Im lebenden Organismus Methoden zur Beurteilung der Funktion und Struktur retinaler Ganglienzellen und Sehnerven bei Großtieren

Tag zusammen. Das ist Yikui Zhang vom Wenzhou Eye Hospital. Dem oberen Nerv fehlen Exxons aus den Orexin-Ganglienzellen und übertragen dann das visuelle Signal an das Gehirn.

Ein größeres Modell der Verletzung des oberen Nervs ist unerlässlich, um die neuartige Behandlung vom Robotermodell auf die Lymphanwendung zu übertragen. Hier beschreiben wir einige in vivo Methoden zur Bewertung der Struktur und Funktion der Orexin-Ganglienzellen im oberen Nerv bei großen Tieren. Durch die schrittweise Präsentation dieser Methode hoffen wir, experimentelle reproduktive Behinderungen zu erhöhen und die Verwendung größerer Modelle der Optikusneurose zu erleichtern.

Rasieren Sie die mit elektronischem Rasierer. Und bereiten Sie es dreimal mit 70% Alkohol vor, um die Haut zu reinigen und die subkutane Vene freizulegen. Führen Sie eine periphere Venenrolle intravenös ein.

Dann tropfen Atropin und Propofol. Intubieren Sie die Ziege mit einem sechs Millimeter langen Trachealschlauch und verbinden Sie ihn mit einem künstlichen Beatmungsgerät. Die Anästhesie wurde mit 3,5% Isofluran in Sauerstoff bei einer konstanten Zwei-Liter-Durchflussrate aufrechterhalten.

Legen Sie den Temperatursensor unter die Zunge der Ziege. Clip die Sauerstoffsättigungsspalte bis zum proximalen Ende des Ziegenohrs. Binden Sie die Blutdruckmanschette an die Basis des Oberschenkels.

Klemm-EKG spaltet die Gliedmaßen in der Richtigen. Dann können wir die Vitalindikatoren der Ziege überwachen. Rasieren Sie die Haare und desinfizieren Sie die Haut dreimal mit Betadin und 70% Alkohol in der Mitte des Frontbeins.

Öffnen Sie den Sterilisatorbeutel mit der Schere und den Nägeln. Machen Sie Hautschnitte, um den Schädel mit einer Schere freizulegen. Stahlschrauben zur Implantation in der Mitte des Stirnbeins.

Rasieren Sie die Haare und desinfizieren Sie die Haut dreimal mit Betadin und 70% Alkohol an einem mittleren Punkt von zwei Ohren im Hinterhauptbein. Machen Sie Hautschnitte. Stahlschrauben zur Implantation an der Mitte von zwei Ohren im Hinterhauptbein.

Die geschliffene Nadelelektrode wird subkutan unter die vordere Schädelschraube eingeführt. Die aktive Elektrode und die Referenzelektrode sind mit einer Frontal- bzw. Okzipitalschraube mit Krokodilklemmen verbunden, um die Elektrodenimppotenz zu reduzieren. Patchen Sie ein Auge.

Tragen Sie topische Anästhesie-Augentropfen auf die Augenoberfläche auf. Die Pupillen auf beiden Seiten werden durch Mydriasis-Augentropfen erweitert. Legen Sie den Kopf der Ziege in einen gasgefüllten Stimulator, der auf ambulantes Licht abzielt.

Legen Sie die schwarze Decke über den Stimulator und den Ziegenkopf für fünf Minuten Anpassung. Augenlidspekulum wird verwendet, um seine Pupille vollständig freizulegen. Überprüfen Sie die Impotenz des Elektrodengewebekontakts.

Stellen Sie sicher, dass die Impotenz jeweils unter 10 Kilometern liegt, um elektromagnetische Störungen durch andere elektrische Geräte im selben Raum zu vermeiden. Überprüfen Sie das Grundrauschen ohne Lichtstimulation. Starten Sie die FVEP-Aufzeichnung.

Beachten Sie, dass die FVEP-Aufzeichnung bei jeder Lichtintensität zweimal durchgeführt wird. Beachten Sie, dass Sie die Hornhaut mit künstlichem Riss befeuchten, wenn sie trocken erscheint. Wiederholen Sie die Schritte für das kontralaterale Auge.

Starten Sie die FVEP-Aufnahme mit unterschiedlichen Lichtintensitäten nacheinander. Für jede Aufnahme werden 64 Spuren gemittelt, um eine Wellenform zu erhalten. Der erste positive und aktive Peak in der FVEP-Wellenform wurde als P1 und N1 bezeichnet. Die sterilisierte Masseelektrode wird im Ohrläppchen positioniert.

Die sterilisierten Aktiv- und Referenzelektroden werden subkutan entlang der Mittellinie bzw. des frontalen bzw. okzipitalen Knochens eingeführt. Augenlidspekulum wird verwendet, um seine Pupille vollständig freizulegen. Patchen Sie ein Auge.

Zeichnen Sie die Muster-VEP-Antworten des anderen Auges bei verschiedenen Ortsfrequenzen nacheinander auf. Mit einer Krokodilklemme an die Masseelektrode anschließen. Zwei sterilisierte Nadelreferenzelektroden werden einen Zentimeter hinter dem seitlichen Canthus auf beiden Seiten unter der Haut platziert.

Augenlidspekulum wird verwendet, um seine Pupille vollständig freizulegen. Zwei desinfizierte ERG-Aufzeichnungselektroden werden nach topischer Anwendung eines künstlichen Risses sowohl mit der Hornhaut zentriert. Vor jedem Auge werden zwei Stimulatoren mit einem Betrachtungsabstand von 50 Zentimetern platziert.

Stellen Sie sicher, dass die Impotenz unter 10 Kilometer liegt. Verfolgen Sie das Grundrauschen ohne Lichtstimulation. Richten Sie das ambulante Licht.

Startmuster-ERG-Aufzeichnung von beiden Augen gleichzeitig bei verschiedenen Raumfrequenzen nacheinander. Schließlich, Rückkehr des Bildschirms, um Muster ERG ohne visuelle Stimulatoren und eine aktive Kontrolle aufzuzeichnen. Der Bandpassfilter ist auf einen Bereich von ein bis 75 Hertz für drei CPD-Muster-ERG eingestellt.

Der Bandpassfilter ist von eins bis 50 Hertz, um die Form zu glätten, ohne ihre Amplitude zu beeinträchtigen. Die ersten positiven und aktiven Peaks in der Wellenform werden als P1 und N1 bezeichnet. Das Muster ERG Amplitude gemessen von N1 bis P1.To Elektrodenimppotenz zu reduzieren, wird eine sterilisierte Nadelreferenz unter der frontalen Haut platziert. Und eine sterilisierte Nadelreferenzelektrode wird einen Zentimeter hinter dem seitlichen Canthus auf einer Seite unter die Haut gelegt.

Eine desinfizierte ERG-Aufzeichnungselektrode wird bei einer topischen Anwendung von künstlichem Riss auf die Hornhaut gelegt. Patchen Sie ein Auge. Ein Display wird bei einem Betrachtungsabstand von 50 Zentimetern platziert.

Augenlidspekulum wird verwendet, um seine Pupille vollständig freizulegen. Dann wird die Ziege auf die Kinnstütze gelegt. Richten Sie die Ziege mit der Kamera aus, um ihren Sehnervenkopf in das konfokale Laser-Ophthalmoskopiebild zu senden, indem Sie ihre Kopfposition ändern.

Klicken Sie auf die Schaltfläche Start, um die Erkennungsendphase aufzurufen. Warten Sie, bis das Gerät fertig geladen ist. Drücken Sie die gelbe Starttaste, um das formale Imaging zu starten.

Stellen Sie den Joystick so ein, dass das Infrarotbild gleichmäßig ausgeleuchtet wird, um die Bildqualität zu verbessern. Schieben Sie die Kamera nach vorne, bis das aufrechte retinale OCT-Bild auf dem oberen rechten Bildschirm angezeigt wird. Ändern Sie den Joystick so, dass er gleichmäßig in einem horizontalen retinalen OCT-Bild tanzt.

Drücken Sie die Taste am Joystick, um Ihr Bild automatisch aufzunehmen. Halten Sie diesen Joystick gedrückt, um die Bildqualität auf dem Livebildbildschirm aufrechtzuerhalten, bis die Bildausführung abgeschlossen ist. Dann drücken Sie auf Acquire.

Wählen Sie ein qualitativ hochwertiges Anfangsfoto aus. Klicken Sie mit der rechten Maustaste, und wählen Sie Referenz festlegen aus. Drücken Sie die Follow-up-Taste, damit das Programm den aktuellen Scan automatisch an den Baseline-Scan anpasst.

Drücken Sie nach dem Abgleich die Taste am Joystick, um die automatische Echtzeitverfolgung zu aktivieren. Klicken Sie auf die Messschaltfläche, um die Messplattform aufzurufen. Wählen Sie den Radiergummi als Werkzeug und wischen Sie die RFL-Linie, die automatisch von der Maschine beschriftet wird.

Wählen Sie das Linienzeichnungswerkzeug, um die Berandung zwischen IPL und INL manuell zu umreißen. Zwischen der roten und blauen Linie befindet sich der GCC-Komplex. Die netzhautgeschädigte Bildgebung bei Rhesusaffen wird mit der gleichen Ausrüstung und dem gleichen Verfahren wie bei Ziegen durchgeführt.

Abbildung A zeigt repräsentative FVEP bei Ziegen. Abbildung B zeigt ein repräsentatives Muster der ERG-Wellenform bei Ziegen. Abbildung C zeigt repräsentatives Muster FVEP bei Rhesusaffen.

Und Abbildung D zeigt das repräsentative Muster der ERG-Wellenform bei Rhesusaffen. Abbildung zwei zeigt repräsentative retinale OCT-Bilder um den Sehnervenkopf und die Dicke des GCC-Komplexes in verschiedenen peripheren Regionen bei Ziege und Rhesusmakake. Großtiermodelle spielen eine wichtige Rolle in der translationalen Forschung.

In vielen Fällen konnten vielversprechende therapeutische Effekte in Kleintiermodellen nicht auf menschliche Patienten übertragen werden. In dieser Studie haben wir das Videoprotokoll von FVEP, PERG und OCT bei Ziegen und Rhesusaffen vorgestellt. Diese In-vivo-Methode kann in größeren Modellen verschiedener Optikusneurosen wie Glaukom ischämische oder traumatische Optikusneuropathie und Optikusneuritis angewendet werden.