n 10» et «-i 3» indiquent que la stimulation doit être répété 10 fois à des intervalles de trois secondes. </li><li> Visualisez les traces premières à l&#39;aide de la commande suivante à l&#39;invite de commande de la coque: lcg-plot--f fichier tout </li></ol></li></ol>

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T., Kole, M. H. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dendritic+patch-clamp+recording.">Dendritic patch-clamp recording.</a> Nature Protocols. 1 (3), 1235-1247 (2006).</li><li>Gold, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Axon Guide for Electrophysiolog., &amp; Biophysics Laboratory Techniques... , (2007).</li><li>Mainen, Z. F., Sejnowski, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reliability+of+spike+timing+in+neocortical+neurons.">Reliability of spike timing in neocortical neurons.</a> Science. 268 (5216), 1503-1506 (1995).</li><li>Buzs&#225;ki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Action+potential+threshold+of+hippocampal+pyramidal+cells+in+vivo+is+increased+by+recent+spiking+activity.">Action potential threshold of hippocampal pyramidal cells in vivo is increased by recent spiking activity.</a> Neuroscience. 105 (1), 121-130 (2001).</li><li>Koch, C., Segev, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Methods in Neuronal Modeling: From Synapses to Networks. , (1988).</li><li>Silberberg, G., Markram, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Disynaptic+inhibition+between+neocortical+pyramidal+cells+mediated+by+Martinotti+cells.">Disynaptic inhibition between neocortical pyramidal cells mediated by Martinotti cells.</a> Neuron. 53 (5), 735-746 (2007).</li><li>Berger, T. K., Silberberg, G., Perin, R., Markram, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Brief+bursts+self-inhibit+and+correlate+the+pyramidal+network.">Brief bursts self-inhibit and correlate the pyramidal network.</a> PLoS biology. 8 (9), (2010).</li><li>Tsodyks, M., Pawelzik, K., Markram, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neural+networks+with+dynamic+synapses.">Neural networks with dynamic synapses.</a> Neural computation. 10 (4), 821-835 (1998).</li><li>Kapfer, C., Glickfeld, L. L., Atallah, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Supralinear+increase+of+recurrent+inhibition+during+sparse+activity+in+the+somatosensory+cortex.">Supralinear increase of recurrent inhibition during sparse activity in the somatosensory cortex.</a> Nature. 10 (6), 743-753 (2007).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Dans ce texte, un protocole complet pour la mise en œuvre en temps réel, en boucle fermée monocellulaires expériences électrophysiologiques ont été décrits, en utilisant la technique du patch clamp et une boîte à outils du logiciel développé récemment appelé LCG. Pour optimiser la qualité des enregistrements, il est crucial que la configuration de l&#39;enregistrement soit correctement mise à la terre, à l&#39;abri et sans vibration: ce qui garantit l&#39;accès à cellules entières stable et durable ?...

<html> Au cours des dernières années, l&#39;électrophysiologie cellulaire a évolué à partir du paradigme en boucle ouverte traditionnelle utilisée dans les expériences de tension et de serrage courant des protocoles en boucle fermée modernes. La technique en boucle fermée le plus connu est peut-être la pince dynamique 6,7, qui a permis l&#39;injection synthétique de canaux voltage-dépendants artificiels ion pour déterminer la tension de la membrane neuronale 8, l&#39;étude approfondie des effets de la non-déterministe vacillante sur canaux ioniques sur la dynamique de réponse neuronale 9, ainsi que la récréation in vitro de réaliste dans vivo- comme activité de fond synaptique 10. D&#39;autres paradigmes en boucle fermée qui ont été proposées comprennent la pince réactive 11, pour étudier in vitro la génération de l&#39;activité persistante auto-entretenue, et la réponse serrer 4,12, pour enquêter sur les mécanismes cellulaires de l&#39;excitabilité neuronale sous-jacente. ontenu &quot;&gt; Ici, nous décrivons un cadre puissant qui permet l&#39;application d&#39;une variété de boucle fermée protocoles électrophysiologiques dans le cadre d&#39;enregistrements patch clamp de cellules entières effectuées dans des tranches de cerveau aigus. Nous montrons comment enregistrer la tension de la membrane somatique au moyen d&#39;enregistrements de patch-clamp dans les neurones pyramidaux du cortex somatosensoriel de rats juvéniles et appliquer trois protocoles en boucle fermée à l&#39;aide de différents LCG, une boîte à outils de logiciels basés sur la ligne de commande développé dans le laboratoire de neurobiologie théorique et Neuroengineering. En bref, les protocoles décrits sont, d&#39;abord l&#39;injection automatique d&#39;une série de formes d&#39;onde pince de relance actuelles, pertinentes pour la caractérisation d&#39;un grand ensemble de propriétés des membranes actives et passives. Ceux-ci ont été suggérées pour capturer le phénotype électrophysiologique d&#39;une cellule en termes de ses propriétés de réponse à une série stéréotypée de formes d&#39;onde de relance. Connu comme le e-code d&#39;une cellule (par exemple, voir &amp; #160; 13,14), une telle collection de réponses électriques est utilisé par plusieurs laboratoires de classer objectivement neurones sur la base de leurs propriétés électriques. Cela comprend l&#39;analyse de la relation de transfert d&#39;entrée-sortie fixe (courbe FI), par une technique innovante qui consiste à boucle fermée, le contrôle en temps réel de la vitesse de mise à feu au moyen d&#39;un dispositif de commande (PID) proportionnel-intégral-dérivé , deuxième de la récréation vivo -comme activité réaliste de fond synaptique dans les préparations in vitro et 10, troisième la connexion artificielle en temps réel de deux neurones pyramidaux enregistrées simultanément au moyen d&#39;un interneurone GABAergique virtuel, qui est simulé par l&#39;ordinateur. En outre, LCG met en œuvre la technique dite électrode active rémunération (AEC) 15, qui permet la mise en œuvre des protocoles de serrage dynamiques en utilisant une seule électrode. Ceci permet de compenser les effets indésirables (artifacts) de l&#39;électrode d&#39;enregistrement qui se pose lorsqu&#39;il est utilisé pour délivrer des stimuli intracellulaires. La méthode est basée sur une estimation non paramétrique des caractéristiques électriques équivalentes du circuit d&#39;enregistrement. Les techniques et les protocoles expérimentaux décrits dans le présent document peuvent être facilement appliquées dans la tension en boucle ouverte conventionnelle et expériences de serrage actuels et peuvent être étendus à d&#39;autres préparations, comme extracellulaire 4,16 ou enregistrements intracellulaires in vivo 17,18. L&#39;assemblée attentive de la configuration pour le patch de cellules entières pince électrophysiologie est une étape très importante pour la stabilité, des enregistrements de haute qualité. Dans ce qui suit, nous supposons qu&#39;un tel dispositif expérimental est déjà disponible à l&#39;expérimentateur, et concentrons notre attention sur la description de l&#39;utilisation du LCG. Le lecteur est pointé à 19-22 pour obtenir des conseils supplémentaires sur l&#39;optimisation et le débogage.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Tissue slicer</td>
			<td>Leica</td>
			<td>VT-1000S</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pipette puller</td>
			<td>Sutter</td>
			<td>P-97</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pipettes</td>
			<td>WPI</td>
			<td>1B150F-4</td>
			<td>1.5/0.84 mm OD/ID, with filament</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vibration isolation table</td>
			<td>TMC</td>
			<td>20 Series</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope</td>
			<td>Leica</td>
			<td>DMLFS</td>
			<td>40X Immersion Objective</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Manipulators</td>
			<td>Scientifica</td>
			<td>PatchStar</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Amplifiers</td>
			<td>Axon Instruments</td>
			<td>MultiClamp 700B</td>
			<td>Computer controlled</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Data acquisition card</td>
			<td>National Instruments</td>
			<td>PCI-6229</td>
			<td>Supported by Comedi Linux Drivers</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Desktop computer</td>
			<td>Dell</td>
			<td>Optiplex 7010 Tower</td>
			<td>OS: real-time Linux</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oscilloscopes</td>
			<td>Tektronix</td>
			<td>TDS-1002</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Perfusion Pump</td>
			<td>Gibson</td>
			<td>MINIPULS3</td>
			<td>Used with R4 Pump head (F117606)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Temperature controller</td>
			<td>Multichannel Systems</td>
			<td>TC02</td>
			<td>PH01 Perfusion Cannula</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Manometer</td>
			<td>Testo</td>
			<td>510</td>
			<td>Optional</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Incubator</td>
			<td>Memmert</td>
			<td>WB14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaCl</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>71376</td>
			<td>ACSF</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KCl</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P9541</td>
			<td>ACSF, ICS</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaH2PO4</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>S3139</td>
			<td>ACSF</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaHCO3</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>S6014</td>
			<td>ACSF</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CaCl2</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>C1016</td>
			<td>ACSF</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MgCl2</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>M8266</td>
			<td>ACSF</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glucose</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>G7528</td>
			<td>ACSF</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>K-Gluconate</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>G4500</td>
			<td>ICS</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HEPES</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>H3375</td>
			<td>ICS</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mg-ATP</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>A9187</td>
			<td>ICS</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Na2-GTP</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>51120</td>
			<td>ICS</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Na2-Phosphocreatine</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P7936</td>
			<td>ICS</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

real-time electrophysiology: using closed-loop protocols to probe neuronal dynamics and beyond

Neurosciences expérimentales est témoin d&#39;un intérêt accru dans le développement et l&#39;application de nouveaux protocoles et souvent complexes, en boucle fermée, où le stimulus appliqué dépend en temps réel sur la réponse du système. Les applications récentes vont de la mise en œuvre de systèmes de réalité virtuelle pour étudier les réponses motrices à la fois chez la souris et chez le poisson zèbre 1 2, pour contrôler des crises après un AVC corticale en utilisant l&#39;optogénétique 3. Un des principaux avantages des techniques à boucle fermée réside dans la capacité de palpage caractéristiques dimensionnelles plus élevées qui ne sont pas directement accessibles ou qui dépendent de plusieurs variables, telles que l&#39;excitabilité neuronale 4 et la fiabilité, tout en maximisant le débit expérimentale. Dans cette contribution, et dans le contexte de l&#39;électrophysiologie cellulaire, nous décrivons comment appliquer une variété de protocoles en boucle fermée à l&#39;étude des propriétés des pyramidale neurones corticaux, rec réponseorded intracellulaire avec la technique de patch-clamp en tranches de cerveau aiguë du cortex somatosensoriel de jeunes rats. Comme aucun logiciel à code source disponible dans le commerce ou ouverte offre toutes les fonctionnalités nécessaires pour effectuer efficacement les expériences décrites ici, une nouvelle boîte à outils logicielle appelée LCG 5 a été développé, dont la structure modulaire optimise la réutilisation de code informatique et facilite la mise en œuvre de nouveaux paradigmes expérimentaux. formes d&#39;onde de stimulation sont spécifiées en utilisant une méta-description compacte et protocoles expérimentaux complets sont décrits dans les fichiers de configuration à base de texte. En outre, LCG dispose d&#39;une interface de ligne de commande qui est adapté à la répétition des essais et de l&#39;automatisation des protocoles expérimentaux.

Dans les sections précédentes, nous avons décrit comment utiliser le LCG de boîte à outils logiciels pour caractériser les propriétés électrophysiologiques des cellules pyramidales L5 et de recréer vivo -comme l&#39;activité synaptique dans une préparation de tranches. L&#39;utilisation d&#39;une interface de ligne de commande et le protocole semi-automatisé favoriser la reproductibilité et l&#39;efficacité de l&#39;expérience, ce qui peut avoir un grand impact sur le rendement et la qu...

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Real-time Electrophysiology: Using Closed-loop Protocols to Probe Neuronal Dynamics and Beyond

Closed-loop protocols are becoming increasingly widespread in modern day electrophysiology. We present a simple, versatile and inexpensive way to perform complex electrophysiological protocols in cortical pyramidal neurons in vitro, using a desktop computer and a digital acquisition board.

Électrophysiologie en temps réel: en utilisant des protocoles en boucle fermée à la sonde neuronaux Dynamics et au-delà

Experimental neuroscience is witnessing an increased interest in the development and application of novel and often complex, closed-loop protocols, where ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

11.3K vues.  University of Antwerp. Closed-loop protocols are becoming increasingly widespread in modern day electrophysiology. We present a simple, versatile and inexpensive way to perform complex electrophysiological protocols in cortical pyramidal neurons in vitro, using a desktop computer and a digital acquisition board. 

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An Experimental Platform to Study the Closed-loop Performance of Brain-machine Interfaces

The non-stationary nature and variability of neuronal signals is a fundamental problem in brain-machine interfacing. We developed a brain-machine interface to assess the robustness of different control-laws applied to a closed-loop image stabilization task. Taking advantage of the well-characterized fly visuomotor pathway we record the electrical activity from an identified, motion-sensitive neuron, H1, to control the yaw rotation of a two-wheeled robot. The robot is equipped with 2 high-speed video cameras providing visual motion input to a fly placed in front of 2 CRT computer monitors. The activity of the H1 neuron indicates the direction and relative speed of the robot's rotation. The neural activity is filtered and fed back into the steering system of the robot by means of proportional and proportional/adaptive control. Our goal is to test and optimize the performance of various control laws under closed-loop conditions for a broader application also in other brain machine interfaces.

We use a closed-loop fly-machine interface to investigate general principles in neuronal control.

Une plate-forme expérimentale pour étudier les performances en boucle fermée des interfaces cerveau-machine

The non-stationary nature and variability of neuronal signals is a fundamental problem in brain-machine interfacing. We developed a brain-machine ...

Recherche

Neurosciences

Multi-electrode Array Recordings of Neuronal Avalanches in Organotypic Cultures

The cortex is spontaneously active, even in the absence of any particular input or motor output. During development, this activity is important for the migration and differentiation of cortex cell types and the formation of neuronal connections1. In the mature animal, ongoing activity reflects the past and the present state of an animal into which sensory stimuli are seamlessly integrated to compute future actions. Thus, a clear understanding of the organization of ongoing i.e. spontaneous activity is a prerequisite to understand cortex function. 
Numerous recording techniques revealed that ongoing activity in cortex is comprised of many neurons whose individual activities transiently sum to larger events that can be detected in the local field potential (LFP) with extracellular microelectrodes, or in the electroencephalogram (EEG), the magnetoencephalogram (MEG), and the BOLD signal from functional magnetic resonance imaging (fMRI). The LFP is currently the method of choice when studying neuronal population activity with high temporal and spatial resolution at the mesoscopic scale (several thousands of neurons). At the extracellular microelectrode, locally synchronized activities of spatially neighbored neurons result in rapid deflections in the LFP up to several hundreds of microvolts. When using an array of microelectrodes, the organizations of such deflections can be conveniently monitored in space and time. 
Neuronal avalanches describe the scale-invariant spatiotemporal organization of ongoing neuronal activity in the brain2,3. They are specific to the superficial layers of cortex as established in vitro4,5, in vivo in the anesthetized rat 6, and in the awake monkey7. Importantly, both theoretical and empirical studies2,8-10 suggest that neuronal avalanches indicate an exquisitely balanced critical state dynamics of cortex that optimizes information transfer and information processing.
In order to study the mechanisms of neuronal avalanche development, maintenance, and regulation, in vitro preparations are highly beneficial, as they allow for stable recordings of avalanche activity under precisely controlled conditions. The current protocol describes how to study neuronal avalanches in vitro by taking advantage of superficial layer development in organotypic cortex cultures, i.e. slice cultures, grown on planar, integrated microelectrode arrays (MEA; see also 11-14).

A robust way to study neuronal avalanches, i.e. scale-invariant spatio-temporal activity bursts, indicative of critical state dynamics in cortex. Avalanches emerge spontaneously in developing superficial layers of cultured cortex which allows for long-term measurements of the activity with planar integrated multi-electrode arrays (MEA) under precisely controlled conditions.

Enregistrements tableau multi-électrodes des Avalanches neuronale dans des cultures organotypiques

The cortex is spontaneously active, even in the absence of any particular input or motor output.  During development, this activity is important for the ...

Simultaneous Electroencephalography, Real-time Measurement of Lactate Concentration and Optogenetic Manipulation of Neuronal Activity in the Rodent Cerebral Cortex

Although the brain represents less than 5% of the body by mass, it utilizes approximately one quarter of the glucose used by the body at rest1. The function of non rapid eye movement sleep (NREMS), the largest portion of sleep by time, is uncertain. However, one salient feature of NREMS is a significant reduction in the rate of cerebral glucose utilization relative to wakefulness2-4. This and other findings have led to the widely held belief that sleep serves a function related to cerebral metabolism. Yet, the mechanisms underlying the reduction in cerebral glucose metabolism during NREMS remain to be elucidated.
	One phenomenon associated with NREMS that might impact cerebral metabolic rate is the occurrence of slow waves, oscillations at frequencies less than 4 Hz, in the electroencephalogram5,6. These slow waves detected at the level of the skull or cerebral cortical surface reflect the oscillations of underlying neurons between a depolarized/up state and a hyperpolarized/down state7. During the down state, cells do not undergo action potentials for intervals of up to several hundred milliseconds. Restoration of ionic concentration gradients subsequent to action potentials represents a significant metabolic load on the cell8; absence of action potentials during down states associated with NREMS may contribute to reduced metabolism relative to wake.
	Two technical challenges had to be addressed in order for this hypothetical relationship to be tested. First, it was necessary to measure cerebral glycolytic metabolism with a temporal resolution reflective of the dynamics of the cerebral EEG (that is, over seconds rather than minutes). To do so, we measured the concentration of lactate, the product of aerobic glycolysis, and therefore a readout of the rate of glucose metabolism in the brains of mice. Lactate was measured using a lactate oxidase based real time sensor embedded in the frontal cortex. The sensing mechanism consists of a platinum-iridium electrode surrounded by a layer of lactate oxidase molecules. Metabolism of lactate by lactate oxidase produces hydrogen peroxide, which produces a current in the platinum-iridium electrode. So a ramping up of cerebral glycolysis provides an increase in the concentration of substrate for lactate oxidase, which then is reflected in increased current at the sensing electrode. It was additionally necessary to measure these variables while manipulating the excitability of the cerebral cortex, in order to isolate this variable from other facets of NREMS.
	We devised an experimental system for simultaneous measurement of neuronal activity via the elecetroencephalogram, measurement of glycolytic flux via a lactate biosensor, and manipulation of cerebral cortical neuronal activity via optogenetic activation of pyramidal neurons. We have utilized this system to document the relationship between sleep-related electroencephalographic waveforms and the moment-to-moment dynamics of lactate concentration in the cerebral cortex. The protocol may be useful for any individual interested in studying, in freely behaving rodents, the relationship between neuronal activity measured at the electroencephalographic level and cellular energetics within the brain.

A procedure is described for manipulating the activity of cerebral cortical pyramidal neurons optogenetically while the electroencephalogram, electromyogram, and cerebral lactate concentration are monitored. Experimental recordings are performed on cable-tethered mice while they undergo spontaneous sleep/wake cycles. Optogenetic equipment is assembled in our laboratory; recording equipment is commercially available.

Électroencéphalographie simultanée, en temps réel Mesure de la concentration de lactate et manipulation optogenetic de l&#39;activité neuronale dans le cortex cérébral des rongeurs

Although the brain represents less than 5% of the body  by mass, it utilizes approximately one quarter of the glucose used by the body  at rest1. The ...

Real-Time Impedance-based Cell Analyzer as a Tool to Delineate Molecular Pathways Involved in Neurotoxicity and Neuroprotection in a Neuronal Cell Line

Many brain-related disorders have neuronal cell death involved in their pathophysiology. Improved in vitro models to study neuroprotective or neurotoxic effects of drugs and downstream pathways involved would help gain insight into the molecular mechanisms of neuroprotection/neurotoxicity and could potentially facilitate drug development. However, many existing in vitro toxicity assays have major limitations &#8211; most assess neurotoxicity and neuroprotection at a single time point, not allowing to observe the time-course and kinetics of the effect. Furthermore, the opportunity to collect information about downstream signaling pathways involved in neuroprotection in real-time would be of great importance. In the current protocol we describe the use of a real-time impedance-based cell analyzer to determine neuroprotective effects of serotonin 2A (5-HT2A) receptor agonists in a neuronal cell line under label-free and real-time conditions using impedance measurements. Furthermore, we demonstrate that inhibitors of second messenger pathways can be used to delineate downstream molecules involved in the neuroprotective effect. We also describe the utility of this technique to determine whether an effect on cell proliferation contributes to an observed neuroprotective effect. The system utilizes special microelectronic plates referred to as E-Plates which contain alternating gold microelectrode arrays on the bottom surface of the wells, serving as cell sensors. The impedance readout is modified by the number of adherent cells, cell viability, morphology, and adhesion. A dimensionless parameter called Cell Index is derived from the electrical impedance measurements and is used to represent the cell status. Overall, the real-time impedance-based cell analyzer allows for real-time, label-free assessment of neuroprotection and neurotoxicity, and the evaluation of second messenger pathways involvement, contributing to more detailed and high-throughput assessment of potential neuroprotective compounds in vitro, for selecting therapeutic candidates.

Improved in vitro neurotoxicity assays would aid the identification of new neuroprotective compounds. The utility of a real-time impedance-based cell analyzer to determine cytotoxicity and cytoprotection in neuronal cell lines and to delineate the involvement of second messenger pathways, thus gaining insight in the mechanism of neuroprotection is presented.

Analyseur portable à base d&#39;impédance en temps réel comme un outil pour délimiter voies moléculaires impliquées dans la neurotoxicité et la neuroprotection dans une lignée cellulaire neuronale

Many brain-related disorders have neuronal cell death involved in their pathophysiology. Improved in vitro models to study neuroprotective or neurotoxic ...

Closed-loop Neuro-robotic Experiments to Test Computational Properties of Neuronal Networks

Information coding in the Central Nervous System (CNS) remains unexplored. There is mounting evidence that, even at a very low level, the representation of a given stimulus might be dependent on context and history. If this is actually the case, bi-directional interactions between the brain (or if need be a reduced model of it) and sensory-motor system can shed a light on how encoding and decoding of information is performed. Here an experimental system is introduced and described in which the activity of a neuronal element (i.e., a network of neurons extracted from embryonic mammalian hippocampi) is given context and used to control the movement of an artificial agent, while environmental information is fed back to the culture as a sequence of electrical stimuli. This architecture allows a quick selection of diverse encoding, decoding, and learning algorithms to test different hypotheses on the computational properties of neuronal networks.

In this paper, an experimental framework to perform closed-loop experiments is presented, in which information processing (i.e., coding and decoding) and learning of neuronal assemblies are studied during the continuous interaction with a robotic body.

En boucle fermée expériences neuro-robotique l&#39;analyse des propriétés de calcul de réseaux neuronaux

Information coding in the Central Nervous System (CNS) remains unexplored. There is mounting evidence that, even at a very low level, the representation ...

Prolonged Incubation of Acute Neuronal Tissue for Electrophysiology and Calcium-imaging

Acute neuronal tissue preparations, brain slices and retinal wholemount, can usually only be maintained for 6 - 8 h following dissection. This limits the experimental time, and increases the number of animals that are utilized per study. This limitation specifically impacts protocols such as calcium imaging that require prolonged pre-incubation with bath-applied dyes. Exponential bacterial growth within 3 - 4 h after slicing is tightly correlated with a decrease in tissue health. This study describes a method for&#160;limiting the proliferation of bacteria in acute preparations to maintain viable neuronal tissue for prolonged periods of time (&#62;24 h) without the need for antibiotics, sterile procedures, or tissue culture media containing growth factors. By cycling the extracellular fluid through UV irradiation and keeping the tissue in a custom holding chamber at 15 - 16 &#176;C, the tissue shows no difference in electrophysiological properties, or calcium signaling through intracellular calcium dyes at &#62;24 h postdissection. These methods will not only extend experimental time for those using acute neuronal tissue, but will reduce the number of animals required to complete experimental goals, and will set a gold standard for acute neuronal tissue incubation.

Once removed from the body, neuronal tissue is greatly affected by environmental conditions, leading to eventual degradation of the tissue after 6 - 8 h. Using a unique incubation method, which closely monitors and regulates the extracellular environment of the tissue, tissue viability can be significantly extended for &#62;24 h.

L&#39;incubation prolongée de aiguë Neuronal tissus pour électrophysiologie et Calcium-imagerie

Acute neuronal tissue preparations, brain slices and retinal wholemount, can usually only be maintained for 6 - 8 h following dissection. This limits the ...

Using Neuron Spiking Activity to Trigger Closed-Loop Stimuli in Neurophysiological Experiments

Closed-loop neurophysiological systems use patterns of neuronal activity to trigger stimuli, which in turn affect brain activity. Such closed-loop systems are already found in clinical applications, and are important tools for basic brain research. A particularly interesting recent development is the integration of closed-loop approaches with optogenetics, such that specific patterns of neuronal activity can trigger optical stimulation of selected neuronal groups. However, setting up an electrophysiological system for closed-loop experiments can be difficult. Here, a ready-to-apply Matlab code is provided for triggering stimuli based on the activity of single or multiple neurons. This sample code can be easily modified based on individual needs. For instance, it shows how to trigger sound stimuli and how to change it to trigger an external device connected to a PC serial port. The presented protocol is designed to work with a popular neuronal recording system for animal studies (Neuralynx). The implementation of closed-loop stimulation is demonstrated in an awake rat.

This protocol demonstrates how to use an electrophysiological system for closed-loop stimulation triggered by neuronal activity patterns. Sample Matlab code that can be easily modified for different stimulation devices is also provided.

Utilisation de l'activité de spiking de neurone pour déclencher des stimuli à boucle fermée dans les expériences neurophysiologiques

Closed-loop neurophysiological systems use patterns of neuronal activity to trigger stimuli, which in turn affect brain activity. Such closed-loop systems ...

Open-Source Real-Time Closed-Loop Electrical Threshold Tracking for Translational Pain Research

Nociceptors are a class of primary afferent neurons that signal potentially harmful noxious stimuli. An increase in nociceptor excitability occurs in acute and chronic pain conditions. This produces abnormal ongoing activity or reduced activation thresholds to noxious stimuli. Identifying the cause of this increased excitability is required for the development and validation of mechanism-based treatments. Single-neuron electrical threshold tracking can quantify nociceptor excitability. Therefore, we have developed an application to allow such measurements and demonstrate its use in humans and rodents. APTrack provides real-time data visualization and action potential identification using a temporal raster plot. Algorithms detect action potentials by threshold crossing and monitor their latency after electrical stimulation. The plugin then modulates the electrical stimulation amplitude using an up-down method to estimate the electrical threshold of the nociceptors. The software was built upon the Open Ephys system (V0.54) and coded in C++ using the JUCE framework. It runs on Windows, Linux, and Mac operating systems. The open-source code is available (<a data-saferedirecturl="https://www.google.com/url?q=https://github.com/Microneurography/APTrack&amp;source=gmail&amp;ust=1680789829274000&amp;usg=AOvVaw0nMk9J_EI2jUn8SlmC5JJm" href="https://github.com/Microneurography/APTrack" target="_blank">https://github.com/Microneurography/APTrack</a>). The electrophysiological recordings were taken from nociceptors in both a mouse skin-nerve preparation using the teased fiber method in the saphenous nerve and in healthy human volunteers using microneurography in the superficial peroneal nerve. Nociceptors were classified by their response to thermal and mechanical stimuli, as well as by monitoring the activity-dependent slowing of the conduction velocity. The software facilitated the experiment by simplifying the action potential identification through the temporal raster plot. We demonstrate real-time closed-loop electrical threshold tracking of single-neuron action potentials during&#160;in vivo&#160;human microneurography, for the first time, and during&#160;ex vivo&#160;mouse electrophysiological recordings of C-fibers and A&#948;-fibers. We establish proof of principle by showing that the electrical threshold of a human heat-sensitive C-fiber nociceptor is reduced by heating the receptive field. This plugin enables the electrical threshold tracking of single-neuron action potentials and allows the quantification of changes in nociceptor excitability.

APTrack is a software plugin developed for the Open Ephys platform that enables real-time data visualization and the closed-loop electrical threshold tracking of neuronal action potentials. We have successfully used this in microneurography for human C-fiber nociceptors and mouse C-fiber and A&#948;-fiber nociceptors.

Suivi de seuil électrique en boucle fermée en temps réel open source pour la recherche translationnelle sur la douleur

Nociceptors are a class of primary afferent neurons that signal potentially harmful noxious stimuli. An increase in nociceptor excitability occurs in ...

Stimulation cérébrale profonde pour le traitement de la dépression majeure

Closed-Loop Neurostimulation for Biomarker-Driven, Personalized Treatment of Major Depressive Disorder

Deep brain stimulation involves the administration of electrical stimulation to targeted brain regions for therapeutic benefit. In the context of major depressive disorder (MDD), most studies to date have administered continuous or open-loop stimulation with promising but mixed results. One factor contributing to these mixed results may stem from when the stimulation is applied. Stimulation administration specific to high-symptom states in a personalized and responsive manner may be more effective at reducing symptoms compared to continuous stimulation and may avoid diminished therapeutic effects related to habituation. Additionally, a lower total duration of stimulation per day is advantageous for reducing device energy consumption. This protocol describes an experimental workflow using a chronically implanted neurostimulation device to achieve closed-loop stimulation for individuals with treatment-refractory MDD. This paradigm hinges on determining a patient-specific neural biomarker that is related to states of high symptoms and programming the device detectors, such that stimulation is triggered by this read-out of symptom state. The described procedures include how to obtain neural recordings concurrent with patient symptom reports, how to use these data in a state-space model approach to differentiate low- and high-symptom states and corresponding neural features, and how to subsequently program and tune the device to deliver closed-loop stimulation therapy.

Pleins feux sur l’auteur : Avantage thérapeutique de la stimulation cérébrale profonde en boucle fermée dans le traitement de la dépression 

Deep brain stimulation triggered by a patient-specific neural biomarker of a high-symptom state may better control symptoms of major depressive disorder compared to continuous, open-loop stimulation. This protocol provides a workflow for identifying a patient-specific neural biomarker and controlling the delivery of therapeutic stimulation based on the identified biomarker.

Neurostimulation en boucle fermée pour le traitement personnalisé du trouble dépressif majeur basé sur des biomarqueurs

Deep brain stimulation involves the administration of electrical stimulation to targeted brain regions for therapeutic benefit. In the context of major ...