Bonjour à tous. Il s’agit de Yikui Zhang de l’hôpital ophtalmologique de Wenzhou. Le nerf supérieur manque d’Exxons des cellules ganglionnaires de l’orexine, puis transmet le signal visuel au cerveau.
Un modèle plus large de lésion du nerf supérieur est essentiel pour traduire le nouveau traitement du modèle robotique à l’application lymphatique. Ici, nous décrivons quelques méthodes in vivo pour évaluer la structure et la fonction des cellules ganglionnaires de l’orexine dans le nerf supérieur chez les grands animaux. En présentant cette méthode étape par étape, nous espérons augmenter les handicaps reproductifs expérimentaux et faciliter l’utilisation de modèles plus larges de névrose optique.
Rasez le avec un rasoir électronique. Et, préparez-le avec 70% d’alcool trois fois, pour nettoyer la peau et exposer la veine sous-cutanée. Insérez une roulette veineuse périphérique par voie intraveineuse.
Ensuite, gouttez à goutte l’atropine et le propofol. Intuber la chèvre avec un tube trachéal de six millimètres et se connecter à un respirateur artificiel. L’anesthésie a été maintenue avec 3,5% d’isoflurane dans l’oxygène à un débit géré constant de deux litres.
Placez le capteur de température sous la langue de la chèvre. Coupez la saturation en oxygène à l’extrémité proximale de l’oreille de chèvre. Attachez le brassard de pression artérielle à la base de la cuisse.
Serrez l’ECG sur les membres dans l’ordre. Ensuite, nous pouvons surveiller les indicateurs vitaux de la chèvre. Rasez les cheveux et désinfectez la peau avec de la bétadine et 70% d’alcool trois fois au centre de l’os frontal.
Ouvrez le sac stérilisateur contenant les ciseaux et les ongles. Faites des incisions cutanées pour exposer le crâne avec un ciseau. Vis en acier pour implanter au centre de l’os frontal.
Rasez les cheveux et désinfectez la peau avec de la bétadine et 70% d’alcool trois fois à un point médian de deux oreilles dans l’os occipital. Faites des incisions cutanées. Vis en acier pour implanter au point médian de deux oreilles dans l’os occipital.
L’électrode de l’aiguille de terre est insérée par voie sous-cutanée sous la vis frontale du crâne. L’électrode active et l’électrode de référence sont reliées respectivement à des vis frontales et occipitales avec des clips en alligator pour réduire l’impuissance de l’électrode. Patch un œil.
Appliquez des gouttes ophtalmiques d’anesthésie topique sur la surface oculaire. Les pupilles des deux côtés sont dilatées par des gouttes ophtalmiques mydriases. Placez la tête de la chèvre dans un stimulateur rempli de gaz dirigé vers la lumière ambulante.
Placez la couverture noire sur le stimulateur et la tête de chèvre pendant cinq minutes d’adaptation. Le spéculum de la paupière est utilisé pour exposer complètement sa pupille. Vérifiez l’impuissance du tissu de l’électrode.
Assurez-vous que l’impuissance est inférieure à 10 kilomètres pour chacun afin d’éviter les interférences électromagnétiques d’autres appareils électriques dans la même pièce. Vérifiez le bruit de base sans stimulation lumineuse. Démarrez l’enregistrement FVEP.
Notez que l’enregistrement FVEP à chaque intensité lumineuse est effectué deux fois. Notez que humidifiez la cornée avec une déchirure artificielle si elle semble sèche. Répétez les étapes pour l’œil controlatéral.
Démarrez l’enregistrement FVEP à différentes intensités lumineuses consécutivement. Pour chaque enregistrement, 64 traces sont moyennes pour donner une forme d’onde. Le premier pic positif et actif de la forme d’onde FVEP a été désigné comme P1 et N1. L’électrode de terre stérilisée est positionnée dans le lobe de l’oreille.
Les électrodes actives et de référence stérilisées sont insérées par voie sous-cutanée le long de la ligne médiane et de l’os frontal et occipital respectivement. Le spéculum de la paupière est utilisé pour exposer complètement sa pupille. Patch un œil.
Enregistrez consécutivement les réponses VEP de l’autre œil à différentes fréquences spatiales. Connectez-vous à l’électrode de terre avec un clip en alligator. Deux électrodes de référence à aiguille stérilisées sont placées sous la peau à un centimètre derrière le canthus latéral des deux côtés.
Le spéculum de la paupière est utilisé pour exposer complètement sa pupille. Deux électrodes d’enregistrement ERG désinfectées sont centrées sur les deux cornées après application topique de déchirure artificielle. Deux stimulateurs sont placés devant chaque œil avec une distance de vision de 50 centimètres.
Assurez-vous que l’impuissance est inférieure à 10 kilomètres. Suivez le bruit de base sans stimulation lumineuse. Visez la lumière ambulante.
Commencez l’enregistrement ERG des deux yeux simultanément à différentes fréquences spatiales consécutivement. Enfin, retour de l’écran pour enregistrer le motif ERG sans stimulateurs visuels et un contrôle actif. Le filtre passe-bande est réglé pour aller de un à 75 Hertz pour trois modèles CPD ERG.
Le filtre passe-bande est de un à 50 Hertz pour lisser la forme sans affecter son amplitude. Les premiers pics positifs et actifs sous forme d’onde sont désignés comme P1 et N1. Le motif ERG amplitude mesurée de N1 à P1.To réduire l’impuissance de l’électrode, une référence d’aiguille stérilisée est placée sous la peau frontale. Et une électrode de référence à aiguille stérilisée est placée sous la peau un centimètre derrière le canthus latéral d’un côté.
Une électrode d’enregistrement ERG désinfectée est placée sur la cornée lors d’une application topique de larme artificielle. Patch un œil. Un écran est placé à une distance de visualisation de 50 centimètres.
Le spéculum de la paupière est utilisé pour exposer complètement sa pupille. Ensuite, la chèvre est placée sur le repose-menton. Alignez la chèvre avec la caméra pour envoyer sa tête de nerf optique dans l’image d’ophtalmoscopie laser à balayage confocal en modifiant la position de sa tête.
Cliquez sur le bouton Démarrer pour entrer dans la phase de fin de la détection. Attendez que la machine termine le chargement. Appuyez sur le bouton de démarrage jaune pour démarrer l’imagerie formelle.
Ajustez le joystick pour éclairer uniformément l’image infrarouge afin d’améliorer la qualité de l’image. Faites glisser la caméra vers l’avant jusqu’à ce que l’image OCT rétinienne verticale s’affiche sur l’écran supérieur droit. Modifiez le joystick pour qu’il danse uniformément dans une image OCT rétinienne horizontale.
Appuyez sur le bouton du joystick pour capter automatiquement votre image. Maintenez ce joystick enfoncé pour maintenir la qualité de l’image sur l’écran de l’image en direct jusqu’à ce que l’exécution de l’image soit terminée. Appuyez ensuite sur acquérir.
Sélectionnez une photo initiale de haute qualité. Cliquez avec le bouton droit de la souris et sélectionnez Définir la référence. Appuyez sur le bouton de suivi pour permettre au programme de faire correspondre automatiquement l’analyse en cours à l’analyse de base.
Une fois jumelé, appuyez sur le bouton du joystick pour activer le suivi automatique en temps réel. Cliquez sur le bouton de mesure pour accéder à la plate-forme de mesure. Choisissez la gomme comme outil et essuyez la ligne RFL, qui est automatiquement étiquetée par machine.
Choisissez l’outil de dessin au trait pour tracer manuellement la frontière entre IPL et INL. Entre les lignes rouge et bleue se trouve le complexe du CCG. L’imagerie altérée de la rétine chez le macaque rhésus est réalisée en utilisant le même équipement et la même procédure que ceux utilisés chez la chèvre.
La figure A montre le FVEP représentatif chez la chèvre. La figure B montre la forme d’onde ERG représentative chez la chèvre. La figure C montre le modèle représentatif FVEP chez le macaque rhésus.
Et, la figure D montre le modèle représentatif de la forme d’onde ERG chez le macaque rhésus. La figure deux montre des images OCT rétiniennes représentatives autour de la tête du nerf optique et l’épaisseur du complexe GCC dans différentes régions périphériques chez la chèvre et le macaque rhésus. Le grand modèle animal joue un rôle important dans la recherche translationnelle.
Dans de nombreux cas, les effets thérapeutiques prometteurs dans les modèles de petits animaux n’ont pas été traduits chez les patients humains. Dans cette étude, nous avons présenté le protocole vidéo de FVEP, PERG et OCT chez la chèvre et le macaque rhésus. Cette méthode in vivo peut être appliquée dans un modèle plus large de diverses névroses optiques, telles que le glaucome ischémique ou la neuropathie optique traumatique et la névrite optique.
