Nous remercions le Dr Dan vert pour fournir un apport technique lors du développement de ces techniques expérimentales. Ce travail a été soutenu par des subventions du NIH R01-EY016849A et la famille Smith bourse de nouveau.

Partie I: Fabrication de tungstène-en-verre Électrodes <ol><li> Un anneau de graphite est placé dans un bécher rempli d&#39;une solution concentrée de nitrate de sodium (0.71g/mL) et d&#39;hydroxyde de potassium (0.34g/mL) dissous dans l&#39;eau 1, et le bécher est placé sous le bras de couture d&#39;une machine à coudre modifiées . </li><li> Fils de tungstène (0,5 mm de diamètre, longueur 6cm) est enregistrée au bras de couture afin qu&#39;il soit partiellement immergé (1-2cm) en solution. </li><li> 2V sont appliquées à travers le fil de tungstène en attachant un fil positif à la branche de couture et d&#39;un fil négatif à la bague de graphite. </li><li> La machine à coudre est allumé et le fil de tungstène est plongé dans une solution de façon répétitive à un taux de ~ 4Hz pendant 2 min, qui grave le métal par électrolyse d&#39;une pointe acérée. </li><li> Le fil gravé est placé sur un micromanipulateur manuel et les points alignés sous la direction microscopique (grossissement 40x) avec l&#39;arbre d&#39;une pipette en verre (0,25 OD, 0.175mm ID) tiré d&#39;un bout 1mm avec un extracteur de verre. Pour éviter tout mouvement pendant l&#39;insertion de fil, le verre est temporairement fixé à la platine du microscope avec du mastic. </li><li> Le fil est soigneusement avancés dans l&#39;extrémité unpulled du verre, au fond du puits, et par l&#39;ouverture 1 um Un petit morceau de verre est vu à rompre la pointe dans la vidéo, indiquant un ajustement serré du tungstène dans le verre. Le fil doit s&#39;étendre autour de 5-10mm au-delà de la pointe pour les enregistrements de la fibre optique chez le rat. </li><li> Cyanoacrylate est appliquée à la fin unpulled du verre et après le durcissement de l&#39;impédance électrique est mesurée, lorsque les électrodes 1MOhm généralement les meilleurs résultats. </li></ol> Partie II: Configuration stéréotaxique et enregistrements train de Spike <ol><li> Le système d&#39;affichage de relance est illustrée dans la vidéo, avec l&#39;appareil de stéréotaxie et Microdrive pour le positionnement et l&#39;abaissement de l&#39;électrode dans le cerveau. </li><li> Pour effectuer la rétine enregistrements train de pic le rat est anesthésié et plus tard paralysé. Les procédures standard (non illustrée) sont utilisés pour l&#39;insertion d&#39;une canule chirurgicale veine fémorale pour la livraison de drogue et une trachée (Y-tube) une canule pour la ventilation mécanique pendant la paralysie. Les expériences sont de terminal pour l&#39;animal. </li><li> Après des procédures préparatoires, l&#39;animal est placé sur la couverture chauffante et la tête est fixe en position stéréotaxique, telle que définie par l&#39;atlas du cerveau de rat 2, avec l&#39;oreille et bars dent. </li><li> La sonde rectale est inséré, qui contrôle la couverture chauffante via une unité de contrôle homéothermes qui maintient la température du corps à 37 ° C. </li><li> Aiguilles métalliques sont utilisés comme conduit pour mesurer l&#39;électrocardiogramme et moniteur de fréquence cardiaque. </li><li> La peau est ouvert sur le dessus du crâne et l&#39;intersection des plaques crâne (bregma) est exposée. Une trame transversale conçu sur mesure est mis en place, un cercle est marqué sur le crâne autour begma à travers un trou dans la traverse, et la barre transversale est temporairement retiré. </li><li> Le système de stéréotaxie est calibré par le positionnement de l&#39;aiguille de guidage sur bregma. Un trou de 5 mm est foré dans le crâne à l&#39;endroit marqué et l&#39;os est enlevée, exposant le cerveau. Un mince anneau de mastic est placé autour de l&#39;ouverture dans le crâne pour former un joint autour du trou dans la traverse, qui est remis en place. </li><li> Si l&#39;animal a été à un avion stable de l&#39;anesthésie pendant un certain temps, il est injecté avec paralytique afin d&#39;empêcher les mouvements des yeux lors de la collecte des données. Après arrêt de la respiration de l&#39;animal est ventilé mécaniquement. Un programme personnalisé pistes paramètres de ventilation et physiologiques à travers l&#39;expérience et l&#39;expérimentateur informe si des mesures compensatoires sont nécessaires devraient tous aller à l&#39;extérieur des paramètres des niveaux normaux. </li><li> L&#39;aiguille guide est backloaded avec l&#39;électrode de tungstène et descendu dans le cerveau. Après la pénétration du cerveau le trou barre est remplie avec de l&#39;agar (non représenté), et l&#39;assemblée microdrive est serrée sur la barre transversale pour la stabilité mécanique. L&#39;électrode de tungstène est alors lentement avancé (2μm/sec) l&#39;aiguille guide jusqu&#39;à la pointe est d&#39;environ 8-9mm dessous du crâne, où le chiasma optique est situé. </li><li> Trains de Spike appartenant à des cellules ganglionnaires de la rétine sont identifiés par leur réponse à l&#39;entrée visuelle. Après isolement d&#39;une seule fibre optique le champ récepteur de la cellule enregistrée est mappé dans l&#39;espace visuel et ses propriétés de réponse sont caractérisés avec des réseaux à la dérive ou d&#39;autres motifs d&#39;intérêt visuel. La stabilité du système permet unitaire des enregistrements de plusieurs heures 3. </li></ol> Matériaux Adulte Brown-Norway rats (250-400g) ont été achetés auprès d&#39;un fournisseur commercial et logés sous un réglementée (12/12) cycle lumière / obscurité. L&#39;anesthésie a été induite par une injection intrapéritonéale de chlorhydrate de kétamine et de xylazine (70 et 2 mg / kg, respectivement, Henry Schein Inc) et maintenu pour la durée de l&#39;expertiseiment avec une perfusion intraveineuse de kétamine et de xylazine (30 et 1 mg / kg / h) mélangé avec du dextrose, du sérum physiologique, et triéthiodure gallamine (40 mg / kg / h, Fischer Inc) par un cathéter (0,13 mm OD, petites pièces Inc ) dans la veine fémorale droite. Gallamine est inclus dans le mélange de paralyser les mouvements des yeux. Le débit de perfusion de la pompe (WPI Inc) a été ajusté au besoin pour maintenir un avion stable de l&#39;anesthésie telle qu&#39;évaluée par le rythme cardiaque et variabilité de la pression artérielle. Après la paralysie, l&#39;animal a été ventilé mécaniquement (Harvard Apparatus, modèle 683) à travers une canule trachéale à 60-80 respirations / min (2cc volume), avec le taux ajusté de façon à maintenir en fin d&#39;expiration de CO 2 mesurées avec une ligne en- capnomètre (Novametrix Inc, modèle 710Sp) à 30%. La température corporelle a été réglementé par un système de contrôle de couverture homéothermes (Harvard Apparatus Inc.) La température du corps, en fin d&#39;expiration de la fréquence cardiaque de CO 2, et la pression artérielle ont été constamment suivis tout au long de l&#39;expérience par un programme LabVIEW. Les stimuli visuels étaient présentés sur un Sony Multiscan 17e moniteur CRT (moyenne de luminance de 30 cd / m 2) fonctionnant à 100 Hz avec une résolution de 800x600 pixels. L&#39;acquisition des données et de sortie de moniteur ont été contrôlés avec un logiciel personnalisé écrit en Matlab et LabView en conjonction avec un processeur d&#39;image vidéo (Cambridge Research Systems Inc, Bits + +) et la boîte à outils Psychophysique 4. L&#39;animal considéré l&#39;affichage de relance (40,4 x 30,2 cm) à une distance de 16,5 cm grâce à des lentilles de contact (Ocular Instruments Inc), et une solution ophtalmique a été appliquée périodiquement pendant l&#39;expérience de garder les yeux humides. Le champ visuel accessible à la stimulation a été maximisée par montage inversé de l&#39;animal dans un appareil stéréotaxique (Stoelting Co) 14cm élevée au-dessus de la surface d&#39;une table flottante (TMC Inc) et réglage du moniteur sur un traîneau spécialement conçus qui se mouvait sur la table le long un arc de ± 100 ° sur le nez. Cela a fourni un champ d&#39;affichage repositionnable qui s&#39;étendait de 60 degrés au-dessus et 35 ci-dessous deg niveau des yeux et de ± 42 ° latéralement à partir du centre de l&#39;écran. Electodes tungstène ont été fabriqués avec du fil obtenu à partir de petites pièces Inc et personnalisée en verre borosilicate obtenus à partir de Friedrich et Dimmock Inc Une norme micropippete extracteur (Sutter Instruments, modèle P-97) a été utilisé pour la forme la pointe de verre. Le testeur d&#39;impédance d&#39;électrode a été acheté par Bak-Electronics. Les électrodes ont été avancées avec un système motorisé Microdrive (Newport Inc, StepperMike). Électrocardiogramme et les signaux du nerf optique ont été amplifiés et filtrés avec un amplificateur multiélectrodes entrée haute impédance (FHC Inc, X-Cell 3x4). Battements de cœur ont été détectés avec un discriminateur de fenêtre (WPI Inc, modèle 121). Potentiels d&#39;action nerveuses ont été détectés et horodatés avec une résolution 0.1ms par un discriminateur numériques pic (FHC Inc, APM). Le pic a été fermée discriminateur par un signal de déclenchement du processeur d&#39;image vidéo, de sorte que les temps de pic ont été enfermés au stimulus.

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	<li>Levick, W. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Another+tungsten+microelectrode.">Another tungsten microelectrode.</a> Med Biol Eng. 10 (4), 510-515 (1972).</li><li>Paxinos, G., Watson, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The rat brain in stereotaxic coordinates. , (1998).</li><li>Freeman, D. K., Heine, W. F., Passaglia, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+maintained+discharge+of+rat+retinal+ganglion+cells.">The maintained discharge of rat retinal ganglion cells.</a> Vis Neurosci. 25 (4), 535-548 (2008).</li><li>Brainard, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+psychophysics+toolbox.">The psychophysics toolbox.</a> Spat Vis. 10, 433-436 (1997).</li></ol>

Toutes les procédures expérimentales ont été approuvés par le soin des animaux et du Comité institutionnel utilisation à l&#39;Université de Boston.

Enregistrements de fibre optique sont une approche intéressante pour aborder les questions d&#39;expérimentation sur l&#39;encodage et la transmission des informations rétiniennes qui nécessitent un oeil intact. Par ailleurs, les propriétés de signalisation des deux yeux peuvent être étudiés dans pratiquement le même état physiologique si l&#39;électrode est placée dans le chiasma ou des voies où l&#39;activité des croisés et décroisés fibres du nerf optique peuvent être enregistrés avec un taux de p...

single-unit in vivo recordings from the optic chiasm of rat

Informations sur le monde visuel est transmis au cerveau dans les séquences de potentiels d&#39;action dans les axones des cellules ganglionnaires rétiniennes qui forment le nerf optique.<em&gt; In vivo</em&gt; Enregistrements de trains ganglionnaires pic de cellules dans plusieurs modèles animaux ont révélé une grande partie de ce qu&#39;on sait sur la façon dont le début des processus système visuel et encode l&#39;information visuelle. Cependant, ces enregistrements ont été rares dans l&#39;un des modèles animaux les plus communs, le rat, peut-être à cause de la difficulté à détecter les pics tiré par les axones de petit diamètre. Les nombreux modèles maladie de la rétine des rats motiver une nécessité pour caractériser les propriétés fonctionnelles des cellules ganglionnaires sans déranger l&#39;œil, comme avec intraoculaire ou<em&gt; In vitro</em&gt; Enregistrements. Ici, nous démontrons une méthode d&#39;enregistrement des trains ganglionnaires pic de cellules à partir du chiasma optique du rat anesthésié. Nous montrons d&#39;abord comment fabriquer de tungstène, en verre électrodes qui peut ramasser l&#39;activité électrique du simple axones des cellules ganglionnaires chez le rat. Les électrodes surpasser tous les commerciaux que nous avons essayé. Nous avons ensuite illustrer notre système conçu sur mesure pour la stéréotaxie<em&gt; In vivo</em&gt; Visuelle neurophysiologie expériences et nos procédures pour la préparation des animaux et le placement des électrodes fiables et stables dans le chiasma optique.

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Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

Cellules ganglionnaires de la rétine transmettent l&#39;information visuelle de l&#39;œil au cerveau avec des séquences de potentiels d&#39;action. Ici, nous montrons comment enregistrer les potentiels d&#39;action des cellules ganglionnaires de simples<em&gt; In vivo</em&gt; À partir de rats anesthésiés.

Une seule unité In vivo Enregistrements à partir du chiasma optique du Rat

Information about the visual world is transmitted to the brain in sequences of action potentials in retinal ganglion cell axons that make up the optic ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

11.6K vues.  Boston University. Cellules ganglionnaires de la rétine transmettent l'information visuelle de l'œil au cerveau avec des séquences de potentiels d'action. Ici, nous montrons comment enregistrer les potentiels d'action des cellules ganglionnaires de simples In vivo À partir de rats anesthésiés.

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Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from individual neurons are critical for understanding how neural circuits function under natural conditions. Traditionally, these recordings have been performed 'blind', meaning the identity of the recorded cell is unknown at the start of the recording. Cellular identity can be subsequently determined via intracellular1, juxtacellular2 or loose-patch3 iontophoresis of dye, but these recordings cannot be pre-targeted to specific neurons in regions with functionally heterogeneous cell types. Fluorescent proteins can be expressed in a cell-type specific manner permitting visually-guided single-cell electrophysiology4-6. However, there are many model systems for which these genetic tools are not available. Even in genetically accessible model systems, the desired promoter may be unknown or genetically homogenous neurons may have varying projection patterns. Similarly, viral vectors have been used to label specific subgroups of projection neurons7, but use of this method is limited by toxicity and lack of trans-synaptic specificity. Thus, additional techniques that offer specific pre-visualization to record from identified single neurons in vivo are needed. Pre-visualization of the target neuron is particularly useful for challenging recording conditions, for which classical single-cell recordings are often prohibitively difficult8-11. The novel technique described in this paper uses retrograde transport of a fluorescent dye applied using tungsten needles to rapidly and selectively label a specific subset of cells within a particular brain region based on their unique axonal projections, thereby providing a visual cue to obtain targeted electrophysiological recordings from identified neurons in an intact circuit within a vertebrate CNS.
The most significant novel advancement of our method is the use of fluorescent labeling to target specific cell types in a non-genetically accessible model system. Weakly electric fish are an excellent model system for studying neural circuits in awake, behaving animals12. We utilized this technique to study sensory processing by "small cells" in the anterior exterolateral nucleus (ELa) of weakly electric mormyrid fish. "Small cells" are hypothesized to be time comparator neurons important for detecting submillisecond differences in the arrival times of presynaptic spikes13. However, anatomical features such as dense myelin, engulfing synapses, and small cell bodies have made it extremely difficult to record from these cells using traditional methods11, 14. Here we demonstrate that our novel method selectively labels these cells in 28% of preparations, allowing for reliable, robust recordings and characterization of responses to electrosensory stimulation.

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

Retrograde transport of fluorescent dye labels a sub-population of neurons based on anatomical projection. Labeled axons can be visually targeted in vivo, permitting extracellular recording from identified axons. This technique facilitates recording when neurons cannot be labeled through genetic manipulation or are difficult to isolate using 'blind' in vivo approaches.

Marquage fluorescent rétrograde Permet ciblée extracellulaire seule unité d&#39;enregistrement de neurones identifiés<em&gt; In vivo</em

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from ...

Recherche

Neurosciences

A Procedure for Implanting Organized Arrays of Microwires for Single-unit Recordings in Awake, Behaving Animals

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell level. The technique allows experimenters to examine temporally and regionally specific firing patterns in order to correlate recorded action potentials with ongoing behavior. Moreover, single-unit recordings can be combined with a plethora of other techniques in order to produce comprehensive explanations of neural function. In this article, we describe the anesthesia and preparation for microwire implantation. Subsequently, we enumerate the necessary equipment and surgical steps to accurately insert a microwire array into a target structure. Lastly, we briefly describe the equipment used to record from each individual electrode in the array. The fixed microwire arrays described are well-suited for chronic implantation and allow for longitudinal recordings of neural data in almost any behavioral preparation. We discuss tracing electrode tracks to triangulate microwire positions as well as ways to combine microwire implantation with immunohistochemical techniques in order to increase the anatomical specificity of recorded results.

Implanting organized arrays of microwires for use in single-unit electrophysiological recordings presents a number of technical challenges.&#160;Methods for performing this technique and the equipment necessary are described.&#160;Also, the beneficial use of organized microwire arrays to record from distinct neural subregions with high spatial selectivity is discussed.

Une procédure d&#39;implantation de tableaux organisés de microfils pour enregistrements unitaires dans Awake, se comportant Animaux

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell ...

A Guide to In vivo Single-unit Recording from Optogenetically Identified Cortical Inhibitory Interneurons

A major challenge in neurophysiology has been to characterize the response properties and function of the numerous inhibitory cell types in the cerebral cortex. We here share our strategy for obtaining stable, well-isolated single-unit recordings from identified inhibitory interneurons in the anesthetized mouse cortex using a method developed by Lima and colleagues1. Recordings are performed in mice expressing Channelrhodopsin-2 (ChR2) in specific neuronal subpopulations. Members of the population are identified by their response to a brief flash of blue light. This technique &#8211; termed &#8220;PINP&#8221;, or Photostimulation-assisted Identification of Neuronal Populations &#8211; can be implemented with standard extracellular recording equipment. It can serve as an inexpensive and accessible alternative to calcium imaging or visually-guided patching, for the purpose of targeting extracellular recordings to genetically-identified cells. Here we provide a set of guidelines for optimizing the method in everyday practice. We refined our strategy specifically for targeting parvalbumin-positive (PV+) cells, but have found that it works for other interneuron types as well, such as somatostatin-expressing (SOM+) and calretinin-expressing (CR+) interneurons.

A Guide to In vivo Single-unit Recording from Optogenetically Identified Cortical Inhibitory Interneurons

Here we describe our strategy for obtaining stable, well-isolated single-unit recordings from identified inhibitory interneurons in the anesthetized mouse cortex. Neurons expressing ChR2 are identified by their response to blue light. The method uses standard extracellular recording equipment, and serves as an inexpensive alternative to calcium imaging or visually-guided patching.

Un guide pour<em&gt; In vivo</em&gt; Simple unité d&#39;enregistrement de Optogenetically identifié corticale inhibitrice Interneurones

A major challenge in neurophysiology has been to characterize the response properties and function of the numerous inhibitory cell types in the cerebral ...

Visual Evoked Potential Recording in a Rat Model of Experimental Optic Nerve Demyelination

The visual evoked potential (VEP) recording is widely used in clinical practice to assess the severity of optic neuritis in its acute phase, and to monitor the disease course in the follow-up period. Changes in the VEP parameters closely correlate with pathological damage in the optic nerve. This protocol provides a detailed description about the rodent model of optic nerve microinjection, in which a partial demyelination lesion is produced in the optic nerve. VEP recording techniques are also discussed. Using skull implanted electrodes, we are able to acquire reproducible intra-session and between-session VEP traces. VEPs can be recorded on individual animals over a period of time to assess the functional changes in the optic nerve longitudinally. The optic nerve demyelination model, in conjunction with the VEP recording protocol, provides a tool to investigate the disease processes associated with demyelination and remyelination, and can potentially be employed to evaluate the effects of new remyelinating drugs or neuroprotective therapies.

Focal demyelination is induced in the optic nerve using lysolecithin microinjection. Visual evoked potentials are recorded via skull electrodes implanted over the visual cortex to examine the signal conduction along the visual pathway in vivo. This protocol details the surgical procedures underlying electrode implantation and optic nerve microinjection.

Enregistrement Potentiel évoqué visuel dans un modèle de rat of Experimental Optic Nerve démyélinisation

The visual evoked potential (VEP) recording is widely used in clinical practice to assess the severity of optic neuritis in its acute phase, and to ...

Determination of Photoreceptor Cell Spectral Sensitivity in an Insect Model from In Vivo Intracellular Recordings

Intracellular recording is a powerful technique used to determine how a single cell may respond to a given stimulus. In vision research, intracellular recording has historically been a common technique used to study sensitivities of individual photoreceptor cells to different light stimuli that is still being used today. However, there remains a dearth of detailed methodology in the literature for researchers wishing to replicate intracellular recording experiments in the eye. Here we present the insect as a model for examining eye physiology more generally. Insect photoreceptor cells are located near the surface of the eye and are therefore easy to reach, and many of the mechanisms involved in vision are conserved across animal phyla. We describe the basic procedure for in vivo intracellular recording of photoreceptor cells in the eye of a butterfly, with the goal of making this technique more accessible to researchers with little prior experience in electrophysiology. We introduce the basic equipment needed, how to prepare a live butterfly for recording, how to insert a glass microelectrode into a single cell, and finally the recording procedure itself. We also explain the basic analysis of raw response data for determining spectral sensitivity of individual cell types. Although our protocol focuses on determining spectral sensitivity, other stimuli (e.g., polarized light) and variations of the method are applicable to this setup.

Determination of Photoreceptor Cell Spectral Sensitivity in an Insect Model from In Vivo Intracellular Recordings

The electrophysiological technique of intracellular recording is demonstrated and used to determine spectral sensitivities of single photoreceptor cells in the compound eye of a butterfly.

Détermination du photorécepteur cellulaire Sensibilité spectrale dans un modèle Insecte de<em&gt; In Vivo</em&gt; intracellulaires Recordings

Intracellular recording is a powerful technique used to determine how a single cell may respond to a given stimulus. In vision research, intracellular ...

Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats

Converging evidence shows that many neuropsychiatric diseases should be understood as disorders of large-scale neuronal networks. To better understand the pathophysiological basis of these diseases, it is necessary to precisely characterize in which way the processing of information is disturbed between the different neuronal parts of the circuit. Using extracellular in vivo electrophysiological recordings, it is possible to accurately delineate neuronal activity within a neuronal network. The application of this method has several advantages over alternative techniques, e.g., functional magnetic resonance imaging and calcium imaging, as it allows a unique temporal and spatial resolution and does not rely on genetically engineered organisms. However, the use of extracellular in vivo recordings is limited since it is an invasive technique that cannot be universally applied. In this article, a simple and easy to use method is presented with which it is possible to simultaneously record extracellular potentials such as local field potentials and multiunit activity at multiple sites of a network. It is detailed how a precise targeting of subcortical nuclei can be achieved using a combination of stereotactic surgery and online analysis of multi-unit recordings. Thus, it is demonstrated, how a complete network such as the hyperdirect cortico-basal ganglia loop can be studied in anesthetized animals in vivo.

Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats

In this study, the methodology is presented on how to perform multi-site in vivo electrophysiological recordings from the hyperdirect pathway under urethane anesthesia.

Aigu<em&gt; In vivo</em&gt; Enregistrements électrophysiologiques des potentiels de terrain locaux et activité multi-unités à partir de la voie hyperdirect dans les rats anesthésiés

Converging evidence shows that many neuropsychiatric diseases should be understood as disorders of large-scale neuronal networks. To better understand the ...

Simultaneous Recordings of Cortical Local Field Potentials, Electrocardiogram, Electromyogram, and Breathing Rhythm from a Freely Moving Rat

Monitoring the physiological dynamics of the brain and peripheral tissues is necessary for addressing a number of questions about how the brain controls body functions and internal organ rhythms when animals are exposed to emotional challenges and changes in their living environments. In general experiments, signals from different organs, such as the brain and the heart, are recorded by independent recording systems that require multiple recording devices and different procedures for processing the data files. This study describes a new method that can simultaneously monitor electrical biosignals, including tens of local field potentials in multiple brain regions, electrocardiograms that represent the cardiac rhythm, electromyograms that represent awake/sleep-related muscle contraction, and breathing signals, in a freely moving rat. The recording configuration of this method is based on a conventional micro-drive array for cortical local field potential recordings in which tens of electrodes are accommodated, and the signals obtained from these electrodes are integrated into a single electrical board mounted on the animal's head. Here, this recording system was improved so that signals from the peripheral organs are also transferred to an electrical interface board. In a single surgery, electrodes are first separately implanted into the appropriate body parts and the target brain areas. The open ends of all of these electrodes are then soldered to individual channels of the electrical board above the animal's head so that all of the signals can be integrated into the single electrical board. Connecting this board to a recording device allows for the collection of all of the signals into a single device, which reduces experimental costs and simplifies data processing, because all data can be handled in the same data file. This technique will aid the understanding of the neurophysiological correlates of the associations between central and peripheral organs.

This study introduces a method for the simultaneous recording of local field potentials in the brain, electrocardiograms, electromyograms, and breathing signals of a freely moving rat. This technique, which reduces experimental costs and simplifies data analysis, will contribute to the understanding of the interactions between the brain and peripheral organs.

Enregistrements simultanés des potentiels corticaux champ Local, électrocardiogramme, électromyogramme et respiration rythmique d’un Rat librement mobile

Monitoring the physiological dynamics of the brain and peripheral tissues is necessary for addressing a number of questions about how the brain controls ...

Investigating Object Representations in the Macaque Dorsal Visual Stream Using Single-unit Recordings

Previous studies have shown that neurons in parieto-frontal areas of the macaque brain can be highly selective for real-world objects, disparity-defined curved surfaces, and images of real-world objects (with and without disparity) in a similar manner as described in the ventral visual stream. In addition, parieto-frontal areas are believed to convert visual object information into appropriate motor outputs, such as the pre-shaping of the hand during grasping. To better characterize object selectivity in the cortical network involved in visuomotor transformations, we provide a battery of tests intended to analyze the visual object selectivity of neurons in parieto-frontal regions.

A detailed protocol to analyze object selectivity of parieto-frontal neurons involved in visuomotor transformations is presented.

Enquête sur les représentations d’objet dans le flux de Visual dorsale Macaque en utilisant des enregistrements unitaires

Previous studies have shown that neurons in parieto-frontal areas of the macaque brain can be highly selective for real-world objects, disparity-defined ...

Construction and Implementation of Carbon Fiber Microelectrode Arrays for Chronic and Acute In Vivo Recordings

Multichannel electrode arrays offer insight into the working brain and serve to elucidate neural processes at the single-cell and circuit levels. Development of these tools is crucial for understanding complex behaviors and cognition and for advancing clinical applications. However, it remains a challenge to densely record from cell populations stably and continuously over long time periods. Many popular electrodes, such as tetrodes and silicon arrays, feature large cross-diameters that produce damage upon insertion and elicit chronic reactive tissue responses associated with neuronal death, hindering the recording of stable, continuous neural activity. In addition, most wire bundles exhibit broad spacing between channels, precluding simultaneous recording from a large number of cells clustered in a small area. The carbon fiber microelectrode arrays described in this protocol offer an accessible solution to these concerns. The study provides a detailed method for fabricating carbon fiber microelectrode arrays that can be used for both acute and chronic recordings in vivo. The physical properties of these electrodes make them ideal for stable and continuous long-term recordings at high cell densities, enabling the researcher to make robust, unambiguous recordings from single units across months.

Construction and Implementation of Carbon Fiber Microelectrode Arrays for Chronic and Acute In Vivo Recordings

This protocol describes a procedure for constructing carbon fiber microelectrode arrays for chronic and acute in vivo electrophysiological recordings in mouse (Mus musculus) and ferret (Mustela putorius furo) from multiple brain regions. Each step, following the purchase of raw carbon fibers to microelectrode array implantation, is described in detail, with emphasis on microelectrode array construction.

Construction et mise en œuvre de réseaux de microélectrodes en fibre de carbone pour les enregistrements in vivo chroniques et aigus

Multichannel electrode arrays offer insight into the working brain and serve to elucidate neural processes at the single-cell and circuit levels. ...

In Vivo Methods to Assess Retinal Ganglion Cell and Optic Nerve Function and Structure in Large Animals

The optic nerve collects axons signals from the retinal ganglion cells and transmits visual signal to the brain. Large animal models of optic nerve injury are essential for translating novel therapeutic strategies from rodent models to clinical application due to their closer similarities to humans in size and anatomy. Here we describe some in vivo methods to evaluate the function and structure of the retinal ganglion cells (RGCs) and optic nerve (ON) in large animals, including visual evoked potential (VEP), pattern electroretinogram (PERG) and optical coherence tomography (OCT). Both goat and non-human primate were employed in this study. By presenting these in vivo methods step by step, we hope to increase experimental reproducibility among different labs and facilitate the usage of large animal models of optic neuropathies.

In Vivo Methods to Assess Retinal Ganglion Cell and Optic Nerve Function and Structure in Large Animals

Here we demostrate several in vivo tests (flash visual evoked potential, pattern electroretinogram and optic coherence tomography) in goat and rhesus macaque to understand the structure and function of the optic nerve and its neurons.

In vivo Méthodes d’évaluation de la fonction et de la structure des cellules ganglionnaires rétiniennes et du nerf optique chez les grands animaux

The optic nerve collects axons signals from the retinal ganglion cells and transmits visual signal to the brain. Large animal models of optic nerve injury ...