Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans les neurosciences telles que les altérations de la neurochimie au cours de l’histoire naturelle des maladies neurologiques. Le principal avantage de la technique eEG de microdialyse proposée est qu’une telle approche combinée permet l’appariement des changements dans la libération de neurotransmetteur dans les étapes spécifiques du développement et de la progression de la maladie. Commencez par allumer l’amplificateur placé à l’extérieur de la cage faraday.
Ouvrez le logiciel EEG et démarrez l’acquisition d’EEG et observez le signal EEG produit par des câbles non connectés. Ensuite, connectez l’animal au système d’enregistrement EEG attaché en tenant la tête de l’animal entre deux doigts tendus d’une main et en vissant les connecteurs au piédestal de l’électrode à l’aide de l’autre main libre. Réglez un facteur d’amplification sur chaque canal de l’amplificateur en fonction du signal d’électrode d’un seul animal de sorte que le signal EEG est à l’échelle.
Laissez ensuite l’animal explorer la nouvelle cage pendant au moins une heure sous l’observation directe du chercheur. Ajustez le câble en fonction de la marchandise de l’animal et assurez-vous que les câbles n’interfèrent pas avec les mouvements de l’animal et sa posture couchée. Enfin, vérifiez le cadrage d’image correct sur les caméras vidéo, puis démarrez l’enregistrement vidéo EEG.
Commencez par préparer les sondes de microdialyse pour la première utilisation selon le guide de l’utilisateur du fabricant et remplissez-les avec la solution de Ringer. Ensuite, coupez 10 centimètres de long morceaux de tube FEP et les connecter à l’entrée et la sortie cannulas de la sonde en utilisant les adaptateurs de tubes de différentes couleurs. Assurez-vous que le tube touche les adaptateurs sans espace mort dans toutes les connexions.
Retirez la canule factice de son guide à l’aide de la pince à épiler en tenant fermement la tête de l’animal. Insérez la sonde de microdialyse dans la canule guide et utilisez de l’argile de modélisation pour raffermissant davantage la canule. Ensuite, connectez l’animal au système d’enregistrement EEG attaché.
Ensuite, mettez l’animal dans le cylindre en plexiglas et laissez-le explorer le nouvel environnement. Suivez les mouvements éveillés et librement mobiles de rat. Ensuite, connectez l’entrée de la sonde à la seringue de 2,5 millilitres avec une aiguille émoussée de calibre 22 contenant la solution de Ringer à l’aide des adaptateurs de tubes.
Poussez un millilitre de la solution de Ringer dans la sonde en 10 secondes en poussant le piston de la seringue de 2,5 millilitres en continu. Vérifiez la chute du liquide apparaissant sur la prise pour signifier quand la sonde est prête à l’emploi. Enfin, remplissez les seringues de 2,5 millilitres reliées aux tubes FEP par des adaptateurs de tubes avec la solution de Ringer et montez-les sur la pompe à perfusion.
Démarrez la pompe à deux microlitres par minute et laissez-la fonctionner toute la nuit. Après avoir vérifié par l’intermédiaire d’enregistrements vidéo EEG l’absence de saisies dans les trois heures précédant la collecte de l’échantillon, arrêtez la pompe transportant les seringues cannulées de tubes FEP remplies de solution de Ringer. Montez un autre ensemble de seringues de 2,5 millilitres reliées à des tubes FEP avec des adaptateurs de tubes remplis d’une solution ringer modifiée contenant une solution de potassium de 100 millimlaires.
Démarrez la pompe à deux microlitres par minute et laissez-la fonctionner. Vérifiez l’absence de bulles d’air dans le système et assurez-vous que le tube touche les adaptateurs sans espace mort dans toutes les connexions. Ensuite, vérifiez la chute du liquide apparaissant sur la prise pour signifier quand la sonde est prête à l’emploi.
Ensuite, connectez le tube FEP de seringues remplies de solution de Ringer à la canule d’entrée de la sonde chez chaque animal et attendez l’apparition de la goutte liquide sur la pointe de la prise. Connectez la sortie de la sonde au tube FEP qui mène à la collecte dans le tube à essai. Insérez le tube FEP dans le tube à essai fermé de 0,2 millilitre avec un bouchon perforé et assurez-vous que le tube reste en place en le fixant avec un morceau d’argile de modélisation.
Après avoir fait fonctionner la pompe à deux microlitres par minute pendant 60 minutes sans prélever d’échantillons pour équilibrer le système, prélever cinq échantillons consécutifs de dialyse de 30 minutes dans des conditions de base et stocker des échantillons sur de la glace. Après 10 minutes, passez le tube des seringues contenant 100 millimolar potassium Ringer’s Solution à la solution normale de la sonnerie et laissez la pompe fonctionner. Après la collecte du cinquième dialyse post-équilibrage, recueillir 20 fractions de dialyse microlitres toutes les 10 minutes pendant une heure.
Puis recueillir trois échantillons de dialyse supplémentaires de 30 minutes et arrêter la pompe. Enfin, stockez les échantillons à moins 80 degrés Celsius après l’expérience jusqu’à l’analyse HPLC. Une fois l’expérience terminée, rincez les sondes de microdialyse utilisées à l’eau distillée et rangez-les dans un flacon rempli d’eau distillée propre jusqu’à la prochaine utilisation.
Enfin, rincer toute la configuration de microdialyse à l’eau distillée suivie d'70 p. 100 d’éthanol. Remplacez l’éthanol par de l’air et rangez l’installation dans un environnement stérile. Ce sont les traces représentatives d’EEG enregistrées à partir de l’hippocampe des rats témoins et épileptiques pendant la phase chronique de la maladie.
Aucune altération d’EEG n’a été observée chez les rats témoins, tandis qu’une activité épileptiforme paroxystique synchronisée a été observée environ 500 millisecondes avant et pendant les saisies comportementales chez les rats épileptiques. La concentration basale de glutamate trouvée chez les rats épileptiques chroniques était sensiblement plus élevée que chez les animaux témoins. Le potassium élevé a évoqué une libération supplémentaire de glutamate pendant environ 30 minutes dans les rats témoins et pendant environ 60 minutes chez les rats épileptiques chroniques.
Tout en essayant cette procédure, il est important de se rappeler que les animaux implantés avec l’appareil sont enclins à le perdre au cours d’une expérience prolongée, alors utilisez un ensemble de têtes légères et des câbles suffisamment longs pour éviter d’interférer avec la mobilité des animaux. Selon la disponibilité d’un essai analytique approprié, la méthode peut être utilisée pour tester différentes molécules solubles dans le cerveau lors de l’utilisation de l’enregistrement EEG en même temps. Après son développement, cette technique a permis aux chercheurs dans le domaine de l’épileptologie de fournir un aperçu des altérations de la neurotransmission excitatrice dans le cas d’une épilepsie de lobe temporel.
Après avoir regardé cette vidéo, nous espérons que vous aurez une meilleure compréhension de la façon d’effectuer la microdialyse in vivo avec l’enregistrement de profondeur électrode EEG dans un rat épileptique librement en mouvement.
