Cette recherche a été soutenue par des subventions de l&#39;Institut national des sciences médicales générales (GM099883 et GM074675) à EAK Les bailleurs de fonds ne jouaient aucun rôle dans la conception de l&#39;étude, la collecte et l&#39;analyse des données, la décision de publier, ou de la préparation du manuscrit. Nous remercions les gens de notre magasin de la machine à la Harvard Medical School pour la conception de l&#39;appareil comportementale (contact: <a href="http://mikesmachine.com">http://mikesmachine.com).</a> Contributions Auteur: ST, BC conçus l&#39;appareil comportementale. ST conçue et optimisée du protocole expérimental. ST et BC réalisées et analysées les expériences. ST, EAK et BC a écrit le papier.

Remarque: Ce qui suit est une description étape par étape du protocole expérimental que nous utilisons pour permettre le déclenchement de l&#39;agression fiable entre des paires de mouches des fruits mâles (D. melanogaster). Cette procédure induit la formation d&#39;un effet de &quot;perdant&quot;. En utilisant ce protocole, un court-terme effet de &quot;gagnant&quot; a également été récemment rapporté 5,6. La figure 1 montre la chronologie des expériences comportementales. <img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/53395/53395fig1.jpg" /> Figure 1. Chronologie de l&#39;expérience de l&#39;agression. Au jour 1, mâle pupes en fin de ligne (quand ailes deviennent noirs) sont isolés dans des flacons d&#39;isolement fraîchement préparés. Au jour 5 après avoir émergé comme des adultes, quatre jours vieilles mouches mâles sont anesthésiés avec CO 2 et peints avec des couleurs différentes pour des fins d&#39;identification. Au jour 7, tasses alimentaires et les chambres de combat sontprêt à mettre en place les expériences comportementales. Deux 6-7 mâles adultes un jour sont chargés dans les chambres et sont capables d&#39;interagir. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53395/53395fig1large.jpg" target="_blank">S&#39;il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a> 1. Jour 1: isolement social des chrysalides <ol><li> Augmenter et de maintenir les stocks de voler dans un 12 heures de lumière / 12 h incubateur cycle d&#39;obscurité à environnement contrôlé à 25 ° C et 50% d&#39;humidité relative. </li><li> Préparer flacons d&#39;isolement: chauffer des aliments à la mouche fraîche jusqu&#39;à ce que fondu. Avec une pipette Pasteur, transférer environ 1,5 ml de fondu alimentaire à la mouche en simples tubes à essai en verre vides (1,6 x 10 cm). Laisser la nourriture se solidifier. </li><li> Isoler les pupes: Avec un pinceau fin, retirez délicatement un mâle nymphe en fin de ligne (quand ailes deviennent noirs) à partir du stock flacon et le placer sur le côté d&#39;un aliment contenant tube à essai fraîchement préparée. Fermer isolement flacons avec du coton (figure 2). </li><li&gt; flacons Lieu d&#39;isolement contenant pupes dans le 12 heures de lumière / 12 h incubateur obscurité à 25 ° C et 50% d&#39;humidité relative. </li></ol><img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/53395/53395fig2.jpg" /> Figure 2. Isolement social. Un mâle nymphe en fin de ligne est placé sur le côté sur un flacon d&#39;isolement fraîchement préparé. Flacons d&#39;isolement contenant nymphe sont placés dans le 12 heures de lumière / 12 h incubateur obscurité à 25 ° C et 50% d&#39;humidité relative. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53395/53395fig2large.jpg" target="_blank">S&#39;il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a> 2. Jour 5: Peinture mouches pour l&#39;identification individuelle des fins <ol><li> Effectuez cette étape au jour 5 avec 4 mouches mâles un jour et deux jours avant les expériences comportementales afin de minimiser l&#39;effet négatif de CO 2 anesthésie. </li><li> Anesthésier mouche avec CO 2. </li&gt; <li> Avec une amende cure-dent, placez un petit point de la peinture acrylique sur le thorax. Évitez de placer la peinture sur la tête, les ailes, l&#39;abdomen ou les jambes (figure 3). </li><li> Laissez la peinture sécher pendant environ 10 secondes, et de transférer en douceur mouches à leurs flacons d&#39;isolement originaux. </li><li> Retour flacons d&#39;isolement pour les 12 heures de lumière / 12 h incubateur obscurité à 25 ° C et 50% d&#39;humidité relative. </li></ol><img alt="Figure 3" src="/files/ftp_upload/53395/53395fig3.jpg" /> Figure 3. Identification individuelle. Après anesthésie avec une mouche CO 2, une petite goutte de la peinture acrylique est appliquée sur le thorax. Aux fins d&#39;identification individuelle, différentes couleurs sont utilisées (blanc et bleu ici). Voir discussion ci-dessous sur l&#39;utilisation du CO 2 à cette étape. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53395/53395fig3large.jpg" target="_blank">S&#39;il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figu</a>ré. 3. Jour 7: Préparation de l&#39;appareil <ol><li> Préparer Coupes alimentaires: <ol><li> Chauffer des aliments frais à la mouche jusqu&#39;à ce qu&#39;il fonde. </li><li> Avec une pipette Pasteur, transférer environ 0,8 ml de nourriture pour le couvercle d&#39;un flacon avec bouchon à vis (1,5 cm de diamètre, 1 cm de hauteur) et laisser refroidir. Évitez les bulles d&#39;air. </li><li> Faire la pâte de levure fraîche en mélangeant la levure sèche avec quelques gouttes d&#39;eau. Lorsque épaisseur, appliquer une petite goutte de pâte de levure par rapport au centre de la surface de coupe des aliments avec un cure-dent (figure 4). </li></ol></li></ol><img alt="Figure 4" src="/files/ftp_upload/53395/53395fig4.jpg" /> Figure 4. Préparation de la Coupe de la nourriture. Une tasse de nourriture est préparée avec de la nourriture à la mouche frais. Après la solidification de la nourriture, un point de pâte de levure est placé au centre de la surface de coupe des aliments. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53395/53395fig4large.jpg" target="_blank">S&#39;il vous plaît cliquez ici pour v</a>IEW une version plus grande de cette figure. <ol start="2"><li> Préparer Chambers de combat individuelles: <ol><li> Lavez-vous soigneusement les appareils et de lutte contre l&#39;individu chambres avec de l&#39;eau avant de l&#39;utiliser à chaque fois. Sécher avec une serviette en papier avant de l&#39;utiliser. </li><li> Placez une tasse de nourriture dans le centre de chaque chambre combats et fixer avec une goutte de mastic. </li><li> Couvrir chambres de combat avec le couvercle de l&#39;appareil (figure 5). </li><li> Placez l&#39;appareil dans un environnement à haute humidité (60%) à 25 ° C. </li><li> Placez une source de lumière au-dessus de l&#39;appareil pour illuminer les chambres de combat et de mettre une caméra vidéo pour enregistrer d&#39;en haut. </li></ol></li></ol><img alt="Figure 5" src="/files/ftp_upload/53395/53395fig5.jpg" /> Figure 5. Préparer la chambre de combat individuel. La coupe de la nourriture fraîchement préparée avec un point de pâte de levure sur la surface est fixé dans les fi lavécombats chambres. Chambers sont fermés avec le couvercle en deux parties permettant l&#39;insertion d&#39;un diviseur plastique opaque dans des chambres individuelles de combat. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53395/53395fig5large.jpg" target="_blank">S&#39;il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a> 4. Jour 7: Expérience comportementale <ol><li> Effectuez les expériences comportementales avec 6-7 jours d&#39;âge mouches mâles. </li><li> Insérez séparateurs en plastique dans chaque chambre combats. </li><li> Retirer le bouchon de coton à partir du tube d&#39;isolation et positionner le tube en dessous d&#39;un trou ouvert sur le côté de l&#39;appareil. </li><li> Laissez la volée entrer dans la chambre de combats par géotaxie négatifs, généralement en quelques secondes. </li><li> Fermez la paroi coulissante après la mouche a quitté le tube et entré dans la chambre. </li><li> Répétez la procédure pour introduire la deuxième volée dans la chambre de lutte de l&#39;autre côté de l&#39;appareil. </li><li> Placez l&#39;appareil de retour dans le videotapi illuminéela position ng. </li><li> Commencez l&#39;enregistrement vidéo et enlever le diviseur en plastique pour permettre à vol d&#39;interagir. <ol><li> Pour les expériences d&#39;agression: <ol><li> Dans ces expériences, fiche bat pour au moins 20 minutes pour assurer la formation de relations de dominance fortes. </li><li> Après le temps désiré, arrêter l&#39;enregistrement vidéo. </li><li> Retirer le vol des chambres de combat en inversant la procédure décrite ci-dessus. </li><li> Laver soigneusement l&#39;appareil comportementale avec un détergent doux et de l&#39;eau après chaque utilisation et rinçage. </li></ol></li><li> Pour «perdant» Expériences d&#39;effet: Remarque: Dans ces expériences, premiers combats sont considérés comme la phase de conditionnement et deuxième combats que la phase de test. La période de repos entre les combats peuvent différer, mais 10 min permet la formation d&#39;un fort effet de «perdant». <ol><li> Suivez la procédure décrite ci-dessus pour effectuer un premier combat. </li><li> Étape cruciale: pour induire la formation d&#39;un «perdant» mentalité, eNsure que les premiers combats sont au moins 20 min à long afin d&#39;établir des relations de dominance fortes. Après 20 min, ré-insérer le diviseur en plastique dans des chambres de combat pour séparer les mouches. </li><li> Après une période de 10 min de repos, retirez délicatement le diviseur en plastique pour permettre à vol d&#39;interagir pour les deuxièmes combats. </li><li> A la fin de la deuxième lutte de 20 min, arrêter l&#39;enregistrement vidéo. </li><li> Retirer mouches de chambres de comportement que ci-dessus. </li><li> Une fois de plus, bien nettoyer l&#39;appareil comportementale. </li></ol></li></ol></li></ol> 5. Analyse comportementale <ol><li> Transfert Films <ol><li> Connectez les caméras à l&#39;ordinateur. </li><li> Autre mouches .MTS à .mov mouches et rejoindre les films clips ensemble, en utilisant un logiciel de conversion vidéo et l&#39;option &quot;joindre les clips sélectionnés&quot;. </li><li> Observer et analyser chaque film avec un logiciel de lecture vidéo. </li></ol></li><li> Marquant Comportement Remarque: cela peut être fait manuellement ou de nousing logiciel de programme d&#39;analyse comportementale, si disponible. L&#39;illustration ci-dessous décrit une analyse manuelle possible pour un effet de «perdant». <ol><li> Note moment de la première rencontre entre les mouches sur la coupe de la nourriture (des rencontres sont les interactions entre les paires de mouches qui durent au moins 2 secondes) et le moment de l&#39;apparition de la première fente (un modèle de comportement dans lequel une mouche monte haut sur son pattes de derrière et mousquetons vers le bas sur et tente de saisir l&#39;adversaire). Ensuite, marquer le temps de latence à fente (l&#39;intervalle entre la première rencontre et la première fente). </li><li> Comptez le nombre total de rencontres et les mouvements brusques lors d&#39;un combat. Remarque: Si désiré, on peut aussi marquer d&#39;autres comportements, comme la menace de l&#39;aile, la boxe, l&#39;escrime, la retraite ou le nombre de rencontres avant la première fente, par exemple. </li><li> Note moment de l&#39;établissement de la domination (temps entre la première rencontre et le moment où une mouche retraites trois fois de suite au large de la Coupe de l&#39;arrière de la nourritureer fentes de réception). Remarque qui volent est le vainqueur et qui est le perdant de la lutte. </li></ol></li><li> Le calcul d&#39;un effet de &quot;Loser&quot; <ol><li> Divisez le nombre de combats dans lesquels les perdants précédentes perdent 2 ème combats (Losers qui perdent: LL) par le nombre total de combats, et multiplier par 100. Le pourcentage obtenu représente l&#39;effet de «perdant»: [(# Vole LL) / (# lutte totale)] x 100 </li><li> Utilisez un test du chi carré pour comparer si l&#39;effet «perdant» est statistiquement différente de la valeur attendue de 50%. </li></ol></li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

L&#39;ère moderne de l&#39;utilisation de la drosophile avec ses méthodes génétiques puissants comme un organisme modèle pour l&#39;étude de l&#39;agression a commencé il ya environ une dizaine d&#39;années avec l&#39;introduction de nouvelles arènes expérimentales dans lesquelles le comportement de combat fiable n&#39;a pu être obtenu avec des paires simples de mouches 1,7, 8,17,19. Ces arènes inclus ressources souhaitées (une tasse de nourriture, des partenaires potentiels) et un espac...

Agression dans les systèmes d&#39;animaux est fortement associée à l&#39;acquisition et la détention de ressources telles que la nourriture, le territoire et compagnons. Compte tenu du rôle important que joue dans l&#39;aptitude des individus, il est surprenant que l&#39;agression ne a évolué à travers le règne animal. Comme un trait adaptatif qui bénéficie directement des individus, une forte composante d&#39;apprentissage et la mémoire est associée à l&#39;agression. En concurrence pour le rang social, l&#39;expérience de combat précédent influence le résultat de concours ultérieurs. En général, l&#39;expérience augmente perdantes antérieures, et l&#39;expérience gagnante diminue, la probabilité de perdre concours ultérieurs (appelés «perdant» et les effets «gagnants»). Effets &quot;Loser&quot; ont été observés dans un large éventail d&#39;espèces, et certains rapports suggèrent que ceux-ci peuvent durer plusieurs jours tandis que les effets «gagnants» sont généralement de plus courte durée 2,10,11. Le premier rapport du comportement agressifdans les mouches des fruits (D. ampelophila) était par Sturtevant en 1915 dans un document concerné avec la reconnaissance du sexe et de la sélection du sexe 12. Un demi-siècle plus tard, des examens plus complets de fruits Male volez agression ont été faites, qui décrit la plupart des comportements observés lors des combats de mouches des fruits. Ces expériences ont été principalement effectués dans de petits groupes de mouches mâles et femelles observées au cours heures 13-15. Récemment, avec l&#39;ajout d&#39;outils génétiques puissants, dyadiques simples configurations de combat du sexe et des temps plus courts de l&#39;observation, D. melanogaster est apparue comme un important système modèle pour l&#39;étude de la biologie de l&#39;agression 1,16. Analyse des combats entre les mêmes paires de sexe de mouches mâles et femelles a démontré que l&#39;agression implique comportements stéréotypés que la transition de l&#39;un à l&#39;autre d&#39;une manière statistiquement fiable 1,17. Certains des modèles comportementaux observés sont spécifiques sexe tandis que d&#39;autres sont observés dans la luttes dans les deux sexes. Combats masculins vont à des niveaux d&#39;intensité plus élevés que les combats féminins et entraîner la formation de relations de dominance avec les «gagnants» et «perdants clairs&quot;. À l&#39;heure actuelle, de nombreux laboratoires ont commencé à enquêter sur l&#39;biochimique 18, neuronal 7,19-21, et génétiques 22 fondements d&#39;agression. Malheureusement, une méta-analyse des études pour mieux comprendre la dynamique du combat et de la formation et le maintien des relations de dominance est problématique en raison de l&#39;utilisation d&#39;une multiplicité de procédures expérimentales dans des laboratoires différents. Essentiellement toutes les techniques décrites dans la littérature impliquent la manipulation et la manipulation des mouches pour les introduire dans les arènes 19,23,24 et pendant l&#39;expérience comportementale 3,4 pour transférer les mouches des arènes. Aspiration douce est la façon la plus courante de manipuler les mouches 3,4,23-25, mais froides ou CO 2 anesthésie sont également utilisés 9,26, même si previous études ont déjà rapporté que ces procédures ont des effets délétères sur le comportement à la mouche 27,28. Une période d&#39;au moins 24 heures est recommandée après l&#39;utilisation de tous les anesthésiques pour minimiser leurs effets sur le comportement 29,30. Mouches apprendre de l&#39;expérience de combat précédent et modifier leur utilisation du modèle de comportement dans des situations nouvelles, ce qui suggère que l&#39;apprentissage et la mémoire accompagnent et sont des conséquences de rencontres agonistes. En ce sens, volent combats ressemblent à des situations d&#39;apprentissage de conditionnement opérant dans laquelle vole apprendre qu&#39;une stratégie a fonctionné et ensuite l&#39;utiliser de plus en plus souvent lors de rencontres ultérieures. Les mouches changent leurs stratégies de lutte après des relations de dominance ont été établis pendant les combats, avec des gagnants se fend plus en plus et les perdants de moins en moins. Après une période de séparation, les perdants précédents montrent un comportement beaucoup plus soumis et sont très susceptibles de perdre 2 ème combat lorsque jumelé avec fl naïves ou les précédents lauréats 3,4. Cependant, l&#39;absence d&#39;une procédure expérimentale qui exclut la manipulation des mouches a fait des études détaillées des effets de «perdant» difficiles. Dans une étude récente, nous avons comparé deux procédures expérimentales utilisées en routine dans les laboratoires (aspiration et froid anesthésie) à introduire des mouches dans les chambres de comportement à la nouvelle procédure qui élimine la manipulation. Les résultats ont montré que l&#39;anesthésie froid avait beaucoup plus des effets négatifs sur l&#39;agression de l&#39;aspiration, mais même aspiration réduit le niveau d&#39;agressivité par les mouches. Aspiration n&#39;a, toutefois, causer des effets très importants sur l&#39;apprentissage et la mémoire qui accompagnent l&#39;agression. Après protocole identique avec deux procédures expérimentales (d&#39;aspiration et aucune manipulation), un effet robuste &quot;perdant&quot; n&#39;a été observée lorsque le traitement des mouches a été éliminé de la procédure expérimentale 5,6. Idéalement, les études de la drosophile à l&#39;agression labotoires devraient inclure des situations environnementales qui vole normalement rencontrent dans la nature (compétition pour les ressources, pour défendre le territoire et l&#39;espace pour échapper). En outre, les conditions expérimentales devraient être optimisés pour induire de manière fiable, observer et interpréter le comportement en cours d&#39;examen (tentent de minimiser la manipulation des animaux, de limiter l&#39;utilisation du CO 2 comme anesthésique, et de normaliser les procédures expérimentales). En tentant de répondre à la plupart ou la totalité de ces questions, nous avons conçu un nouvel appareil de comportement qui élimine la manipulation de mouches avant, pendant et après les initiant aux arènes de comportement. Avec ces appareils, les mouches utilisent leurs géotaxie négatifs innées à être déplacés et transférés dans et hors des chambres de combat. En éliminant la manipulation de mouches, le protocole vise à: (a) réduire la variabilité de comportement chez les individus; (b) réduire le temps nécessaire pour les mouches d&#39;interagir et de générer des rapports de dominance claires (mâles); et (c) induisent fiable assez forte behavioRAL changements pour permettre la formation d&#39;effets de «perdant». Ce protocole décrit un nouvel appareil expérimental et une procédure étape par étape pour analyser l&#39;agression et à permettre la formation d&#39;un fort effet &quot;perdant&quot; dans D. melanogaster. Nous nous attendons à ce que cet appareil comportementale peut être facilement adapté pour l&#39;étude d&#39;autres comportements sociaux présentés par les mouches des fruits.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="665">
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Drosophila melanogaster pupa</td>
			<td style="width:163px;">Bloomington Stock Center</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Standard fly food</td>
			<td style="width:163px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;">Fabricated in-house.&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="84">
			<td height="84" style="height:84px;width:216px;">Behavioral chambers</td>
			<td style="width:163px;">Mike machine</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;">Fabricated in-house. Directly&#160; contact the compagny for more informations.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Borosilicate glass vials</td>
			<td style="width:163px;">VWR International&#160;</td>
			<td style="width:119px;">47729-576</td>
			<td style="width:167px;">16 x 10 mm</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Cotton</td>
			<td style="width:163px;">Fisherbrand</td>
			<td style="width:119px;">22-456-881</td>
			<td style="width:167px;">Any brand can be used</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Pasteur pipettes</td>
			<td style="width:163px;">VWR International&#160;</td>
			<td style="width:119px;">53300-567</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Paintbrush&#160;</td>
			<td style="width:163px;">Blick Art Material</td>
			<td style="width:119px;">06157-7030</td>
			<td style="width:167px;">Round , Size 3/0</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Toothpick</td>
			<td style="width:163px;">N/A</td>
			<td style="width:119px;">N/A</td>
			<td style="width:167px;">Any brand can be used</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">Acrylic paint (blue/white)</td>
			<td style="width:163px;">Blick Art Material</td>
			<td style="width:119px;">01637-5172/01637-1022</td>
			<td style="width:167px;">Any brand can be used</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Dry active yeast</td>
			<td style="width:163px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">YSC2-500G</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Srew cap tube</td>
			<td style="width:163px;">VWR International&#160;</td>
			<td style="width:119px;">10011-394&#160;</td>
			<td style="width:167px;">15 mm diameter, 10 mm height</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Eppendorf</td>
			<td style="width:163px;">VWR International&#160;</td>
			<td style="width:119px;">22363212</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Tape</td>
			<td style="width:163px;">N/A</td>
			<td style="width:119px;">N/A</td>
			<td style="width:167px;">Any brand can be used</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Plastic slices</td>
			<td style="width:163px;">Electron Microscopy Sciences</td>
			<td style="width:119px;">70329-40</td>
			<td style="width:167px;">22 x 40 x 0.25 mm Thickness</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Light source (bulb)</td>
			<td style="width:163px;">VWR International&#160;</td>
			<td style="width:119px;">500003-418</td>
			<td style="width:167px;">Any brand can be used</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Timer</td>
			<td style="width:163px;">VWR International&#160;</td>
			<td style="width:119px;">62344-641</td>
			<td style="width:167px;">Any brand can be used</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">Incubator</td>
			<td style="width:163px;">Percival</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;">Directly contact the constructor for more informations.</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Carbon Dioxide Dry (CO2)</td>
			<td style="width:163px;">Medical-Technical Gases, Inc</td>
			<td style="width:119px;">14H31</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Binocular</td>
			<td style="width:163px;">Nikon</td>
			<td style="width:119px;">SMZ-745</td>
			<td style="width:167px;">Any brand can be used</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Camera (SONY Handycam&#160; HDR-CX330)</td>
			<td style="width:163px;">B&#38;H</td>
			<td style="width:119px;">SOHDRCX330B</td>
			<td style="width:167px;">Any brand can be used</td>
		</tr>
		<tr height="84">
			<td height="84" style="height:84px;width:216px;">Computer</td>
			<td style="width:163px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;">With a minimum of 1.4 Ghz Processor, running Microsoft Windows or Machintosh HD</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">ClipWrap</td>
			<td style="width:163px;">Download online</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;">Any importing software can be used</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">QuickTime Player</td>
			<td style="width:163px;">Download online</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;">Any reading software can be used</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">GraphPad Software</td>
			<td style="width:163px;">Online</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;">Any statistical software can be used</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a new approach that eliminates handling for studying aggression and the "loser" effect in drosophila melanogaster

Le comportement agressif chez Drosophila melanogaster est composé de l&#39;expression séquentielle des comportements stéréotypés (par analyse, voir 1). Ce comportement complexe est influencée par des facteurs génétiques, hormonaux et environnementaux. Comme dans de nombreux organismes, l&#39;expérience de précédents combats influe sur la stratégie de lutte contre les mouches et les résultats des concours ultérieurs: perdre un combat augmente la probabilité de perdre des concours plus tard, révélant des effets de «perdant» qui impliquent probablement apprentissage et la mémoire 2-4. L&#39;apprentissage et la mémoire qui accompagne l&#39;expression de comportements sociaux complexes tels que l&#39;agression, est sensible à la pré-test de la manipulation des animaux 5,6. De nombreux protocoles expérimentaux sont utilisés dans différents laboratoires pour étudier agression 7-9, cependant, pas systématiquement protocole utilisé qui exclut la manutention de vol est actuellement disponible. Nous rapportons ici un nouvel appareil de comportement qui élimine la manipulation de mouches, en utilisant instead leurs réponses négatives geotactic innées de déplacer les animaux dans ou hors des chambres de combat. Dans ce protocole, les petites arènes de combat circulaires contenant une tasse de nourriture sont divisés en deux moitiés égales par une coulisse amovible en matière plastique avant l&#39;introduction des mouches. Les mouches entrent chambres de leurs flacons d&#39;isolement de la maison via des portes coulissantes de chambre et géotaxie. Lors de l&#39;enlèvement de curseurs en plastique, les mouches sont libres d&#39;interagir. Après des périodes déterminées, les mouches sont de nouveau séparés par curseurs pour l&#39;expérimentation ultérieure. Tout cela se fait facilement, sans manipulation de mouches individuelles. Cet appareil offre une nouvelle approche pour étudier l&#39;agression et l&#39;apprentissage et la mémoire associée, y compris la formation d&#39;effets de «perdant» dans les combats de la mouche. En outre, ce nouvel appareil de comportement d&#39;usage général peut être utilisé pour étudier d&#39;autres comportements sociaux des mouches et devrait, en général, être d&#39;intérêt pour l&#39;étude des changements liés à l&#39;expérience dans les processus comportementaux fondamentaux.

Cette section présente la conception de la chambre de comportement et l&#39;analyse d&#39;un ensemble d&#39;expériences typique de comportement suivant le protocole décrit ci-dessus mesure agression et la formation d&#39;un effet de «perdant». Également illustrés sont des échantillons d&#39;autres comportements qui peuvent être mesurés en utilisant cet appareil. La figure 6 montre une représentation schématique de l&#39;appareil de nouveau. L&#39;appareil est com...

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A New Approach that Eliminates Handling for Studying Aggression and the &quot;Loser&quot; Effect in Drosophila melanogaster

Au cours de la mouche des fruits combats, les comportements observés, combattre la dynamique, et l&#39;apprentissage et la mémoire associée sont influencés par les conditions expérimentales. Le protocole présenté ici décrit une nouvelle procédure qui élimine entièrement la manipulation des mouches pendant les expériences. Cela améliore la dynamique de combat et permet la formation d&#39;effets de «perdant» forts.

Une nouvelle approche qui élimine la manipulation pour l&#39;étude de l&#39;agression et le «perdant» dans Effet<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Aggressive behavior in Drosophila melanogaster is composed of the sequential expression of stereotypical behavioral patterns (for analysis see 1). This ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

A New Approach that Eliminates Handling for Studying Aggression and the "Loser" Effect in Drosophila melanogaster

9.5K vues.  Harvard Medical School.  Au cours de la mouche des fruits combats, les comportements observés, combattre la dynamique, et l'apprentissage et la mémoire associée sont influencés par les conditions expérimentales. Le protocole présenté ici décrit une nouvelle procédure qui élimine entièrement la manipulation des mouches pendant les expériences. Cela améliore la dynamique de combat et permet la formation d'effets de «perdant» forts. 

Vidéo: A New Approach that Eliminates Handling for Studying Aggression and the "Loser" Effect in Drosophila melanogaster

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

Enregistrements Sensillum simple chez les insectes Drosophila melanogaster Et Anopheles gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

Recherche

Neurosciences

Paired Nanoinjection and Electrophysiology Assay to Screen for Bioactivity of Compounds using the Drosophila melanogaster Giant Fiber System

Screening compounds for in vivo activity can be used as a first step to identify candidates that may be developed into pharmacological agents1,2. We developed a novel nanoinjection/electrophysiology assay that allows the detection of bioactive modulatory effects of compounds on the function of a neuronal circuit that mediates the escape response in Drosophila melanogaster3,4. Our in vivo assay, which uses the Drosophila Giant Fiber System (GFS, Figure 1) allows screening of different types of compounds, such as small molecules or peptides, and requires only minimal quantities to elicit an effect. In addition, the Drosophila GFS offers a large variety of potential molecular targets on neurons or muscles. The Giant Fibers (GFs) synapse electrically (Gap Junctions) as well as chemically (cholinergic) onto a Peripheral Synapsing Interneuron (PSI) and the Tergo Trochanteral Muscle neuron (TTMn)5. The PSI to DLMn (Dorsal Longitudinal Muscle neuron) connection is dependent on D&alpha;7 nicotinic acetylcholine receptors (nAChRs)6. Finally, the neuromuscular junctions (NMJ) of the TTMn and the DLMn with the jump (TTM) and flight muscles (DLM) are glutamatergic7-12. Here, we demonstrate how to inject nanoliter quantities of a compound, while obtaining electrophysiological intracellular recordings from the Giant Fiber System13 and how to monitor the effects of the compound on the function of this circuit. We show specificity of the assay with methyllycaconitine citrate (MLA), a nAChR antagonist, which disrupts the PSI to DLMn connection but not the GF to TTMn connection or the function of the NMJ at the jump or flight muscles.
Before beginning this video it is critical that you carefully watch and become familiar with the JoVE video titled "Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster " from Augustin et al7, as the video presented here is intended as an expansion to this existing technique. Here we use the electrophysiological recordings method and focus in detail only on the addition of the paired nanoinjections and monitoring technique.

Paired Nanoinjection and Electrophysiology Assay to Screen for Bioactivity of Compounds using the Drosophila melanogaster Giant Fiber System

A rapid in vivo assay to test for neuromodulatory compounds using the Giant Fiber System (GFS) of Drosophila melanogaster is described. Nanoinjections in the head of the animal along with electrophysiological recordings of the GFS can reveal bioactivity of compounds on neurons or muscles.

Nanoinjection paires et test d&#39;électrophysiologie à l&#39;écran de la bioactivité des composés en utilisant le Drosophila melanogaster Système de fibre géant

Screening compounds for in vivo activity can be used as a first step to identify candidates that may be developed into pharmacological agents1,2. We ...

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other insects proprioception is provided by specialized sensory organs termed chordotonal organs (ChOs) 2. Like many other organs in Drosophila, ChOs develop twice during the life cycle of the fly. First, the larval ChOs develop during embryogenesis. Then, the adult ChOs start to develop in the larval imaginal discs and continue to differentiate during metamorphosis.
The development of larval ChOs during embryogenesis has been studied extensively 10,11,13,15,16. The centerpiece of each ChO is a sensory unit composed of a neuron and a scolopale cell. The sensory unit is stretched between two types of accessory cells that attach to the cuticle via specialized epidermal attachment cells 1,9,14. When a fly larva moves, the relative displacement of the epidermal attachment cells leads to stretching of the sensory unit and consequent opening of specific transient receptor potential vanilloid (TRPV) channels at the outer segment of the dendrite 8,12. The elicited signal is then transferred to the locomotor central pattern generator circuit in the central nervous system.
Multiple ChOs have been described in the adult fly 7. These are located near the joints of the adult fly appendages (legs, wings and halters) and in the thorax and abdomen. In addition, several hundreds of ChOs collectively form the Johnston's organ in the adult antenna that transduce acoustic to mechanical energy 3,5,17,4.
In contrast to the extensive knowledge about the development of ChOs in embryonic stages, very little is known about the morphology of these organs during larval stages. Moreover, with the exception of femoral ChOs 18 and Johnston's organ, our knowledge about the development and structure of ChOs in the adult fly is very fragmentary.
Here we describe a method for staining and visualizing ChOs in third instar larvae and pupae. This method can be applied together with genetic tools to better characterize the morphology and understand the development of the various ChOs in the fly.

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

A method to immunostain and visualize chordotonal organs in larvae and pupae of Drosophila melanogaster is described.

Visualisation des propriocepteurs dans<em&gt; Drosophila</emLes larves&gt; et pupes

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other ...

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such behavior is spontaneous locomotor activity. Here we describe our protocol that utilizes Drosophila population monitors and a tracking system that allows continuous monitoring of the spontaneous locomotor activity of flies for several days at a time. This method is simple, reliable, and objective and can be used to examine the effects of aging, sex, changes in caloric content of food, addition of drugs, or genetic manipulations that mimic human diseases.

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster are useful in studying genetic or environmental manipulations that affect behaviors such as spontaneous locomotor activity.&#160; Here we describe a protocol that utilizes monitors with infrared beams and data analysis software to quantify spontaneous locomotor activity.&#160;

Détermination de l&#39;activité locomotrice spontanée,<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such ...

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by stressed conspecifics due to an odorant released during stress known as the Drosophila stress odorant (dSO). Through the use of the T-maze apparatus, one can quantify the avoidance of the dSO by responder flies in a very affordable and robust assay. Conditions necessary to obtain a strong performance are presented here. A stressful experience is necessary for the flies to emit dSO, as well as enough emitter flies to cause a robust avoidance response to the presence of dSO. Genetic background, but not their group size, strongly altered the avoidance of the dSO by the responder flies. Canton-S and Elwood display a higher performance in avoiding the dSO than Oregon and Samarkand strains. This behavioral assay will allow identification of mechanisms underlying this social behavior, and the assessment of the influence of genes and environmental conditions on both emission and avoidance of the dSO. Such an assay can be included in batteries of simple diagnostic tests used to identify social deficiencies of mutants or environmental conditions of interest.

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Here, we present a protocol to quantify the avoidance of stressed individuals. This paradigm is powerful yet user-friendly and can be used to assess the influence of genes and environment on one kind of social interaction in Drosophila melanogaster.

Essai simple pour la quantification de l&#39;évitement social en<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by ...

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a straightforward manner. As we previously demonstrated 1, in a two-dimensional chamber, we first force the flies to form a tight group, subsequently allowing them to take their preferred distance from each other. After the flies have settled, we measure the distance to the closest neighbor (or social space), processing a static picture with free online software (ImageJ). The analysis of the distance to the closest neighbor allows researchers to determine the effects of genetic and environmental factors on social interaction, while controlling for potential confounding factors. Diverse factors such as climbing ability, time of day, sex, and number of flies, can modify social spacing of flies. We thus propose a series of experimental controls to mitigate these confounding effects. This assay can be used for at least two purposes. First, researchers can determine how their favorite environmental shift (such as isolation, temperature, stress or toxins) will impact social spacing 1,2. Second, researchers can dissect the genetic and neural underpinnings of this basic form of social behavior 1,3. Specifically, we used it as a diagnostic tool to study the role of orthologous genes thought to be involved in social behavior in other organisms, such as candidate genes for autism in humans 4.

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The effect of genes and environment on social space of Drosophila melanogaster can be quantified through a powerful but straightforward analytical paradigm. We show here different factors that can affect this social space, and thus need to be taken into consideration when designing experiments in this paradigm.

Conditions affectant espace social<em&gt; Drosophila melanogaster</em

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a ...

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To complicate matters even further, the odors detected by the insect nervous system usually are not single compounds but mixtures whose composition and concentration ratios vary. This leads to an almost infinite amount of different olfactory stimuli which have to be evaluated by the nervous system.
To understand which aspects of an odor stimulus determine its evaluation by the fly, it is therefore desirable to efficiently examine odor-guided behavior towards many odorants and odor mixtures. To directly correlate behavior to neuronal activity, behavior should be quantified in a comparable time frame and under identical stimulus conditions as in neurophysiological experiments. However, many currently used olfactory bioassays in Drosophila neuroethology are rather specialized either towards efficiency or towards resolution.
Flywalk, an automated odor delivery and tracking system, bridges the gap between efficiency and resolution. It allows the determination of exactly when an odor packet stimulated a freely walking fly, and to determine the animal&#180;s dynamic behavioral reaction.

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

The automated tracking system Flywalk is used for high-resolution quantification of odor-guided behavior in Drosophila melanogaster.

Haute résolution La quantification du comportement Odor-guidée dans<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Utilisation de la<em&gt; Flywalk</em&gt; Paradigm

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To ...

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense organs provide an excellent model system for the study of mechanosensation. This protocol describes a simple touch behavior in fruit flies which can be used to identify mutations that interfere with mechanosensation. The tactile stimulation of a macrochaete bristle on the thorax of flies elicits a grooming reflex from either the first or third leg. Mutations that interfere with mechanotransduction (such as NOMPC), or with other aspects of the reflex arc, can inhibit the grooming response. A traditional screen of adult behaviors would have missed mutants that have essential roles during development. Instead, this protocol combines the touch screen with mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) to allow for only limited regions of homozygous mutant cells to be generated and marked by the expression of green fluorescent protein (GFP). By testing MARCM clones for abnormal behavioral responses, it is possible to screen a collection of lethal p-element mutations to search for new genes involved in mechanosensation that would have been missed by more traditional methods.

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

In order to identify novel mutations affecting mechanosensation, we designed an assay that measures the behavioral response to tactile stimulation of fly bristles in mutant clones generated by the MARCM method. The combination of techniques allows for the identification of mechanosensitive mutations that would otherwise be lethal.

A Behavioral Essai pour mécanosensibilité de marcm-fondé clones dans<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense ...

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

The Drosophila melanogaster larval path-length phenotype is an established measure used to study the genetic and environmental contributions to behavioral variation. The larval path-length assay was developed to measure individual differences in foraging behavior that were later linked to the foraging gene. Larval path-length is an easily scored trait that facilitates the collection of large sample sizes, at minimal cost, for genetic screens. Here we provide a detailed description of the current protocol for the larval path-length assay first used by Sokolowski. The protocol details how to reproducibly handle test animals, perform the behavioral assay and analyze the data. An example of how the assay can be used to measure behavioral plasticity in response to environmental change, by manipulating feeding environment prior to performing the assay, is also provided. Finally, appropriate test design as well as environmental factors that can modify larval path-length such as food quality, developmental age and day effects are discussed.

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

We provide a detailed protocol for a Drosophila melanogaster foraging path-length assay. We discuss the preparation and handling of test animals, how to perform the assay and analyze the data.

Foraging Protocole Chemin de longueur pour<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; larves

The Drosophila melanogaster larval path-length phenotype is an established measure used to study the genetic and environmental contributions to behavioral ...

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We demonstrate a simple way to tap into the fly reward system, modify experiences related to natural reward, and use voluntary ethanol consumption as a measure for changes in reward states. The approach serves as a relevant tool to study the neurons and genes that play a role in experience-mediated changes of internal state. The protocol is composed of two discrete parts: exposing the flies to rewarding and nonrewarding experiences, and assaying voluntary ethanol consumption as a measure of the motivation to obtain a drug reward. The two parts can be used independently to induce the modulation of experience as an initial step for further downstream assays or as an independent two-choice feeding assay, respectively. The protocol does not require a complicated setup and can therefore be applied in any laboratory with basic fly culture tools.

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

We describe a protocol for inducing rewarding and nonrewarding experiences in fruit flies (Drosophila melanogaster) using voluntary ethanol consumption as a measure for changes in reward states.

Un moyen simple pour mesurer Transformations en récompense le comportement de recherche Utilisation<em&gt; Drosophila melanogaster</em

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We ...