Name: rearing ixodes scapularis, the black-legged tick: feeding immature stages on mice
Uploaded: 2017-05-08T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min
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The authors acknowledge the help from the staff of Laboratory Animal Medicine, University of Nevada, Reno. MM received funding from Nevada INBRE.

Le protocole (numéro-00682) décrit ci-dessous est approuvé par le Comité de protection des animaux institutionnel et utilisation (IACUC) à l&#39;Université du Nevada Reno et suit les directives de l&#39;Université du Nevada, le comité d&#39;éthique de la recherche animale de Reno. En bref, des souris ont été anesthésiées avec de l&#39;isoflurane et un cône de nez a été utilisé pour maintenir les niveaux continus isoflurane pendant 20 min. Une pommade vétérinaire a été utilisé pour éviter le dessèchement des yeux sous anesthésie. pincement de l&#39;orteil a été utilisé pour déterminer le niveau d&#39;anesthésie et le rythme respiratoire a été mesurée tout au long de la procédure. Les souris ont été gardés dans des cages individuelles et surveillés jusqu&#39;à ce que a été repris conscience. Les souris ont été utilisées qu&#39;une seule fois pour l&#39;alimentation et les tiques ont été euthanasiés après récupération de la tique. Euthanasie a été réalisée par le laboratoire du personnel du personnel de médecine animale. CO 2 et luxation cervicale ont été utilisés pour euthanasier les animaux. REMARQUE: Travailler sur les tiques nécessite l&#39;utilisation de l&#39;équation de protection individuelle complèteATION. Pour compter les tiques immatures, porter sarrau blanc, de longs gants en nitrile pour couvrir l&#39;ouverture du manchon du sarrau coiffé avec des bandes en caoutchouc et des chaussures fermées. Pour les souris infester avec les tiques, utilisez un filet de cheveux, vêtements jetables, gants à manches longues sur les manches, et couvre-pieds. Utilisez une combinaison de couleur blanche ou la lumière pour détecter les tiques capricieuses. Vérifiez régulièrement des gants et des manches pour les tiques. 1. Chambre Préparation du logement des animaux <ol><li> Désigner une pièce séparée pour les souris domestiques infestés par les tiques. Placer un tapis collant ou de la bande de tapis double face à l&#39;extérieur et à l&#39;intérieur de la porte pour empêcher la fuite de la tique accidentelle. </li></ol> 2. Compter pour Tiques Souris Infestation <ol><li> Mettre ruban adhésif double face tout autour des bords supérieurs de 7&quot; x 5&quot; x 14&quot; récipient en matière plastique et remplir avec de l&#39;eau à environ 2 cm. </li><li> Placer une autre petite boîte ou boîte de Petri dans le centre du récipient et remplir d&#39;eau de 1 cm et la création d&#39;un# 34; fossé &quot;autour de ce conteneur </li><li> Rangez le flacon contenant des larves ou des nymphes à l&#39;intérieur de la boîte de Petri. </li><li> Utilisez un pinceau fin pour enlever les larves ou nymphes du flacon et compter sous le microscope. Nommer 50 larves ou 25 nymphes dans des flacons de scintillation séparés. Couvrir les flacons immédiatement avec un tissu en maille de nylon ou d&#39;organdie et fermer avec des bandes de caoutchouc. </li></ol> 3. Ingestion de souris avec des tiques immatures <ol><li> Utilisez un banc de travail blanc ou de couleur claire et collez le ruban double face autour du périmètre de la zone de travail. </li><li> Anesthésier la souris avec de l&#39;isoflurane. Vérifiez le niveau d&#39;anesthésie par pincement. Une fois anesthésiés, transférez la souris sur un coussin chauffant recouvert de papier essuie-tout et attachez-le à un cône de nez pour continuer l&#39;alimentation en isoflurane. </li><li> Appliquer une pommade à base de pétrole à base de gelée pour éviter la sécheresse. Notez le mode de respiration de la souris pour ajuster les niveaux d&#39;isoflurane (80 - 230 respirations par minute est normale., Réduisez le niveau d&#39;isoflurane si brtaux eathing est inférieur à 80 respirations par minute pour éviter de tuer l&#39;animal). </li><li> Prendre un flacon de 50 larves ou nymphes 25 et placer les tiques sous la fourrure sur la tête entre les oreilles avec une brosse à peinture (Figure 1). Gardez la souris sous anesthésie pendant 20 minutes après le placement pour donner suffisamment de temps pour les tiques à joindre. </li><li> Déplacer la souris pour une boîte de type fer standard, plastique cage de la souris jetable avec des couvercles statiques et de la literie blanche. Fournir des jouets, l&#39; eau, et ad libitum alimentaire par les soins de la souris normale. </li><li> Stocker la cage de la souris dans une cage d&#39;un rat ou gerbille plus grande bordée de ruban adhésif double-face autour des bords supérieurs. Remplir la cage externe avec 3 cm d&#39;eau (figure 2). </li></ol> 4. Collectionner Tiques de souris <ol><li> tiques immatures se détachent entre les jours 3 et 6 de l&#39;alimentation. Vérifiez les cages et les douves de l&#39;eau pour les tiques engorgées chaque jour après jour 3. </li><li> Recueillir les tiques détaché de la cage entre les jours 4 et 6. A l&#39;aide d&#39;une douleurBrosse à t ou une pince souple pour ramasser les tiques gorgées et stocker dans des flacons de scintillation propres coiffés avec un tissu à mailles en nylon fixé avec des bandes de caoutchouc. </li><li> Anesthésier et vérifiez la souris le jour 7 pour toutes les autres tiques attachées. </li><li> Vérifiez la literie, bac alimentaire, et une bouteille d&#39;eau pour les tiques engorgés le jour 7. souris euthanasier suivant la procédure décrite ci-dessus. Autoclaver les cages à usage unique, de la literie, bouteille d&#39;eau, et le creux de la nourriture afin d&#39;éviter tout fuyant tiques à jeun. </li></ol> 5. Stockage de la Fed Tiques <ol><li> Maintenir les tiques gorgées à 90% d&#39;humidité, 20 ° C, et un 12:12 cycle lumière: obscurité dans un incubateur à humidité contrôlée et la température jusqu&#39;à ce que la mue se produit. Cela peut prendre environ 12 à 18 semaines pour se produire. </li><li> Alors que l&#39;humidité élevée favorise la survie tick, il fait aussi les tiques sujettes à la prolifération fongique. Vérifiez la fed tiques au microscope au moins une fois par semaine pour le moule. Si elle est détectée, laver les survivants dans 70% d&#39;éthanol pour 5Min., Rincer à l&#39;eau, transférer dans un papier filtre pour sécher et transférer sur des flacons nouveaux et propres. </li></ol>

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	<li>Gleim, E. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Factors+associated+with+tick+bites+and+pathogen+prevalence+in+ticks+parasitizing+humans+in+Georgia,+USA.">Factors associated with tick bites and pathogen prevalence in ticks parasitizing humans in Georgia, USA.</a> Parasites &amp;amp; Vectors. 9 (125), 1-13 (2016).</li><li>Krober, T., Guerin, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vitro+feeding+assays+for+hard+ticks.">In vitro feeding assays for hard ticks.</a> Trends Parasitol. 23 (9), 445-449 (2007).</li><li>Kuhnert, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Feeding+of+Hard+Ticks+In+Vitro:+New+Perspectives+for+Rearing+and+for+the+Identification+of+Systemic+Acaricides.">Feeding of Hard Ticks In Vitro: New Perspectives for Rearing and for the Identification of Systemic Acaricides.</a> ALTEX. 13 (2), 76-87 (1996).</li><li>Voigt, W. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vitro+feeding+of+instars+of+the+ixodid+tick+Amblyomma+variegaturn+on+skin+membranes+and+its+application+to+the+transmission+of+Theileria+mutans+and+Cowdria+ruminantium.">In vitro feeding of instars of the ixodid tick Amblyomma variegaturn on skin membranes and its application to the transmission of Theileria mutans and Cowdria ruminantium.</a> Parasitol. 107, 257-263 (1993).</li><li>Gregson, J. D., Smith, C. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ticks.">Ticks.</a> Insect Colonization and Mass Production. , 49-72 (1966).</li><li>Sonenshine, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Biology of Ticks. 2, (1993).</li><li>Bouchard, K. R., Wikel, S. K., Marquaedt, W. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Care,+maintenance,+and+experimental+infestation+of+ticks+in+the+laboratory+setting.">Care, maintenance, and experimental infestation of ticks in the laboratory setting.</a> Biology of Disease Vectors. , 705-711 (2005).</li><li>Schumaker, T. S., Barros, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Life+cycle+of+Ornithodoros+(Alectorobius)+talaje.+(Acari:Argasidae)+in+laboratory.">Life cycle of Ornithodoros (Alectorobius) talaje. (Acari:Argasidae) in laboratory.</a> J Med Entomol. 32, 249-254 (1995).</li><li>Banks, C. W., Oliver, J. H., Hopla, C. E., Dotson, E. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Laboratory+life+cycle+of+Ixodes+woodi+(Acari:Ixodidae).">Laboratory life cycle of Ixodes woodi (Acari:Ixodidae).</a> J. Med. Entomol. 35, 177-179 (1998).</li><li>James, A. M., Oliver, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Feeding+and+host+preference+of+immature+Ixodes+dammini,I.scapularis,and+I.pacificus.(Acari:Ixodidae).">Feeding and host preference of immature Ixodes dammini,I.scapularis,and I.pacificus.(Acari:Ixodidae).</a> J. Med. Entomol. 27, 324-330 (1990).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Étapes critiques dans le protocole Il est important d&#39;avoir plusieurs niveaux de mesures de sécurité lors de l&#39;élevage des tiques pour éviter une fuite accidentelle. L&#39;utilisation de ruban adhésif et d&#39;un fossé d&#39;eau est essentielle pour assurer la sécurité. Il est important de garder la souris anesthésiée sur un coussin chauffant pour maintenir la température du corps constante. Nous avons également constaté que le rasage de la souris ne fournit aucun bénéfi...

Les tiques sont des ectoparasites hématophages obligés des vertébrés et sont distribués dans le monde entier. Aux États-Unis, au moins 11 espèces de tiques sont des vecteurs d&#39;agents pathogènes d&#39;importance pour la santé publique 1 . Ixodes scapularis est responsable de la transmission de plusieurs agents pathogènes tels que les agents responsables de la fièvre récurrente de la maladie de Lyme ( Borrelia burgdorferi ) ( B. miyamotoi), l&#39;anaplasmose granulocytaire humaine ( Anaplasma phagocytophilum ) et la babésiose (Babesia spp.). Malgré l&#39;importance de I. scapularis en tant que vecteur de maladie, la collecte de ces arachnides en abondance de la nature pour des études au laboratoire n&#39;est pas toujours réalisable. Par conséquent, la production de tiques saines élevées en laboratoire est essentielle pour les études sur la biologie des tiques et les interactions tic-pathogène. Le cycle de vie de toutes les tiques dures (famille Ixodidae), y compris I. scapularis, consiste en l&#39;oeuf et trois activétapes e: larve, nymphe et adulte. Chaque phase active se nourrit d&#39;un hôte vertébré. Les interactions complexes qui ont lieu entre les tiques et leurs hôtes pendant plusieurs jours de fixation et d&#39; alimentation sont presque impossibles à reproduire en utilisant les mangeoires artificielles, et ne sont pas susceptibles de fournir suffisamment de numéros de fed tiques pour l&#39; élevage de masse 2, 3, 4. Par conséquent, des souris vivantes et les lapins sont utilisés le plus souvent comme hôtes pour l&#39;élevage immatures (larves et nymphes), et les stades matures (adultes) de tiques, respectivement. L&#39;exigence de plusieurs hôtes pour l&#39; alimentation du sang au cours de chaque stade de développement complique l&#39; élevage de la tique, et il est long et coûteux 5, 6, 7. La plupart des protocoles d&#39; élevage tiques exigent en gardant les souris dans une cage de plancher en treillis métallique suspendue 7, 8 ou dans un ca cylindriquege de dimensions telles que l&#39;animal ne peut pas se déplacer librement et de se toiletter 6, 9, 10. Ces cages cylindriques sont ensuite transférés dans une cage de boîte à chaussures avec une grille de fil. Engorgés, les tiques individuelles sont ensuite recueillies à partir de l&#39;eau en dessous. Cependant, cette méthode conduit à exposer les tiques nourris à l&#39; eau contaminée par des matières fécales et l&#39; urine qui peuvent augmenter la croissance fongique et les tiques de la mortalité 9. De plus, il augmente la possibilité d&#39;échapper à cocher du bac d&#39;eau, ainsi que causer du stress à des souris. Pour contourner ces problèmes, nous démontrons ici l&#39;alimentation des larves de tiques sur des souris dans des cages en plastique jetables de type boîte à chaussures. Cette méthode permet le comportement normal des souris, des augmentations engorgés récupération des tiques, et diminue la mortalité des tiques en raison de la contamination.

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rearing ixodes scapularis, the black-legged tick: feeding immature stages on mice

Ixodes scapularis , le vecteur de la maladie de Lyme, est l&#39;un des vecteurs de maladies les plus importants dans l&#39;est et le Midwest des États-Unis. Cette espèce est une tumeur de trois hôtes qui nécessite un repas sanguin provenant d&#39;un hôte vertébré pour chaque étape de développement, et les femelles adultes ont besoin d&#39;un repas sanguin pour la reproduction. Les tiques larvaires s&#39;attachent à leur hôte pendant 3 à 5 jours pour nourrir et déposer l&#39;hôte lorsqu&#39;ils sont complètement engorgés. Cette dépendance à l&#39;égard de plusieurs hôtes différents et le temps d&#39;attachement prolongé pour engorgement complique l&#39;élevage de tiques en laboratoire. Cependant, pour comprendre les interactions biologie et tick-pathogène, la production de tiques saines et élevées en laboratoire est essentielle. Ici, nous démontrons un protocole simple et rentable pour l&#39;alimentation des tiques immatures sur les souris. Nous avons modifié les protocoles existants pour une diminution du stress sur les souris et une augmentation de la réussite et de la survie de l&#39;attaque par utilisation de cages jetables sans fond de maille pour éviter le contact des tiques avecL&#39;eau contaminée par les urines et les excréments de souris.

Nous avons modifié les protocoles existants d&#39;élevage de tiques 6 , 10 pour améliorer l&#39;efficacité de l&#39;alimentation et réduire le stress sur l&#39;hôte de la souris. Les résultats démontrent que les cages de souris de style shoebox sont bien adaptées pour l&#39;élevage de tiques. La literie blanche a donné un bon contraste pour une collecte facile des tiques alimentées. La plupart des tiques ont grimpé l...

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Rearing Ixodes scapularis, the Black-legged Tick: Feeding Immature Stages on Mice

La production de tiques élevées élevées en laboratoire est essentielle pour les études sur la biologie des tiques et les interactions tic-pathogène. Ici, nous démontrons un protocole simple pour l&#39;alimentation de tiques immatures qui est rentable et moins stressant pour les souris.

Élevage<em&gt; Ixodes scapularis,</em&gt; La tique à pattes noires: alimentation sur des souris étapes Immature

Ixodes scapularis, the vector of Lyme disease, is one of the most important disease vectors in the eastern and Midwestern United States. This species is a ...

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Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Rearing Ixodes scapularis, the Black-legged Tick: Feeding Immature Stages on Mice

11.9K vues.  University of Nevada, Reno.  La production de tiques élevées élevées en laboratoire est essentielle pour les études sur la biologie des tiques et les interactions tic-pathogène. Ici, nous démontrons un protocole simple pour l'alimentation de tiques immatures qui est rentable et moins stressant pour les souris. 

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Methods for Rapid Transfer and Localization of Lyme Disease Pathogens Within the Tick Gut

Lyme disease is caused by infection with the spirochete pathogen Borrelia burgdorferi, which is maintained in nature by a tick-rodent infection cycle 1. A tick-borne murine model 2 has been developed to study Lyme disease in the laboratory. While na&iacute;ve ticks can be infected with B. burgdorferi by feeding them on infected mice, the molting process takes several weeks to months to complete. Therefore, development of more rapid and efficient tick infection techniques, such as a microinjection-based procedure, is an important tool for the study of Lyme disease 3,4. The procedure requires only hours to generate infected ticks and allows control over the delivery of equal quantities of spirochetes in a cohort of ticks. This is particularly important as the generation of B. burgdorferi infected ticks by the natural feeding process using mice fails to ensure 100% infection rate and potentially results in variation of pathogen burden amongst fed ticks. Furthermore, microinjection can be used to infect ticks with B. burgdorferi isolates in cases where an attenuated strain is unable to establish infection in mice and thus can not be naturally acquired by ticks 5. This technique can also be used to deliver a variety of other biological materials into ticks, for example, specific antibodies or double stranded RNA 6. In this article, we will demonstrate the microinjection of nymphal ticks with in vitro-grown B. burgdorferi. We will also describe a method for localization of Lyme disease pathogens in the tick gut using confocal immunofluorescence microscopy.

Lyme disease research studies often require generation of ticks infected with the pathogen Borrelia burgdorferi, a process that typically takes several weeks. Here we demonstrate a microinjection-based tick infection procedure that can be accomplished within hours. We also demonstrate an immunofluorescence method for in situ localization of B. burgdorferi within ticks.

Méthodes de transfert rapide et la localisation des agents pathogènes dans l&#39;intestin de Lyme Tick

Lyme disease is caused by infection with the spirochete pathogen Borrelia burgdorferi, which is maintained in nature by a tick-rodent infection cycle 1.  ...

Recherche

Immunologie et infection

Saliva, Salivary Gland, and Hemolymph Collection from Ixodes scapularis Ticks

Ticks are found worldwide and afflict humans with many tick-borne illnesses. Ticks are vectors for pathogens that cause Lyme disease and tick-borne relapsing fever (Borrelia spp.), Rocky Mountain Spotted fever (Rickettsia rickettsii), ehrlichiosis (Ehrlichia chaffeensis and E. equi), anaplasmosis (Anaplasma phagocytophilum), encephalitis (tick-borne encephalitis virus), babesiosis (Babesia spp.), Colorado tick fever (Coltivirus), and tularemia (Francisella tularensis) 1-8. To be properly transmitted into the host these infectious agents differentially regulate gene expression, interact with tick proteins, and migrate through the tick 3,9-13. For example, the Lyme disease agent, Borrelia burgdorferi, adapts through differential gene expression to the feast and famine stages of the tick's enzootic cycle 14,15. Furthermore, as an Ixodes tick consumes a bloodmeal Borrelia replicate and migrate from the midgut into the hemocoel, where they travel to the salivary glands and are transmitted into the host with the expelled saliva 9,16-19.
As a tick feeds the host typically responds with a strong hemostatic and innate immune response 11,13,20-22. Despite these host responses, I. scapularis can feed for several days because tick saliva contains proteins that are immunomodulatory, lytic agents, anticoagulants, and fibrinolysins to aid the tick feeding 3,11,20,21,23. The immunomodulatory activities possessed by tick saliva or salivary gland extract (SGE) facilitate transmission, proliferation, and dissemination of numerous tick-borne pathogens 3,20,24-27. To further understand how tick-borne infectious agents cause disease it is essential to dissect actively feeding ticks and collect tick saliva. This video protocol demonstrates dissection techniques for the collection of hemolymph and the removal of salivary glands from actively feeding I. scapularis nymphs after 48 and 72 hours post mouse placement. We also demonstrate saliva collection from an adult female I. scapularis tick.

Saliva, Salivary Gland, and Hemolymph Collection from Ixodes scapularis Ticks

The collection of infected tick hemolymph, salivary glands, and saliva is important to study how tick-borne pathogens cause disease. In this protocol we demonstrate how to collect hemolymph and salivary glands from feeding Ixodes scapularis nymphs. We also demonstrate saliva collection from female I. scapularis adults.

La salive, les glandes salivaires, et Collection hémolymphe de tiques Ixodes scapularis

Ticks are found worldwide and afflict humans with many tick-borne illnesses. Ticks are vectors for pathogens that cause Lyme disease and tick-borne ...

Rearing and Injection of Manduca sexta Larvae to Assess Bacterial Virulence

Manduca sexta, commonly known as the tobacco hornworm, is considered a significant agricultural pest, feeding on solanaceous plants including tobacco and tomato. The susceptibility of M. sexta larvae to a variety of entomopathogenic bacterial species1-5, as well as the wealth of information available regarding the insect's immune system6-8, and the pending genome sequence9 make it a good model organism for use in studying host-microbe interactions during pathogenesis. In addition, M. sexta larvae are relatively large and easy to manipulate and maintain in the laboratory relative to other susceptible insect species. Their large size also facilitates efficient tissue/hemolymph extraction for analysis of the host response to infection.
The method presented here describes the direct injection of bacteria into the hemocoel (blood cavity) of M. sexta larvae. This approach can be used to analyze and compare the virulence characteristics of various bacterial species, strains, or mutants by simply monitoring the time to insect death after injection. This method was developed to study the pathogenicity of Xenorhabdus and Photorhabdus species, which typically associate with nematode vectors as a means to gain entry into the insect. Entomopathogenic nematodes typically infect larvae via natural digestive or respiratory openings, and release their symbiotic bacterial contents into the insect hemolymph (blood) shortly thereafter10. The injection method described here bypasses the need for a nematode vector, thus uncoupling the effects of bacteria and nematode on the insect. This method allows for accurate enumeration of infectious material (cells or protein) within the inoculum, which is not possible using other existing methods for analyzing entomopathogenesis, including nicking11 and oral toxicity assays12. Also, oral toxicity assays address the virulence of secreted toxins introduced into the digestive system of larvae, whereas the direct injection method addresses the virulence of whole-cell inocula.
The utility of the direct injection method as described here is to analyze bacterial pathogenesis by monitoring insect mortality. However, this method can easily be expanded for use in studying the effects of infection on the M. sexta immune system. The insect responds to infection via both humoral and cellular responses. The humoral response includes recognition of bacterial-associated patterns and subsequent production of various antimicrobial peptides7; the expression of genes encoding these peptides can be monitored subsequent to direct infection via RNA extraction and quantitative PCR13. The cellular response to infection involves nodulation, encapsulation, and phagocytosis of infectious agents by hemocytes6. To analyze these responses, injected insects can be dissected and visualized by microscopy13, 14.

Rearing and Injection of Manduca sexta Larvae to Assess Bacterial Virulence

The method described here utilizes direct injection of entomopathogenic bacteria into the hemocoel of Manduca sexta insect larvae. M. sexta is a commercially available and well-studied insect. Thus, this method represents a simple approach to analyzing host-bacterial interactions from the perspective of one or both partners.

L&#39;élevage et de l&#39;injection de<em&gt; Manduca sexta</emLes larves&gt; pour évaluer la virulence bactérienne

Manduca sexta, commonly known as the tobacco hornworm, is considered a significant agricultural pest, feeding on solanaceous plants including tobacco and ...

Feeding of Ticks on Animals for Transmission and Xenodiagnosis in Lyme Disease Research

Transmission of the etiologic agent of Lyme disease, Borrelia burgdorferi, occurs by the attachment and blood feeding of Ixodes species ticks on mammalian hosts. In nature, this zoonotic bacterial pathogen may use a variety of reservoir hosts, but the white-footed mouse (Peromyscus leucopus) is the primary reservoir for larval and nymphal ticks in North America. Humans are incidental hosts most frequently infected with B. burgdorferi by the bite of ticks in the nymphal stage. B. burgdorferi adapts to its hosts throughout the enzootic cycle, so the ability to explore the functions of these spirochetes and their effects on mammalian hosts requires the use of tick feeding. In addition, the technique of xenodiagnosis (using the natural vector for detection and recovery of an infectious agent) has been useful in studies of cryptic infection. In order to obtain nymphal ticks that harbor B. burgdorferi, ticks are fed live spirochetes in culture through capillary tubes. Two animal models, mice and nonhuman primates, are most commonly used for Lyme disease studies involving tick feeding. We demonstrate the methods by which these ticks can be fed upon, and recovered from animals for either infection or xenodiagnosis.

Lyme disease is the most commonly-reported vector-borne disease in North America. The causative agent, Borrelia burgdorferi is a spirochete bacterium transmitted by Ixodid ticks. Transmission and detection of infection in animal models is optimized by the use of tick feeding, which we describe here.

Alimentation des tiques sur les animaux pour la transmission et Xénodiagnostic dans la recherche la maladie de Lyme

Transmission of the etiologic agent of Lyme disease, Borrelia burgdorferi, occurs by the  attachment and blood feeding of Ixodes species ticks on ...

Measuring Local Anaphylaxis in Mice

Allergic responses are the result of the activation of mast cells and basophils, and the subsequent release of vasoactive and proinflammatory mediators. Exposure to an allergen in a sensitized individual can result in clinical symptoms that vary from minor erythema to life threatening anaphylaxis. In the laboratory, various animal models have been developed to understand the mechanisms driving allergic responses. Herein, we describe a detailed method for measuring changes in vascular permeability to quantify localized allergic responses. The local anaphylaxis assay was first reported in the 1920s, and has been adapted from the technique published by Kojima et al. in 20071. In this assay, mice sensitized to OVA are challenged in the left ear with vehicle and in the right ear with OVA. This is followed by an intravenous injection of Evans Blue dye. Ten min after injecting Evans Blue, the animal is euthanized and the dye that has extravasated into the ears is extracted overnight in formamide. The absorbance of the extracted dye is then quantified with a spectrophotometer. This method reliably results in a visual and quantifiable manifestation of a local allergic response.

Allergic responses, characterized by the activation of mast cells and basophils, are driven by the cross-linking of IgE and release of proinflammatory mediators. A quantitative assessment of allergic responses can be achieved by using Evans Blue dye to monitor changes in vascular permeability after allergen challenge.

Mesure de l&#39;anaphylaxie locaux chez la souris

Allergic responses are the result of the activation of mast cells and basophils, and the subsequent release of vasoactive and proinflammatory mediators. ...

Exposition humaine aux larves de tiques pour la recherche sur les maladies transmises par les tiques

A Model for Experimental Exposure of Humans to Larval Ixodes scapularis Ticks

Tickborne diseases are a significant public health problem in the United States and worldwide. Ticks are obligate blood-feeding arthropods; an ixodid tick must remain attached to the skin of the host and complete its multi-day feeding process to acquire its blood meal. Exposing animals to ticks is a common practice for studying host responses to tick bites and tickborne diseases. We developed the procedure, conducted the first human research study, and published the findings on exposing human volunteers to uninfected larval Ixodes scapularis ticks. This article describes the methodology used to construct the containment dressing, how to apply and secure the ticks to the host, how to maintain the dressing, and how to remove the ticks from the host. Exposing volunteers to tick bites is an experimental procedure and must be performed under a clinical research protocol approved by the appropriate regulatory authorities. This method allows for translational research to better understand the human response to tick bites and foster the development of diagnostics, prevention, and therapies for tickborne diseases.

Pleins feux sur l’auteur : Modèle d’exposition humaine contrôlée pour la recherche sur les tiques et les études sur la maladie de Lyme

This article presents the methodology for exposing humans to larval Ixodes scapularis for clinical research. The technique is relatively simple, tolerable by the research volunteers, and can be modified according to experimental needs. Such research involving human subjects must be conducted under clinical study protocols approved by the appropriate regulatory authorities.

Un modèle d’exposition expérimentale des humains aux tiques larvaires Ixodes scapularis

Tickborne diseases are a significant public health problem in the United States and worldwide. Ticks are obligate blood-feeding arthropods; an ixodid tick ...

A Versatile Model of Hard Tick Infestation on Laboratory Rabbits

The use of live animals in tick research is crucial for a variety of experimental purposes including the maintenance of hard tick colonies in the laboratory. In ticks, all developmental stages (except egg) are hematophagous, and acquiring a blood-meal when attached to their vertebrate hosts is essential for the successful completion of their life cycle. Here we demonstrate a simple method that uses easily openable capsules for feeding of hard ticks on rabbits. The advantages of the proposed method include its simplicity, short duration and most importantly versatile adjustment to the needs of specific experimental requirements. The method makes possible the use of multiple chambers (of various sizes) on the same animal, which permits feeding of multiple stages or different experimental groups while reducing the overall animal requirement. The non-irritating and easily accessible materials used minimizes discomfort to the animals, which can be easily recovered from an experiment and offered for adoption or reused if the ethical protocol allows it.

We have developed a simple and versatile system to feed hard ticks on laboratory rabbits. Our non-laborious protocol uses easily accessible materials and can be adjusted depending on the requirements of the various experimental settings. The method allows comfortable monitoring and/or sampling of ticks during the entire feeding period.

Un modèle polyvalent d’Infestation de tiques dures sur des lapins de laboratoire

The use of live animals in tick research is crucial for a variety of experimental purposes including the maintenance of hard tick colonies in the ...

Biologie

A Capsule-Based Model for Immature Hard Tick Stages Infestation on Laboratory Mice

Ticks are obligatory blood feeding parasites at all stages of development (except eggs) and are recognized as vectors of various pathogens. The use of mouse models in tick research is critical for understanding their biology and tick-host-pathogen interactions. Here we demonstrate a non-laborious technique for the feeding of immature stages of hard ticks on laboratory mice. The benefit of the method is its simplicity, short duration, and the ability to monitor or collect ticks at different time points of an experiment. In addition, the technique allows attachment of two individual capsules on the same mouse, which is beneficial for a variety of experiments where two different groups of ticks are required to feed on the same animal. The non-irritating and flexible capsule is made from easily accessible materials and minimizes the discomfort of the experimental animals. Furthermore, euthanasia is not necessary, mice recover completely after the experiment and are available for re-use.

In this study, a feeding system for nymphal and larval stages of hard tick was developed using a capsule attached to laboratory mouse. The feeding capsule is made from flexible materials and remains firmly attached to the mouse for at least one week and allows comfortable monitoring of tick feeding.

Un modèle à base de capsules pour l’infestation immature des stades de tiques dures sur des souris de laboratoire

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Élevage

Résumé

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L'élevage et de l'injection de

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Un modèle d’exposition expérimentale des humains aux tiques larvaires Ixodes scapularis

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