Nous tenons particulièrement à remercier les membres du laboratoire Gerber pour obtenir des instructions techniques sur leur dispositif expérimental et commentaires sur le manuscrit. Nous remercions également Lyubov Pankevych pour les soins et l&#39;entretien de la mouche du type cantons stock sauvage. Ce travail est soutenu par la DFG TH1584/1-1 subvention, la subvention SNF 31003A_132812 / 1 et le Zukunftskolleg de l&#39;Université de Konstanz (tout à AST).

1. Préparation <ol><li> Drosophile de type sauvage larves sont élevées à 25 ° C et 60% -80% d&#39;humidité dans un cycle de 14/10 lumière / obscurité. Pour le contrôle de l&#39;âge exact des larves toujours 20 femelles sont mises avec 10 hommes dans un flacon (6 cm de hauteur et 2,5 cm de diamètre) qui comprend environ 6 ml de nourriture volée standard. Les mouches sont autorisés à pondre des œufs pendant 12 heures et sont transférés dans un nouveau flacon, le deuxième jour. 5-6 jours après la ponte des larves atteignent le stade d&#39;alimentation 3 ème étape si élevée à 25 ° C et peut maintenant être utilisé pour l&#39;expérience comportementale. Cependant, il faut s&#39;assurer de ne prendre larves qui en sont encore à la nourriture et non les larves de la paroi du flacon. Ces larves ont déjà atteint «l&#39;errance 3 e stade larvaire scène» - peu de temps avant la nymphose - et leur utilisation complique l&#39;interprétation des résultats. </li><li> Préparation de 2,5% des boîtes de Pétri d&#39;agarose (d&#39;autres laboratoires utilisent également des concentrations de gélose de 1% tout au long de l&#39;expérience, commentconcentrations de plus en plus faibles peuvent permettre l&#39;alimentation 3 e stade larvaire de creuser dans le substrat): Dissoudre 2,5 g d&#39;agarose dans 100 ml ddH O. 2 Chauffer la solution dans un four micro-ondes jusqu&#39;à ce qu&#39;il commence à bouillir. Soigneusement agiter la solution et le remettre au micro-ondes jusqu&#39;à ce que tous agarose est dissous. Verser la solution d&#39;agarose à chaud dans des boîtes de Pétri de telle sorte que le fond des boîtes de Pétri est complètement recouvert de la solution d&#39;agarose et forme une surface lisse. Laisser la solution refroidir à température ambiante puis fermez le couvercle. Ne pas fermer immédiatement les couvercles, car elle permettrait de condensation de l&#39;eau sur les couvercles. </li><li> Préparation des boîtes de Petri 2M fructose: Dissoudre 2,5 g d&#39;agarose dans 100 ml ddH O 2 (là encore, l&#39;utilisation de la concentration de 1% de gélose est possible, mais il peut permettre d&#39;alimenter 3 e stade larvaire de creuser dans le substrat). Chauffer la solution dans un four micro-ondes jusqu&#39;à ce qu&#39;il commence à bouillir. Soigneusement agiter la solution et le remettre dans le microondes jusqu&#39;à ce que tous agarose est dissous. Ajouter avec précaution 35 g de fructose dans la solution chaude, lentement agiter le mélange jusqu&#39;à ce que le sucre soit dissous afin d&#39;éviter un retard d&#39;ébullition. Verser le fructose-agarose chaud solution dans des boîtes de Pétri telle que le fond est complètement recouverte et la solution de fructose-agarose forme une surface lisse. Laisser la solution refroidir à température ambiante puis fermez le couvercle. Ne pas fermer immédiatement les couvercles, car elle permettrait de condensation de l&#39;eau sur les couvercles. </li><li> Préparation du 1-octanol conteneurs odeurs (OCT): Remplir 10 ul de pur PTOM dans un récipient fait sur commande d&#39;odeur téflon et le fermer avec un couvercle qui a plusieurs petits trous pour permettre l&#39;évaporation de l&#39;odeur. Une description détaillée des conteneurs est donnée dans Gerber et Stocker 2007. Préparer trois récipients d&#39;odeurs pour octobre Conteneurs odeur permettre l&#39;évaporation des produits chimiques introduits, mais il faut éviter que les larves de pouvoir les contacter directement. Ainsi, les expériences ici décrites de façon spécifiqueaborder l&#39;apprentissage olfactif chez les larves sans perturber les effets secondaires gustatives. </li><li> Préparation des conteneurs amyle odeurs (AM): Diluer AM 1:50 dans l&#39;huile de paraffine. Remplir 10 ul de la dilution dans un récipient fabriqué sur mesure odeur téflon et le fermer avec un couvercle qui a plusieurs petits trous pour permettre l&#39;évaporation de l&#39;odeur. Préparer trois récipients d&#39;odeurs pour AM. La dilution est important pour des raisons pratiques, à savoir éviter une forte préférence pour l&#39;un sur l&#39;autre odeur qui peut masquer un changement d&#39;apprentissage en fonction de la préférence relative entre les deux odeurs. L&#39;attrait égal pour les deux odeurs peuvent avoir besoin d&#39;être confirmée par le laboratoire avant l&#39;expérience en appliquant le test décrit ci-après (2.5) avec des animaux naïfs. L&#39;valeurs présentées ici sont basées sur plusieurs publications du laboratoire Gerber qui ont récemment été reproduites par notre laboratoire 9,15,16. </li><li> L&#39;étiquetage des boîtes de Pétri: Avant les expériences comportementales tous les boîtes de Petri doivent être codés. Cela signifie quefructose contenant des boîtes de Petri doivent être marquées par exemple par un &quot;X&quot; ou un &quot;A&quot; et d&#39;agarose seulement des boîtes de Pétri avec un «Y» ou un «B». Ce code doit être révélé à l&#39;expérimentateur que lorsque toutes les données ont été enregistrées. En effectuant des expériences «à l&#39;aveugle», il n&#39;est donc pas possible que les attentes de l&#39;expérimentateur peuvent affecter la performance des larves. Pour faciliter la compréhension de la vaste lectorat dans ce qui suit, nous ne parlerons que les odeurs comme stimuli conditionnés (CS1 ou CS2) qui sont soit récompensés lorsqu&#39;ils sont présentés sur un plat de Pétri fructose (+) ou non récompensés lorsqu&#39;ils sont présentés sur une seule agarose boîte de Pétri (-). </li></ol> 2. Formation Récompense de sucre et d&#39;essai <ol><li> Recueillir 30 d&#39;alimentation 3 e stade larvaire d&#39;un flacon de nourriture. Les transférer dans un premier plat de Pétri contenant quelques gouttes de l&#39;eau du robinet et soigneusement les déplacer vers l&#39;avant et vers l&#39;arrière avec une brosse. De les transférer vers un second plat de Pétri qui contient également quelques gouttes d&#39;eau du robinet water pour vérifier qu&#39;aucune pâte alimentaire reste sur le tégument de la larve, sinon les larves pourront faire l&#39;expérience de l&#39;odeur de nourriture pendant l&#39;expérience. Ce serait probablement obscurcir le processus d&#39;apprentissage et leur performance dans la situation de test. </li><li> Formation: Former les larves aux odeurs associés avec une queue de sucre appétitive le régime suivant est appliqué. Mettez un récipient odeur PTOM sur le côté gauche et droit d&#39;un &quot;X&quot; marqué - ainsi, récompense contenant du fructose (+) boîte de Pétri («aveugle» expérience, pour plus de détails voir paragraphe 1.6). Mettez le groupe de 30 larves se nourrissent 3 e stade larvaire sur le milieu de la boîte de Pétri, fermez le couvercle et attendez 5 min, tandis que les animaux sont exposés à octobre Assurez-vous que les larves ne sont pas piégés à l&#39;intérieur de la goutte d&#39;eau et peut surmonter la tension superficielle de celui-ci. Par ce que les larves peuvent se déplacer librement sur la boîte de Pétri et l&#39;expérience de stimuli olfactifs et / ou gustatif. </li><li> Formation: Retirer les larves de la boîte de Pétri avec un pinceau imbibé et de transférer lem sur un deuxième plat de Pétri qui est marqué avec un &quot;Y&quot; - donc, l&#39;agarose seulement (-) boîte de Pétri contenant - et a une odeur AM conteneur situé sur le côté gauche et à droite. Fermez le couvercle et attendez 5 min, tandis que les animaux sont exposés à AM. </li><li> Formation: Répétez 2.2) et 2.3) deux fois, de sorte que tous les 30 cycles expérience larves formation de trois: CS1 / (+) - CS2 / (-); CS1 / (+) - CS2 / (-); CS1 / (+) - CS2 / (-). Dans cette expérience représente CS1 CS2 PTOM et codes pour AM. </li><li> Test: un endroit AM et d&#39;une odeur contenant les PTOM sur les sites opposées d&#39;un plat d&#39;agarose seule Petri. Transférez les animaux dressés au milieu du plat de Pétri de test. Fermez le couvercle et attendre 5 min. Par la suite compter le nombre de larves sur le côté gauche, le côté centre et à droite de la boîte de Petri de test. </li><li> Répétez les étapes 2.1) à 2,5) avec un second groupe de 30 larves se nourrissent 3 e stade larvaire, mais inverser les rôles expérimentales de AM et PTOM tels que les animaux reçoivent la formation suivante: CS2/ (+) - CS1 / (-); CS2 / (+) - CS1 / (-); CS2 / (+) - CS1 / (-). Dans cette expérience représente CS1 CS2 PTOM et codes pour AM. </li><li> Arrangements possibles pour la formation. Ci-dessus, nous présentons une formation qui existe de trois essais de formation de deux OCT / (+) - Radio AM / (-) ou dans le groupe de réciprocité aussi trois essais de formation de AM / (+) - OCT / (-). Cependant, pour éviter les effets de séquence à charge lors de la formation, il est important de varier l&#39;ordre des stimuli répétitions suivantes de l&#39;expérience complète. En faisant varier la commande CS1 ou CS2 et également la présentation de récompense dans la première plaque ou la seconde présentés, quatre séquences différentes pour les essais d&#39;entraînement sont possibles: </li></ol><table border="1"><tbody><tr><td> Premier groupe </td><td> CS1 / (+) - CS2 / (-) </td><td> Réciproque groupe </td><td> CS2 / (+) - CS1 / (-) </td></tr><tr><td></td><td> CS1 / (-) - CS2 / (+) </td><td></td><td> CS2 / (-) - CS1 / (+) </td></tr><tr><td></td><td> CS2 / (+) - CS2 / (-) </td><td></td><td> CS1 / (+) - CS2 / (-) </td></tr><tr><td></td><td> CS2 / (-) - CS1 / (+) </td><td></td><td> CS1 / (-) - CS2 / (+) </td></tr></tbody></table> Pour prévenir les effets systématiques des stimuli de l&#39;environnement expérimental, il faut effectuer le test dans la moitié des cas, que l&#39;OCT est présentée sur la gauche et vers la droite AM. Dans l&#39;autre moitié des cas AM doivent être présentées sur la gauche et les PTOM sur la droite. 3. Les tests pour les tâches pertinentes sensori-moteur Facultés La conception des expériences décrites ci-dessus permet d&#39;analyser les odeurs de sucre dans l&#39;apprentissage de type sauvage alimentation 3 e stade larvaire sur ses propres. Cependant, dans la vie quotidienne des chercheurs de laboratoire utilisent généralement deux ou plusieurs groupes expérimentaux de larves de comparer, si l&#39;apprentissage olfactif dépend d&#39;un pairgène particulier, un ensemble spécifique de neurones, un stock mutant, un régime alimentaire spécial, différentes conditions d&#39;élevage, les produits chimiques toxiques ajoutés au cours du développement, etc Ainsi, dans tous les cas où deux ou plusieurs groupes expérimentaux de larves sont testés qu&#39;on a à faire un ensemble d&#39;expériences de contrôle obligatoires afin de tester si les différents groupes de larves montrent appropriées sensori-motrices acuité. Cela devient obligatoire phénotypes potentiels ne sont pas nécessairement en raison de capacités réduites ou abolies aux odeurs associés avec le sucre. Au contraire, les éventuels défauts d&#39;apprentissage pourrait être basée sur les défauts à n&#39;importe quelle étape du circuit sensori-motrice dans le traitement des odeurs et / ou de sucre. Ou en d&#39;autres termes, si une larve mutante n&#39;est pas en mesure de sucre sens, il ne peut pas établir une mémoire de sucre. Mais cela ne permet pas de conclure que la larve ne peut pas apprendre. En détail les expériences de contrôle suivantes doivent être effectuées pour tester la bonne PTOM, AM et le traitement des larves de fructose transgénique. 1. Test de naïf octobre préférence Recueillir 30 d&#39;alimentation 3 e stade larvaire d&#39;un flacon de nourriture. Lavez-les soigneusement à l&#39;eau du robinet comme décrit en 2.1. Placez un récipient odeur unique PTOM sur un côté d&#39;un plat de Pétri agarose, ajouter les larves sur le milieu de la boîte de Pétri, fermez le couvercle et attendez 5 min, tels que les larves peuvent ramper sur la boîte de Pétri et les orienter vers les PTOM source de l&#39;odeur. Par la suite compter le nombre de larves sur le côté gauche, au milieu et sur le côté droit de la boîte de Petri de test. 2. Test de préférence naïve AM Recueillir 30 d&#39;alimentation 3 e stade larvaire d&#39;un flacon de nourriture. Lavez-les soigneusement à l&#39;eau du robinet comme décrit en 2.1. Placez un récipient odeur unique AM sur un côté d&#39;un plat de Pétri agarose, ajouter les larves sur le milieu de la boîte de Pétri, fermez le couvercle et attendez 5 min, tels que les larves peuvent ramper sur la boîte de Pétri et les orienter vers l&#39;AM source de l&#39;odeur. Par la suite compter le nombre de larvae sur le côté gauche, au milieu et sur le côté droit de la boîte de Petri de test. 3. Test de préférence sucre naïve Recueillir 30 d&#39;alimentation 3 e stade larvaire d&#39;un flacon de nourriture. Lavez-les soigneusement à l&#39;eau du robinet comme décrit en 2.1. Préparer des boîtes de Pétri contenant 2,5% d&#39;agarose dans une moitié et un fructose 2M-agarose mélange dans l&#39;autre moitié. Ajouter les larves sur la boîte de Pétri, fermez le couvercle et attendez 5 min, tels que les larves peuvent ramper sur la boîte de Pétri et les orienter vers le côté contenant du fructose. Par la suite compter le nombre de larves sur le côté gauche, au milieu et sur le côté droit de la boîte de Petri de test. Préparation des boîtes de Petri moitié-moitié: Préparer normales des plaques d&#39;agarose comme décrit ci-dessus à la section 1.2. Lorsque les boîtes de Pétri remplies d&#39;agarose sont refroidies, coupez soigneusement le agarose sur l&#39;axe vertical avec un scalpel. Enlever une moitié de l&#39;agarose à partir de la boîte de Pétri. Add une chaude fructose solution d&#39;agarose (pour la préparation voir 1.3) à la moitié vide de la boîte de Pétri. Veillez à ce que les deux moitiés de match et ne forment pas un bord défini - cela influe sur le comportement de choix des larves et rend une analyse comportementale plutôt difficile. 4. Sham formation Malgré un examen si l&#39;alimentation transgénique 3 e stade larvaire sont capables de distinguer au niveau du type sauvage entre les PTOM et l&#39;air (3,1), AM et de l&#39;air (3,2) et le sucre et pur agarose (3,3), une série supplémentaire d&#39;expériences de test a récemment été introduit (pour une discussion voir Gerber et Stocker, 2007). La justification de ces expériences est la suivante. Au cours de la formation des larves subissent manipulation massive et successive odeur et le sucre stimulation. Ainsi, il est bien possible que le phénotype observé apprentissage est trompeur (bien que l&#39;odeur naïve et tests de perception de sucre sont à un niveau de type sauvage!). En effet, il est possible que les animaux transgéniques differ de larves de type sauvage en ce qui concerne la résistance au stress, la motivation, la fatigue, l&#39;adaptation sensorielle, apprentissage contextuel, et les changements dans la satiété. Ainsi, Michels et al. (2005) ont introduit des contrôles qui testent si un mutant donné est capable de (1) détecter AM par rapport à un conteneur vide odeur si vous traitez les larves exactement comme lors de la formation, sauf que vous omettez la récompense et simplement exposer à la fois les odeurs; (2) détecter octobre après le même régime; (3) détecter AM par rapport à un conteneur vide odeur, si vous traitez les larves d&#39;une manière semblable à la formation, sauf que vous omettez les odeurs et simplement exposer à la récompense, et (4 ) détecter octobre après le même schéma. Pour une discussion détaillée et de plus amples détails sur les méthodes s&#39;il vous plaît voir Michels et al (2005) et de Gerber et Stocker (2007). 4. Analyse des données pour l&#39;apprentissage Récompense sucre <ol><li> À évaluer les données de protocole de l&#39;apprentissage sucre récompense calculer un indice de préférence octobre (PREF octobre) pour chacun des deux réciment des groupes formés: Pour le premier groupe qui a reçu OCT / (+) - Radio AM / (-) de formation: PREF OCT (OCT + / AM-) = (nombre de larves sur le côté OCT - Nombre de larves sur le côté AM) / # de toutes les larves dans les zones gauche, droite et centrale Pour le second groupe qui a reçu AM / (+) - OCT / (-) de formation: PREF AM (AM + / OCT-) = (nombre de larves sur la bande AM côté - Nombre de larves sur le côté OCT) / # de toutes les larves dans les zones gauche, droite et centrale </li></ol><ol start="2"><li> Calculer un indice de performance (PI) pour les valeurs PREF deux de 4,1). Le PI représente l&#39;apprentissage associatif en annulant les effets perturbateurs de l&#39;odeur et de l&#39;exposition punition, passage du temps et la manipulation: PI = (PREF OCT (OCT + / AM) + PREF AM (AM + / PTOM)) / 2 Ainsi IP peut varier entre -1 et 1. Des valeurs significativement négatifs représentent aversif d&#39;apprentissage, tandis que les valeurs positives significatives décrire l&#39;apprentissage appétitive. Une expérience complète comprend habituellement de 10 ou plus inhibiteurs de protéase. Les données sont visualisées comme boîte de parcelles including toutes les valeurs d&#39;un groupe expérimental donné. 50% des valeurs se trouvant à l&#39;intérieur de la boîte, l&#39;indice de performance médiane est indiquée en trait gras à l&#39;intérieur de la boîte à moustaches. </li></ol> 5. Analyse des données pertinentes pour la tâche-sensori-moteur Facultés <ol><li> Pour évaluer les données lors du test de bon traitement de l&#39;odeur octobre calculer un indice d&#39;odeur octobre préférence comme suit: Odeur PREF OCT = (nombre de larves sur le côté OCT - Nombre de larves de l&#39;autre côté) / # de toutes les larves dans les zones gauche, droite et centrale </li><li> Pour évaluer les données lors du test de bonne perception des odeurs AM calculer un indice AM préférence odeur comme suit: Odeur PREF AM = (nombre de larves sur la bande AM côté - Nombre de larves de l&#39;autre côté) / # de toutes les larves dans les zones gauche, droite et centrale </li><li> Pour évaluer les données lors du test de perception du fructose bonne calculer un indice de préférence le fructose comme suit: PREF fructose = (nombre de larves sur le côté fructose - Nombre de larves de l&#39;autre côté) / # De toutes les larves dans les zones gauche, droite et centrale </li><li> Détails sur le simulacre de formation sont donnés dans Michels et al. 2005. </li></ol>

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Senses. , (2012).</li><li>Lee, T., Lee, A., Luo, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+the+Drosophila+mushroom+bodies:+sequential+generation+of+three+distinct+types+of+neurons+from+a+neuroblast.">Development of the Drosophila mushroom bodies: sequential generation of three distinct types of neurons from a neuroblast.</a> Development. 126, 4065-4076 (1999).</li><li>Ito, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+organization+of+extrinsic+neurons+and+their+implications+in+the+functional+roles+of+the+mushroom+bodies+in+Drosophila+melanogaster+Meigen.">The organization of extrinsic neurons and their implications in the functional roles of the mushroom bodies in Drosophila melanogaster Meigen.</a> Learn Mem. 5, 52-77 (1998).</li><li>Wang, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transmembrane/juxtamembrane+domain-dependent+Dscam+distribution+and+function+during+mushroom+body+neuronal+morphogenesis.">Transmembrane/juxtamembrane domain-dependent Dscam distribution and function during mushroom body neuronal morphogenesis.</a> Neuron. 43, 663-672 (2004).</li><li>Robertson, K., Mergliano, J., Minden, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dissecting+Drosophila+embryonic+brain+development+using+photoactivated+gene+expression.">Dissecting Drosophila embryonic brain development using photoactivated gene expression.</a> Dev. Biol. 260, 124-137 (2003).</li><li>Zhou, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cooperative+functions+of+the+reaper+and+head+involution+defective+genes+in+the+programmed+cell+death+of+Drosophila+central+nervous+system+midline+cells.">Cooperative functions of the reaper and head involution defective genes in the programmed cell death of Drosophila central nervous system midline cells.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 94, 5131-5136 (1997).</li><li>Kitamoto, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Conditional+modification+of+behavior+in+Drosophila+by+targeted+expression+of+a+temperature-sensitive+shibire+allele+in+defined+neurons.">Conditional modification of behavior in Drosophila by targeted expression of a temperature-sensitive shibire allele in defined neurons.</a> J. Neurobiol. 47, 81-92 (2001).</li><li>Schroll, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Light-induced+activation+of+distinct+modulatory+neurons+triggers+appetitive+or+aversive+learning+in+Drosophila+larvae.">Light-induced activation of distinct modulatory neurons triggers appetitive or aversive learning in Drosophila larvae.</a> Curr. Biol. 16, 1741-1747 (2006).</li><li>Rosenzweig, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Drosophila+ortholog+of+vertebrate+TRPA1+regulates+thermotaxis.">The Drosophila ortholog of vertebrate TRPA1 regulates thermotaxis.</a> Genes Dev. 19, 419-424 (2005).</li><li>Baines, R. A., Uhler, J. P., Thompson, A., Sweeney, S. T., Bate, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Altered+electrical+properties+in+Drosophila+neurons+developing+without+synaptic+transmission.">Altered electrical properties in Drosophila neurons developing without synaptic transmission.</a> J. Neurosci. 21, 1523-1531 (2001).</li><li>Chen, Y. C., Mishra, D., Schmitt, L., Schmuker, M., Gerber, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+behavioral+odor+similarity+"space"+in+larval+Drosophila.">A behavioral odor similarity "space" in larval Drosophila.</a> Chem. Senses. 36, 237-249 (2011).</li><li>Saumweber, T., Husse, J., Gerber, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Innate+attractiveness+and+associative+learnability+of+odors+can+be+dissociated+in+larval+Drosophila.">Innate attractiveness and associative learnability of odors can be dissociated in larval Drosophila.</a> Chem. Senses. 36, 223-235 (2011).</li><li>von Essen, A. M., Pauls, D., Thum, A. S., Sprecher, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Capacity+of+visual+classical+conditioning+in+Drosophila+larvae.">Capacity of visual classical conditioning in Drosophila larvae.</a> Behav. Neurosci. , (2011).</li><li>Honjo, K., Furukubo-Tokunaga, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Induction+of+cAMP+response+element-binding+protein-dependent+medium-term+memory+by+appetitive+gustatory+reinforcement+in+Drosophila+larvae.">Induction of cAMP response element-binding protein-dependent medium-term memory by appetitive gustatory reinforcement in Drosophila larvae.</a> J. Neurosci. 25, 7905-7913 (2005).</li><li>Honjo, K., Furukubo-Tokunaga, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distinctive+neuronal+networks+and+biochemical+pathways+for+appetitive+and+aversive+memory+in+Drosophila+larvae.">Distinctive neuronal networks and biochemical pathways for appetitive and aversive memory in Drosophila larvae.</a> J. Neurosci. 29, 852-862 (2009).</li><li>Khurana, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Olfactory+Conditioning+in+the+Third+Instar+Larvae+of+Drosophila+melanogaster+Using+Heat+Shock+Reinforcement.">Olfactory Conditioning in the Third Instar Larvae of Drosophila melanogaster Using Heat Shock Reinforcement.</a> Behav. Genet. 42, 151-161 (2012).</li><li>Tully, T., Cambiazo, V., Kruse, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Memory+through+metamorphosis+in+normal+and+mutant.">Memory through metamorphosis in normal and mutant.</a> 14, 68-74 (1994).</li><li>Michels, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cellular+site+and+molecular+mode+of+synapsin+action+in+associative+learning.">Cellular site and molecular mode of synapsin action in associative learning.</a> Learn Mem. 18, 332-344 (2011).</li><li>Saumweber, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behavioral+and+synaptic+plasticity+are+impaired+upon+lack+of+the+synaptic+protein+SAP47.">Behavioral and synaptic plasticity are impaired upon lack of the synaptic protein SAP47.</a> J. Neurosci. 31, 3508-3518 (2011).</li><li>Pfeiffer, B. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Refinement+of+tools+for+targeted+gene+expression+in+Drosophila.">Refinement of tools for targeted gene expression in Drosophila.</a> Genetics. 186, 735-755 (2010).</li><li>Rosenzweig, M., Kang, K., Garrity, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distinct+TRP+channels+are+required+for+warm+and+cool+avoidance+in+Drosophila+melanogaster.">Distinct TRP channels are required for warm and cool avoidance in Drosophila melanogaster.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 105, 14668-14673 (2008).</li></ol>

Aucun conflit d&#39;intérêt déclaré.

<html> La configuration décrite dans les larves de drosophile permet d&#39;enquêter sur l&#39;apprentissage olfactif associatif au sein d&#39;un cerveau comparable élémentaire. L&#39;approche est simple, pas cher, facile à mettre en place dans un laboratoire et ne nécessite pas de matériel de haute technologie 9. Nous présentons une version de l&#39;expérience, d&#39;étudier appétitive apprentissage associatif renforcé par la récompense fructose 11. La configuration décrite es...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nom du réactif </td><td> Entreprise </td><td> Numéro de catalogue </td><td> Numéro CAS </td></tr><tr><td> Fructose </td><td> Sigma </td><td> 47740 </td><td> 57-48-7 </td></tr><tr><td> NaCl </td><td> Fluka </td><td> 71350 </td><td> 7647-14-5 </td></tr><tr><td> Agarose </td><td> Sigma </td><td> A5093 </td><td> 9012-36-6 </td></tr><tr><td> 1-octanol </td><td> Sigma </td><td> 12012 </td><td> 111-87-5 </td></tr><tr><td> Amyle </td><td> Sigma </td><td> 46022 </td><td> 628-63-7 </td></tr><tr><td> Pétrole </td><td> Sigma </td><td> 18512 </td><td> 8012-95-1 </td></tr></tbody></table>

appetitive associative olfactory learning in drosophila larvae

Dans ce qui suit, nous décrivons les détails méthodologiques de l&#39;apprentissage olfactif associatif appétit chez les larves de drosophile. L&#39;installation, en association avec d&#39;interférence génétique, fournit une poignée d&#39;analyser les bases neuronales et moléculaire de l&#39;apprentissage associatif spécifiquement à une réflexion simple larvaire. Les organismes peuvent utiliser l&#39;expérience passée pour ajuster le comportement présent. Une telle acquisition du potentiel de comportement peut être définie comme l&#39;apprentissage et les bases physiques de ces potentiels que les traces mnésiques 1-4. Les neuroscientifiques essayer de comprendre comment ces processus sont organisés en fonction des changements moléculaires et neuronale dans le cerveau en utilisant une variété de méthodes dans des organismes modèles, allant des insectes aux vertébrés 5,6. Pour ces efforts, il est utile d&#39;utiliser des systèmes modèles simples et accessibles expérimentalement. La larve Drosophila s&#39;est avéré répondre à ces exigences fondées surla disponibilité de solides analyses comportementales, l&#39;existence d&#39;une variété de techniques transgéniques et l&#39;organisation élémentaire du système nerveux comprenant seulement environ 10.000 neurones (quoique avec quelques concessions: limitations cognitives, comportementales, peu d&#39;options et de la richesse de l&#39;expérience douteuse) 7-10 . Larves de drosophile peuvent créer des associations entre les odeurs et appétitive renforcement gustative comme le sucre 11-14. Dans un essai standard, mis en place dans le laboratoire de B. Gerber, les animaux reçoivent une formation de deux odeurs réciproque: Un premier groupe de larves est exposé à une odeur A avec un renforçateur gustative (récompense sucre) et est ensuite exposé à une odeur B sans armature 9. Pendant ce temps un deuxième groupe de larves reçoit une formation réciproque tout en éprouvant une odeur sans armature et étant ensuite exposée à odeurs B avec renforcement (récompense sucre). Dans ce qui suit les deux groupes sont tested pour leur préférence entre les deux odeurs. Préférences relativement plus élevés pour l&#39;odeur récompensés reflètent l&#39;apprentissage associatif - présenté comme un indice de performance (PI). La conclusion quant à la nature associative de l&#39;indice de performance est convaincante, car en dehors de la contingence entre les odeurs et sapides, d&#39;autres paramètres, tels que l&#39;odeur et l&#39;exposition de récompense, le passage du temps et de manipulation ne diffèrent pas entre les deux groupes 9.

La figure 1A montre une vue d&#39;ensemble des procédures expérimentales pour des larves apprentissage associatif olfactif. En couplant une des deux odeurs présentées avec une récompense larves sucre acquérir le comportement potentiel d&#39;exprimer une réponse intéressante à l&#39;odeur récompensés par rapport à l&#39;odeur récompense. Deux groupes de larves sont toujours formés soit par l&#39;appariement du renfort de l&#39;odeur ou du PTOM AM. L&#39;indice de performance (PI) mesure la ...

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Appetitive Associative Olfactory Learning in Drosophila Larvae

Larves de drosophile sont capables de s&#39;associer avec des stimuli odeur récompense gustative. Nous décrivons ici un paradigme simple de comportement qui permet l&#39;analyse de l&#39;apprentissage olfactif associatif appétitive.

Appétitive apprentissage olfactif associatif en<em&gt; Drosophila</em&gt; Les larves

In the following we describe the methodological  details of appetitive associative olfactory learning in Drosophila larvae. The setup, in combination with ...

appetitive-associative-olfactory-learning-in-drosophila-larvae

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Appetitive Associative Olfactory Learning in Drosophila Larvae

18.9K vues.  University of Konstanz. Larves de drosophile sont capables de s'associer avec des stimuli odeur récompense gustative. Nous décrivons ici un paradigme simple de comportement qui permet l'analyse de l'apprentissage olfactif associatif appétitive.

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C. elegans Positive Butanone Learning, Short-term, and Long-term Associative Memory Assays

The memory of experiences and learned information is critical for organisms to make choices that aid their survival. C. elegans navigates its environment through neuron-specific detection of food and chemical odors1, 2, and can associate nutritive states with chemical odors3, temperature4, and the pathogenicity of a food source5.
Here, we describe assays of C. elegans associative learning and short- and long-term associative memory. We modified an aversive olfactory learning paradigm6 to instead produce a positive response; the assay involves starving ~400 worms, then feeding the worms in the presence of the AWC neuron-sensed volatile chemoattractant butanone at a concentration that elicits a low chemotactic index (similar to Toroyama et al.7). A standard population chemotaxis assay1 tests the worms' attraction to the odorant immediately or minutes to hours after conditioning.
After conditioning, wild-type animals' chemotaxis to butanone increases ~0.6 Chemotaxis Index units, its "Learning Index". Associative learning is dependent on the presence of both food and butanone during training. Pairing food and butanone for a single conditioning period ("massed training") produces short-term associative memory that lasts ~2 hours. Multiple conditioning periods with rest periods between ("spaced training") yields long-term associative memory (&lt;40 hours), and is dependent on the cAMP Response Element Binding protein (CREB),6 a transcription factor required for long-term memory across species.8
Our protocol also includes image analysis methods for quick and accurate determination of chemotaxis indices. High-contrast images of animals on chemotaxis assay plates are captured and analyzed by worm counting software in MatLab. The software corrects for uneven background using a morphological tophat transformation.9 Otsu's method is then used to determine a threshold to separate worms from the background.10 Very small particles are removed automatically and larger non-worm regions (plate edges or agar punches) are removed by manual selection. The software then estimates the size of single worm by ignoring regions that are above a specified maximum size and taking the median size of the remaining regions. The number of worms is then estimated by dividing the total area identified as occupied by worms by the estimated size of a single worm.
We have found that learning and short- and long-term memory can be distinguished, and that these processes share similar key molecules with higher organisms.6,8 Our assays can quickly test novel candidate genes or molecules that affect learning and short- or long-term memory in C. elegans that are relevant across species.

C. elegans Positive Butanone Learning, Short-term, and Long-term Associative Memory Assays

Here we describe methods to test C. elegans associative learning and short- and long-term associative memory. These population assays employ the worms abilities to chemotax toward volatile odorants, and form positive associations upon pairing food with the chemoattractant butanone. Increasing the number of conditioning periods induces long-term memory.

C. elegans à l&#39;apprentissage butanone, à court terme et à long terme Tests mémoire associative

The memory of experiences and learned information is critical for organisms to make choices that aid their survival. C. elegans navigates its environment ...

Recherche

Neurosciences

Assaying Locomotor, Learning, and Memory Deficits in Drosophila Models of Neurodegeneration

Advances in genetic methods have enabled the study of genes involved in human neurodegenerative diseases using Drosophila as a model system1. Most of these diseases, including Alzheimer's, Parkinson's and Huntington's disease are characterized by age-dependent deterioration in learning and memory functions and movement coordination2. Here we use behavioral assays, including the negative geotaxis assay3 and the aversive phototaxic suppression assay (APS assay)4,5, to show that some of the behavior characteristics associated with human neurodegeneration can be recapitulated in flies. In the negative geotaxis assay, the natural tendency of flies to move against gravity when agitated is utilized to study genes or conditions that may hinder locomotor capacities. In the APS assay, the learning and memory functions are tested in positively-phototactic flies trained to associate light with aversive bitter taste and hence avoid this otherwise natural tendency to move toward light. Testing these trained flies 6 hours post-training is used to assess memory functions. Using these assays, the contribution of any genetic or environmental factors toward developing neurodegeneration can be easily studied in flies.

Assaying Locomotor, Learning, and Memory Deficits in Drosophila Models of Neurodegeneration

Behavior assays for measuring locomotor functions, learning, and memory abilities in Drosophila.

Déficits locomoteur Dosage, apprentissage et mémoire dans Drosophile Modèles de la neurodégénérescence

Advances in genetic methods have enabled the study of genes involved in human neurodegenerative diseases using Drosophila as a model system1. Most of ...

Local and Global Methods of Assessing Thermal Nociception in Drosophila Larvae

In this article, we demonstrate assays to study thermal nociception in Drosophila larvae. One assay involves spatially-restricted (local) stimulation of thermal nociceptors1,2 while the second involves a wholesale (global) activation of most or all such neurons3. Together, these techniques allow visualization and quantification of the behavioral functions of Drosophila nociceptive sensory neurons.
The Drosophila larva is an established model system to study thermal nociception, a sensory response to potentially harmful temperatures that is evolutionarily conserved across species1,2. The advantages of Drosophila for such studies are the relative simplicity of its nervous system and the sophistication of the genetic techniques that can be used to dissect the molecular basis of the underlying biology4-6 In Drosophila, as in all metazoans, the response to noxious thermal stimuli generally involves a "nocifensive" aversive withdrawal to the presented stimulus7. Such stimuli are detected through free nerve endings or nociceptors and the amplitude of the organismal response depends on the number of nociceptors receiving the noxious stimulus8. In Drosophila, it is the class IV dendritic arborization sensory neurons that detect noxious thermal and mechanical stimuli9 in addition to their recently discovered role as photoreceptors10. These neurons, which have been very well studied at the developmental level, arborize over the barrier epidermal sheet and make contacts with nearly all epidermal cells11,12. The single axon of each class IV neuron projects into the ventral nerve cord of the central nervous system11 where they may connect to second-order neurons that project to the brain.
Under baseline conditions, nociceptive sensory neurons will not fire until a relatively high threshold is reached. The assays described here allow the investigator to quantify baseline behavioral responses or, presumably, the sensitization that ensues following tissue damage. Each assay provokes distinct but related locomotory behavioral responses to noxious thermal stimuli and permits the researcher to visualize and quantify various aspects of thermal nociception in Drosophila larvae. The assays can be applied to larvae of desired genotypes or to larvae raised under different environmental conditions that might impact nociception. Since thermal nociception is conserved across species, the findings gleaned from genetic dissection in Drosophila will likely inform our understanding of thermal nociception in other species, including vertebrates.

Local and Global Methods of Assessing Thermal Nociception in Drosophila Larvae

In this article, we demonstrate assays to study thermal nociception in Drosophila larvae. One assay involves spatially-restricted (local) stimulation of thermal nociceptors1,2 while the second involves a wholesale (global) activation of most or all such neurons3. Together, these techniques allow visualization and quantification of the behavioral functions of Drosophila nociceptive sensory neurons.

Méthodes locales et globales de l&#39;évaluation de nociception thermique dans<em&gt; Drosophila</em&gt; Les larves

In this article, we demonstrate assays to study thermal nociception in Drosophila larvae. One assay involves spatially-restricted (local) stimulation of ...

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other insects proprioception is provided by specialized sensory organs termed chordotonal organs (ChOs) 2. Like many other organs in Drosophila, ChOs develop twice during the life cycle of the fly. First, the larval ChOs develop during embryogenesis. Then, the adult ChOs start to develop in the larval imaginal discs and continue to differentiate during metamorphosis.
The development of larval ChOs during embryogenesis has been studied extensively 10,11,13,15,16. The centerpiece of each ChO is a sensory unit composed of a neuron and a scolopale cell. The sensory unit is stretched between two types of accessory cells that attach to the cuticle via specialized epidermal attachment cells 1,9,14. When a fly larva moves, the relative displacement of the epidermal attachment cells leads to stretching of the sensory unit and consequent opening of specific transient receptor potential vanilloid (TRPV) channels at the outer segment of the dendrite 8,12. The elicited signal is then transferred to the locomotor central pattern generator circuit in the central nervous system.
Multiple ChOs have been described in the adult fly 7. These are located near the joints of the adult fly appendages (legs, wings and halters) and in the thorax and abdomen. In addition, several hundreds of ChOs collectively form the Johnston's organ in the adult antenna that transduce acoustic to mechanical energy 3,5,17,4.
In contrast to the extensive knowledge about the development of ChOs in embryonic stages, very little is known about the morphology of these organs during larval stages. Moreover, with the exception of femoral ChOs 18 and Johnston's organ, our knowledge about the development and structure of ChOs in the adult fly is very fragmentary.
Here we describe a method for staining and visualizing ChOs in third instar larvae and pupae. This method can be applied together with genetic tools to better characterize the morphology and understand the development of the various ChOs in the fly.

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

A method to immunostain and visualize chordotonal organs in larvae and pupae of Drosophila melanogaster is described.

Visualisation des propriocepteurs dans<em&gt; Drosophila</emLes larves&gt; et pupes

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other ...

Drosophila Adult Olfactory Shock Learning

Drosophila have been used in classical conditioning experiments for over 40 years, thus greatly facilitating our understanding of memory, including the elucidation of the molecular mechanisms involved in cognitive diseases1-7. Learning and memory can be assayed in larvae to study the effect of neurodevelopmental genes8-10 and in flies to measure the contribution of adult plasticity genes1-7. Furthermore, the short lifespan of Drosophila facilitates the analysis of genes mediating age-related memory impairment5,11-13. The availability of many inducible promoters that subdivide the Drosophila nervous system makes it possible to determine when and where a gene of interest is required for normal memory as well as relay of different aspects of the reinforcement signal3,4,14,16.
Studying memory in adult Drosophila allows for a detailed analysis of the behavior and circuitry involved and a measurement of long-term memory15-17. The length of the adult stage accommodates longer-term genetic, behavioral, dietary and pharmacological manipulations of memory, in addition to determining the effect of aging and neurodegenerative disease on memory3-6,11-13,15-21.
Classical conditioning is induced by the simultaneous presentation of a neutral odor cue (conditioned stimulus, CS+) and a reinforcement stimulus, e.g., an electric shock or sucrose, (unconditioned stimulus, US), that become associated with one another by the animal1,16. A second conditioned stimulus (CS-) is subsequently presented without the US. During the testing phase, Drosophila are simultaneously presented with CS+ and CS- odors. After the Drosophila are provided time to choose between the odors, the distribution of the animals is recorded. This procedure allows associative aversive or appetitive conditioning to be reliably measured without a bias introduced by the innate preference for either of the conditioned stimuli. Various control experiments are also performed to test whether all genotypes respond normally to odor and reinforcement alone.

Drosophila Adult Olfactory Shock Learning

The method to measure adult Drosophila associative memory is described. The assay is based on the ability of the fly to associate an odor presented with a negative reinforcer (electric shock) and then recall this information at a later time, allowing memory to be measured.

Drosophile adulte olfactive apprentissage choc

Drosophila have been used in classical conditioning experiments for over 40 years, thus greatly facilitating our understanding of memory, including the ...

Whole Mount Immunolabeling of Olfactory Receptor Neurons in the Drosophila Antenna

Odorant molecules bind to their target receptors in a precise and coordinated manner. Each receptor recognizes a specific signal and relays this information to the brain. As such, determining how olfactory information is transferred to the brain, modifying both perception and behavior, merits investigation. Interestingly, there is emerging evidence that cellular transduction and transcriptional factors are involved in the diversification of olfactory receptor neuron. Here we provide a robust whole mount immunological labeling method to assay in vivo olfactory receptor neuron organization. Using this method, we identified all olfactory receptor neurons with anti-ELAV antibody, a known pan-neural marker and Or49a-mCD8::GFP, an olfactory receptor neuron specifically expressed in Nba neuron using anti-GFP antibody.

Whole Mount Immunolabeling of Olfactory Receptor Neurons in the Drosophila Antenna

Herein we describe the process of whole mount immunostaining of Drosophila antennae, which enables us to better understand the molecular mechanisms involved in the diversification of olfactory receptor neurons (ORN)s.

Tout le mont immunomarquage des récepteurs olfactifs neurones dans le<em&gt; Drosophila</em&gt; Antenne

Odorant molecules bind to their target receptors in a precise and coordinated manner. Each receptor recognizes a specific signal and relays this ...

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method described here enables the investigator to measure long-lasting (from minutes to hours) high-quality intracellular responses from single Drosophila R1-R6 photoreceptors and Large Monopolar Cells (LMCs) to light stimuli. Because the recording system has low noise, it can be used to study variability among individual cells in the fly eye, and how their outputs reflect the physical properties of the visual environment. We outline all key steps in performing this technique. The basic steps in constructing an appropriate electrophysiology set-up for recording, such as design and selection of the experimental equipment are described. We also explain how to prepare for recording by making appropriate (sharp) recording and (blunt) reference electrodes. Details are given on how to fix an intact fly in a bespoke fly-holder, prepare a small window in its eye and insert a recording electrode through this hole with minimal damage. We explain how to localize the center of a cell's receptive field, dark- or light-adapt the studied cell, and to record its voltage responses to dynamic light stimuli. Finally, we describe the criteria for stable normal recordings, show characteristic high-quality voltage responses of individual cells to different light stimuli, and briefly define how to quantify their signaling performance. Many aspects of the method are technically challenging and require practice and patience to master. But once learned and optimized for the investigator's experimental objectives, it grants outstanding in vivo neurophysiological data.

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Sharp microelectrodes enable accurate electrophysiological characterization of photoreceptor and visual interneuron output in living Drosophila. Here we show how to use this method to record high-quality voltage responses of individual cells to controlled light stimulation. This method is ideal for studying neural information processing in insect compound eyes.

Méthode électrophysiologique de réponses d&#39;enregistrement intracellulaire tension de<em&gt; Drosophila</em&gt; Photorécepteurs et Interneurones à Light Stimuli<em&gt; In Vivo</em

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method ...

Novel Assay for Cold Nociception in Drosophila Larvae

How organisms sense and respond to noxious temperatures is still poorly understood. Further, the mechanisms underlying sensitization of the sensory machinery, such as in patients experiencing peripheral neuropathy or injury-induced sensitization, are not well characterized. The genetically tractable Drosophila model has been used to study the cells and genes required for noxious heat detection, which has yielded multiple conserved genes of interest. Little is known however about the cells and receptors important for noxious cold sensing. Although, Drosophila does not survive prolonged exposure to cold temperatures (&#8804;10 &#186;C), and will avoid cool, preferring warmer temperatures in behavioral preference assays, how they sense and possibly avoid noxious cold stimuli has only recently been investigated.
Here we describe and characterize the first noxious cold (&#8804;10 &#186;C) behavioral assay in Drosophila. Using this tool and assay, we show an investigator how to qualitatively and quantitatively assess cold nociceptive behaviors. This can be done under normal/healthy culture conditions, or presumably in the context of disease, injury or sensitization. Further, this assay can be applied to larvae selected for desired genotypes, which might impact thermosensation, pain, or nociceptive sensitization. Given that pain is a highly conserved process, using this assay to further study&#160;thermal nociception will likely glean important understanding of pain processes in other species, including vertebrates.

Novel Assay for Cold Nociception in Drosophila Larvae

Here we demonstrate a novel assay to study cold nociception in Drosophila larvae. This assay utilizes a custom-built Peltier probe capable of applying a focal noxious cold stimulus and results in quantifiable cold-specific behaviors. This technique will allow further cellular and molecular dissection of cold nociception.

Nouveau test pour froid dans nociception<em&gt; drosophile</em&gt; larves

How organisms sense and respond to noxious temperatures is still poorly understood. Further, the mechanisms underlying sensitization of the sensory ...

An Objective and Reproducible Test of Olfactory Learning and Discrimination in Mice

Olfaction is the predominant sensory modality in mice and influences many important behaviors, including foraging, predator detection, mating, and parenting. Importantly, mice can be trained to associate novel odors with specific behavioral responses to provide insight into olfactory circuit function. This protocol details the procedure for training mice on a Go/No-Go operant learning task. In this approach, mice are trained on hundreds of automated trials daily for 2&#8211;4 weeks and can then be tested on novel Go/No-Go odor pairs to assess olfactory discrimination, or be used for studies on how odor learning alters the structure or function of the olfactory circuit. Additionally, the mouse olfactory bulb (OB) features ongoing integration of adult-born neurons. Interestingly, olfactory learning increases both the survival and synaptic connections of these adult-born neurons. Therefore, this protocol can be combined with other biochemical, electrophysiological, and imaging techniques to study learning and activity-dependent factors that mediate neuronal survival and plasticity.

Here, we train mice on an associative learning task to test odor discrimination. This protocol also allows for studies on learning-induced structural changes in the brain.

Un Test objectif et reproductible d’apprentissage olfactif et de la Discrimination chez les souris

Olfaction is the predominant sensory modality in mice and influences many important behaviors, including foraging, predator detection, mating, and ...

Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons

The ability of insects to navigate toward odor sources is based on the activities of their first-order olfactory receptor neurons (ORNs). While a considerable amount of information has been generated regarding ORN responses to odorants, the role of specific ORNs in driving behavioral responses remains poorly understood. Complications in behavior analyses arise due to different volatilities of odorants that activate individual ORNs, multiple ORNs activated by single odorants, and the difficulty in replicating naturally observed temporal variations in olfactory stimuli using conventional odor-delivery methods in the laboratory. Here, we describe a protocol that analyzes Drosophila larval behavior in response to simultaneous optogenetic stimulation of its ORNs. The optogenetic technology used here allows for specificity of ORN activation and precise control of temporal patterns of ORN activation. Corresponding larval movement is tracked, digitally recorded, and analyzed using custom written software. By replacing odor stimuli with light stimuli, this method allows for a more precise control of individual ORN activation in order to study its impact on larval behavior. Our method could be further extended to study the impact of second-order projection neurons (PNs) as well as local neurons (LNs) on larval behavior. This method will thus enable a comprehensive dissection of olfactory circuit function and complement studies on how olfactory neuron activities translate in to behavior responses.

Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons

This protocol analyzes navigational behavior of Drosophila larva in response to simultaneous optogenetic stimulation of its olfactory neurons. Light of 630 nm wavelength is used to activate individual olfactory neurons expressing a red-shifted channel rhodopsin. Larval movement is simultaneously tracked, digitally recorded, and analyzed using custom-written software.