Ce travail a été soutenu par un projet de recherche de l’Université Zhejiang Shuren (2023R053 et 2023KJ237).

Le sang utilisé dans les expériences a été obtenu à partir de souris femelles BALB/c de grade SPF pesant 20 à 25 g et âgées d’environ 7 semaines. Le comité d’éthique de l’expérimentation animale du Zhejiang Shuren College a approuvé tous les soins aux animaux et les procédures expérimentales.
1. Préparation de la solution
<ol><li>Peser l’ALG et le dissoudre dans de l’eau ultra-pure en agitant au bain-marie à 50 °C pour obtenir une solution d’ALG à 2 %.</li>
	<li>Préparez séparément la fraction massique avec des solutions à 5 % (ou la concentration massique molaire est de 0,3 M) de CaCl2, FeCl3, ZnSO4 et CuSO4 dans de l’eau ultrapure. Versez chaque solution séparément dans un plat de collecte.</li>
</ol>2. Dispositif d’électropulvérisation microfluidique
<ol><li>Prenez un tube capillaire en verre et placez-le sur une flamme de chalumeau pour le ramollir, puis étirez-le à différents diamètres (50 μm-500 μm). Coupez les pièces fines à l’aide d’un coupe-verre et polissez doucement l’orifice de la pointe avec du papier de verre en carbure de silicium de haute qualité. Après le nettoyage, raccorder l’extrémité épaisse du tube capillaire à un long tube et l’autre extrémité du tube à une aiguille de distribution et à une seringue de 5 ml (figure supplémentaire 1). REMARQUE : Les arêtes vives des coupes de tube de verre sont difficiles à insérer dans le tuyau ; Ainsi, la cassure doit être arrondie au bord de la flamme.</li>
	<li>Fixez la seringue au pousse-seringue microfluidique et le tube capillaire à une extrémité au support. Connectez le clip d’extrémité haute tension rouge de l’alimentation haute tension à l’aiguille de distribution de la seringue et placez le clip argenté dans le liquide de collecte. Cette configuration crée un dispositif d’électropulvérisation microfluidique simple (Figure 1A). REMARQUE : Placez le tube capillaire perpendiculairement à la table.</li>
</ol>3. Préparation des microsphères ALG
<ol><li>Placez les boîtes de collecte séparées contenant différents ions métalliques directement sous le tube capillaire. Allumez le pousse-seringue microfluidique et sélectionnez Avance rapide pour amorcer le tube avec l’ALG, puis réglez le débit approprié (2 mL/h).</li>
	<li>Allumez l’interrupteur d’alimentation haute tension et tournez le bouton pour régler la tension appropriée (5-7 kV).</li>
	<li>Ajouter 20 mL de solution dans chacune des boîtes de Pétri de 90 mm pour recueillir les microsphères d’ALG afin de former des ALGMS réticulées avec différents ions métalliques (figure 1B).</li>
	<li>L’ALG forme des microsphères sous l’action du champ électrique et de la gravité dans différentes solutions de collecte d’ions en quelques secondes. Aspirez les microsphères à l’aide d’une pipette stérilisée et transférez-les dans des tubes à centrifuger individuels de 1,5 mL pour obtenir des microsphères d’hydrogel Zn2+, Ca2+, Cu2+ et Fe3+ -ALG (figure 1C). Étiquetez les tubes Zn-ALGMS, Ca-ALGMS, Cu-ALGMS et Fe-ALGMS. REMARQUE : Des microsphères de différents diamètres peuvent être obtenues en ajustant des paramètres tels que la tension, le diamètre de la pointe, le débit et la concentration de la solution.</li>
	<li>Prenez une petite quantité des microsphères préparées, dispersez-les aussi uniformément que possible dans du PBS et placez-les sous un microscope pour les visualiser.</li>
	<li>Sélectionnez au hasard 10 champs d’observation dans le même lot de microsphères, importez les images à mesurer dans le logiciel ImageJ, convertissez les images dans le mode de niveaux de gris approprié et utilisez la technologie de segmentation par seuil pour définir avec précision la surface des particules cibles et démarrer la fonction d’analyse des particules afin qu’ImageJ puisse identifier et mesurer les particules cibles. Obtenez des données sur les microsphères, puis importez-les dans le logiciel Origin pour l’analyse et la cartographie de la taille des particules.</li>
</ol>4. Test de performance antimicrobienne
<ol><li>Préparer des suspensions de 5 mL de Staphylococcus aureus (S. aureus) et d’Escherichia coli (E. coli) avec une turbidité bactérienne initiale de 0,2 mcF à l’aide d’un milieu liquide Luria-Bertani (LB).</li>
	<li>Ajouter 10 ml de chaque solution bactérienne dans 4 tubes à centrifuger stériles individuels de 15 ml. Ensuite, ajoutez 0,5 mL de Zn-ALGMS, Ca-ALGMS, Cu-ALGMS et Fe-ALGMS ALG dans chaque tube et placez-les dans un agitateur à température constante à 37 °C et 200 tr/min pendant 12 h. Ajoutez une quantité égale de solution saline au groupe témoin.</li>
	<li>Diluez chaque solution bactérienne à 10à 5 fois avec de l’eau stérile. À l’aide d’une bille de verre stérile, étalez 200 μL de solution bactérienne sur un milieu solide LB.</li>
	<li>Étalez la solution rapidement et uniformément sur la plaque de revêtement, en évitant les allers-retours dans la même zone. Ensuite, placez les plaques dans un incubateur à 37 °C pendant 12 h. Observez les colonies de différents groupes. REMARQUE : Toutes les procédures aseptiques doivent être effectuées à proximité d’une lampe à alcool. Stérilisez les récipients de culture microbienne, les ustensiles d’inoculation et les milieux de culture.</li>
</ol>5. Tests de libération de médicaments
<ol><li>Pour évaluer la capacité de libération de différents microsphères, utilisez l’albumine sérique bovine (BSA) comme médicament modèle chargé. Ajouter 500 μL de chaque microsphère (Ca-ALGMS, Cu-ALGMS, Zn-ALGMS et Fe-ALGMS) à 1 mg/mL de suspension BSA pendant 24 h.</li>
	<li>Pour l’essai de libération de médicament, ajouter chaque échantillon saturé à 5,0 M de solution saline tamponnée au phosphate (PBS ; pH 7,4), suivi d’une agitation pendant 15 min à 37 °C avec agitation continue à 80 tr/min.</li>
	<li>Utilisez 100 μL de la solution et remplacez le milieu par un milieu frais à 1, 3, 6, 12, 24, 36 et 48 h.</li>
	<li>Quantifier les concentrations de protéines surnageantes à des moments précis à l’aide d’une trousse d’analyse de la santé biologique conformément aux instructions du fabricant. Mesurez quantitativement le médicament libéré par un marqueur enzymatique pour obtenir l’absorbance correspondante et convertissez la valeur mesurée en concentration réelle du médicament selon la courbe standard. Calculez le taux de libération du médicament à l’aide de la formule suivante : Pourcentage de libération de la drogue = (concentration de la drogue libérée à un moment précis / concentration initiale de la drogue) x 100 %</li>
	<li>À intervalles réguliers, retirez un volume égal de PBS de chaque puits et remplacez-le par un volume égal de milieu frais.</li>
</ol>6. Test d’hémolyse
<ol><li>Placez les ALGMS Ca, Cu, Zn-ALGM et Fe préparés dans du PBS et incuberez-les à 37 °C pendant 24 h pour formuler la solution d’incubation.</li>
	<li>Obtenir du sang total de souris BALB/c saines par phlébotomie oculaire, recueilli dans des tubes anticoagulants contenant du citrate de sodium. Vortex et centrifugeuse à 1509 x g pendant 15 min pour obtenir des globules rouges.</li>
	<li>Rincez les globules rouges 2x-3x avec du PBS et préparez une solution de globules rouges à 10% avec du PBS.</li>
	<li>Préparation de divers ALGM : Prendre 500 μL de chaque microsphère pour le groupe expérimental, 1 mL d’eau ultrapure (ddH2O) pour le groupe témoin positif et 1 mL de solution PBS pour le groupe témoin négatif et mélanger chacun avec 20 μL de solution de cellules sanguines.</li>
	<li>Incuber les échantillons à 37 °C pendant 4 h, centrifuger à 1509 x g, 15 min. Gardez le surnageant à l’écart et photographiez les globules rouges de chaque groupe après l’hémolyse.</li>
	<li>Prenez le taux d’hémolyse du groupe témoin positif à 100 % et le groupe témoin négatif à 0 %. Mesurez les valeurs d’absorbance des surnageants dans chaque groupe et calculez le taux d’hémolyse à l’aide de la formule : Hémolyse (%) = (Valeurs d’absorbance des surnageants de chaque groupe- Valeurs d’absorbance de l’eau distillée seule) / (Valeurs d’absorbance du groupe témoin positif - Valeurs d’absorbance de l’eau distillée seule) x 100</li>
</ol>7. Test de cytobiocompatibilité
<ol><li>Lavez les différents ALGM 2 fois avec du PBS et placez-les dans une boîte de Pétri de 5 ml pendant 15 min et jetez le surnageant.</li>
	<li>Ajouter séparément différents ALGM à 0,2 mL dans un milieu de culture complet (DMEM) contenant 10 % de FBS, incuber à 37 °C pendant 24 h et filtrer la solution pour obtenir le lixiviat.</li>
	<li>Cultivez les cellules NIH3T3 à une densité cellulaire d’environ 70 % dans des plaques de 24 puits, traitez les cellules NIH3T3 avec une solution de lixiviation de microsphères et poursuivez la culture avec un milieu complet pendant encore 24 h.</li>
	<li>Retirez le milieu de culture cellulaire et lavez les cellules avec du PBS.</li>
	<li>Évaluez la viabilité cellulaire à l’aide du test Calcein-AM/PI. Prendre 2,5 μL de solution de Calcein-AM (4 mM) et 12,5 μL de solution de PI (2 mM) et les ajouter à 5 mL de 1x PBS et bien mélanger pour obtenir une solution de travail avec 2 μM de Calcein-AM et 5 μM de PI.</li>
	<li>Ajoutez la solution de travail sur des plaques de culture cellulaire préalablement ensemencées à 500 μL par puits, incubez à 37 °C sous protection lumineuse pendant 15 min, et observez et photographiez sous un microscope à fluorescence inversée. Configurez trois répétitions pour chaque groupe.</li>
	<li>Calculez la viabilité cellulaire selon la formule suivante : Viabilité cellulaire (%) = nombre de cellules viables / (nombre de cellules viables + nombre de cellules mortes)</li>
</ol>

Développement de microsphères d’hydrogel d’alginate de sodium à des fins biomédicales

<ol>
	<li>Gong, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+review+of+recent+advances+of+cellulose-based+intelligent-responsive+hydrogels+as+vehicles+for+controllable+drug+delivery+system.">A review of recent advances of cellulose-based intelligent-responsive hydrogels as vehicles for controllable drug delivery system.</a> Int J BiolMacromol. 264 (2), 130525 (2024).</li><li>Zhao, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Injectable+microfluidic+hydrogel+microspheres+for+cell+and+drug+delivery.">Injectable microfluidic hydrogel microspheres for cell and drug delivery.</a> Adv Funct. 31 (31), 2103339 (2021).</li><li>Qiao, S., Chen, W., Zheng, X., Ma, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Preparation+of+pH-sensitive+alginate-based+hydrogel+by+microfluidic+technology+for+intestinal+targeting+drug+delivery.">Preparation of pH-sensitive alginate-based hydrogel by microfluidic technology for intestinal targeting drug delivery.</a> Int J Biol Macromol. 254 (2), 127649 (2024).</li><li>Lei, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Antimicrobial+hydrogel+microspheres+for+protein+capture+and+wound+healing.">Antimicrobial hydrogel microspheres for protein capture and wound healing.</a> Mater Design. 215, 110478 (2022).</li><li>Ju, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zn2++incorporated+composite+polysaccharide+microspheres+for+sustained+growth+factor+release+and+wound+healing.">Zn2+ incorporated composite polysaccharide microspheres for sustained growth factor release and wound healing.</a> Mater Today Bio. 22, 100739 (2023).</li><li>El-Sayed, N. S., Hashem, A. H., Khattab, T. A., Kamel, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=New+antibacterial+hydrogels+based+on+sodium+alginate.">New antibacterial hydrogels based on sodium alginate.</a> Int. J Biol Macromol. 248, 125872 (2023).</li><li>Olukman &#350;ahin, M., &#350;anl&#305;, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vitro+5-fluorouracil+release+properties+investigation+from+pH+sensitive+sodium+alginate+coated+and+uncoated+methyl+cellulose/chitosan+microspheres.">In vitro 5-fluorouracil release properties investigation from pH sensitive sodium alginate coated and uncoated methyl cellulose/chitosan microspheres.</a> Int J Biol Macromol. 258 (1), 128895 (2024).</li><li>Chi, H., Qiu, Y., Ye, X., Shi, J., Li, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Preparation+strategy+of+hydrogel+microsphere+and+its+application+in+skin+repair.">Preparation strategy of hydrogel microsphere and its application in skin repair.</a> Front Bioeng Biotechnol. 11, 1239183 (2023).</li><li>Yang, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bio-inspired+dual-adhesive+particles+from+microfluidic+electrospray+for+bone+regeneration.">Bio-inspired dual-adhesive particles from microfluidic electrospray for bone regeneration.</a> Nano Res. 16 (4), 5292-5299 (2022).</li><li>Zheng, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Celastrol-encapsulated+microspheres+prepared+by+microfluidic+electrospray+for+alleviating+inflammatory+pain.">Celastrol-encapsulated microspheres prepared by microfluidic electrospray for alleviating inflammatory pain.</a> Biomater Adv. 149, 213398 (2023).</li><li>Yang, L., Yang, W., Xu, W., Zhao, Y., Shang, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bio-inspired+Janus+microcarriers+with+sequential+actives+release+for+bone+regeneration.">Bio-inspired Janus microcarriers with sequential actives release for bone regeneration.</a> Chem Eng J. 476, 146797 (2023).</li><li>Yang, L., Sun, L., Zhang, H., Bian, F., Zhao, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ice-inspired+lubricated+drug+delivery+particles+from+microfluidic+electrospray+for+osteoarthritis+treatment.">Ice-inspired lubricated drug delivery particles from microfluidic electrospray for osteoarthritis treatment.</a> ACS Nano. 15 (12), 20600-20606 (2021).</li><li>Li, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultra-flexible+stretchable+liquid+metal+circuits+with+antimicrobial+properties+through+selective+laser+activation+for+health+monitoring.">Ultra-flexible stretchable liquid metal circuits with antimicrobial properties through selective laser activation for health monitoring.</a> Chem Eng J. 482, 149173 (2024).</li><li>Sukhodub, L., Kumeda, M., Sukhodub, L., Bielai, V., Lyndin, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Metal+ions+doping+effect+on+the+physicochemical,+antimicrobial,+and+wound+healing+profiles+of+alginate-based+composite.">Metal ions doping effect on the physicochemical, antimicrobial, and wound healing profiles of alginate-based composite.</a> Carbohydr Polym. 304, 120486 (2023).</li><li>Daly, A. C., Riley, L., Segura, T., Burdick, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hydrogel+microparticles+for+biomedical+applications.">Hydrogel microparticles for biomedical applications.</a> Nat Rev Mater. 5 (1), 20-43 (2020).</li><li>Bertsch, P., Diba, M., Mooney, D. J., Leeuwenburgh, S. C. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Self-healing+injectable+hydrogels+for+tissue+regeneration.">Self-healing injectable hydrogels for tissue regeneration.</a> Chem Rev. 123 (2), 834-873 (2023).</li><li>Yang, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biomass+microcapsules+with+stem+cell+encapsulation+for+bone+repair.">Biomass microcapsules with stem cell encapsulation for bone repair.</a> Nanomicro Lett. 14 (1), (2021).</li><li>Wu, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=NK-Cell-Encapsulated+porous+microspheres+via+microfluidic+electrospray+for+tumor+immunotherapy.">NK-Cell-Encapsulated porous microspheres via microfluidic electrospray for tumor immunotherapy.</a> ACS Appl Mater. 11 (37), 33716-33724 (2019).</li><li>Nan, L., Zhang, H., Weitz, D. A., Shum, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+and+future+of+droplet+microfluidics.">Development and future of droplet microfluidics.</a> LOC. 24 (5), 1135-1153 (2024).</li></ol>

Aucun conflit d’intérêts ne doit être divulgué.

Dans ce protocole, nous présentons une méthode de préparation d’ALGMS basée sur la technologie de l’électropulvérisation microfluidique. La méthode est simple à utiliser et permet d’obtenir un grand nombre de microsphères avec une rondeur uniforme et un diamètre contrôlable. Cette approche est pratique pour les chercheurs et peut promouvoir la recherche et l’application de microsphères d’hydrogel. De plus, en se réticulant avec différents ions métalliques, la stabilité et la bioactivité des ALG...

Les systèmes d’administration de médicaments sont un haut lieu de la recherche dans le domaine de l’ingénierie biotissulaire, visant à améliorer l’efficacité de l’administration de médicaments et à réduire les effets indésirables et les effets secondaires1. Parmi ces systèmes, les microsphères d’hydrogel, caractérisées par une bonne biocompatibilité, des propriétés mécaniques réglables et une plasticité fonctionnelle, sont l’un des véhicules les plus couramment utilisés pour le chargement et l’administration de médicaments2. Ils peuvent être utilisés pour la libération lente et contrôlée de médicaments, fournir de bons effets protecteurs pour les médicaments, éviter ou minimiser les effets non spécifiques des médicaments dans d’autres tissus et cibler l’administration de médicaments à des structures tissulaires spécifiques3. Par conséquent, les microsphères d’hydrogel sont devenues un nouveau système d’administration de médicaments efficace, avec l’émergence progressive de la recherche dans ce domaine4.
Les microsphères d’hydrogel sont généralement synthétisées à partir de matériaux biodégradables, notamment des polysaccharides, des protéines et des polymères naturels5. Parmi eux, l’ALG est un polysaccharide biocompatible et biodégradable extrait d’algues brunes marines6. Sa chaîne moléculaire contient des groupes hydroxyles et carboxyles libres qui peuvent se réticuler avec la plupart des cations divalents ou multivalents pour former une structure d’hydrogel insoluble dans l’eau avec un réseau tridimensionnel5. Les microsphères d’hydrogel formées par l’ALG peuvent être converties en polyélectrolytes chargés négativement dans des solutions neutres et alcalines. Cette répulsion entre les charges négatives fait gonfler les microsphères, ce qui permet la libération de l’ingrédient actif encapsulé ou du médicament. Ces propriétés ont conduit à considérer les microsphères ALG comme des vecteurs de médicaments prometteurs largement utilisés pour le chargement et la libération contrôléede médicaments 7.
Différentes méthodes existent pour la préparation des microsphères d’hydrogel. Les méthodes traditionnelles de préparation de l’ALGMS comprennent généralement la méthode sol-gel ou la méthode émulsion-sol. Ces méthodes impliquent des étapes telles que la précipitation, la co-précipitation et les réactions de gélification pour obtenir les microsphères cibles8. Au cours des dernières années, avec le développement continu de la technologie microfluidique, la méthode d’électropulvérisation microfluidique est progressivement devenue une méthode de préparation de microsphères efficace et précise9. Cette méthode utilise la technologie microfluidique pour électropulvériser une solution polymère à travers une buse microfine afin de former des gouttelettes et des microsphères de taille micrométrique au cours du processus de durcissement ou de réticulationultérieur 10. Par rapport à la méthode traditionnelle, l’électronébulisation microfluidique offre un contrôle précis de la taille et de la morphologie des particules de microsphères en ajustant des paramètres tels que le débit de la solution, la tension et la taille de la buse fine11. Il permet également une préparation continue à grande vitesse des microsphères, améliorant ainsi l’efficacité de la préparation et maintenant des conditions de réaction douces. De plus, les ALGMS peuvent être préparés pour posséder diverses fonctions, telles que des médicaments à libération contrôlée et des catalyseurs chargés, ce qui permet leur application facile dans divers domaines.
Nous présentons ici un protocole pour la préparation des microsphères ALG à l’aide de la méthode d’électronébulisation microfluidique. Le processus consiste à faire passer une solution d’ALG à travers un dispositif microfluidique et à la soumettre à une électropulvérisation. Les gouttelettes résultantes ont été collectées dans la solution contenant différents ions métalliques (Ca2+, Cu2+, Zn2+ et Fe3+) pour initier la réaction de réticulation. Cette réaction améliore la stabilité et l’adhérence des microsphères et les dote de différentes fonctionnalités. Cette méthode est facile à mettre en œuvre, et les microsphères synthétisées présentent une bonne uniformité de taille dans leur morphologie. De plus, nous avons étudié leurs propriétés antimicrobiennes, leur capacité de libération lente des médicaments et leur biocompatibilité. Ce protocole sera utile pour la poursuite du développement et de la production de médicaments.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>120 mesh screen</td>
			<td>Solarbio,China</td>
			<td>YA0946</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alcohol burner</td>
			<td>Solarbio,China</td>
			<td>YA2320</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BALB/c mice</td>
			<td>Wukong Biotechnology,China</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bicinchoninic Acid Assay reagent</td>
			<td>Meilunbio,China</td>
			<td>MA0082</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bovine Serum Albumin</td>
			<td>Lablead,China</td>
			<td>9048-46-8</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CaCl2&#160; powder</td>
			<td>Aladdin,China</td>
			<td>10043-52-4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Calcein-AM/PI</td>
			<td>Biosharp,China</td>
			<td>BL130A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Centrifuge tubes</td>
			<td>Corning,America</td>
			<td>430290</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CuSO4&#160; powder</td>
			<td>Jnxinyuehuagong,China</td>
			<td>7758-99-8</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMEM</td>
			<td>Gibicol,China</td>
			<td>C11995500BT</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FeCl3&#160; powder</td>
			<td>Aladdin,China</td>
			<td>7705-08-0</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fetal Bovine Serum</td>
			<td>HAKATA,China</td>
			<td>HN-FBS</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass tubes</td>
			<td>Sartorius,Germany</td>
			<td>CC0028</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Light microscopy</td>
			<td>Evidentscientific,Japan</td>
			<td>BX53(LED)</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microfluidic syringe pump</td>
			<td>Longerpump,England</td>
			<td>LSP01-3A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NIH3T3</td>
			<td>HyGyte,China</td>
			<td>TCM-C752</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Petri dish</td>
			<td>Thermofisher,America</td>
			<td>150464</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phosphate buffer saline</td>
			<td>Thermofisher,America</td>
			<td>3002</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scanning electron microscope</td>
			<td>Thermofisher,America</td>
			<td>Axia ChemiSEM</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium alginate powder&#160;</td>
			<td>Bjbalb,China</td>
			<td>Y13095</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ZnSO4 powder</td>
			<td>Jnxinyuehuagong,China</td>
			<td>7733-02-0</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

preparation of cross-linked sodium alginate microspheres with different metal ions using the microfluidic electrospray technology

Les microsphères sont des particules de taille micrométrique qui peuvent charger et libérer progressivement des médicaments par encapsulation physique ou adsorption sur la surface et dans les polymères. Dans le domaine de la biomédecine, les microsphères d’hydrogel ont été largement étudiées pour leur application en tant que vecteurs de médicaments en raison de leur capacité à réduire la fréquence d’administration des médicaments, à minimiser les effets secondaires et à améliorer l’observance du patient. L’alginate de sodium (ALG) est un polysaccharide linéaire naturel avec trois liaisons glycosidiques de squelette. Il y a deux groupes hydroxyles auxiliaires présents dans chacune des fractions du polymère, qui ont les caractéristiques d’une fraction hydroxyle d’alcool. Les unités ALG synthétiques peuvent subir des réactions chimiques de réticulation avec des ions métalliques, formant une structure de réseau réticulé d’empilements de polymères, formant finalement un hydrogel. Les microsphères d’hydrogel peuvent être préparées à l’aide d’un processus simple impliquant les propriétés de réticulation ionique de l’ALG. Dans cette étude, nous avons préparé des microsphères d’hydrogel à base d’ALG (ALGMS) en utilisant une stratégie d’électrodéposition microfluidique. Les microsphères d’hydrogel préparées étaient de taille uniforme et bien dispersées, grâce au contrôle précis du flux d’électronébulisation microfluidique. Des ALGMS réticulés avec différents ions métalliques ont été préparés à l’aide d’une technique d’électropulvérisation microfluidique combinant microfluidique et champ électrique élevé, et ses propriétés antimicrobiennes, sa capacité de libération lente de médicaments et sa biocompatibilité ont été étudiées. Cette technologie est prometteuse pour le développement et la production de médicaments avancés.

Drug delivery systems are a research hotspot in the field of bio-tissue engineering, aiming to improve drug delivery efficiency and efficacy and reduce adverse reactions and side effects1. Among these systems, hydrogel microspheres, characterized by good biocompatibility, tunable mechanical properties, and functional plasticity, are one of the most commonly used vehicles for drug loading and delivery2. They can be used for both slow and controlled release of drugs, provide good protective effects for drugs, avoid or minimize non-specific effects of drugs in other tissues, and target drug delivery to specific tissue structures3. Therefore, hydrogel microspheres have become a new and efficient drug delivery system, with research in this field gradually emerging4.
Hydrogel microspheres are typically synthesized from biodegradable materials, including polysaccharides, proteins, and natural polymers5. Among them, ALG is a biocompatible, biodegradable polysaccharide extracted from marine brown algae6. Its molecular chain contains free hydroxyl and carboxyl groups that can crosslink with most divalent or multivalent cations to form a water-insoluble hydrogel structure with a three-dimensional network5. The hydrogel microspheres formed by ALG can be converted into negatively charged polyelectrolytes in neutral and alkaline solutions. This repulsion between negative charges causes the microspheres to swell, allowing the release of the encapsulated active ingredient or drug. These properties have led to the consideration of ALG microspheres as promising drug carriers widely used for drug loading and controlled release7.
Various methods exist for the preparation of hydrogel microspheres. Traditional ALGMS preparation methods usually include the sol-gel method or the emulsion-sol method. These methods involve steps such as precipitation, co-precipitation, and gelation reactions to obtain the target microspheres8. In recent years, with the continuous development of microfluidic technology, the microfluidic electrospray method has gradually become an efficient and precise microsphere preparation method9. This method utilizes microfluidic technology to electrospray a polymer solution through a microfine nozzle to form micrometer-sized droplets and microspheres during the subsequent curing or cross-linking process10. Compared to the traditional method, microfluidic electrospray offers precise control of microsphere particle size and morphology by adjusting parameters such as solution flow rate, voltage, and fine nozzle size11. It also enables high-speed continuous preparation of microspheres, improving preparation efficiency and maintaining mild reaction conditions. In addition, ALGMS can be prepared to possess various functions, such as controlled-release drugs and loaded catalysts, enabling their easy application in various fields.
Here, we present a protocol for the preparation of ALG microspheres using the microfluidic electrospray method. The process involves passing an ALG solution through a microfluidic device and subjecting it to electrospray. The resulting droplets were collected in the solution containing different metal ions (Ca2+, Cu2+, Zn2+, and Fe3+) to initiate the cross-linking reaction. This reaction improves the stability and adhesion of the microspheres and endows them with different functionalities. This method is easy to perform, and the synthesized microspheres exhibit good size uniformity in their morphology. In addition, we investigated their antimicrobial properties, slow drug-release ability, and biocompatibility. This protocol will be useful for further drug development and production.

Pleins feux sur l’auteur : Faire progresser les thérapies avec des microsphères d’hydrogel d’alginate de sodium biocompatibles

Préparation de microsphères d’alginate de sodium réticulées avec différents ions métalliques à l’aide de la technologie d’électronébulisation microfluidique

Hydrogen microspheres are characterized by good compatibility, design flexibility, and high degree of customization. They have a broad application protector in biomedical fields such as therapeutic drug delivery and the construction of TC repair discoveries. In this study, we prepared hydrogen microspheres using a simple microfluidic device.Recently we have been trying to use hydrogen microspheres loaded with some small molecules from traditional Chinese medicine to promote all the healing. In this study, we found that zinc and copper ion cross-link the sodium alginate microspheres have good anti-microbial properties and thus copper ARGMS, and zinc ARGMS are suitable for the treatment of bacterial infectious diseases.

Caractérisation d’ALGMS réticulés avec différents ions métalliques La morphologie optique des ALGMS Ca-CA, Cu-ALGMS, Zn-ALGMS et Fe-ALGMS est illustrée à la figure 2, présentant une bonne sphéricité, une surface lisse, une distribution granulométrique uniforme (figure supplémentaire 2) et une excellente monodispersité. Nous avons ensuite effectué une caractérisation microscopique à l’aide de la microscopie électronique à balayage (ME...

Le protocole décrit la préparation de microsphères d’alginate de sodium réticulées avec différents ions métalliques à l’aide d’un dispositif microfluidique pour la conception de supports de médicaments. Les propriétés antimicrobiennes et la libération lente de ces microsphères ont également été étudiées.

Microspheres are micrometer-sized particles that can load and gradually release drugs via physical encapsulation or adsorption onto the surface and within ...

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Research

JoVE Journal

Bioengineering

Preparation of Cross-Linked Sodium Alginate Microspheres with Different Metal Ions Using the Microfluidic Electrospray Technology

891 vues.  Zhejiang Shuren University. Les microsphères d’hydrogène se caractérisent par une bonne compatibilité, une flexibilité de conception et un haut degré de personnalisation. Ils ont une large application protectrice dans les domaines biomédicaux tels que l’administration de médicaments thérapeutiques et la construction de découvertes de réparation TC. Dans cette étude, nous avons préparé des microsphères d’hydrogène à l’aide d’un dispositif microfluidique simple....

Vidéo: Pleins feux sur l’auteur : Faire progresser les thérapies avec des microsphères d’hydrogel d’alginate de sodium biocompatibles

Microspheres are micrometer-sized particles that can load and gradually release drugs via physical encapsulation or adsorption onto the surface and within polymers. In the field of biomedicine, hydrogel microspheres have been extensively studied for their application as drug carriers owing to their ability to reduce the frequency of drug administration, minimize side effects, and improve patient compliance. Sodium alginate (ALG) is a naturally occurring linear polysaccharide with three backbone glycosidic linkages. There are two auxiliary hydroxyl groups present in each of the moieties of the polymer, which have the characteristics of an alcohol hydroxyl moiety. The synthetic ALG units can undergo chemical cross-linking reactions with metal ions, forming a cross-linked network structure of polymer stacks, ultimately forming a hydrogel. Hydrogel microspheres can be prepared using a simple process involving the ionic cross-linking properties of ALG. In this study, we prepared ALG-based hydrogel microspheres (ALGMS) using a microfluidic electrodeposition strategy. The prepared hydrogel microspheres were uniformly sized and well-dispersed, owing to accurate control of the microfluidic electrospray flow. ALGMS cross-linked with different metal ions were prepared using a microfluidic electrospray technique combining microfluidic and high electric field, and its antimicrobial properties, slow drug release ability, and biocompatibility were investigated. This technology holds promise for application in advanced drug development and production.

The protocol describes the preparation of sodium alginate microspheres cross-linked with different metal ions using a microfluidic device for drug carrier design. The antimicrobial properties and slow drug release of these microspheres were also investigated.

Recherche

Bio-ingénierie

Creating Alginate Hydrogel Microspheres Using Microfluidic Electrospray for Controlled Drug Release

To begin, mix ALG with ultrapure water in a water bath, tempered at 50 degrees Celsius. Separately, prepare mass fraction with 5%solutions of calcium chloride, ferric chloride, zinc sulfate, and copper sulfate in ultrapure water. Pour each solution separately into a collecting dish.Place a glass capillary tube over a blowtorch flame to soften it and stretch it to various diameters. With a glass cutter, cut off the fine parts and gently polish the tip port with silicon carbide sandpaper. Connect the thick end of the capillary tube to a long tubing and the other end to a dispensing needle in a five-milliliter syringe.Attach the syringe to the microfluidic syringe pump and the capillary tubing at one end to the holder. Connect the red high-voltage end clip of the high-voltage power supply to the dispensing needle of the syringe and place the silver clip in the collection fluid. This configuration creates a simple microfluidic electrospray device.Place the collection dishes containing different metal ions directly under the capillary tube. Turn on the microfluidic syringe pump. Select fast forward to prime the tube with the ALG and set the flow rate to two milliliters per hour.Switch on the high-voltage power switch and turn the knob to set the voltage to five to seven kilovolts. Collect ALG microspheres cross-linked with different metal ions. After the formation of ALG hydrogel microspheres, transfer them to individual labeled 1.5-milliliter centrifuge tubes.The micrographs of ALG microspheres showed good sphericity, smooth surface, and uniform particle size distribution. Scanning electron microscopy showed that the microspheres were generally spherical with well-defined roundness.

Création de microsphères d’hydrogel d’alginate à l’aide de l’électropulvérisation microfluidique pour une libération contrôlée de médicament

Biocompatibility Tests to Assess the Use of Sodium Alginate Hydrogel Microspheres for Drug Delivery

To begin, prepare zinc, calcium, copper, and ferric alginate hydrogel micro-spheres. For the antimicrobial performance test, add 10 milliliters of each of the two bacterial solutions into a 15 milliliter sterile centrifuge tube. Then incubate the cultures with 0.5 milliliters of hydrogel microspheres in a constant temperature shaker.Dilute each bacterial solution, 10 to the power of five times, with sterile water. Using sterile glass beads, evenly spread 200 microliters of bacterial solution on an LB solid medium. Place the plates in an incubator at 37 degrees Celsius for 12 hours to assess colony formation.Add one milligram per milliliter of bovine serum albumin or BSA suspension, to 500 microliters of each microsphere and incubate for 24 hours. Add each saturated sample to one milliliter PBS, and agitate for 15 minutes at 37 degrees Celsius with continuous shaking at 80 revolutions per minute. After aliquoting, replace the medium with a fresh one at one, three, six, 12, 24, 36, and 48 hours.Quantify the supernatant protein concentrations at specific times. Add the prepared ALG microspheres to PBS, and incubate them at 37 degrees Celsius for 24 hours. Obtain whole blood from healthy mice in anticoagulation tubes containing sodium citrate.After vortexing centrifuge the tube for 15 minutes at 1, 500 revolutions per minute to obtain red blood cells. After flushing the cells, prepare a 10%red blood cell solution with PBS, and add 20 microliters of blood cell solution to the microsphere experimental and control groups. Incubate the samples at 37 degrees Celsius for four hours, and centrifuge them at 1, 500 RPM for 15 minutes.After keeping the supernatant aside, photograph the red blood cells in each group following hemolysis. Finally, measure the absorbance values of the supernatants in each group and compute the hemolysis rate using the formula. Different microspheres exhibited antibacterial activity against staphylococcus aureus and escherichia coli with copper and zinc, ALG microspheres, showing the strongest antibacterial properties.The drug release assay revealed that the release rate of the iron microsphere was relatively faster than that of the other three ions. Biocompatibility assessment showed that the red blood cells in the suspension remained intact upon contact with different microspheres, indicating minimal hemolysis by the microspheres.