Nos recherches utilisent des tâches de réalité virtuelle et l’électrophysiologie chronique chez les souris et les macaques pour étudier la prise de décision naturaliste et l’apprentissage des règles. Nous nous concentrons sur les interactions entre le cortex cingulaire antérieur et les régions sensorielles comme le cortex visuel. Et cette approche vise à comprendre les stratégies computationnelles spécifiques à une espèce ou généralisables dans les comportements dirigés vers un but.
Je pense qu’en tant que domaine, nous commençons à reconnaître que si nous voulons vraiment comprendre le calcul neuronal, nous devons le faire pendant que les animaux adoptent des comportements qui leur sont significatifs et naturels. Donc, si nous voulons également enregistrer l’activité neuronale en même temps, ce dont nous avons besoin, ce sont des implants à la fois robustes et confortables à porter pour nos animaux. Techniquement, je pense que le plus grand défi reste d’obtenir des enregistrements neuronaux à haut rendement tout en adoptant des comportements complexes chez les animaux.
Et plus généralement, je pense qu’il est très important que l’électrophysiologie devienne plus accessible pour les laboratoires qui ont peut-être moins de financement ou moins de ressources techniques afin que nous puissions uniformiser les règles du jeu pour que les grandes idées soient transformées en grandes expériences, quel que soit le laboratoire dans lequel vous travaillez. Notre laboratoire compare directement les mesures neuronales et comportementales de souris et de singes effectuant exactement les mêmes tâches de recherche de nourriture dans un environnement virtuel naturaliste. Et en faisant cela, ce que nous avons découvert, c’est qu’en fait, une grande partie de la dynamique computationnelle et des états comportementaux qu’ils expérimentent sont directement les mêmes.
L’implant DREAM est la combinaison des avantages qui existent déjà dans le domaine. Il est léger et compact tout en étant modulaire, flexible dans le placement des électrodes et dispose d’un micro-entraînement récupérable, ce qui réduit le coût expérimental. Pour commencer, soudez une douille de queue de soudure de 0,05 pouce au fil de terre de la sonde en silicone.
Tournez la vis sur le corps du micro-entraînement de manière à ce que la navette du micro-entraînement soit entièrement rétractée vers le haut. Posez le microdrive horizontalement sur le support de microdrive. Placez un petit morceau de mastic adhésif sur le support de microdisque.
Ensuite, placez une petite goutte de pansement en silicone sur la navette. Placez la sonde avec le câble flexible sur la navette du micromoteur. Ensuite, tirez doucement le câble flexible vers le haut du microdisque jusqu’à ce que le bord inférieur du câble rencontre le bord inférieur de la navette du microdisque.
Placez le connecteur de tête de la sonde sur le mastic adhésif en haut du support. À l’aide d’une aiguille de calibre 27 ou d’une microbrosse, appliquez une petite goutte de colle cyanoacrylate entre le corps de l’électrode et la navette, en évitant le câble flexible. Fixez l’amplificateur à l’anneau de la couronne à l’aide d’un enduit silicone.
Ensuite, fixez le câble flexible à l’amplificateur et recouvrez la connexion et le câble d’une fine couche de plâtre de silicone. Fixez la découpe du treillis de cuivre sur la cage de Faraday avec de petites gouttes de résine époxy. Pour commencer, placez tous les instruments chirurgicaux stériles sur la plate-forme de travail stérile.
Désinfectez la zone rasée de la souris anesthésiée plusieurs fois avec un désinfectant à base d’iode et d’alcool à l’aide de cotons-tiges. Placez la souris dans un cadre stéréotaxique à l’aide de barres d’oreille et d’un support nasal. Effectuez un pincement de la patte pour confirmer la profondeur de l’anesthésie.
À l’aide de petits ciseaux chirurgicaux, découpez une ouverture en forme d’amande dans la peau au-dessus du crâne, allant de l’arrière de la suture lambda jusqu’entre les yeux. Continuez à couper pour enlever la membrane sous-cutanée et le périoste. Ensuite, grattez le crâne avec une lame de scalpel pour enlever le tissu membranaire mou.
Grattez soigneusement en un motif entrecroisé avec la pointe du scalpel retournée pour rendre rugueuse la surface du crâne. Alternez entre une lame de scalpel et des cotons-tiges stériles pour gratter doucement et repousser les muscles du cou attachés aux côtés de la suture lambda jusqu’à ce que les muscles soient repoussés vers le bord du crâne au-dessus du cervelet. À l’aide d’une seringue de 1 millilitre, appliquez une petite goutte de colle cyanoacrylate entre la peau et les bords du crâne.
Appliquez un apprêt de ciment dentaire sur le crâne pour une adhérence supplémentaire et durcissez avec de la lumière ultraviolette. Trouvez l’emplacement cible pour l’implantation de la sonde par rapport au bregma ou au lambda et tracez le contour de la craniotomie autour de celle-ci avec un marqueur chirurgical. Fixez la plaque frontale sur le crâne à l’aide de ciment dentaire.
À l’aide d’une perceuse dentaire, percez un petit trou de bavure de la largeur des broches de l’en-tête sur les zones du cerveau. Versez la solution saline stérile sur la craniotomie à l’aide d’une seringue et retirez-la avec des lingettes anti-mue. Insérez doucement une goupille de terre dans chaque craniotomie et appliquez du ciment autour des goupilles de l’en-tête.
Ensuite, percez le contour d’une craniotomie plus grande en vous déplaçant autour du bord en mouvements réguliers. Pour tester la résistance de la partie percée de l’os, appuyez doucement dessus avec une pince fine. Placez le microdisque avec sonde en silicone dans le support de microdisque.
Inclinez le bras stéréofiscal pour atteindre la zone cérébrale cible souhaitée. Placez l’anneau de couronne avec l’amplificateur attaché sur les trois broches verticales à l’arrière du support de microdisque. Abaissez le micro-entraînement à environ 0,5 millimètre de la craniotomie, puis utilisez une pince pour connecter le sol ou les broches de l’en-tête de référence.
Positionnez le bras stéréotaxique avec le micromoteur sur la craniotomie. Abaissez le micro-entraînement jusqu’à ce que la tige de la sonde touche la dure-mère dans la zone cible. Cimentez la base du micromoteur en place.
Couvrez l’espace entre la base et le crâne avec du ciment dentaire. Ensuite, abaissez la sonde en silicium sur le cerveau. Lorsque les tiges de la sonde touchent le cerveau, abaissez rapidement la sonde d’environ 250 micromètres.
Une fois que la sonde a percé la surface du cortex, abaissez-la à un rythme plus lent. À l’aide d’une seringue de 1 millilitre, versez une petite goutte d’élastomère de silicium dans la craniotomie. Recouvrez l’élastomère de silicone d’un mélange égal de cire d’os et d’huile minérale.
Lorsque le ciment dentaire est solidifié, desserrez le support du microdisque à l’aide d’une clé Allen. Rétractez doucement le support d’environ 1 centimètre, de sorte que le micromoteur soit autonome et que l’amplificateur ou le connecteur de la sonde reste fixé au porte-implant sans étirer le câble flexible. Placez la couronne préfabriquée et le treillis Faraday autour de la plaque de tête en étirant la cage à l’ouverture et en l’insérant horizontalement sur le micromoteur et le câble flexible.
Ensuite, fixez-le sur la plaque frontale avec du ciment dentaire. Placez l’anneau de couronne Faraday avec connecteur de sonde ou foulard sur la couronne, en alignant le support intégré pour l’amplificateur ou le connecteur de sonde avec la zone marquée d’un X en retrait sur la couronne Faraday. Fixez l’anneau à la cage de Faraday avec une goutte de ciment dentaire à chaque jonction de l’anneau de rayon.
Une fois fixé, rétractez complètement le bras stéréotaxique avec le support de microentraînement. Connectez l’amplificateur ou le connecteur de la sonde au matériel d’enregistrement et lancez l’enregistrement d’un signal neuronal. Si la sonde n’a pas encore atteint son emplacement cible, tournez lentement la vis du micro-entraînement dans le sens inverse des aiguilles d’une montre pour abaisser la sonde tout en surveillant les signaux neuronaux.
Lorsque les potentiels de champ neurolocal sont visibles à travers la sonde, terminez l’enregistrement du test et débranchez le connecteur de l’étage. Couvrez la cage de Faraday d’un film vétérinaire auto-adhésif.
