Nous sommes redevables à Eleut Hernandez pour l&#39;élevage, Gabe Gaidosh d&#39;expertise de la microscopie et Khue Tran et Zhenyang Zhao pour le montage vidéo. Cette étude a été financée par le National Eye Institute accorde R01-EY022129 à JLG et subventions P30 EY022589 à l&#39;UCSD et EY014801 à UM; l&#39;American Heart Association, la Fondation Jacques et Esther roi, le fonds du programme d&#39;échange d&#39;étudiants de doctorat de l&#39;Université Fudan Graduate School (n ° 2010033), et une subvention sans restriction de la recherche pour prévenir la cécité, Inc.

Toutes les procédures d&#39;animaux ont été approuvés par l&#39;Université de Californie à San Diego et l&#39;Université de Miami protection des animaux et des comités d&#39;utilisation (IACUC) et réalisées en conformité avec la Déclaration ARVO pour l&#39;utilisation d&#39;animaux dans ophtalmique et de la recherche visuelle. Tous les réactifs et les instruments utilisés dans les procédures chirurgicales sont stériles. 1. Anesthésier et préparer le Rat pour la chirurgie <ol><li> Avant l&#39;intervention, les rats sont anesthésiés avec une injection intraperitoneale de kétamine (60 mg / kg) et de xylazine (8 mg / kg) en fonction du poids corporel. Une profondeur adéquate de l&#39;anesthésie doit être déterminée par une réponse négative à pincement de l&#39;orteil stimulus. </li><li> Une fois anesthésié, tirer la langue en avant pour éviter l&#39;asphyxie et d&#39;appliquer une pommade lubrifiante pour les deux yeux pour éviter le dessèchement de la cornée pendant la chirurgie. </li><li> Rasez les sites chirurgicaux en utilisant une tondeuse à cheveux et essuyez la zone trois fois avec une solution détergente de providone iodée 10% et 70% d&#39;éthanol. </li><li> Drapé til animaux dans un champ stérile. Gants stériles et les instruments chirurgicaux sont utilisés au cours de la chirurgie de la survie. Re-stériliser les conseils d&#39;instruments utilisant un stérilisateur de perles chaud entre les animaux. </li></ol> 2. Approche chirurgicale <ol><li> PION induction <ol><li> Fémorale cathétérisme de la veine <ol><li> Préparer et nettoyer le site chirurgical. Rasez la cuisse intérieure droite en utilisant une tondeuse à cheveux et essuyez la zone trois fois chacun avec une solution détergente de providone iodée 10% et 70% d&#39;éthanol. </li><li> Préparer le tube. Couper une longueur de 40 cm d&#39;un tube en polyethylene (PE 10) stérilisé dans 70% d&#39;éthanol. Rincer la tubulure avec une solution saline et le connecter à une seringue de 1 ml contenant une solution pré-mesurée de 2% érythrosine B colorant (1 ul / mg, ce qui donne une dose de 20 mg / kg de poids corporel). Monter la seringue dans un pied-interrupteur commandé pompe à perfusion à un débit de 600 pi / min. </li><li> En utilisant une lame n ° 15, faire une petite incision horizontale aula base de la cuisse droite. Couper et répandre la membrane à l&#39;intérieur et nettoyer la zone avec des cotons-tiges stériles. </li><li> Séparer le muscle avec des pinces jusqu&#39;à ce que la branche de la veine fémorale est visible. Une gaine entoure l&#39;artère, une veine et le nerf. Pincez et tirez cette gaine vers le haut avec une pince (forceps à pointe fine Dumont), et couper une petite incision (2-4 mm est généralement suffisant) près de la base de la cale de forme triangulaire avec Vannas ciseaux à ressort. Développer la coupe comme nécessaire. </li><li> Séparer la veine et l&#39;artère d&#39;un micro-crochet chirurgical émoussé parallèle à la direction de la veine. Veillez à ne pas endommager la membrane et la veine branches délicates. Puis, soulevez doucement la veine et le séparer du tissu conjonctif sous-jacent. </li><li> Obtenir une suture de nylon sans aiguille et le placer à côté de la veine fémorale. Utilisation de la micro-chirurgicale crochet, élever la veine et passer les pinces à pointe fine sous la région distale. Prenez une extrémité de la suture et tirez-le sous leveine. Ligaturer la veine distale étroitement. Passez une seconde suture d&#39;une manière similaire en vertu de la veine proximale et faire un noeud lâche. </li><li> Faire une petite incision dans la veine près de la ligature distale avec Vannas ciseaux à ressort. Développer le trou si nécessaire avec la pince à pointe fine. Du sang peut fuir à travers la coupe. Nettoyez la zone chirurgicale avec le froid, BSS stérile et des cotons-tiges stériles. </li><li> En tenant la paroi de la veine au niveau du bord de la découpe, cathétériser le vaisseau avec le tube de solution saline préparée rincé au moyen d&#39;un porte-aiguille. Serrez le noeud proximale autour de la veine et les tubes. Ensuite, ancrer le tube en le liant à la suture distale. </li><li> Vérifiez la qualité de l&#39;cathétérisme en appuyant sur le commutateur au pied pour injecter une solution saline, &lt;1 ml est suffisante. Assurez-vous que le tube est dégagée et n&#39;a pas de fuites. Fermer temporairement l&#39;incision avec des sutures pour protéger le cathétérisme et de tissus. </li></ol></li><li> Exposition du nerf optique <ol><li> Prepare site chirurgical en essuyant la zone de pré-rasé dessus de l&#39;oeil gauche trois fois chacun avec une solution détergente de providone iodée 10% et 70% d&#39;éthanol. </li><li> Faire une incision le long de la peau 2-3 mm derrière l&#39;œil avec une lame n ° 15. Pincez et soulevez le tissu conjonctif avec des pinces dentelées, et faire une petite incision avec Vannas ciseaux à ressort. Cette petite incision est généralement d&#39;environ 5 mm de longueur, mais peut être plus long pour fournir une plus grande exposition pour un chirurgien dans la formation. Continuer à disséquer carrément à travers le tissu conjonctif le long du bord supérieur de l&#39;os orbital, en prenant soin d&#39;éviter de perturber les vaisseaux sanguins. Nettoyez la zone chirurgicale avec des cotons-tiges. </li><li> Disséquer vers le bas à travers la conjonctive jusqu&#39;à ce que le muscle droit supérieur est visible. Pincez et de disséquer à travers le muscle; le muscle sera libéré au plus profond de l&#39;orbite. Or, les tissus environnants peuvent être utilisées pour aider à la rétraction et l&#39;élévation de l&#39;œil pour faciliter la visualisation. </li><li> Rétracter le lambeau de peau et du tissu conjonctif latéralement et vers le bas, et de maintenir en place avec une suture et hémostatique. Cela va tourner l&#39;œil avant et en dehors afin de révéler la gaine contenant de la graisse qui entoure le nerf optique. </li><li> Insérez délicatement une paire de pinces acérées et développer parallèlement au nerf optique pour séparer le tissu conjonctif entourant la gaine. Ne pas toucher le nerf optique avec les bouts pointus de la pince. </li><li> Une longueur de 5 mm du nerf optique et de la gaine entourant doit maintenant être visible. Un réseau de micro-vaisseaux sur la surface de la gaine entoure le nerf optique. Ceux-ci seront ciblés lors de l&#39;irradiation laser. </li></ol></li><li> L&#39;injection intraveineuse d&#39;érythrosine B et l&#39;irradiation laser <ol><li> Porter des lunettes de couleur orange sécurité en tout temps pendant le fonctionnement de l&#39;appareil d&#39;irradiation laser pour vous protéger de la lumière laser vert. Allumez le laser, ouvrir l&#39;obturateur et ajuster la crête et moyenne powers du laser nécessaire. Fermez le volet. </li><li> Positionner le rat dans l&#39;appareil d&#39;irradiation laser. Pour assurer le placement de faisceau approprié, un faible faisceau de visée est produit par filtrage spatial du laser à travers un trou de 100 um de diamètre percé dans la lame de volet fermé. Re-exposer le nerf optique avec une paire de pince fine pointe, et positionner le faisceau de visée sur le nerf optique intraorbitaire entre 3 mm et 4 mm derrière la tête du nerf optique. </li><li> Injecter la solution d&#39;érythrosine B à 2% par activation de la pompe de perfusion. Il peut circuler pendant quelques secondes pendant que le chirurgien ajoute une petite goutte de BSS pour humidifier la surface du nerf optique. </li><li> Vérifiez la position du faisceau de visée et puis cliquez sur le commutateur au pied pour lancer l&#39;irradiation. Un filtre de sécurité de couleur orange, qui est ajouté dans le chemin optique du microscope, déclenché sera immédiatement suivie par l&#39;ouverture de l&#39;obturateur après un délai d&#39;une seconde. </li><li> Irradier le nerf optique depuis 90 sec avec une puissance de crête de 135 MW et une puissance moyenne de 18mW produit par un hacheur de faisceau tournant à 250 Hz avec un rapport cyclique de 15% (ce qui réduit au minimum les effets thermiques). Fluorescence jaune, orange vif comme visualisé à travers le filtre de sécurité, sera émise à partir de la surface supérieure du nerf optique et est suffisante pour assurer que le faisceau irradie le nerf symétriquement. </li><li> Après l&#39;irradiation, le filtre de sécurité de couleur orange ouvrira automatiquement. Microhemorrhage peut être observée dans certains cas. </li><li> Soulager la traction sur les muscles oculaires supplémentaires et retourner l&#39;œil à une position neutre. Fermer l&#39;incision avec des sutures interrompues. Ensuite, retirer le cathéter et attacher la veine fémorale étroitement pour éviter les fuites; fermer avec des sutures interrompues. Appliquer une pommade antibiotique pour les deux incisions. Vérifiez le fond pour vérifier l&#39;intégrité vasculaire de la veine centrale de la rétine et de l&#39;artère. </li></ol></li></ol></li><li> Marquage rétrogradedes cellules ganglionnaires de la rétine (CGR) NOTE:. Afin d&#39;évaluer la survie RGC, marquage rétrograde avec FluoroGold (FG) devrait être achevée une semaine avant PION. La méthode est décrite en détail dans le protocole JoVE 819 13. <ol><li> En bref: anesthésier l&#39;animal avec de la kétamine (60 mg / kg) et de xylazine (8 mg / kg) et de se raser la tête. </li><li> Frotter chirurgicalement le site d&#39;incision et de faire une incision médiane sur la tête pour exposer le crâne. </li><li> Percer des trous bilatéraux à travers le crâne (ø 2x2 mm) de 0,5 mm à la fois les sutures sagittale et transversales. </li><li> Aspirer soigneusement le contenu cérébral qui se trouve sur la surface dorsale de la colliculus supérieur (SC) en utilisant une pompe à vide. Ensuite, placez un petit morceau de Gelfoam imbibé de 4% FG sur la surface de la SC. </li><li> Fermer l&#39;incision avec des sutures et des soins pour l&#39;animal en utilisant les soins postopératoires standard. </li></ol></li><li> Soins post-opératoires et l&#39;euthanasie <ol><li> Après la chirurgie, placer animal dans une cage séparée propre au-dessus d&#39;un tampon de l&#39;eau de recirculation chauffé jusqu&#39;à ce que l&#39;animal est récupérée. </li><li> Analgésiques post-chirurgicales (HCl buprénorphine, 0,01 mg / kg) doit être administré deux fois par jour pendant trois jours consécutifs pour minimiser l&#39;inconfort. </li><li> Rat doit être conservé séparément et observé jusqu&#39;à ce qu&#39;ils soient en mesure de maintenir décubitus sternal et reprendre conscience suffisante. </li><li> Les signes de reprise et une bonne santé sont suivis quotidiennement pendant au moins 5 jours après la chirurgie, ou jusqu&#39;à ce que l&#39;enlèvement de sutures et la guérison adéquate du site chirurgical, selon la dernière. </li><li> Euthanasier les animaux par perfusion avec 4% de PFA à des points de temps scientifiquement appropriées après la chirurgie fonction de l&#39;intérêt d&#39;enquête. </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Wang, Y., Brown, D. P., Duan, Y., Kong, W., Watson, B. D., Goldberg, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+rodent+model+of+posterior+ischemic+optic+neuropathy..">A novel rodent model of posterior ischemic optic neuropathy..</a> JAMA Ophthalmology. 131, 194-204 (2013).</li><li>Rucker, J. C., Biousse, V., Newman, N. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ischemic+optic+neuropathies.">Ischemic optic neuropathies.</a> Curr Opin Neurol. 17, 27-35 (2004).</li><li>Hayreh, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Posterior+ischaemic+optic+neuropathy:+clinical+features,+pathogenesis,+and+management..">Posterior ischaemic optic neuropathy: clinical features, pathogenesis, and management..</a> Eye (Lond). 18, 1188-1206 (2004).</li><li>Hayreh, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inter-Individual+Variation+in+Blood-Supply+of+the+Optic-Nerve+Head..">Inter-Individual Variation in Blood-Supply of the Optic-Nerve Head..</a> Doc Ophthalmol. 59, 217-246 (1985).</li><li>Jacobson, D. M., Vierkant, R. A., Belongia, E. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nonarteritic+anterior+ischemic+optic+neuropathy+-+A+case-control+study+of+potential+risk+factors..">Nonarteritic anterior ischemic optic neuropathy - A case-control study of potential risk factors..</a> Arch Ophthalmol-Chic. 115, 1403-1407 (1997).</li><li>Kosmorsky, G., Straga, J., Knight, C., Dagirmanjian, A., Davis, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+role+of+transcranial+Doppler+in+nonarteritic+ischemic+optic+neuropathy..">The role of transcranial Doppler in nonarteritic ischemic optic neuropathy..</a> Am J Ophthalmol. 126, 288-290 (1998).</li><li>Hayreh, S. S., Zimmerman, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Non-arteritic+anterior+ischemic+optic+neuropathy:+role+of+systemic+corticosteroid+therapy..">Non-arteritic anterior ischemic optic neuropathy: role of systemic corticosteroid therapy..</a> Graefe's archive for clinical and experimental ophthalmology. 246, 1029-1046 (2008).</li><li>Prado, R., Dietrich, W. D., Watson, B. D., Ginsberg, M. D., Green, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Photochemically+Induced+Graded+Spinal-Cord+Infarction+-+Behavioral,+Electrophysiological,+and+Morphological+Correlates..">Photochemically Induced Graded Spinal-Cord Infarction - Behavioral, Electrophysiological, and Morphological Correlates..</a> J Neurosurg. 67, 745-753 (1987).</li><li>Dietrich, W. D., Busto, R., Watson, B. D., Scheinberg, P., Ginsberg, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Photochemically+induced+cerebral+infarction.+II.+Edema+and+blood-brain+barrier+disruption..">Photochemically induced cerebral infarction. II. Edema and blood-brain barrier disruption..</a> Acta Neuropathologica. 72, 326-334 (1987).</li><li>Watson, B. D., Dietrich, W. D., Busto, R., Wachtel, M. S., Ginsberg, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Induction+of+reproducible+brain+infarction+by+photochemically+initiated+thrombosis..">Induction of reproducible brain infarction by photochemically initiated thrombosis..</a> Annals of Neurology. 17, 497-504 (1985).</li><li>Watson, B. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+of+photochemically+induced+brain+ischemia+and+stroke..">Animal models of photochemically induced brain ischemia and stroke..</a> Cerebrovascular Disease - Pathophysiology, Diagnosis and Treatment. , 52-73 (1998).</li><li>Watson, B. D., Prado, R., Dietrich, W. D., Ginsberg, M. D., Green, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Photochemically+induced+spinal+cord+injury+in+the+rat..">Photochemically induced spinal cord injury in the rat..</a> Brain Research. 367, 296-300 (1986).</li><li>Chiu, K., Lau, W. M., Yeung, S. C., Chang, R. C., So, K. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Retrograde+labeling+of+retinal+ganglion+cells+by+application+of+fluoro-gold+on+the+surface+of+superior+colliculus..">Retrograde labeling of retinal ganglion cells by application of fluoro-gold on the surface of superior colliculus..</a> Journal of visualized experiments : JoVE. , (2008).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Here we describe in detail a method for inducing PION in a rat model. The most critical part of the protocol is the exposure and irradiation of the optic nerve &#8211; to expose the nerve as long as possible while avoiding damage caused by the sharp fine tip forceps or from stretching. In rats, the ophthalmic artery enters the optic nerve &#8804;1 mm from the optic nerve head. Therefore, irradiation of the optic nerve 3-4 mm away from the optic nerve head should only result in ischemia of the capillaries feeding the nerv...

Chez les patients âgés de plus de 50 ans, une neuropathie optique ischémique (ION) est le type le plus répandu de l&#39;optique aiguë neuropathie 2. La condition peut présenter comme l&#39;un des deux sous-types en fonction de la source d&#39;approvisionnement spécifique affectée de sang et la présentation clinique: antérieure (AION) ou postérieure (PION) 3. Bien que la pathogenèse et l&#39;évolution de AION ont été largement étudiés 4-7, PION est restée mal comprise en raison de sa faible prévalence, la présentation de variable, les critères de diagnostic mal définies et le manque d&#39;un modèle animal. En outre, aucun des traitements ont été prouvées pour prévenir ou inverser la perte de la vision de AION ou PION efficacement. Par conséquent, un modèle animal reproductible et fiable des PION est d&#39;une grande valeur pour étudier le processus de la maladie in vivo et de tester de nouveaux schémas thérapeutiques pour la neuroprotection et la régénération des axones. Photochimique induite par une lésion ischémique à la microvascularisation résultant en vasogenic oedème et la thrombose crée effectivement une ischémie tissulaire régionale 8-12. Après l&#39;injection dans la circulation vasculaire, le colorant photosensible érythrosine B produit de l&#39;oxygène moléculaire singulet réactif lors de l&#39;activation par irradiation au laser des vaisseaux cibles. L&#39;oxygène singulet peroxidizes directement l&#39;endothélium vasculaire, en stimulant l&#39;adhésion plaquettaire / agrégation et conduisant à la formation de thrombus occlusif. Lésion ischémique est étendue à des régions voisines et exacerbée par la compression microvasculaire due à un œdème vasogénique. L&#39;objectif global de ce protocole est d&#39;induire une ischémie photochimique dans le nerf optique rétrobulbaire pour refléter les dommages causés par PION. A notre connaissance, ceci est le premier modèle de lésion ischémique dans la partie postérieure du nerf optique 1. Comme ce modèle produit une ischémie, tout en évitant les traumatismes physiques, les processus physiologiques de la neuropathie optique ischémique postérieure sont mieux imité et étudiés. En outre, ce modèle offre un roman plate-forme pour le dépistage de produits thérapeutiques candidats pour les neuropathies optiques ischémiques et d&#39;autres maladies du système nerveux central. Ici, un protocole détaillé pour le cathétérisme de la veine fémorale, l&#39;exposition du nerf optique, une injection intraveineuse d&#39;érythrosine B et l&#39;irradiation du laser dans un modèle de rat de pions sont décrits.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>532-nm Nd:YAG laser&#160;</td>
			<td>Laser glow</td>
			<td>LRS-532-KM-200-3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Beam chopper</td>
			<td>custom-made</td>
			<td>custom-made</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mechanical shutter and corresponding shutter drive timer</td>
			<td>AAM Vincent Associates</td>
			<td>SD-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>25-cm focal length spherical lens</td>
			<td>CVI/Mellles-Griot</td>
			<td>01 LPX 293</td>
			<td>plano-convexBK7 glass lens with HEBBARTM antireflection coating</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Erythrosin B&#160;</td>
			<td>MP Biomedicals</td>
			<td>190449</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fluorogold</td>
			<td>Fluorochrome,LLC</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gelfoam</td>
			<td>Cardinal Health</td>
			<td>CAH1203421</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polyethylene tubing (PE10)</td>
			<td>BD Intramedic</td>
			<td>427400</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>No. 10 Blade</td>
			<td>Miltex</td>
			<td>4-110</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fine Forceps</td>
			<td>F.S.T.</td>
			<td>91150-20</td>
			<td>DUMONT #5 RUSTLESS NON-MAGNETIC</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forceps with Teeth</td>
			<td>F.S.T.</td>
			<td>11153-10</td>
			<td>Germany stainless</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forceps</td>
			<td>F.S.T.</td>
			<td>18025-10&#160;</td>
			<td>Germany stainless</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vannas spring scissors</td>
			<td>F.S.T.</td>
			<td>2-220&#160;</td>
			<td>JJECK Stainless</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polyglactin suture</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>J488G</td>
			<td>7-0 suture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>hemostat</td>
			<td>F.S.T.</td>
			<td>12075-12&#160;</td>
			<td>Germany stainless</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

rat model of photochemically-induced posterior ischemic optic neuropathy

Postérieure neuropathie optique ischémique (PION) est une maladie de la vue dévastateur dans la pratique clinique. Cependant, sa pathogénie et d&#39;histoire naturelle sont restés mal compris. Récemment, nous avons développé un modèle fiable, animal reproductible de PION et testé l&#39;effet du traitement de certains facteurs neurotrophiques dans ce modèle 1. Le but de cette vidéo est de démontrer notre modèle photochimique induite de neuropathie optique ischémique postérieure, et d&#39;évaluer ses effets avec marquage rétrograde des cellules ganglionnaires de la rétine. Suite à l&#39;exposition chirurgicale du nerf optique postérieure, d&#39;un colorant photosensibilisant, l&#39;érythrosine B, est injecté par voie intraveineuse et un faisceau laser est focalisé sur la surface du nerf optique. Interaction photochimique de l&#39;érythrosine B et le laser pendant dommages d&#39;irradiation de l&#39;endothélium vasculaire, incitant occlusion microvasculaire médiée par une thrombose plaquettaire et la compression oedémateux. La lésion ischémique résultant donne une progressive mais pronounced dépérissement rétinienne des cellules ganglionnaires, en raison d&#39;une perte d&#39;entrée axonale - une distance, induite par blessure et le résultat clinique. Ainsi, ce modèle fournit une plate-forme nouvelle pour étudier le cours de physiopathologique Pion, et peut être en outre optimisée pour tester approches thérapeutiques pour neuropathies optiques ainsi que d&#39;autres maladies ischémiques du système nerveux central.

La lésion ischémique résultant induit par cette technique donne une mort progressive mais prononcé de cellules ganglionnaires rétiniennes après une lésion ischémique axone. Ceci est un résultat cliniquement significatif similaire à celle observée dans la maladie humaine. FG marquage rétrograde est utilisée pour quantifier la survie RGC après PION. La même méthode est utilisée pour valider une création de modèle de réussite ainsi que pour évaluer les effets de différents régimes thérapeuti...

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Rat Model of Photochemically-Induced Posterior Ischemic Optic Neuropathy

L&#39;objectif de ce protocole est d&#39;induire photochimique lésion ischémique du nerf optique postérieure chez le rat. Ce modèle est essentiel à l&#39;étude de la physiopathologie de la neuropathie optique ischémique postérieure, et des approches thérapeutiques pour ceci et d&#39;autres neuropathies optiques, ainsi que d&#39;autres maladies ischémiques du système nerveux central.

Modèle de rat de Photochimiquement induite postérieur neuropathie optique ischémique

Posterior Ischemic optic neuropathy (PION) is a sight-devastating disease in clinical practice. However, its pathogenesis and natural history ...

rat-model-photochemically-induced-posterior-ischemic-optic

Research

JoVE Journal

Medicine

8.5K vues.  University of Miami Miller School of Medicine.  L'objectif de ce protocole est d'induire photochimique lésion ischémique du nerf optique postérieure chez le rat. Ce modèle est essentiel à l'étude de la physiopathologie de la neuropathie optique ischémique postérieure, et des approches thérapeutiques pour ceci et d'autres neuropathies optiques, ainsi que d'autres maladies ischémiques du système nerveux central. 

Vidéo: Rat Model of Photochemically-Induced Posterior Ischemic Optic Neuropathy

Creation of Reversible Cholestatic Rat Model

Cholestasis is a clinical condition commonly encountered by both surgeons and gastroenterologists. Cholestasis can cause various physiological changes and affect the nutritional status and surgical outcomes. Study of the pathophysiological changes occurring in the liver and other organs is of importance. Various studies have been done in cholestatic rat models.
We used a reversible cholestatic rat model in our recent study looking at the role of methylprednisolone in the ischemia reperfusion injury. Various techniques for creation of a reversible cholestatic model have been described. Creation of a reversible cholestatic rat model can be challenging in view of the smaller size and unique hepatopancreatobiliary anatomy in rats. This video article demonstrates the creation of a reversible cholestatic model.
This model can be used in various studies, such as looking at the changes in nutritional, physiological, pathological, histological and immunological changes in the gastrointestinal tract. This model can also be used to see the effects of cholestasis and various therapeutic interventions on major hepatic surgeries.

Cholestasis is a clinical condition commonly encountered by both surgeons and gastroenterologists. Creation of a reversible cholestatic rat model can be challenging in view of the smaller size and unique hepatopancreatobiliary anatomy in rats. This video article demonstrates the creation of a reversible cholestatic model.

Création du modèle de rat réversible cholestatique

Cholestasis is a clinical condition commonly encountered by both surgeons and gastroenterologists. Cholestasis can cause various physiological changes and ...

Recherche

Médecine

Gene Transfer for Ischemic Heart Failure in a Preclinical Model

Various emerging technologies are being developed for patients with heart failure. Well-established preclinical evaluations are necessary to determine their efficacy and safety.
Gene therapy using viral vectors is one of the most promising approaches for treating cardiac diseases. Viral delivery of various different genes by changing the carrier gene has immeasurable therapeutic potential.
In this video, the full process of an animal model of heart failure creation followed by gene transfer is presented using a swine model. First, myocardial infarction is created by occluding the proximal left anterior descending coronary artery. Heart remodeling results in chronic heart failure. Unique to our model is a fairly large scar which truly reflects patients with severe heart failure who require aggressive therapy for positive outcomes. After myocardial infarct creation and development of scar tissue, an intracoronary injection of virus is demonstrated with simultaneous nitroglycerine infusion. Our injection method provides simple and efficient gene transfer with enhanced gene expression. This combination of a myocardial infarct swine model with intracoronary virus delivery has proven to be a consistent and reproducible methodology, which helps not only to test the effect of individual gene, but also compare the efficacy of many genes as therapeutic candidates.

A method of gene transfer for the treatment of ischemic heart failure is described using a swine model of myocardial infarction. Our simple and reproducible method enables us to readily evaluate the efficacy of various gene transfers with a very simple and reproducible way.

Transfert de gènes pour insuffisance cardiaque ischémique dans un modèle préclinique

Various emerging technologies are being developed for patients with heart failure. Well-established preclinical evaluations are necessary to determine ...

A Simplified Technique for Producing an Ischemic Wound Model

One major obstacle in current diabetic wound research is a lack of an ischemic wound model that can be safely used in diabetic animals. Drugs that work well in non-ischemic wounds may not work in human diabetic wounds because vasculopathy is one major factor that hinders healing of these wounds. We published an article in 2007 describing a rabbit ear ischemic wound model created by a minimally invasive surgical technique. Since then, we have further simplified the procedure for easier operation. On one ear, three small skin incisions were made on the vascular pedicles, 1-2 cm from the ear base. The central artery was ligated and cut along with the nerve. The whole cranial bundle was cut and ligated, leaving only the caudal branch intact. A circumferential subcutaneous tunnel was made through the incisions, to cut subcutaneous tissues, muscles, nerves, and small vessels. The other ear was used as a non-ischemic control. Four wounds were made on the ventral side of each ear. This technique produces 4 ischemic wounds and 4 non-ischemic wounds in one animal for paired comparisons. After surgery, the ischemic ear was cool and cyanotic, and showed reduced movement and a lack of pulse in the ear artery. Skin temperature of the ischemic ear was 1-10 &deg;C lower than that on the normal ear and this difference was maintained for more than one month. Ear tissue high-energy phosphate contents were lower in the ischemic ear than the control ear. Wound healing times were longer in the ischemic ear than in the non-ischemic ear when the same treatment was used. The technique has now been used on more than 80 rabbits in which 23 were diabetic (diabetes time ranging from 2 weeks to 2 years). No single rabbit has developed any surgical complications such as bleeding, infection, or rupture in the skin incisions. The model has many advantages, such as little skin disruption, longer ischemic time, and higher success rate, when compared to many other models. It can be safely used in animals with reduced resistance, and can also be modified to meet different testing requirements.

We have developed a minimally invasive technique to create a rabbit ischemic ear wound model by dividing the central artery and nerve and the cranial neurovascular bundle. A subcutaneous tunnel then cuts all subcutaneous tissues. This procedure causes minimal skin disruption and can be safely used in diabetic animals.

Une technique simplifiée pour produire un modèle de plaie ischémique

One major obstacle in current diabetic wound research is a lack of an ischemic wound model that can be safely used in diabetic animals. Drugs that work ...

Endothelin-1 Induced Middle Cerebral Artery Occlusion Model for Ischemic Stroke with Laser Doppler Flowmetry Guidance in Rat

Stroke is the number one cause of disability and third leading cause of death in the world, costing an estimated $70 billion in the United States in 20091, 2. Several models of cerebral ischemia have been developed to mimic the human condition of stroke. It has been suggested that up to 80% of all strokes result from ischemic damage in the middle cerebral artery (MCA) area3. In the early 1990s, endothelin-1 (ET-1) 4 was used to induce ischemia by applying it directly adjacent to the surface of the MCA after craniotomy. Later, this model was modified 5 by using a stereotaxic injection of ET-1 adjacent to the MCA to produce focal cerebral ischemia. The main advantages of this model include the ability to perform the procedure quickly, the ability to control artery constriction by altering the dose of ET-1 delivered, no need to manipulate the extracranial vessels supplying blood to the brain as well as gradual reperfusion rates that more closely mimics the reperfusion in humans5-7. On the other hand, the ET-1 model has disadvantages that include the need for a craniotomy, as well as higher variability in stroke volume8. This variability can be reduced with the use of laser Doppler flowmetry (LDF) to verify cerebral ischemia during ET-1 infusion. Factors that affect stroke variability include precision of infusion and the batch of the ET-1 used6. Another important consideration is that although reperfusion is a common occurrence in human stroke, the duration of occlusion for ET-1 induced MCAO may not closely mimic that of human stroke where many patients have partial reperfusion over a period of hours to days following occlusion9, 10. This protocol will describe in detail the ET-1 induced MCAO model for ischemic stroke in rats. It will also draw attention to special considerations and potential drawbacks throughout the procedure.

Several animal models of cerebral ischemia have been developed to simulate the human condition of stroke. This protocol describes the endothelin-1 (ET-1) induced middle cerebral artery occlusion (MCAO) model for ischemic stroke in rats. In addition, important considerations, advantages, and shortcomings of this model are discussed.

L&#39;endothéline-1 induite Moyen Modèle occlusion de l&#39;artère cérébrale pour AVC ischémique avec guidage laser Doppler chez le rat

Stroke is the number one cause of disability and third leading cause of death in the world, costing an estimated $70 billion in the United States in ...

Angiogenesis in the Ischemic Rat Lung

The adult lung is perfused by both the systemic bronchial artery and the entire venous return flowing through the pulmonary arteries. In most lung pathologies, it is the smaller systemic vasculature that responds to a need for enhanced lung perfusion and shows robust neovascularization. Pulmonary vascular ischemia induced by pulmonary artery obstruction has been shown to result in rapid systemic arterial angiogenesis in man as well as in several animal models. Although the histologic assessment of the time course of bronchial artery proliferation in rats was carefully described by Weibel 1, mechanisms responsible for this organized growth of new vessels are not clear. We provide surgical details of inducing left pulmonary artery ischemia in the rat that leads to bronchial neovascularization. Quantification of the extent of angiogenesis presents an additional challenge due to the presence of the two vascular beds within the lung. Methods to determine functional angiogenesis based on labeled microsphere injections are provided.

The lung is perfused by both the systemic bronchial artery and pulmonary arteries. In most lung pathologies, it is the smaller systemic vasculature that shows robust neovascularization. Cessation of pulmonary blood flow promotes brisk bronchial angiogenesis. We provide surgical details of inducing left pulmonary artery ischemia that promotes bronchial neovascularization.

L&#39;angiogenèse dans le poumon de rat ischémique

The  adult lung is perfused by both the systemic bronchial artery and the entire  venous return flowing through the pulmonary arteries. In most lung ...

A Piglet Model of Neonatal Hypoxic-Ischemic Encephalopathy

Birth asphyxia, which causes hypoxic-ischemic encephalopathy (HIE), accounts for 0.66 million deaths worldwide each year, about a quarter of the world&#8217;s 2.9 million neonatal deaths. Animal models of HIE have contributed to the understanding of the pathophysiology in HIE, and have highlighted the dynamic process that occur in brain injury due to perinatal asphyxia. Thus, animal studies have suggested a time-window for post-insult treatment strategies. Hypothermia has been tested as a treatment for HIE in pdiglet models and subsequently proven effective in clinical trials. Variations of the model have been applied in the study of adjunctive neuroprotective methods and piglet studies of xenon and melatonin have led to clinical phase I and II trials1,2. The piglet HIE model is further used for neonatal resuscitation- and hemodynamic studies as well as in investigations of cerebral hypoxia on a cellular level. However, it is a technically challenging model and variations in the protocol may result in either too mild or too severe brain injury. In this article, we demonstrate the technical procedures necessary for establishing a stable piglet model of neonatal HIE. First, the newborn piglet (&#60; 24 hr old, median weight 1500 g) is anesthetized, intubated, and monitored in a setup comparable to that found in a neonatal intensive care unit. Global hypoxia-ischemia is induced by lowering the inspiratory oxygen fraction to achieve global hypoxia, ischemia through hypotension and a flat trace amplitude integrated EEG (aEEG) indicative of cerebral hypoxia. Survival is promoted by adjusting oxygenation according to the aEEG response and blood pressure. Brain injury is quantified by histopathology and magnetic resonance imaging after 72 hr.

Hypoxic-ischemic encephalopathy following perinatal asphyxia can be studied using animal models. We demonstrate the procedures necessary for establishing a piglet model of neonatal hypoxic-ischemic encephalopathy.

Un modèle de Porcinet néonatale encéphalopathie hypoxique-ischémique

Birth asphyxia, which causes hypoxic-ischemic encephalopathy (HIE), accounts for 0.66 million deaths worldwide each year, about a quarter of the ...

Demonstration of the Rat Ischemic Skin Wound Model

The propensity for chronic wounds in humans increases with ageing, disease conditions such as diabetes and impaired cardiovascular function, and unrelieved pressure due to immobility. Animal models have been developed that attempt to mimic these conditions for the purpose of furthering our understanding of the complexity of chronic wounds. The model described herein is a rat ischemic skin flap model that permits a prolonged reduction of blood flow resulting in wounds that become ischemic and resemble a chronic wound phenotype (reduced vascularization, increased inflammation and delayed wound closure). It consists of a bipedicled dorsal flap with 2 ischemic wounds placed centrally and 2 non-ischemic wounds lateral to the flap as controls. A novel addition to this ischemic skin flap model is the placement of a silicone sheet beneath the flap that functions as a barrier and a splint to prevent revascularization and reduce contraction as the wounds heal. Despite the debate of using rats for wound healing studies due to their quite distinct anatomic and physiologic differences compared to humans (i.e., the presence of a panniculus carnosus muscle, short life-span, increased number of hair follicles, and their ability to heal infected wounds) the modifications employed in this model make it a valuable alternative to previously developed ischemic skin flap models.

The rat, due to its size, availability, and rather docile behavior, has been utilized as a research model for many years. The goal of this protocol is to utilize the rat as an ischemic skin wound healing model to provide valuable insight into the pathophysiology of chronic wounds.

Démonstration de la peau plaies Modèle Rat ischémique

The propensity for chronic wounds in humans increases with ageing, disease conditions such as diabetes and impaired cardiovascular function, and ...

The Rodent Model of Nonarteritic Anterior Ischemic Optic Neuropathy (rNAION)

Nonarteritic anterior ischemic optic neuropathy (NAION) is a focal ischemic lesion of the optic nerve that affects 1/700 individuals throughout their lifetime. NAION results in optic nerve edema, selective loss of the retinal ganglion cell neurons (RGCs) and atrophy of the optic nerve. A rodent model of NAION that expresses most NAION features and sequelae has been developed, which is applicable to both rats and mice. This model utilizes a focal laser application of 532 nm wavelength to illuminate a photoactive dye, Rose Bengal (RB), to cause capillary damage and leakage at the targeted anterior optic nerve (the laminar region). After rNAION induction, there is an early optic nerve ischemia, optic nerve edema, and intraneural inflammation, followed by selective RGC and axonal loss. Since the optic nerve is a CNS white matter tract, the rNAION model is applicable to mechanistic studies of selective white matter ischemia, as well as neuroprotective analyses and short and long-term mechanisms of glial and neuronal response to ischemia.

The Rodent Model of Nonarteritic Anterior Ischemic Optic Neuropathy rNAION

The following report describes how to replicate the rodent model of nonarteritic anterior ischemic optic neuropathy (rNAION), using the appropriate dye, contact lens and laser parameters. We also reveal the appropriate steps for evaluating the rNAION lesion in vivo.

Le modèle Rongeur de non-artéritique neuropathie optique ischémique antérieure (de rNAION)

Nonarteritic anterior ischemic optic neuropathy (NAION) is a focal ischemic lesion of the optic nerve that affects 1/700 individuals throughout their ...

Isometric Contractility Measurement of the Mouse Mesenteric Artery Using Wire Myography

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and drugs. It is widely used in many studies on the physiological functions of vascular smooth muscle, the pathogenesis of vascular diseases such as hypertension, and the development of smooth muscle relaxant drugs. The mouse is a widely used model animal with a large pool of disease models and genetically modified strains. We introduced this method to measure the isometric contraction of mouse mesenteric artery in detail. A 1.4-mm segment of mouse mesenteric resistance artery was isolated and mounted on a myograph chamber by passing two steel wires through its lumen. After equilibration and normalization steps, the vessel segment was potentiated by a high-K+ solution twice prior to the contraction assay. As an example of the application of this method in drug development, we measured the relaxant effect of a novel natural substance, neoliensinine, isolated from a Chinese herb, embryos of the lotus seed (Nelumbo nucifera Gaertn.) on mouse mesenteric arteries. The vessel segments mounted on the myograph chamber were stimulated with a high-K+ solution. When the force tension reached a stable sustained phase, cumulative doses of neoliensinine were added to the chamber. We found that neoliensinine had a dose-dependent relaxant effect on smooth muscle contraction, thus suggesting that it bears potential activity against hypertension. In addition, as the vessel segment can survive at least 4 hours after mounting and maintain contractility induced by the high-K+ solution for many times, we suggest that the wire myograph system may be used for the time-consuming process of drug screening.

The wire myograph technique is used to investigate vascular smooth muscle functions and screen new drugs. We report a detailed protocol for measuring the isometric contractility of the mouse mesenteric artery and for screening new relaxants of vascular smooth muscle.

Mesure de la contractilité isométrique de l’artère mésentérique de souris à l’aide de fil myographie

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and ...

Oxygen-Induced Retinopathy Model for Ischemic Retinal Diseases in Rodents

One of the commonly used models for ischemic retinopathies is the oxygen-induced retinopathy (OIR) model. Here we describe detailed protocols for the OIR model induction and its readouts in both mice and rats. Retinal neovascularization is induced in OIR by exposing rodent pups either to hyperoxia (mice) or alternating levels of hyperoxia and hypoxia (rats). The primary readouts of these models are the size of neovascular (NV) and avascular (AVA) areas in the retina. This preclinical in vivo model can be used to evaluate the efficacy of potential anti-angiogenic drugs or to address the role of specific genes in the retinal angiogenesis by using genetically manipulated animals. The model has some strain and vendor specific variation in the OIR induction which should be taken into consideration when designing the experiments.

Oxygen-induced retinopathy (OIR) can be used to model ischemic retinal diseases such as retinopathy of prematurity and proliferative diabetic retinopathy and to serve as a model for proof-of-concept studies in evaluating antiangiogenic drugs for neovascular diseases. OIR induces robust and reproducible neovascularization in the retina that can be quantified.

Modèle de rétinopathie induite par l’oxygène pour les maladies rétiniennes ischémiques chez les rongeurs

One of the commonly used models for ischemic retinopathies is the oxygen-induced retinopathy (OIR) model. Here we describe detailed protocols for the OIR ...