Merci aux membres de la Indiana University Mass Spectroscopy Facility et l’Université de l’Utah métabolomique Core Facility d’assistance dans l’optimisation de ce protocole. J.M.T. est pris en charge par le National Institute of General Medical Sciences, de la National Institutes of Health, sous attribution numéro R35GM119557.

1. collecte des œufs
<ol><li>Recueillir des adultes mâles et femelles vierges des génotypes désirées. L’âge individuellement ces animaux dans un flacon de nourriture avec des supports de Bloomington standard pour 3 à 5 jours.</li>
	<li>Mettre en place les accouplements appropriés en transférant 50 femelles vierges et 25 hommes un nouveau flacon de nourriture. NOTE : Un minimum de six accouplements indépendants devrait être mis en place pour chaque génotype. On recueillera seulement un échantillon de chaque croisement (c.-à-d. six échantillons prélevés sur six des accouplements indépendants).</li>
	<li>
Préparer les casquettes de Ponte de mélasse.
	<ol>
<li>Mélangez 115 mL de mélasse et 29 g de gélose avec 700 mL H2O dans un flacon de 2 L.</li>
		<li>Faire bouillir la mélasse mélange agar sur une plaque chauffante.</li>
		<li>Laisser refroidir à 70 ° C.</li>
		<li>Ajouter 25 mL d’acide mix (20 mL d’acide phosphorique à 85 % et l’acide propionique 209 mL dans 1 L de H2O ; Entreposer dans une bouteille brune) et 10 mL d’ester méthylique de l’acide p-hydroxy-benzoïque 10 % dans l’éthanol à 95 %.</li>
		<li>Verser l’agar de mélasse en partie le couvercle et le fond d’un plat de vitroplants de2 35 x 10 mm. Remarque : Avant de verser de mélasse plaques d’agar, n’oubliez pas que les couvercles et/ou de la base de la plaque de2 35 x 10 mm ExacTen dans la bouche d’une solution concentrée de drosophile (décrite dans l’étape 1.6). Selon la marque de plaques utilisées, la base ne peut pas être utilisable.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Faire le pâte en ajoutant de l’eau distillée de levure fraîche active levure sèche (5 g levure/7 mL d’eau) jusqu'à ce que le mélange devient une pâte qui peut se propager facilement sur une surface solide (c.-à-d., la consistance du beurre d’arachide).</li>
	<li>Étaler environ 1,5 g de pâte de levure sur la surface d’une calotte de Ponte de mélasse.</li>
	<li>Introduisez les quatre trous d’air dans les côtés opposés d’un plastique 6 oz Drosophila solution concentrée à l’aide d’une aiguille de 22 G.</li>
	<li>Transférer les mouches accouplées nouvellement dans le flacon de nourriture dans les flacons de culture. Remarque : Les mouches peuvent être transférés en soit à l’aide de CO2 comme anesthésique temporaire ou en tenant le haut du flacon dans la bouche de la bouteille et en tapant fortement le fond de la bouteille contre un sur table.</li>
	<li>Placer rapidement une casquette de Ponte de mélasse avec la pâte de levure sur la surface dans la bouche d’une solution concentrée de drosophile . Bande de laboratoire permet de fixer le capuchon de ponte en place. Remarque : Si les mouches ont été anesthésié avant le transfert, la bouteille devrait figurer horizontalement sur la table jusqu'à ce que toutes les mouches sont rétablis. Une fois que les mouches sont entièrement mobiles, placer le flacon dans un incubateur avec le capuchon de Ponte de mélasse au bas de la culture.</li>
	<li>Replacer le capuchon de Ponte de mélasse au moins une fois par jour pour les deux premiers jours en inversant la solution concentrée, touchant le fond de la bouteille contre la paillasse, enlevant l’ancienne PAC oeuf et plaçant immédiatement un nouveau capuchon de l’oeuf dans la bouche de la bouteille. Jeter le vieux chapeau de ponte. Remarque : Cette étape garantit que les femmes ne tiennent pas leurs oeufs et autorise collection des populations synchronisées.</li>
	<li>Placer un nouveau capuchon de ponte dans la solution concentrée après day 3, remplacer après 2 h et le jeter. Enlever et reboucher la deuxième Ponte après quatre heures. L’étiquette au bas de cette casquette de ponte avec la date, l’heure et le génotype. Remarque : Les œufs récoltés au cours de cette fenêtre 4 h servira pour l’analyse. Cette étape de synchronisation est critique pour analyser des stades de développement spécifiques. Œufs peuvent être collectées de cette manière pendant plusieurs jours.</li>
	<li>Insérer les bouchons de ponte en un Pétri de 60 x 15 mm2 et les placer dans un incubateur à la température et l’humidité.</li>
	<li>Inspecter les capuchons des pontes tous les jours pour des problèmes avec la famine, de la densité de population ou de contamination. Remarque : Les larves doivent avoir accès à une nourriture suffisante pour assurer un développement continu. Si nécessaire, la pâte de levure fraîche peut se propager sur tous les bouchons de ponte qui seront utilisés dans l’expérience. En outre, si la densité de la population larvaire est trop élevée, les larves commencera à se promener hors de la plaque de culture. Ces échantillons ne doivent pas être utilisés pour l’analyse de la métabolomique, parce que la forte densité de population et les épisodes intermédiaires de famine expérimentés tout en errant seront traduira par des données incohérentes. Une densité d’environ 80 à 100 moyen deuxième stade larvaire (L2) par plaque ou 40 – 50 milieu troisième stade larvaire (L3) par plaque est recommandé. Les échantillons qui sont visiblement contaminés par des bactéries ou des champignons doivent être jetés.</li>
</ol>2. prélèvement de l’échantillon larvaire
<ol><li>Âge des larves jusqu’au stade désiré. Si collecte les larves L3, resynchroniser les échantillons à la mue de L2 – L3. Resynchronisation est couramment réalisée en utilisant une méthode décrite précédemment qui utilise les stigmates antérieures comme une étape importante du développement de15. Alternativement, mi-L3 larves peuvent être synchronisées à l’aide d’un de gène de journaliste sgs3 16. Remarque : À cet égard, nous trouvons mi-L2 larves (~ 60 h après la ponte) sont parfaitement adaptés pour la plupart des analyses parce qu’à ce stade, le développement larvaire est encore relativement synchrone, échantillons soigneusement recueillis ont une nourriture suffisante pour développer à ce validant, ainsi que la nombre d’animaux par exemple est gérable (voir ci-dessous). Une étape de synchronisation supplémentaire est nécessaire pour les larves L3 car les impulsions de l’ecdysone nombreux qui se produisent au cours du développement de L3 ont des effets dramatiques sur le métabolisme et généreront des artefacts dans les populations non synchronisées.</li>
	<li>Utiliser une aiguille dissection pour soulever doucement la pâte de levure au large de la gélose. Placer la levure sur un nouveau capuchon de gélose de mélasse. Remarque : La plupart des larves mangeront à l’interface entre l’agar de mélasse et de la pâte à levure.</li>
	<li>Utilisez un petit pinceau pour recueillir les larves de la surface nouvellement exposée de l’agar de mélasse. Placez les larves dans un tube à centrifuger 1,5 mL sur la glace. Remarque : Les tailles d’échantillon appropriée pour chaque stade de développement sont les suivants : 50 premier stade larvaire (L1) ; 25 mi-L2 larves ; larves L3 début 20 ; 15-L3 de milieu ou fin larves L3.</li>
	<li>Laver et congeler les échantillons (étapes 2,3 à 2,8) par petits lots (quatre à six échantillons) tout en rassemblant un ensemble de grands échantillons. Les échantillons doivent être congelés à 20 min de placer des larves dans les tubes. Remarque : Nous vous recommandons d’utiliser Eppendorf 1,5 mL Tubes Flex car les autres tubes risquent d’interférer avec le transfert de l’échantillon à l’étape 3. Échantillons doivent être prélevés dans des microtubes. Ne pas prélever des échantillons dans les tubes de perle décrits à l’étape 3.1. Perles en céramique conservent la solution de lavage de NaCl, qui se traduit par des mesures de masse inexactes et introduit des contaminants dans l’échantillon.</li>
	<li>Ajouter 1 mL de glacee 0,9 % NaCl dans le tube, fermer le couvercle et verticalement flip le tube à fond pour laver les larves.</li>
	<li>Placer le tube de retour sur la glace pour ~ 30 s. Pendant ce temps, les larves vont couler au fond du tube, mais levure restera en suspension. Une fois que toutes les larves ont formé une boulette de lâche, enlever la solution de NaCl à l’aide d’une pipette de 1 mL.</li>
	<li>Répétez les étape 2.4 et 2.5 deux fois, ou jusqu'à ce que la solution de lavage final est clair. Remarque : Pas de lavage supplémentaire peuvent être nécessaires si l’échantillon contient une quantité excessive de la levure.</li>
	<li>Centrifuger les échantillons à 2 000 × g pendant 1 min à 4 ° C.</li>
	<li>Enlever toute la solution résiduelle à l’aide d’une pipette de 200 µL.</li>
	<li>Congeler immédiatement l’échantillon dans l’azote liquide. Remarque : Le protocole peut être suspendu à cette étape. Échantillons peuvent être conservés jusqu'à 3 mois à-80 ° C.</li>
</ol>3. transférer les échantillons aux perles Tubes
<ol><li>Chaque échantillon de larve doit être transférée dans le tube de microtubes de 1,5 mL à un bouchage des tubes 2 mL contenant les billes en céramique de 1,4 mm. En préparation de cette étape de transfert, utilisez un marqueur de l’éthanol à l’épreuve pour marquer le côté d’un tube de perles de bouchage de 2 mL (marquage sur le couvercle sera détruit au cours de l’étape 4.4).</li>
	<li>Tarer la masse du tube perle étiquetés à l’aide d’une balance analytique permettant de mesurer avec précision 0,01 mg.</li>
	<li>Si les échantillons de larves ont été conservés à-80 ° C, placer les tubes échantillon en avant de l’azote liquide pour transférer.</li>
	<li>Pince longue permet de retirer le tube d’échantillon de 1,5 mL de l’azote liquide dewar.</li>
	<li>Porter des gants de nitrile, prenez la gelée tube, inverser, puis enfoncez fortement le couvercle du tube contre la paillasse pour déloger le culot congelé. Versez immédiatement le culot dans un tube de perles de bouchage préalablement taré 2 mL. Si la pastille ne parvient pas à déloger, retournez le tube à l’azote liquide et répétez. NOTE : Boulettes de larves ne seront pas déloger de toutes les microtubes. Si vous utilisez un tube autre que celle recommandée, déterminer si granulés larvaires peuvent se détacher avant le prélèvement d’échantillons pour analyse.</li>
	<li>Rapidement mesurer la masse totale du tube granule et perle larvaire. Placer immédiatement le tube échantillon dans l’azote liquide. Le culot de larve masse sera utilisé pour normaliser les données de la métabolomique. Remarque : Le protocole peut être suspendu à cette étape. Échantillons peuvent être conservés jusqu'à 3 mois à-80 ° C.</li>
</ol>4. Extraction de l’échantillon
<ol><li>Placer les tubes à échantillon dans un banc de-20 ° C plus froide.</li>
	<li>Ajouter 0,8 mL de méthanol à 90 % prérefroidies (-20 ° C) contenant 2 µg/mL d’acide succinique-d4 dans chaque tube. Retourner l’échantillon à la paillasse de-20 ° C plus frais. Remarque : L’acide succinique-d4 sert comme étalon interne. Utilisez uniquement la HPLC grade H2O et le méthanol. Étant donné que le méthanol et autres solvants organiques sont instables et difficiles à mesurer avec précision à l’aide de pipettes de déplacement d’air, nous recommandons d’utiliser des pipettes à déplacement positif pour cette étape et toutes les étapes suivantes.</li>
	<li>Mettre en place un contrôle négatif en ajoutant 0,8 mL de méthanol à 90 % prérefroidies (-20 ° C) contenant 2 µg/mL d’acide succinique-d4 dans un tube à vide perle.</li>
	<li>Homogénéiser les échantillons pendant 30 secondes à 6,45 m/s en utilisant un homogénéisateur de moulin de perle située dans une salle de contrôle de température de 4 ° C. NOTE : Échec d’homogénéiser les rapidement et complètement le culot larvaire est une source commune de variabilité dans l’analyse de la métabolomique. Utilisez uniquement les homogénéisateurs qui sont capables de détruire congelés tissus larvaires dans les 30 s.</li>
	<li>Retourner les tubes échantillons homogénéisés à-20 ° C applications refroidisseur et les incuber dans un congélateur à-20 ° C pendant au moins 1 h.</li>
	<li>Centrifuger les tubes à 20 000 × g ou maximum vitesse pendant 5 min à 4 ° C pour éliminer le précipité obtenu.</li>
	<li>Transférer 600 µL du liquide surnageant dans un nouveau tube de microtubes de 1,5 mL. Ne pas déranger le précipité. Si la pastille précipitée devient délogée lors de pipetage le surnageant, renvoyer tous les surnageant au tube et répétez l’étape 4.6.</li>
	<li>Placer les tubes échantillon dans une centrifugeuse sous vide. N’oubliez pas que tous les tubes sont ouverts avant de sceller la centrifugeuse. Sécher les échantillons à la température ambiante jusqu'à l’élimination de tous les solvants (cette étape prend habituellement environ 16 h pour terminer). Remarque : Si nécessaire, le protocole peut être suspendu à cette étape. Échantillon séché peut être conservé à-80 ° C.</li>
</ol>5. chimique dérivatisation
<ol><li>Si les échantillons séchés ont été conservés à-80 ° C, placer les tubes échantillon non ouverte dans une centrifugeuse vide et sécher pendant 30 min. Cette étape doit être exécutée avant l’ouverture du tube à essais. Remarque : Cette étape supprime la condensation qui recueille à l’extérieur du tube microtubes lorsque retirés du congélateur. Cette partie du protocole est extrêmement sensible aux H2O et précautions supplémentaires doivent être adoptées pour garder tous les réactifs aussi sèches que possible.</li>
	<li>
Préparer une solution de chlorhydrate de methoxylamine 40 mg/mL (MOX) dans la pyridine anhydre. N’utilisez que la pyridine anhydre. Stocker les MOX et la pyridine dans un dessicateur et préparez la solution de MOX de tous les jours. ATTENTION : MOX et la pyridine sont toxiques. Préparer cette solution sous la hotte.<ol>
<li>Utiliser un pistolet à air chaud pour sécher une seringue de verre de 1 mL.</li>
		<li>Insérer l’aiguille de la seringue dans le flacon de pyridine anhydre. Prélever 1 mL de pyridine et ajouter à un tube à centrifuger contenant 40 mg de MOX.</li>
		<li>Vider la bouteille de pyridine anhydre avec argon. Sceller la bouteille et retourner dans le dessiccateur.</li>
		<li>Dissoudre le MOX dans la pyridine en incubant le tube dans un mélangeur thermique à 35 ° C pendant 10 min à 600 tr/min.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Ajouter 40 µL de MOX de 40 mg/mL dans une solution de pyridine anhydre à l’échantillon séché.</li>
	<li>Vortexer pendant 10 s et centrifuger brièvement (10 000 x g pendant 20 s).</li>
	<li>Incuber à 30 ° C pendant 1 h à 600 tr/min dans un mélangeur thermique.</li>
	<li>Centrifuger à vitesse maximale pendant 5 min retirer les particules de matière ou de 20 000 × g .</li>
	<li>Transférer 25 µL de liquide surnageant dans un flacon pour échantillonneur automatique avec un insert de microvolume verre 250 µL désactivé.</li>
	<li>Ajouter 40 µL de N- méthyl -N- trimethylsilyltrifluoracetamide (MSTFA) contenant 1 % TMCS. ATTENTION : MSTFA est toxique. Effectuez cette étape sous la hotte. Remarque : S’il est disponible, cette étape peut être complétée par un échantillonneur automatique Gerstel.</li>
	<li>Placer un bouchon sur l’auto-échantillonneur et sceller à l’aide d’un outil de sertisseur.</li>
	<li>Incuber les échantillons à 37 ° C pendant 1 heure avec agitation (250 tr/min).</li>
	<li>Préparer une solution d’acide gras méthyl ester standard (FAMES) comme précédemment desceribed3. Ajouter 3 µL de FAMES dans le flacon pour échantillonneur automatique à l’aide d’un échantillonneur robotique immédiatement avant l’injection. Remarque : Les FAMEs sont utilisés pour calibrer le décalage de temps de rétention et de vérifier les performances de l’instrument. Si aucun échantillonneur automatique robotique n’est disponible, les FAMEs peuvent être ajoutés au cours de l’étape 5.8.</li>
</ol>6. GC-MS détection
Remarque : Dans la plupart des cas, l’utilisateur effectuera cette étape avec l’assistance d’un laboratoire central de la spectroscopie de masse. Ce protocole est conçu pour être utilisé avec un 30 m, colonne GC avec une colonne de garde de 5 m.
<ol><li>Randomiser l’ordre de l’échantillon.</li>
	<li>
Préparer la GC-MS.
	<ol>
<li>Régler la vitesse d’écoulement de gaz hélium porteur à 1 mL/min.</li>
		<li>Régler la température d’entrée à 250 ° C.</li>
		<li>Programme de la GC à exécuter le gradient de température suivant :<ol>
<li>Température initiale à 95 ° C, avec une cale de 1 min.</li>
			<li>Augmenter la température à 110 ° C à raison de 40 ° C/min avec une cale de 2 min.</li>
			<li>Augmenter à 250 ° C en rampe de 5° C/min.</li>
			<li>Augmenter à 330 ° C à raison de 25 ° C/min avec un maintien finale de 4 min.</li>
		</ol>
</li>
		<li>La valeur délai solvant 3,5 min. Remarque : La durée peut être modifiée selon le système de la GC-MS. Cette étape vise à empêcher MSTFA et MOX d’endommager le détecteur.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Injecter 1 µL de l’échantillon de dérivés dans la GC-MS (split ratio de 10:1). NOTE : Injecter 2 µL de l’échantillon, si l’intensité des pics est trop faible. L’ordre d’injection des échantillons devrait être randomisé.</li>
	<li>Exploiter le spectromètre de masse en mode balayage complet sur une gamme de masses de 50 à 500 m/z.</li>
</ol>7. analyse de données
<ol><li>Analyser les données de métabolomique en utilisant soit une approche ciblée ou non ciblée. Analyse ciblée est axée sur la mesure de l’abondance d’un ensemble défini de métabolites, comme les mesures de lactate que nous décrivons ci-dessous. En revanche, l’analyse non ciblée utilise une approche impartiale afin d’identifier toute caractéristique métabolique qui est significativement changée entre deux ensembles d’échantillons. NOTE : Notre laboratoire utilise principalement les programmes gratuits MetAlign17 MetaboAnalyst18,19 pour l’analyse des données. Comme une description adéquate de la contrôle de la qualité, normalisation et étapes de traitement des données sont au-delà de la portée de ce manuscrit, nous renvoyons l’utilisateur à des protocoles plus détaillés qui sont consacrées au traitement des données20,21, 22. En outre, un diagramme qui décrit les étapes requises pour cette analyse se trouvent ailleurs8.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Owusu-Ansah, E., Perrimon, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modeling+metabolic+homeostasis+and+nutrient+sensing+in+Drosophila:+implications+for+aging+and+metabolic+diseases.">Modeling metabolic homeostasis and nutrient sensing in Drosophila: implications for aging and metabolic diseases.</a> Disease Models &amp; Mechanisms. 7 (3), 343-350 (2014).</li><li>Sieber, M. H., Spradling, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+role+of+metabolic+states+in+development+and+disease.">The role of metabolic states in development and disease.</a> Current Opinion in Genetics &amp; Development. 45, 58-68 (2017).</li><li>Tennessen, J. M., Barry, W. E., Cox, J., Thummel, C. 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S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Using+MetaboAnalyst+3.0+for+comprehensive+metabolomics+data+analysis.">Using MetaboAnalyst 3.0 for comprehensive metabolomics data analysis.</a> Current Protocols in Bioinformatics. 55, (2016).</li><li>Xia, J., Sinelnikov, I. V., Han, B., Wishart, D. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=MetaboAnalyst+3.0-making+metabolomics+more+meaningful.">MetaboAnalyst 3.0-making metabolomics more meaningful.</a> Nucleic Acids Research. 43 (W1), W251-W257 (2015).</li><li>Lommen, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Data+(pre-)processing+of+nominal+and+accurate+mass+LC-MS+or+GC-MS+data+using+MetAlign.">Data (pre-)processing of nominal and accurate mass LC-MS or GC-MS data using MetAlign.</a> Methods in Molecular Biology. 860, 229-253 (2012).</li><li>Xia, J., Wishart, D. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Using+MetaboAnalyst+3.0+for+comprehensive+metabolomics+data+analysis.">Using MetaboAnalyst 3.0 for comprehensive metabolomics data analysis.</a> Current Protocols in Bioinformatics. 55, (2016).</li><li>Xia, J., Wishart, D. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Web-based+inference+of+biological+patterns,+functions+and+pathways+from+metabolomic+data+using+MetaboAnalyst.">Web-based inference of biological patterns, functions and pathways from metabolomic data using MetaboAnalyst.</a> Nature Protocols. 6 (6), 743-760 (2011).</li><li>Li, H., Tennessen, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Methods+for+studying+the+metabolic+basis+of+Drosophila+development.">Methods for studying the metabolic basis of Drosophila development.</a> Wiley Interdisciplinary Reviews Developmental Biology. 6 (5), (2017).</li></ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Métabolomique fournit une occasion sans pareille d’arpenter les réactions métaboliques qui composent le métabolisme intermédiaire. La sensibilité de cette technologie, toutefois, restitue des données sensibles au bagage génétique, les indices du développement et une variété de contraintes environnementales, y compris la température, l’humidité, la densité de population et la disponibilité des nutriments. Par conséquent, une haute qualité et reproductibles métabolomique analyse exige que les échant...

La drosophile Drosophila melanogaster est apparu comme un système idéal pour étudier les mécanismes moléculaires qui régulent le métabolisme intermédiaire. Non seulement la plupart des voies métaboliques conservées entre la drosophile et les humains, mais capteurs en éléments nutritifs principaux et régulateurs de croissance, comme l’insuline, Tor et myc, sont également actifs dans la mouche1,2. En conséquence, drosophile peut servir à explorer la base métabolique de maladies allant du diabète et l’obésité neurodégénérescence et du cancer. À cet égard, le développement larvaire de Drosophila offre le cadre idéal étudier un programme métabolique appelé glycolyse aérobie, ou l’effet Warburg. A l’instar de plusieurs tumeurs utilisent glycolyse aérobie pour générer la biomasse provenant des glucides, donc pour faire Drosophila larves activent la glycolyse aérobie afin de promouvoir la croissance du développement3,4,5. Ces similitudes entre les larves et le métabolisme de tumeur établir la drosophile comme modèle clé pour comprendre comment aérobie glycolyse est réglementé en vivo.
Malgré le fait que la mouche s’est imposé comme un modèle populaire pour étudier le métabolisme, la plupart des études de drosophile s’appuient sur des méthodes qui sont conçus pour mesurer différents métabolites3, tels que le tréhalose, triglycérides ou ATP. Puisqu’un protocole spécifique est requise pour mesurer chaque métabolite, études sur le dosage sont fastidieux, coûteux et préjugé en faveur de ces composés qui peuvent être mesurés à l’aide de trousses commerciales. Une solution à ces limitations a émergé dans le domaine de la métabolomique, qui fournit un moyen plus efficace et impartial d’étudier le métabolisme de la drosophile . Contrairement à une étude axée sur l’analyse, une analyse unique métabolomique peut simultanément mesure des centaines de métabolites de petites molécules et fournit une compréhension globale de l’organisme un état métabolique6,7. Cette technique a considérablement élargi la portée des études métaboliques de drosophile et représente l’avenir de ce nouveau champ8.
Métabolomique sont principalement menées à l’aide de trois technologies : (i) résonance magnétique nucléaire (RMN), (ii) liquide chromatographie spectrométrie de masse (LC-MS) et (iii) chromatographie en phase gazeuse-spectrométrie de masse (GC-MS)9. Chaque approche propose des inconvénients et des avantages distincts, et toutes ces technologies ont été utilisées pour étudier avec succès le métabolisme de drosophile . Étant donné que les recherches effectuées dans notre laboratoire se concentre sur les métabolites petits, polaires, nous utilisons principalement une méthode basée sur le GC-MS. GC-MS fournit à l’utilisateur avec un certain nombre d’avantages, notamment une grande reproductibilité, résolution maximale, la sensibilité, et de la disponibilité d’une bibliothèque spectrale standard electron impact (IE), qui permet l’identification rapide des découvertes métabolique caractéristiques10,11. La préparation des échantillons pour GC-MS, cependant, est quelque peu complexe et nécessite une attention minutieuse aux détails. Échantillons doivent être recueillies, lavés, pesés et congelés d’une manière qui apaise rapidement les réactions métaboliques. En outre, la carcasse mouche résiste aux protocoles standard de l’homogénéisation et nécessite un moulin à billes afin d’assurer l’extraction optimale de métabolite. Enfin, les échantillons analysés par GC-MS doivent subir dérivatisation chimique avant la détection12. Alors que les méthodes publiées antérieurement décrivent toutes ces étapes de13,3,14, un protocole visuel qui permettrait à l’utilisateur novice de façon reproductible générer des données de haute qualité est encore nécessaire. Nous démontrons comment préparer des échantillons de larves de drosophile pour analyse métabolomique basée sur GC-MS. Ce protocole permet à l’utilisateur de façon reproductible mesurer beaucoup des petits métabolites polaires qui composent le métabolisme carboné central.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:827px;" width="826">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:353px;">Unsulfured blackstrap molasses</td>
			<td style="width:141px;">Good Food, INC</td>
			<td style="width:141px;"></td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Drosophila Agar Type II</td>
			<td>Genesee Scientific</td>
			<td>66-103</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Pyridine</td>
			<td>EMD Millipore</td>
			<td>PX2012-7</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Methoxyamine hydrocholoride (MOX)</td>
			<td>MP Biomedicals, LLC</td>
			<td>155405</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">MSTFA with 1% trimethylchlorosilane</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>69478</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Fleischmann&#8217;s Active dry yeast</td>
			<td>AB Mauri Food Inc</td>
			<td>2192</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">6oz Drosophila stock bottle</td>
			<td>Genesee Scientific</td>
			<td>32-130</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Soft tissue homogenizing mix (2 mL tubes)&#160;</td>
			<td>Omni International</td>
			<td>SKU:19-627</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Vial insert, 250 &#181;L deactivated glass with polymer feet</td>
			<td>Agilent</td>
			<td>5181-8872</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;">Succinic acid-2,2,3,3-d4</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>293075</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">SpeedVac</td>
			<td>Thermo&#160;</td>
			<td>SC210A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">o-Phosphoric acid</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>A242-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Propionic acid</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P5561</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">p-Hydroxy benzoic acid methyl ester</td>
			<td>Genesee Scientific</td>
			<td>20-258</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Bead Ruptor</td>
			<td>Omni International</td>
			<td>SKU:19-040E</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">ThermoMixer F1.5</td>
			<td>Eppendorf</td>
			<td>5384000012</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">MultiTherm Shaker with a 24 X 12 mm block</td>
			<td>Benchmark Scientific</td>
			<td>H5000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Methanol</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>34860</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">1.5 mL centrifuge tube</td>
			<td>Eppendorf</td>
			<td>22364111</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Falcon 35 X 10 mm tissue culture dish</td>
			<td>Corning Incorporated</td>
			<td>353001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">GC column</td>
			<td>Phenomex</td>
			<td>ZB-5MSi</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

preparation of drosophila larval samples for gas chromatography-mass spectrometry (gc-ms)-based metabolomics

Les progrès récents dans le domaine de la métabolomique ont établi la drosophile Drosophila melanogaster comme un puissant modèle génétique pour étudier le métabolisme des animaux. En combinant la vaste gamme d’outils génétiques drosophile avec la possibilité d’arpenter les grandes étendues du métabolisme intermédiaire, une approche métabolomique peut révéler des interactions complexes entre diet, génotype, événements démographiques et des signaux environnementaux. En outre, les études métabolomiques peuvent découvrir de nouveaux mécanismes enzymatiques et découvrir jusque-là inconnues des connexions entre les voies métaboliques apparemment disparates. Afin de faciliter une utilisation plus répandue de cette technologie auprès de la communauté de drosophile , ici, nous fournissons un protocole détaillé qui décrit comment préparer des échantillons de larves de drosophile pour chromatographie en phase gazeuse-spectrométrie de masse (GC-MS)- base d’analyse de la métabolomique. Notre protocole inclut des descriptions de prélèvement d’échantillons de larves, d’extraction de métabolite, dérivatisation chimique et analyse par CPG-SM. La réussite de ce protocole permettra aux utilisateurs de mesurer l’abondance relative des petits métabolites polaires, y compris les acides aminés, sucres et acides organiques impliqués dans la glycolyse et les cycles TCA.

Lactate déshydrogénase (dLDH) des mutants qui n’ont pas d’activité dLDH4et témoins du même génétiquement ont été recueillis sous forme de larves de milieu-L2 et traitées selon le protocole décrit ci-dessus. Par rapport aux témoins, mutants larves présentent des changements significatifs en lactate et pyruvate L-2-hydroxyglutarate4. Les spectres ont été acquises avec un système d’Agilent GC6890-5973i MS. Un exem...

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Preparation of Drosophila Larval Samples for Gas Chromatography-Mass Spectrometry GC-MS-based Metabolomics

Ce protocole décrit comment préparer des larves de drosophile pour analyse métabolomique basée sur GC-MS.

Préparation des échantillons de larves de drosophile pour chromatographie en phase gazeuse-spectrométrie de masse (GC-MS)-base de métabolomique

Recent advances in the field of metabolomics have established the fruit fly Drosophila melanogaster as a powerful genetic model for studying animal ...

preparation-drosophila-larval-samples-for-gas-chromatography-mass

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Preparation of Drosophila Larval Samples for Gas Chromatography-Mass Spectrometry (GC-MS)-based Metabolomics

11.0K vues.  Indiana University. Ce protocole décrit comment préparer des larves de drosophile pour analyse métabolomique basée sur GC-MS.

Vidéo: Preparation of Drosophila Larval Samples for Gas Chromatography-Mass Spectrometry GC-MS-based Metabolomics

Preparation of Mitochondrial Enriched Fractions for Metabolic Analysis in Drosophila

Since mitochondria play roles in amino acid metabolism, carbohydrate metabolism and fatty acid oxidation, defects in mitochondrial function often compromise the lives of those who suffer from these complex diseases. Detecting mitochondrial metabolic changes is vital to the understanding of mitochondrial disorders and mitochondrial responses to pharmacological agents. Although mitochondrial metabolism is at the core of metabolic regulation, the detection of subtle changes in mitochondrial metabolism may be hindered by the overrepresentation of other cytosolic metabolites obtained using whole organism or whole tissue extractions. 
Here we describe an isolation method that detected pronounced mitochondrial metabolic changes in Drosophila that were distinct between whole-fly and mitochondrial enriched preparations. To illustrate the sensitivity of this method, we used a set of Drosophila harboring genetically diverse mitochondrial DNAs (mtDNA) and exposed them to the drug rapamycin. Using this method we showed that rapamycin modifies mitochondrial metabolism in a mitochondrial-genotype-dependent manner. However, these changes are much more distinct in metabolomics studies when metabolites were extracted from mitochondrial enriched fractions. In contrast, whole tissue extracts only detected metabolic changes mediated by the drug rapamycin independently of mtDNAs.

Preparation of Mitochondrial Enriched Fractions for Metabolic Analysis in Drosophila

Mitochondria play central roles in the regulation of metabolism and homeostasis. Subtle changes in mitochondrial metabolism that affect organismal physiology could be difficult to detect in whole organism metabolomics studies. Here we describe an isolation method that enhances the detection of subtle metabolic shifts in Drosophila melanogaster.

Préparation de mitochondriales fractions enrichies pour métabolique Analyse en<em&gt; Drosophila</em

Since mitochondria play roles in amino acid metabolism, carbohydrate metabolism and fatty acid oxidation, defects in mitochondrial function often ...

Recherche

Biologie du développement

Dissection of Larval Zebrafish Gonadal Tissue

Although wild zebrafish possess a ZZ/ZW sex-determination system, domesticated zebrafish have lost the sex chromosome. They utilize a polygenic sex determination system, where several genes distributed throughout the genome collectively determine the sex identities of individual fish. Currently, the genes involved in regulating gonad development and how they work remain elusive. Normally, isolating gonadal tissue is the first step to examine the sex developmental processes. Here, we present a procedure to isolate gonadal tissue from 17 dpf (days post fertilization) and 25 dpf zebrafish larvae. The isolated gonadal tissue may be subsequently examined by morphology and gene expression profiling.

Here, we present a protocol for isolating gonadal tissue of larval zebrafish, which will facilitate investigations of zebrafish sex differentiation and maintenance.

Dissection de tissu gonadique Larval Zebrafish

Although wild zebrafish possess a ZZ/ZW sex-determination system, domesticated zebrafish have lost the sex chromosome. They utilize a polygenic sex ...

Medium-scale Preparation of Drosophila Embryo Extracts for Proteomic Experiments

Analysis of protein-protein interactions (PPIs) has become an indispensable approach to study biological processes and mechanisms, such as cell signaling, organism development, and disease. It is often desirable to obtain PPI information using in vivo material, to gain the most natural and unbiased view of the interaction networks. The fruit fly Drosophila melanogaster is an excellent platform to study PPIs in vivo, and lends itself to straightforward approaches to isolating material for biochemical experiments. In particular, fruit fly embryos represent a convenient type of tissue to study PPIs, due to the ease of collecting animals at this developmental stage and the fact that the majority of proteins are expressed in embryogenesis, thus providing a relevant environment to reveal most PPIs. Here we present a protocol for collection of Drosophila embryos at medium scale (0.5-1 g), which is an ideal amount for a wide range of proteomic applications, including analysis of PPIs by affinity purification-mass spectrometry (AP-MS). We describe our designs for 1 L and 5 L cages for embryo collections that can be easily and inexpensively set up in any laboratory. We also provide a general protocol for embryo collection and protein extraction to generate lysates that can be directly used in downstream applications such as AP-MS. Our goal is to provide an accessible means for all researchers to carry out the analyses of PPIs in vivo.

Medium-scale Preparation of Drosophila Embryo Extracts for Proteomic Experiments

The goal of this protocol is to provide a straightforward and inexpensive approach to collecting Drosophila embryos at medium scale (0.5-1 g) and preparing protein extracts that can be used in downstream proteomic applications, such as affinity purification-mass spectrometry (AP-MS).

Préparation à moyen terme de<em&gt; Drosophila</em&gt; Extraits d&#39;embryons pour les expériences protéomiques

Analysis of protein-protein interactions (PPIs) has become an indispensable approach to study biological processes and mechanisms, such as cell signaling, ...

Establishment of Larval Zebrafish as an Animal Model to Investigate Trypanosoma cruzi Motility In Vivo

Chagas disease is a parasitic infection caused by Trypanosoma cruzi, whose motility is not only important for localization, but also for cellular binding and invasion. Current animal models for the study of T. cruzi allow limited observation of parasites in vivo, representing a challenge for understanding parasite behavior during the initial stages of infection in humans. This protozoan has a flagellar stage in both vector and mammalian hosts, but there are no studies describing its motility in vivo.The objective of this project was to establish a live vertebrate zebrafish model to evaluate T. cruzi motility in the vascular system. Transparent zebrafish larvae were injected with fluorescently labeled trypomastigotes and observed using light sheet fluorescence microscopy (LSFM), a noninvasive method to visualize live organisms with high optical resolution. The parasites could be visualized for extended periods of time due to this technique&#39;s relatively low risk of photodamage compared to confocal or epifluorescence microscopy. T. cruzi parasites were observed traveling in the circulatory system of live zebrafish in different-sized blood vessels and the yolk. They could also be seen attached to the yolk sac wall and to the atrioventricular valve despite the strong forces associated with heart contractions. LSFM of T. cruzi-inoculated zebrafish larvae is a valuable method that can be used to visualize circulating parasites and evaluate their tropism, migration patterns, and motility in the dynamic environment of the cardiovascular system of a live animal.

Establishment of Larval Zebrafish as an Animal Model to Investigate Trypanosoma cruzi Motility In Vivo

In this protocol, fluorescently labeled T. cruzi&#160;were injected into transparent zebrafish larvae, and parasite motility was observed in vivo using light sheet fluorescence microscopy.

Mise en place du poisson-zèbre larvaire comme modèle Animal pour enquêter sur Trypanosoma cruzi motilité In Vivo

Chagas disease is a parasitic infection caused by Trypanosoma cruzi, whose motility is not only important for localization, but also for cellular binding ...

Thawing, Culturing, and Cryopreserving Drosophila Cell Lines

There are currently over 160 distinct Drosophila cell lines distributed by the Drosophila Genomics Resource Center (DGRC). With genome engineering, the number of novel cell lines is expected to increase. The DGRC aims to familiarize researchers with using Drosophila cell lines as an experimental tool to complement and drive their research agenda. Procedures for working with a variety of Drosophila cell lines with distinct characteristics are provided, including protocols for thawing, culturing, and cryopreserving cell lines. Importantly, this publication demonstrates the best practices required to work with Drosophila cell lines to minimize the risk of contaminations from adventitious microorganisms or from other cell lines. Researchers who become familiar with these procedures will be able to delve into the many applications that use Drosophila cultured cells including biochemistry, cell biology and functional genomics.

Thawing, Culturing, and Cryopreserving Drosophila Cell Lines

Drosophila cell lines are important reagents for both fundamental and biomedical research. This article provides protocols for thawing, subculturing, and the cryopreservation of commonly used Drosophila cell lines to assist researchers in incorporating the use of these reagents in their research.

Dégel, cultivant et cryoconservation des lignées de cellules de drosophile

There are currently over 160 distinct Drosophila cell lines distributed by the Drosophila Genomics Resource Center (DGRC). With genome engineering, the ...

Assay for Blood-brain Barrier Integrity in Drosophila melanogaster

Proper nervous system development includes the formation of the blood-brain barrier, the diffusion barrier that tightly regulates access to the nervous system and protects neural tissue from toxins and pathogens. Defects in the formation of this barrier have been correlated with neuropathies, and the breakdown of this barrier has been observed in many neurodegenerative diseases. Therefore, it is critical to identify the genes that regulate the formation and maintenance of the blood-brain barrier to identify potential therapeutic targets. In order to understand the exact roles these genes play in neural development, it is necessary to assay the effects of altered gene expression on the integrity of the blood-brain barrier. Many of the molecules that function in the establishment of the blood-brain barrier have been found to be conserved across eukaryotic species, including the fruit fly, Drosophila melanogaster. Fruit flies have proven to be an excellent model system for examining the molecular mechanisms regulating nervous system development and function. This protocol describes a step-by-step procedure to assay for blood-brain barrier integrity during the embryonic and larval stages of D. melanogaster development.

Assay for Blood-brain Barrier Integrity in Drosophila melanogaster

Blood-brain barrier integrity is critical for nervous system function. In Drosophila melanogaster, the blood-brain barrier is formed by glial cells during late embryogenesis. This protocol describes methods to assay for blood-brain barrier formation and maintenance in D. melanogaster embryos and third instar larvae.

Analyse de l'intégrité de la barrière hémato-encéphalique dans le mélanogaster Drosophila

Proper nervous system development includes the formation of the blood-brain barrier, the diffusion barrier that tightly regulates access to the nervous ...

Quantifying Liver Size in Larval Zebrafish Using Brightfield Microscopy

In several transgenic zebrafish models of hepatocellular carcinoma (HCC), hepatomegaly can be observed during early larval stages. Quantifying larval liver size in zebrafish HCC models provides a means to rapidly assess the effects of drugs and other manipulations on an oncogene-related phenotype. Here we show how to fix zebrafish larvae, dissect the tissues surrounding the liver, photograph livers using bright-field microscopy, measure liver area, and analyze results. This protocol enables rapid, precise quantification of liver size. As this method involves measuring liver area, it may underestimate differences in liver volume, and complementary methodologies are required to differentiate between changes in cell size and changes in cell number. The dissection technique described herein is an excellent tool to visualize the liver, gut, and pancreas in their natural positions for myriad downstream applications including immunofluorescence staining and in situ hybridization. The described strategy for quantifying larval liver size is applicable to many aspects of liver development and regeneration.

Here we demonstrate a method for quantifying liver size in larval zebrafish, providing a way to assess the effects of genetic and pharmacologic manipulations on liver growth and development.

Quantifier la taille du foie chez le poisson zèbre larvaire à l'aide de la microscopie Brightfield

In several transgenic zebrafish models of hepatocellular carcinoma (HCC), hepatomegaly can be observed during early larval stages. Quantifying larval ...

Development of a Larval Zebrafish Infection Model for Clostridioides difficile

Clostridioides difficile infection (CDI) is considered to be one of the most common healthcare-associated gastrointestinal infections in the United States. The innate immune response against C. difficile has been described, but the exact roles of neutrophils and macrophages in CDI are less understood. In the current study, Danio rerio (zebrafish) larvae are used to establish a C. difficile infection model for imaging the behavior and cooperation of these innate immune cells in vivo. To monitor C. difficile, a labeling protocol using a fluorescent dye has been established. A localized infection is achieved by microinjecting labeled C. difficile, which actively grows in the zebrafish intestinal tract and mimics the intestinal epithelial damage in CDI. However, this direct infection protocol is invasive and causes microscopic wounds, which can affect experimental results. Hence, a more noninvasive microgavage protocol is described here. The method involves delivery of C. difficile cells directly into the intestine of zebrafish larvae by intubation through the open mouth. This infection method closely mimics the natural infection route of C. difficile.

Development of a Larval Zebrafish Infection Model for Clostridioides difficile

Presented here is a safe and effective method to infect zebrafish larvae with fluorescently labeled anaerobic C. difficile by microinjection and noninvasive microgavage.

Développement d’un modèle d’infection par le poisson zèbre larvaire pour Clostridioides difficile

Clostridioides difficile infection (CDI) is considered to be one of the most common healthcare-associated gastrointestinal infections in the United ...

Preparation of Drosophila Larval and Pupal Testes for Analysis of Cell Division in Live, Intact Tissue

Experimental analysis of cells dividing in living, intact tissues and organs is essential to our understanding of how cell division integrates with development, tissue homeostasis, and disease processes. Drosophila spermatocytes undergoing meiosis are ideal for this analysis because (1) whole Drosophila testes containing spermatocytes are relatively easy to prepare for microscopy, (2) the spermatocytes&#8217; large size makes them well suited for high resolution imaging, and (3) powerful Drosophila genetic tools can be integrated with in vivo analysis. Here, we present a readily accessible protocol for the preparation of whole testes from Drosophila third instar larvae and early pupae. We describe how to identify meiotic spermatocytes in prepared whole testes and how to image them live by time-lapse microscopy. Protocols for fixation and immunostaining whole testes are also provided. The use of larval testes has several advantages over available protocols that use adult testes for spermatocyte analysis. Most importantly, larval testes are smaller and less crowded with cells than adult testes, and this greatly facilitates high resolution imaging of spermatocytes. To demonstrate these advantages and the applications of the protocols, we present results showing the redistribution of the endoplasmic reticulum with respect to spindle microtubules during cell division in a single spermatocyte imaged by time-lapse confocal microscopy. The protocols can be combined with expression of any number of fluorescently tagged proteins or organelle markers, as well as gene mutations and other genetic tools, making this approach especially powerful for analysis of cell division mechanisms in the physiological context of whole tissues and organs.

Preparation of Drosophila Larval and Pupal Testes for Analysis of Cell Division in Live, Intact Tissue

The goal of this protocol is to analyze cell division in intact tissue by live and fixed cell microscopy using Drosophila meiotic spermatocytes. The protocol demonstrates how to isolate whole, intact testes from Drosophila larvae and early pupae, and how to process and mount them for microscopy.

Préparation de Drosophila Larval et Pupal Testes pour l’analyse de la division cellulaire en direct, Tissu intact

Experimental analysis of cells dividing in living, intact tissues and organs is essential to our understanding of how cell division integrates with ...

Dissection, Immunohistochemistry and Mounting of Larval and Adult Drosophila Brains for Optic Lobe Visualization

The Drosophila optic lobe, comprised of four neuropils: the lamina, medulla, lobula and lobula plate, is an excellent model system for exploring the developmental mechanisms that generate neural diversity and drive circuit assembly. Given its complex three-dimensional organization, analysis of the optic lobe requires that one understand how its adult neuropils and larval progenitors are positioned relative to each other and the central brain. Here, we describe a protocol for the dissection, immunostaining and mounting of larval and adult brains for optic lobe imaging. Special emphasis is placed on the relationship between mounting orientation and the spatial organization of the optic lobe. We describe three mounting strategies in the larva (anterior, posterior and lateral) and three in the adult (anterior, posterior and horizontal), each of which provide an ideal imaging angle for a distinct optic lobe structure.

Dissection, Immunohistochemistry and Mounting of Larval and Adult Drosophila Brains for Optic Lobe Visualization

This protocol describes three steps to prepare larval and adult Drosophila optic lobes for imaging: 1) brain dissections, 2) immunohistochemistry and 3) mounting. Emphasis is placed on step 3, as distinct mounting orientations are required to visualize specific optic lobe structures.&#160;

Dissection, immunohistochimie et montage de cerveaux de drosophiles larvaires et adultes pour la visualisation du lobe optique

The Drosophila optic lobe, comprised of four neuropils: the lamina, medulla, lobula and lobula plate, is an excellent model system for exploring the ...