Financement pour la composition et la publication de ce document a été fourni à travers de multiples subventions et des contrats à Research Group Chironomidae (LC Ferrington, Jr., PI) dans le département d&#39;entomologie à l&#39;Université du Minnesota. Merci à Nathan Roberts pour le partage de photographies de terrain utilisés comme des figures dans la vidéo associée à ce manuscrit.

1. Préparation du terrain Collection Fournitures <ol><li> Déterminer le nombre d&#39;échantillons SFPE qui devraient être recueillies sur la base de la conception de l&#39;étude et acquièrent un pot de l&#39;échantillon (par exemple, 60 ml) pour chaque échantillon. </li><li> Préparer deux étiquettes de date et localité pour chaque pot de l&#39;échantillon. Placer une à l&#39;intérieur et fixer l&#39;autre à l&#39;extérieur du bocal. Assurez-vous que chaque étiquette de la date et de la localité comprend les informations suivantes: pays, état, comté, ville, plan d&#39;eau, coordonnées GPS, la date et le nom de la personne (s) de collecte de l&#39;échantillon. </li><li> Rassemblez d&#39;autres matériaux et de l&#39;équipement (voir le tableau de matériaux spécifiques / Équipement) spécifiques. </li></ol> Collection champ 2. <ol><li> Maintenez un plateau larvaire dans une main et un tamis dans l&#39;autre. Trempez le plateau des larves dans l&#39;eau où SFPE accumuler (par exemple, les accumulations de mousse, des chicots, la végétation émergente, de débris, de retour tourbillons, et le long des bords de la banque) (figure 2A), permettent water, exuvies, et les débris d&#39;entrer dans le bac larvaire, et versez ce matériau à travers le tamis. Si l&#39;échantillonnage dans un système lotique, commence à l&#39;extrémité aval de l&#39;échantillon portée et de travailler en amont (figure 2B). Si l&#39;échantillonnage dans un système lentique, commencera à la côte sous le vent. <ol><li> Répétez l&#39;étape 2.1 pour 10 min (ou qui est définie pour un régime spécifique d&#39;échantillonnage) au sein de chaque portée de l&#39;échantillon pré-défini (généralement 100-200 m pour les échantillons collectés dans les rivières, mais dépend de la surface globale du site de surveillance aquatique); déplacer entre les zones d&#39;accumulation SFPE le cas échéant. </li></ol></li><li> Concentrez débris dans une zone du tamis en utilisant un vaporisateur rempli d&#39;eau à partir du site de l&#39;échantillon et transférer soigneusement échantillon SFPE d&#39;effectuer une pré-étiquetés pot de l&#39;échantillon à l&#39;aide d&#39;une pince et un flux d&#39;éthanol à partir d&#39;une bouteille d&#39;injection. Remplissez pot de l&#39;échantillon avec de l&#39;éthanol. </li><li> Répétez les étapes 2.1 à 2.2 pour tous les échantillons. </li></ol> 3. Cueillette de l&#39;échantillon NOTE: Le reste de ce protocole se rapporte à un sous-échantillon de 300 SFPE et peut-être besoin d&#39;être modifié pour d&#39;autres tailles de sous-échantillon. Voir 9 sous-échantillonnage et la fréquence d&#39;échantillonnage des lignes directrices de Bouchard et Ferrington pour adapter les méthodes de SFPE pour atteindre les objectifs et les ressources spécifiques à une étude. <ol><li> Allouer un flacon de 1 dram pour chaque échantillon SFPE; préparer une étiquette de la date et de la localité de placer à l&#39;intérieur de chaque flacon et remplir le flacon ¾ avec de l&#39;éthanol. </li><li> Retirer le couvercle du pot de l&#39;échantillon correspondant et vérifier exuviae pupe ci-joint. Rincer délicatement le contenu hors du couvercle sur une boîte de Pétri en utilisant un vaporisateur rempli avec de l&#39;éthanol. Localiser et retirer l&#39;étiquette de l&#39;intérieur du pot de l&#39;échantillon en utilisant une pince et rincez délicatement le contenu hors l&#39;étiquette sur la boîte de Pétri. Réglez l&#39;étiquette de côté. </li><li> Transférer le contenu de la fiole d&#39;échantillon dans un bac larvaire, le rinçage avec de l&#39;éthanol pour assurer SFPE pas rester dans le pot de l&#39;échantillon. Transférer une partie de l&#39;exuvie nymphale, Resiraison, et de l&#39;éthanol à partir du bac à la boîte de Pétri. Assurez-vous que l&#39;échantillon est traité dans l&#39;éthanol. </li><li> Placer la boîte de Pétri sous un microscope stéréo. Analyser systématiquement le contenu de la boîte de Pétri pour exuviae chrysalide. Cueillez tous les dépouilles des pupes de la boîte en utilisant une pince et le lieu dans le flacon. Ne pas ramasser des spécimens qui sont cassés (à savoir, ne pas avoir au moins la moitié du céphalothorax et l&#39;abdomen), séché, comprimé ou d&#39;éviter des problèmes d&#39;identification plus tard. NOTE: L&#39;identification des espèces nécessite souvent que l&#39;ensemble du spécimen est présent, bien que dans certains cas, l&#39;identification du niveau de genre peut être possible avec des échantillons partiels. <ol><li> Swirl plat et rechercher les dépouilles supplémentaires pupe, y compris celles qui pourraient être collé sur les côtés du plat, ainsi que d&#39;éventuelles petites et translucides spécimens qui peuvent ne pas avoir être détectée initialement. Répétez jusqu&#39;à ce que deux analyses consécutives ne révèlent aucun exuvie nymphale supplémentaire. </li></ol></li><li> Répétez les étapes 3,3 et3.4 jusqu&#39;à ce que tous ou 300 dépouilles des pupes ont été cueillis. Lorsque 300 dépouilles des pupes ont été cueillis, retourner le résidu de la boîte de Pétri sur le plateau des larves et rincer la boîte de Pétri avec de l&#39;éthanol. Ensuite, transférer le résidu du bac larvaire à l&#39;échantillon pot vide, ajouter la date et la localité étiquette, et de mettre le couvercle sur le pot. Conserver ou éliminer des résidus selon des protocoles spécifiques au projet. </li></ol> 4. Exemple de tri <ol><li> Verser les recueille tous exuviae pupe du flacon marqué dans une boîte de Pétri remplie de suffisamment d&#39;éthanol pour couvrir tout spécimens. </li><li> Sous un microscope stéréo, spécimens séparés en groupes morphologiques distinctes (c.-à-morphotaxons) et placer chaque morphotaxons en flacons étiquetés séparément un remplis 3/4 ème complète avec de l&#39;éthanol. <ol><li> Utiliser caractéristiques morphologiques externes pour séparer chironomes morphotaxons. Par exemple, à partir du céphalothorax, utiliser les différences dans la présence, la taille, la forme etcoloration des tubercules céphaliques, verrues frontaux, soies frontales, et corne thoracique. De l&#39;abdomen, utiliser épines, hookrows, galuchat, soies, et contreforts des segments abdominaux, en plus des lobes anales pour la séparation de morphotaxons (figure 4A). Voir Ferrington, et al. 5, Sæther 26, Pinder et Reiss 27 pour les descriptions et les figures de caractéristiques morphologiques supplémentaires. </li><li> Utiliser de l&#39;éthanol supplémentaire si spécimens commencent à sécher. </li></ol></li></ol> 5. Faites glisser montage <ol><li> Remplir un puits d&#39;une plaque multi-puits pour chaque morphotaxons avec 95% d&#39;éthanol. <ol><li> Placer plusieurs représentations (par exemple, 25% du total) de chaque morphotaxons à coulisseau monté dans des puits individuels de la plaque. Autoriser les spécimens de siéger dans le bien pendant au moins 10 min pour déshydrater suffisamment. </li></ol></li><li> Les marquer avec site approprié, la collecte et informati d&#39;identificationsur (Figure 3). </li><li> Placer la lame sur le microscope stéréo. NOTA: Le modèle de la diapositive enregistrée à l&#39;étape est utile pour le placement uniforme. </li><li> Placer une goutte de Euparal sur la lame; répandre la Euparal de sorte qu&#39;il se rapproche de la taille de la lamelle. Utilisez une ventilation adéquate lorsque vous travaillez avec Euparal. NOTE: Utilisez une ventilation adéquate lorsque vous travaillez avec Euparal. </li><li> Incluez un représentant de la première morphotaxons dans le Euparal aide d&#39;une pince. REMARQUE: Pour annuler un excès d&#39;éthanol à partir de l&#39;échantillon, à l&#39;aide d&#39;une pince, tapotez doucement échantillon sur laboratoire lingettes avant l&#39;enrobage dans Euparal. </li><li> Séparer le céphalothorax de l&#39;abdomen en utilisant une pince à pointe fine et / ou des sondes de dissection (figure 4A). <ol><li> Diviser le long de la suture cephalothorax ecdysial (figure 4B) et ouvrir la cephalothorax sorte que les bords de suture sont sur ​​des côtés opposés (Figure 4C). </li><li> Orientez le cephalothorax de sorte que la face ventrale est orientée vers le haut (figure 4C). </li><li> Placez la face dorsale de l&#39;abdomen jusqu&#39;à; placer immédiatement sous le céphalothorax (figure 4C). </li></ol></li><li> Déposer une lamelle couvre-objet sur le spécimen. Tenez lamelle à un angle, avec un bord de toucher la lame, puis abaissez lentement et déposer la lamelle pour réduire la formation de bulles d&#39;air. Appuyez légèrement sur la lamelle pour aplatir le spécimen. </li><li> Répétez les étapes 5.3 à 5.7 pour tous les spécimens déshydratés. </li></ol> 6. Genre identification <ol><li> Déterminer genre de spécimens de diapositives montées à l&#39;aide d&#39;un microscope composé. Identifier les spécimens au genre en utilisant les touches et les diagnostics en Wiederholm 28 et Ferrington, et al. 5. Si nécessaire, confirmer l&#39;identification du niveau de la famille à l&#39;aide Ferrington, et al. 5. NOTE: Il ya eu de nombreuses descriptions génériques et les révisions depuis Wiederholm 28 et Ferrington,et al. 5, par conséquent, ces touches et les diagnostics sont incomplètes et doivent être complétées avec la littérature primaire. </li></ol>

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Les auteurs déclarent qu&#39;ils ont aucun intérêt financier concurrentes.

Les étapes les plus critiques pour la réussite de la collecte de l&#39;échantillon SFPE, la cueillette, le tri, montage diapositive, et l&#39;identification sont: (1) la localisation des zones de forte accumulation SFPE au sein de la zone d&#39;étude lors de la collecte de terrain (figure 2A); (2) balayer lentement le contenu de la boîte de Pétri pour la détection de tous SFPE pendant échantillon cueillette; (3) développer la dextérité manuelle nécessaire pour disséquer le céphalothorax de...

Programmes de surveillance biologique, qui utilisent des organismes vivants pour évaluer la santé de l&#39;environnement, sont souvent utilisés pour évaluer la qualité de l&#39;eau ou de surveiller le succès des programmes de restauration de l&#39;écosystème. Protocoles d&#39;évaluation biologique rapide (RBP) en utilisant les assemblages de macroinvertébrés benthiques ont été populaire parmi les agences des ressources en eau de l&#39;Etat depuis 1989 1. Les méthodes traditionnelles d&#39;échantillonnage des macroinvertébrés benthiques pour les pratiques commerciales restrictives, telles que l&#39;épuisette, Surber sampler, et Hess sampler 2, peut être Time- , coûteux, et ne peut mesurer les assemblages à partir d&#39;un micro-habitat particulier 3. Un efficace, RBP alternative pour générer des informations biologiques sur une masse d&#39;eau donnée implique la collecte des Chironomidae exuviae pupe flottant en surface (SFPE) 3. Le Chironomidae (Insecta: Diptera), communément connu sous le nom de moucherons piqueurs non, sont les mouches holométaboles, qui surviennent généralement dans les milieux aquatiques avant d&#39;émerger comme des adultes<html> 60, sur la surface de l&#39;eau. La famille de chironomes est riche en espèces, avec environ 5.000 espèces décrites dans le monde entier; Cependant, autant que 20.000 espèces sont estimées à exister 4. Chironomes sont utiles dans la documentation de l&#39;eau et de la qualité de l&#39;habitat dans de nombreux écosystèmes aquatiques en raison de leur grande diversité et le niveau de tolérance de la pollution variables 5. En outre, ils sont souvent les macroinvertébrés benthiques les plus abondantes et généralisées dans les systèmes aquatiques, représente généralement 50% ou plus de l&#39;espèce dans la communauté 5,6. Suite à l&#39;émergence de l&#39;adulte terrestre, le exuviae pupe (jeter la peau pupe) reste flottant à la surface de l&#39;eau (Figure 1). Exuviae pupes accumulent le long des berges ou derrière les obstacles grâce à l&#39;action du vent ou de l&#39;eau courante et peuvent être facilement et rapidement collectés pour donner un échantillon complet des espèces de chironomes qui ont émergé au cours de la précédente 24-48 h 7. ntent &quot;&gt; L&#39;abondance relative et la composition taxonomique des collectées SFPE reflète la qualité de l&#39;eau, étant donné que certaines espèces sont la pollution très tolérante, tandis que d&#39;autres sont très sensibles 5 La méthode SFPE présente de nombreux avantages par rapport aux techniques traditionnelles d&#39;échantillonnage de l&#39;chironomes larvaire y compris:. (1) minimale , le cas échéant, la perturbation de l&#39;habitat se produit à une zone d&#39;échantillonnage; (2) échantillons ne se concentrent pas sur la collecte des organismes vivants, mais plutôt la peau non-vivant, de sorte que la trajectoire de la dynamique de la communauté ne sont pas affectés; (3) l&#39;identification de genre, et souvent des espèces, est relativement facile étant donné les clés et descriptions 3 appropriées; (4) la collecte, le traitement et l&#39;identification des échantillons est efficace et économique par rapport aux méthodes traditionnelles d&#39;échantillonnage 3,8,9; (5) dépouilles accumulées représentent taxons qui sont issus de un large éventail de microhabitats 10; (6) la méthode est applicable dans presque tous les environnements aquatiques, y compris les ruisseaux et les rivières, les estuaires, lakes, les étangs, les piscines de roche, et les zones humides; et (7) SFPE peut-être être un indicateur plus sensible de la santé des écosystèmes, car ils représentent des individus qui ont terminé tous les stades immatures et devenir des adultes 11. La méthode SFPE est pas une nouvelle approche pour recueillir des informations sur les communautés de chironomes. L&#39;utilisation de SFPE a d&#39;abord été suggérée par Thienemann 12 au début des années 1900. Une variété d&#39;études ont utilisé SFPE pour les enquêtes taxonomiques (par exemple, 13-15), de la biodiversité et des études écologiques (par exemple 7,16-19), et des évaluations biologiques (par exemple, 20-22). En outre, certaines études ont abordé différents aspects de la conception de l&#39;échantillon, taille de l&#39;échantillon, et le nombre d&#39;événements d&#39;échantillon requis pour la réalisation de différents niveaux d&#39;espèces ou genres (par exemple, 8,9,23) détection. Ces études indiquent que des pourcentages relativement élevés d&#39;espèces ou genres peuvent être détectés avec effor modéréet ou frais associés à la transformation de l&#39;échantillon. Par exemple, Anderson et Ferrington 8 déterminé que basé sur un sous-échantillon de 100 comte, 1/3 moins de temps a été nécessaire pour prendre des échantillons SFPE rapport à l&#39;épuisette échantillons. Une autre étude a déterminé que les échantillons 3-4 SFPE pourraient être classés et identifiés pour chaque échantillon à l&#39;épuisette et que les échantillons SFPE étaient plus efficaces que les échantillons de l&#39;épuisette à la détection des espèces comme la richesse en espèces ont augmenté de 3. Par exemple, sur les sites avec la richesse en espèces des valeurs de 15-16 espèces, l&#39;efficacité épuisette moyenne était de 45,7%, tandis que les échantillons étaient SFPE 97,8% efficace 3. Surtout, la méthode SFPE a été normalisé dans l&#39;Union européenne 24 (connu sous le nom technique de chironomes pupe exuvies (CPET)) et en Amérique du Nord 25 pour l&#39;évaluation écologique, mais la méthode n&#39;a pas été décrite en détail. Une application de la méthode a été décrite par SFPE Ferrington, et al. <sjusqu&#39;à&gt; 3; Cependant, l&#39;objectif principal de cette étude était d&#39;évaluer l&#39;efficacité, l&#39;efficience et l&#39;économie de la méthode SFPE. Le but de ce travail est de décrire toutes les étapes de la méthode SFPE en détail, y compris la collecte de l&#39;échantillon, le traitement en laboratoire, montage diapositive, et l&#39;identification de genre. Le public cible comprend les étudiants des cycles supérieurs, chercheurs et professionnels intéressés par l&#39;expansion des efforts traditionnels de surveillance de la qualité de l&#39;eau dans leurs études.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Ethanol</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>S25309B&#160;</td>
			<td>70-95%</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plastic wash bottles</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>0340923B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sample jar</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>0333510B</td>
			<td>Glass or plastic, 60-mL recommended</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Testing sieve</td>
			<td>Advantech</td>
			<td>120SS12F</td>
			<td>125-micron mesh size</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Larval tray</td>
			<td>BioQuip</td>
			<td>5524</td>
			<td>White</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereo microscope</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass shell vials</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>0333926B</td>
			<td>1-dram size</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plastic dropper</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>1371110</td>
			<td>30 to 35 drops/mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fine forceps</td>
			<td>BioQuip</td>
			<td>4524</td>
			<td>#5</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Petri dish</td>
			<td>Carolina</td>
			<td>741158</td>
			<td>Glass or plastic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Multi-well plate</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td align="right">144530</td>
			<td>Glass or plastic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass microslides</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>3010002</td>
			<td>3 x 1 in.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass cover slips</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>12-519-21G</td>
			<td>Circular or square</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Euparal mounting medium&#160;</td>
			<td>BioQuip</td>
			<td>6372B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pigma pen</td>
			<td>BioQuip</td>
			<td>1154F</td>
			<td>Black</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Probe</td>
			<td>BioQuip</td>
			<td>4751</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Kimwipes</td>
			<td>Kimberly-Clark Professional&#8482;</td>
			<td align="right">34120</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

use of chironomidae (diptera) surface-floating pupal exuviae as a rapid bioassessment protocol for water bodies

Protocoles de bioévaluation rapide en utilisant les assemblages de macroinvertébrés benthiques ont été utilisés avec succès pour évaluer les impacts humains sur la qualité de l&#39;eau. Malheureusement, les méthodes d&#39;échantillonnage traditionnelles benthiques larvaires, comme l&#39;épuisette, peuvent prendre beaucoup de temps et coûteux. Un autre protocole implique la collecte des Chironomidae exuvies de pupe flottant en surface (SFPE). Chironomidae est une famille de mouches (diptères) dont les stades immatures se produire généralement dans des habitats aquatiques riches en espèces. Chironomes adultes émergent de l&#39;eau, laissant leurs peaux de nymphe, ou exuvie, flottant à la surface de l&#39;eau. Exuviae accumulent souvent le long des berges ou derrière les obstructions par action du vent ou de l&#39;eau courante, où ils peuvent être collectées pour évaluer la diversité et la richesse de chironomes. Chironomes peuvent être utilisés comme indicateurs biologiques importants, car certaines espèces sont plus tolérantes à la pollution que d&#39;autres. Par conséquent, la composition d&#39;abondance relative et les espèces d&#39;collectées SFPE reflètechangements dans la qualité de l&#39;eau. Ici, les méthodes associées à la collecte sur le terrain, le traitement en laboratoire, montage diapositive, et l&#39;identification des chironomes SFPE sont décrites en détail. Avantages de la méthode SFPE comprennent une perturbation minimale à une zone d&#39;échantillonnage, la collecte de l&#39;échantillon efficace et économique et de la transformation de laboratoire, la facilité d&#39;identification, d&#39;application dans presque tous les milieux aquatiques, et une mesure potentiellement plus sensibles de stress de l&#39;écosystème. Limitations comprennent l&#39;incapacité de déterminer l&#39;utilisation de micro-habitat larvaire et incapacité à identifier exuvie nymphale aux espèces si elles ne sont pas associées avec des mâles adultes.

La figure 1 illustre le cycle de vie de chironomes; stades immatures (œuf, larve, nymphe) ont généralement lieu dans, ou étroitement associées à un environnement aquatique. À la fin du stade larvaire, la larve construit un abri en forme de tube et se fixe avec des sécrétions de soie au substrat environnante et se transforment en chrysalides. Une fois que l&#39;adulte en développement a mûri, la nymphe se libère et nage à la surface de l&#39;eau où l&#39;adulte peut émerger de la exuviae c...

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Use of Chironomidae Diptera Surface-Floating Pupal Exuviae as a Rapid Bioassessment Protocol for Water Bodies

Rapid bioassessment protocols using benthic macroinvertebrates are often used to monitor and assess water quality. An efficient protocol involves collections of Chironomidae surface-floating pupal exuviae (SFPE). Here, techniques for field collection, laboratory processing, slide mounting, and identification of Chironomidae SFPE are described.

L&#39;utilisation de Chironomidae (Diptera) Surface-Flottant nymphose exuvies comme un protocole Rapid Bioassessment des plans d&#39;eau

Rapid bioassessment protocols using benthic macroinvertebrate assemblages have been successfully used to assess human impacts on water quality. ...

use-chironomidae-diptera-surface-floating-pupal-exuviae-as-rapid

Research

JoVE Journal

Environment

Use of Chironomidae (Diptera) Surface-Floating Pupal Exuviae as a Rapid Bioassessment Protocol for Water Bodies

11.6K vues.  University of Minnesota. Rapid bioassessment protocols using benthic macroinvertebrates are often used to monitor and assess water quality. An efficient protocol involves collections of Chironomidae surface-floating pupal exuviae (SFPE). Here, techniques for field collection, laboratory processing, slide mounting, and identification of Chironomidae SFPE are described.

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Laboratory-determined Phosphorus Flux from Lake Sediments as a Measure of Internal Phosphorus Loading

Eutrophication is a water quality issue in lakes worldwide, and there is a critical need to identify and control nutrient sources. Internal phosphorus (P) loading from lake sediments can account for a substantial portion of the total P load in eutrophic, and some mesotrophic, lakes. Laboratory determination of P release rates from sediment cores is one approach for determining the role of internal P loading and guiding management decisions. Two principal alternatives to experimental determination of sediment P release exist for estimating internal load: in situ measurements of changes in hypolimnetic P over time and P mass balance. The experimental approach using laboratory-based sediment incubations to quantify internal P load is a direct method, making it a valuable tool for lake management and restoration.
Laboratory incubations of sediment cores can help determine the relative importance of internal vs. external P loads, as well as be used to answer a variety of lake management and research questions. We illustrate the use of sediment core incubations to assess the effectiveness of an aluminum sulfate (alum) treatment for reducing sediment P release. Other research questions that can be investigated using this approach include the effects of sediment resuspension and bioturbation on P release.
The approach also has limitations. Assumptions must be made with respect to: extrapolating results from sediment cores to the entire lake; deciding over what time periods to measure nutrient release; and addressing possible core tube artifacts. A comprehensive dissolved oxygen monitoring strategy to assess temporal and spatial redox status in the lake provides greater confidence in annual P loads estimated from sediment core incubations.

Lake eutrophication is a water quality issue worldwide, making the need to identify and control nutrient sources critical. Laboratory determination of phosphorus release rates from sediment cores is a valuable approach for determining the role of internal phosphorus loading and guiding management decisions.

Déterminé en laboratoire Phosphore Flux de sédiments lacustres en tant que mesure de phosphore interne Chargement en cours

Eutrophication is a water quality issue in lakes worldwide, and there is a critical need to identify and control nutrient sources. Internal phosphorus (P) ...

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Environnement

The Use of an Automated System (GreenFeed) to Monitor Enteric Methane and Carbon Dioxide Emissions from Ruminant Animals

Ruminant animals (domesticated or wild) emit methane (CH4) through enteric fermentation in their digestive tract and from decomposition of manure during storage. These processes are the major sources of greenhouse gas (GHG) emissions from animal production systems. Techniques for measuring enteric CH4 vary from direct measurements (respiration chambers, which are highly accurate, but with limited applicability) to various indirect methods (sniffers, laser technology, which are practical, but with variable accuracy). The sulfur hexafluoride (SF6)&#160;tracer gas method is commonly used to measure enteric CH4 production by animal scientists and more recently, application of an Automated Head-Chamber System (AHCS) (GreenFeed, C-Lock, Inc., Rapid City, SD), which is the focus of this experiment, has been growing. AHCS is an automated system to monitor CH4 and carbon dioxide (CO2) mass fluxes from the breath of ruminant animals. In a typical AHCS operation, small quantities of baiting feed are dispensed to individual animals to lure them to AHCS multiple times daily. As the animal visits AHCS, a fan system pulls air past the animal&#8217;s muzzle into an intake manifold, and through an air collection pipe where continuous airflow rates are measured. A sub-sample of air is pumped out of the pipe into non-dispersive infra-red sensors for continuous measurement of CH4 and CO2 concentrations. Field comparisons of AHCS to respiration chambers or SF6 have demonstrated that AHCS produces repeatable and accurate CH4 emission results, provided that animal visits to AHCS are sufficient so emission estimates are representative of the diurnal rhythm of rumen gas production. Here, we demonstrate the use of AHCS to measure CO2 and CH4 fluxes from dairy cows given a control diet or a diet supplemented with technical-grade cashew nut shell liquid.

The Use of an Automated System GreenFeed to Monitor Enteric Methane and Carbon Dioxide Emissions from Ruminant Animals

Accuracy and precision of the techniques used to measure methane emissions from ruminant animals are critically important for the success of greenhouse gas mitigation efforts. This manuscript describes the principles and operation of an automated system to monitor methane and carbon dioxide mass fluxes from the breath of ruminant animals.

L&#39;utilisation d&#39;un système (fourrage vert) automatisé pour surveiller entérique méthane et de dioxyde de carbone Les émissions provenant de ruminants Animaux

Ruminant animals (domesticated or wild) emit methane (CH4) through enteric fermentation in their digestive tract and from decomposition of manure during ...

A CO2 Concentration Gradient Facility for Testing CO2 Enrichment and Soil Effects on Grassland Ecosystem Function

Continuing increases in atmospheric carbon dioxide concentrations (CA) mandate techniques for examining impacts on terrestrial ecosystems. Most experiments examine only two or a few levels of CA concentration and a single soil type, but if CA can be varied as a gradient from subambient to superambient concentrations on multiple soils, we can discern whether past ecosystem responses may continue linearly in the future and whether responses may vary across the landscape. The Lysimeter Carbon Dioxide Gradient Facility applies a 250 to 500 &#181;l L-1 CA gradient to Blackland prairie plant communities established on lysimeters containing clay, silty clay, and sandy soils. The gradient is created as photosynthesis by vegetation enclosed in in temperature-controlled chambers progressively depletes carbon dioxide from air flowing directionally through the chambers. Maintaining proper air flow rate, adequate photosynthetic capacity, and temperature control are critical to overcome the main limitations of the system, which are declining photosynthetic rates and increased water stress during summer. The facility is an economical alternative to other techniques of CA enrichment, successfully discerns the shape of ecosystem responses to subambient to superambient CA enrichment, and can be adapted to test for interactions of carbon dioxide with other greenhouse gases such as methane or ozone.

A CO2 Concentration Gradient Facility for Testing CO2 Enrichment and Soil Effects on Grassland Ecosystem Function

The Lysimeter Carbon Dioxide Gradient Facility creates a 250 to 500 &#181;l L-1 linear carbon dioxide gradient in temperature-controlled chambers housing grassland plant communities on clay, silty clay, and sandy soil monoliths. The facility is used to determine how past and future carbon dioxide levels affect grassland carbon cycling.

Un CO<sub&gt; 2</sub&gt; Facilité Concentration de Gradient pour les essais CO<sub&gt; 2</sub&gt; Enrichissement et du sol Effets sur l&#39;écosystème de prairie Fonction

Continuing increases in atmospheric carbon dioxide concentrations (CA) mandate techniques for examining impacts on terrestrial ecosystems. Most ...

Preparation and Testing of Impedance-based Fluidic Biochips with RTgill-W1 Cells for Rapid Evaluation of Drinking Water Samples for Toxicity

This manuscript describes how to prepare fluidic biochips with Rainbow trout gill epithelial (RTgill-W1) cells for use in a field portable water toxicity sensor. A monolayer of RTgill-W1 cells forms on the sensing electrodes enclosed within the biochips. The biochips are then used for testing in a field portable electric cell-substrate impedance sensing (ECIS) device designed for rapid toxicity testing of drinking water. The manuscript further describes how to run a toxicity test using the prepared biochips. A control water sample and the test water sample are mixed with pre-measured powdered media and injected into separate channels of the biochip. Impedance readings from the sensing electrodes in each of the biochip channels are measured and compared by an automated statistical software program. The screen on the ECIS instrument will indicate either "Contamination Detected" or "No Contamination Detected" within an hour of sample injection. Advantages are ease of use and rapid response to a broad spectrum of inorganic and organic chemicals at concentrations that are relevant to human health concerns, as well as the long-term stability of stored biochips in a ready state for testing. Limitations are the requirement for cold storage of the biochips and limited sensitivity to cholinesterase-inhibiting pesticides. Applications for this toxicity detector are for rapid field-portable testing of drinking water supplies by Army Preventative Medicine personnel or for use at municipal water treatment facilities.

This manuscript describes how to prepare fluidic biochips with Rainbow trout gill epithelial cells for use in a field portable electric cell-substrate impedance sensor. The protocol for running a rapid drinking water toxicity test with the sensor is also described.

Préparation et essai d&#39;impédance basée sur biopuces fluidiques avec des cellules RTgill-W1 pour l&#39;évaluation rapide des échantillons d&#39;eau potable pour la toxicité

This manuscript describes how to prepare fluidic biochips with Rainbow trout gill epithelial (RTgill-W1) cells for use in a field portable water toxicity ...

Protocol for Measuring the Thermal Properties of a Supercooled Synthetic Sand-water-gas-methane Hydrate Sample

Methane hydrates (MHs) are present in large amounts in the ocean floor and permafrost regions. Methane and hydrogen hydrates are being studied as future energy resources and energy storage media. To develop a method for gas production from natural MH-bearing sediments and hydrate-based technologies, it is imperative to understand the thermal properties of gas hydrates.
The thermal properties' measurements of samples comprising sand, water, methane, and MH are difficult because the melting heat of MH may affect the measurements. To solve this problem, we performed thermal properties' measurements at supercooled conditions during MH formation. The measurement protocol, calculation method of the saturation change, and tips for thermal constants' analysis of the sample using transient plane source techniques are described here.
The effect of the formation heat of MH on measurement is very small because the gas hydrate formation rate is very slow. This measurement method can be applied to the thermal properties of the gas hydrate-water-guest gas system, which contains hydrogen, CO2, and ozone hydrates, because the characteristic low formation rate of gas hydrate is not unique to MH. The key point of this method is the low rate of phase transition of the target material. Hence, this method may be applied to other materials having low phase-transition rates.

We present a protocol for measuring the thermal properties of synthetic hydrate-bearing sediment samples comprising sand, water, methane, and methane hydrate.

Protocole de mesure des propriétés thermiques d&#39;un synthétique Sable-eau-gaz-méthane Hydrate Sample surfondue

Methane hydrates (MHs) are present in large amounts in the ocean floor and permafrost regions. Methane and hydrogen hydrates are being studied as future ...

Soil Lysimeter Excavation for Coupled Hydrological, Geochemical, and Microbiological Investigations

Studying co-evolution of hydrological and biogeochemical processes in the subsurface of natural landscapes can enhance the understanding of coupled Earth-system processes. Such knowledge is imperative in improving predictions of hydro-biogeochemical cycles, especially under climate change scenarios. We present an experimental method, designed to capture sub-surface heterogeneity of an initially homogeneous soil system. This method is based on destructive sampling of a soil lysimeter designed to simulate a small-scale hillslope. A weighing lysimeter of one cubic meter capacity was divided into sections (voxels) and was excavated layer-by-layer, with sub samples being collected from each voxel. The excavation procedure was aimed at detecting the incipient heterogeneity of the system by focusing on the spatial assessment of hydrological, geochemical, and microbiological properties of the soil. Representative results of a few physicochemical variables tested show the development of heterogeneity. Additional work to test interactions between hydrological, geochemical, and microbiological signatures is planned to interpret the observed patterns. Our study also demonstrates the possibility of carrying out similar excavations in order to observe and quantify different aspects of soil-development under varying environmental conditions and scale.

This study presents an excavation method for investigating subsurface hydrological, geochemical, and microbiological heterogeneity of a soil lysimeter. The lysimeter simulates an artificial hillslope which was initially under homogeneous condition and had been subjected to approximately 5,000 mm of water over eight cycles of irrigation in an 18-month period.

Sol Lysimètre Excavation pour Coupled hydrologiques, géochimiques et microbiologiques Enquêtes

Studying co-evolution of hydrological and biogeochemical processes in the subsurface of natural landscapes can enhance the understanding of coupled ...

Use of a Filter Cartridge for Filtration of Water Samples and Extraction of Environmental DNA

Recent studies demonstrated the use of environmental DNA (eDNA) from fishes to be appropriate as a non-invasive monitoring tool. Most of these studies employed disk fiber filters to collect eDNA from water samples, although a number of microbial studies in aquatic environments have employed filter cartridges, because the cartridge has the advantage of accommodating large water volumes and of overall ease of use. Here we provide a protocol for filtration of water samples using the filter cartridge and extraction of eDNA from the filter without having to cut open the housing. The main portions of this protocol consists of 1) filtration of water samples (water volumes &#8804;4 L or &gt;4 L); (2) extraction of DNA on the filter using a roller shaker placed in a preheated incubator; and (3) purification of DNA using a commercial kit. With the use of this and previously-used protocols, we perform metabarcoding analysis of eDNA taken from a huge aquarium tank (7,500 m3) with known species composition, and show the number of detected species per library from the two protocols as the representative results. This protocol has been developed for metabarcoding eDNA from fishes, but is also applicable to eDNA from other organisms.

We describe a protocol for filtration of water samples with a filter cartridge and extraction of environmental DNA (eDNA) without having to cut open the housing to remove the filter. This protocol is developed for metabarcoding eDNA from fishes, but is also applicable to eDNA from other organisms.

Utilisation d&#39;une cartouche filtrante pour la filtration de l&#39;eau et des échantillons d&#39;extraction de l&#39;ADN de l&#39;environnement

Recent studies demonstrated the use of environmental DNA (eDNA) from fishes to be appropriate as a non-invasive monitoring tool. Most of these studies ...

Protocol for Microplastics Sampling on the Sea Surface and Sample Analysis

Microplastic pollution in the marine environment is a scientific topic that has received increasing attention over the last decade. The majority of scientific publications address microplastic pollution of the sea surface. The protocol below describes the methodology for sampling, sample preparation, separation and chemical identification of microplastic particles. A manta net fixed on an &#187;A frame&#171; attached to the side of the vessel was used for sampling. Microplastic particles caught in the cod end of the net were separated from samples by visual identification and use of stereomicroscopes. Particles were analyzed for their size using an image analysis program and for their chemical structure using ATR-FTIR and micro FTIR spectroscopy. The described protocol is in line with recommendations for microplastics monitoring published by the Marine Strategy Framework Directive (MSFD) Technical Subgroup on Marine Litter. This written protocol with video guide will support the work of researchers that deal with microplastics monitoring all over the world.

The protocol below describes the methodology for: microplastics sampling on the sea surface, separation of microplastic and chemical identification of particles. This protocol is in line with the recommendations for microplastics monitoring published by the MSFD Technical Subgroup on Marine Litter.

Protocole pour microplastiques échantillonnage sur la surface de la mer et analyse des échantillons

Microplastic pollution in the marine environment is a scientific topic that has received increasing attention over the last decade. The majority of ...

Measuring and Mapping Patterns of Soil Erosion and Deposition Related to Soil Carbonate Concentrations Under Agricultural Management

Spatial patterns of soil erosion and deposition can be inferred from differences in ground elevation mapped at appropriate time increments. Such changes in elevation are related to changes in near-surface soil carbonate (CaCO3) profiles. The objective is to describe a simple conceptual model and detailed protocol for repeatable field and laboratory measurements of these quantities. Here, accurate elevation is measured using a ground-based differential global positioning system (GPS); other data acquisition methods could be applied to the same basic method. Soil samples are collected from prescribed depth intervals and analyzed in the lab using an efficient and precise modified pressure-calcimeter method for quantitative analysis of inorganic carbon concentration. Standard statistical methods are applied to point data, and representative results show significant correlations between changes in soil surface layer CaCO3 and changes in elevation consistent with the conceptual model; CaCO3 generally decreased in depositional areas and increased in erosional areas. Maps are derived from point measurements of elevation and soil CaCO3 to aid analyses. A map of erosional and depositional patterns at the study site, a rain-fed winter wheat field cropped in alternating wheat-fallow strips, shows the interacting effects of water and wind erosion affected by management and topography. Alternative sampling methods and depth intervals are discussed and recommended for future work relating soil erosion and deposition to soil CaCO3.

Spatial patterns of soil erosion and deposition can be inferred from differences in ground elevation mapped at appropriate time increments. Such changes in elevation are related to changes in near-surface soil carbonates. Repeatable methods for field and laboratory measurements of these quantities and data analysis methods are described here.

Mesure et cartographie des schémas d’érosion et de dépôt liées aux Concentrations de Carbonate du sol sous gestion agricole

Spatial patterns of soil erosion and deposition can be inferred from differences in ground elevation mapped at appropriate time increments. Such changes ...

A Simple Planting Technique for Re-establishing Trees Where Frequent Inundation Occurs

Many of the Everglades tree islands have lost elevation over the past century and most of their trees have died such that they are now covered with herbaceous plants. This protocol describes a simple, cost-effective tree planting technique needed for restoring degraded Everglade tree islands. The design is patterned after a natural Everglades process that creates floating peat islands, which allows tree survival and growth in flooded conditions and often leads to the development of tree islands. Commercially available peat bags were used as the medium for the growth and establishment of potted native tree saplings. The pop-up configuration floated initially and provided additional elevation to minimize inundation, with a single native tree species sapling and a single tree fertilizer spike. During a 3 year study involving 105 pop-ups, most plants survived (80%) and many thrived. Determining whether this technique can establish trees on a degraded tree island will require longer studies and extensive field tests.

This protocol describes a simple, cost-effective tree planting technique for restoring degraded Everglades tree islands that experience inundation. The design creates an island (pop-up) which floats initially and adds elevation to promote tree survival and growth under flooded conditions.

Une Simple Technique de plantation pour rétablir des arbres où les inondations fréquentes se produit

Many of the Everglades tree islands have lost elevation over the past century and most of their trees have died such that they are now covered with ...