L’objectif de notre groupe est de proposer une nouvelle méthodologie analytique qui permette un contrôle efficace des contaminants et des résidus dans différentes matrices grâce à l’identification unique des composés dans les cabines. Nous avons essayé de résoudre certains défis liés à la sécurité alimentaire en utilisant des plateformes analytiques avancées et un traitement durable des échantillons. Des recherches récentes sur les mycotoxines mettent en évidence les progrès des méthodes de détection telles que la spectrométrie massive et les biocapteurs.
Il explore également l’impact sur la santé et les stratégies de réduction de la contamination, dans le but d’améliorer la sécurité alimentaire et de développer des processus de détoxification efficaces dans les pratiques agricoles. La spectrométrie de masse est essentielle pour détecter les résidus chimiques et les contaminants, y compris les mycotoxines dans les aliments. Les progrès récents de la spectrométrie de masse ont fait passer la recherche d’une méthode analytique cible à une méthode analytique non cible, la commercialisation de la mobilité ionique et la spectrométrie de masse à haute résolution contribuant à cette tendance croissante.
Il permet la quantification analytique de chaque alcaloïde régulé de l’ergot. L’analyse chromatographique de ces composés peut conduire à une erreur de quantification, surtout si les pics ne sont pas suffisamment résolus. Ainsi, la mise en œuvre de la spectrométrie de mobilité ionique apporte une autre dimension pour les quantifier en fonction de leurs valeurs de mobilité.
Notre intérêt pour les recherches futures n’est pas seulement de continuer à aborder le contrôle des contaminants émergents dans les aliments, mais aussi de nous concentrer sur la biosurveillance exposomique et humaine. Il est crucial de comprendre le lien entre l’exposition environnementale et la santé, en mesurant les produits chimiques, les toxines et d’autres métabolites dans les fluides biologiques. Pour commencer, préparez deux flacons ambrés de 1,5 millilitre avec 500 microlitres de solution intermédiaire, et un autre flacon avec un mélange de solvants comme solution de lavage.
Pendant le conditionnement de la colonne de chromatographie liquide, rédigez la liste de travail, y compris les deux solutions. Dans la colonne Fichier de méthode de la liste de travail, chargez le fichier de méthode d’acquisition, enregistré avec les paramètres requis. Créez un dossier pour enregistrer tous les fichiers de données acquis.
Acheminez tous les échantillons vers le dossier sélectionné dans la colonne du chemin d’accès à l’échantillon. Allez dans la barre d’outils supérieure du logiciel et exécutez la liste de travail. Une fois la liste de travail exécutée, ouvrez le logiciel qualitatif.
Pour charger tous les échantillons analysés, sélectionnez fichier, puis ouvrez la liste de travail. Faites un clic droit sur un échantillon correspondant à la solution EA. Allez dans Modifier le chromatogramme, puis sélectionnez Type, puis Chromatogramme ionique extrait.
Entrez la masse moléculaire théorique de l’ion protoné pour chaque EA, puis cliquez sur Ajouter et sur OK. Six chromatogrammes ioniques extraits apparaîtront, correspondant à six EA et à leurs épimères. Dans chaque chromatogramme ionique extrait, deux pics correspondant à l’EA principal et à son épimère apparaîtront. Faites un clic droit tout en sélectionnant toute la zone d’un pic, et le spectre de mobilité ionique apparaîtra.
Allez sur l’axe x du spectre de mobilité ionique, cliquez avec le bouton droit de la souris et cliquez sur la section transversale de collision. Si la valeur CCS n’apparaît pas, faites un clic droit sur le spectre de mobilité et sélectionnez copier sur le mobilogramme, puis cliquez à nouveau avec le bouton droit de la souris sur le spectre de mobilité et sélectionnez l’état de charge attribué. Introduisez la masse exacte et la charge de l’ion.
Ensuite, sur la base de données de fragmentation provenant de la littérature et des bases de données, comparez et sélectionnez l’ion produit le plus intense comme point d’identification complémentaire. Notez le temps de rétention, la valeur CCS et la masse exacte de l’adduit ionique principal pour chaque EA afin de créer une méthode de quantification. Ensuite, ouvrez le logiciel de traitement des données et cliquez sur l’onglet gestion des méthodes, puis cliquez sur les paramètres de l’analyte.
Entrez le nom de chaque EA ainsi que son temps de rétention, sa valeur CCS et la masse des adduits protonés. Ajustez la tolérance pour chaque point d’identification si nécessaire tout en utilisant les paramètres par défaut. Pour commencer, conditionnez la colonne de chromatographie liquide et configurez les paramètres d’acquisition.
Pesez un gramme d’échantillon dans un tube à centrifuger de 50 millilitres. Ajoutez quatre millilitres de solution d’extraction et agitez l’échantillon pendant une minute. Centrifuger l’échantillon pendant cinq minutes à 9 750 g et quatre degrés Celsius.
Transférez l’ensemble du surnageant dans un tube à centrifuger de 15 millilitres contenant 150 milligrammes de mélange de sorbant et agitez l’échantillon pendant une minute. Après avoir centrifugé l’échantillon, prélevez le surnageant et transférez-le dans un flacon en verre ambré de quatre millilitres. Évaporez l’extrait sous un léger jet d’azote, puis reconstituez l’échantillon dans 750 microlitres de mélange d’eau de méthanol.
À l’aide d’une seringue de deux millilitres, filtrez l’échantillon à travers un filtre en nylon de 0,22 micromètre dans un flacon chromatographique ambré de 1,5 millilitre. Pour commencer, préparez les échantillons d’alcaloïde de l’ergot, ou EA, et obtenez la courbe d’étalonnage appariée à la matrice à l’aide de la chromatographie liquide. Ouvrez le logiciel quantitatif et accédez à l’onglet rapide des tâches.
Cliquez sur importer le lot. Une fois le lot importé, cliquez sur traiter le lot sous Importer le lot. Une fois le traitement des données terminé, accédez à Examiner le filtrage et recherchez les problèmes liés à l’intégration automatique, tels que des pics chromatographiques incorrects trop proches les uns des autres.
Si c’est le cas, restreindre ou élargir les valeurs relatives à la tolérance de temps de rétention, à la tolérance de valeur CCS et/ou à l’erreur de masse initialement établies dans le fichier de méthode quantitative, puis retraiter les données. Si l’intégration automatique des pics sélectionne toujours des pics incorrects, sélectionnez manuellement la zone du chromatogramme qui apparaît dans la fenêtre de dépistage de l’examen. Dans l’onglet Gestion des lots, accédez à la fenêtre de concentration des lots et spécifiez une valeur de concentration pour chaque niveau établi précédemment.
Une fois cela fait, cliquez sur enregistrer les concentrations. Cliquez sur quantifier le lot et ajustez les paramètres tels que le modèle pour qu’il s’adapte aux données d’étalonnage, l’attente et le fait de forcer le modèle à franchir zéro. Une fois la quantification des alcaloïdes de l’ergot terminée, cliquez sur l’onglet Quantification, puis faites un clic droit sur le dossier du lot à l’extrême gauche et sélectionnez générer un rapport.
Enfin, choisissez la quantification de l’analyte et exportez le rapport dans le format souhaité. La séparation chromatographique a révélé des pics clairs pour chaque paire d’épimères EA, à l’exception de l’ergotamine et de l’ergotamine, qui ont montré un léger chevauchement en raison de leurs temps de rétention proches. La spectrométrie de mobilité ionique a permis de séparer l’ergotamine et l’ergotamine, fournissant des valeurs CCS distinctes.
L’analyse de la suppression du signal ou de l’effet d’amélioration a montré une interférence matricielle minimale avec une plage de moins 32 % à 18 %, permettant une quantification précise à l’aide de la courbe d’étalonnage standard, à l’exception de l’ergamétanine qui est requise à partir de la courbe d’étalonnage appariée à la matrice. La précision de la méthode a été confirmée par des taux de récupération pour tous les analytes dans un rayon de 72 à 117 %, à l’exception de l’ergotamine, qui a montré des valeurs de récupération de 43 à 45 %Les valeurs limites de quantification variaient de 0,65 à 2,6 nanogrammes par millilitre, confirmant la sensibilité de la méthode.
