Das Ziel unserer Gruppe ist es, eine neue analytische Methodik vorzuschlagen, die eine effiziente Kontrolle von Kontaminanten und Rückständen in verschiedenen Matrices durch die eindeutige Identifizierung von Verbindungen in der Kabine ermöglicht. Wir haben versucht, einige Herausforderungen im Zusammenhang mit der Lebensmittelsicherheit mit fortschrittlichen Analyseplattformen und nachhaltiger Probenbehandlung zu lösen. Jüngste Forschungen zu Mykotoxinen unterstreichen Fortschritte bei Nachweismethoden wie Massivspektrometrie und Biosensoren.
Es werden auch die gesundheitlichen Auswirkungen und Strategien zur Reduzierung von Kontaminationen untersucht, mit dem Ziel, die Lebensmittelsicherheit zu verbessern und effiziente Entgiftungsprozesse in der landwirtschaftlichen Praxis zu entwickeln. Die Massenspektrometrie ist der Schlüssel zum Nachweis chemischer Rückstände und Kontaminanten, einschließlich Mykotoxinen in Lebensmitteln. Die jüngsten Fortschritte in der Massenspektrometrie haben die Forschung von einer Target- zu einer Non-Target-Analysemethode verlagert, wobei die Kommerzialisierung der Ionenmobilität und die hochauflösende Massenspektrometrie zu diesem wachsenden Trend beitragen.
Es ermöglicht die analytische Quantifizierung jedes regulierten Mutterkornalkaloids. Die chromatographische Analyse dieser Verbindungen kann zu Fehlquantifizierungen führen, insbesondere wenn die Peaks nicht ausreichend aufgelöst sind. Die Implementierung der Ionenmobilitätsspektrometrie bietet also eine weitere Dimension, um sie auf der Grundlage ihrer Mobilitätswerte zu quantifizieren.
Unser Interesse an der zukünftigen Forschung besteht nicht nur darin, uns weiterhin mit der Kontrolle neu auftretender Kontaminanten in Lebensmitteln zu befassen, sondern sich auch auf das exposomische und humane Biomonitoring zu konzentrieren. Es ist von entscheidender Bedeutung, den Zusammenhang zwischen Umweltbelastung und Gesundheit zu verstehen, indem Chemikalien, Toxine und andere Metaboliten in biologischen Flüssigkeiten gemessen werden. Bereiten Sie zunächst zwei braune 1,5-Milliliter-Fläschchen mit 500 Mikrolitern Zwischenlösung und ein weiteres Fläschchen mit einer Mischung aus Lösungsmitteln als Waschlösung vor.
Schreiben Sie während der Konditionierung der Flüssigkeitschromatographiesäule die Arbeitsliste mit den beiden Lösungen. Laden Sie in der Spalte Methodendatei des Arbeitsvorrats die Datei mit der Akquisitionsmethode, die mit den erforderlichen Parametern gespeichert wurde. Erstellen Sie einen Ordner, in dem alle erfassten Datendateien gespeichert werden.
Leiten Sie alle Samples an den ausgewählten Ordner in der Spalte "Sample-Pfad" weiter. Gehen Sie in die obere Symbolleiste der Software und führen Sie die Arbeitsliste aus. Sobald die Arbeitsliste ausgeführt ist, öffnen Sie die qualitative Software.
Um alle analysierten Proben zu laden, wählen Sie Datei und dann offene Arbeitsliste. Klicken Sie mit der rechten Maustaste auf ein Beispiel, das der EA-Lösung entspricht. Gehen Sie zu Chromatogramm bearbeiten, wählen Sie dann Typ aus, gefolgt von extrahiertem Ionenchromatogramm.
Geben Sie die theoretische Molekülmasse des protonierten Ions für jeden EA ein und klicken Sie dann auf Hinzufügen und dann auf OK. Es erscheinen sechs extrahierte Ionenchromatogramme, die sechs EAs und ihren Epimeren entsprechen. In jedem extrahierten Ionenchromatogramm erscheinen zwei Peaks, die dem Haupt-EA und seinem Epimer entsprechen. Klicken Sie mit der rechten Maustaste, während Sie den gesamten Bereich eines Peaks auswählen, und das Ionenmobilitätsspektrum wird angezeigt.
Gehen Sie zur x-Achse des Ionenmobilitätsspektrums, klicken Sie mit der rechten Maustaste und klicken Sie auf Kollisionsquerschnitt. Wenn der CCS-Wert nicht angezeigt wird, klicken Sie mit der rechten Maustaste auf das Mobilitätsspektrum und wählen Sie In Mobilogramm kopieren, klicken Sie dann erneut mit der rechten Maustaste auf das Mobilitätsspektrum und wählen Sie den zugewiesenen Ladezustand aus. Geben Sie die genaue Masse und die Ladung des Ions ein.
Vergleichen Sie dann auf der Grundlage von Fragmentierungsdaten aus Literatur und Datenbanken das intensivste Produkt und wählen Sie es als ergänzenden Identifikationspunkt aus. Notieren Sie sich die Retentionszeit, den CCS-Wert und die genaue Masse des Hauptionenaddukts für jeden EA, um eine Quantifizierungsmethode zu erstellen. Öffnen Sie als Nächstes die Datenverarbeitungssoftware und klicken Sie auf die Registerkarte Methodenverwaltung und dann auf Analyteinstellungen.
Geben Sie den Namen jedes EA zusammen mit seiner Retentionszeit, dem CCS-Wert und der Masse der protonierten Addukte ein. Passen Sie die Toleranz für jeden Identifikationspunkt nach Bedarf an, während Sie die Standardeinstellungen verwenden. Konditionieren Sie zunächst die Flüssigkeitschromatographiesäule und konfigurieren Sie die Erfassungsparameter.
Wiegen Sie ein Gramm Probe in einem 50-Milliliter-Zentrifugenröhrchen. Fügen Sie vier Milliliter der Extraktionslösung hinzu und wirbeln Sie die Probe eine Minute lang ein. Zentrifugieren Sie die Probe fünf Minuten lang bei 9.750 g und vier Grad Celsius.
Der gesamte Überstand wird in ein 15-Milliliter-Zentrifugenröhrchen mit 150 Milligramm Sorptionsmittelmischung überführt und die Probe eine Minute lang vortext. Nach dem Zentrifugieren der Probe wird der Überstand entnommen und in ein Vier-Milliliter-Braunglasfläschchen überführt. Verdampfen Sie den Extrakt unter einem sanften Stickstoffstrahl und rekonstituieren Sie die Probe dann in einem Methanol-Wasser-Gemisch von 750 Mikrolitern.
Filtrieren Sie die Probe mit einer Zwei-Milliliter-Spritze durch einen 0,22-Mikrometer-Nylonfilter in ein 1,5-Milliliter-Bernstein-Chromatographiefläschchen. Bereiten Sie zunächst die Mutterkornalkaloid- oder EA-Proben vor und erhalten Sie die matrixangepasste Kalibrierkurve mit Hilfe der Flüssigchromatographie. Öffnen Sie die quantitative Software und navigieren Sie zum Aufgaben-Quickregister.
Klicken Sie auf Stapel importieren. Sobald der Stapel importiert ist, klicken Sie unter Stapel importieren auf Stapel verarbeiten. Nachdem die Datenverarbeitung abgeschlossen ist, gehen Sie zu Screening überprüfen und prüfen Sie, ob Probleme im Zusammenhang mit der automatischen Integration auftreten, z. B. falsche chromatographische Peaks, die zu nahe beieinander liegen.
Wenn dies der Fall ist, schränken Sie die Werte, die sich auf die Toleranz der Retentionszeit, die Toleranz des CCS-Werts und/oder den Massenfehler beziehen, ein oder erweitern Sie sie und verarbeiten Sie die Daten erneut. Wenn die automatische Peak-Integration immer noch falsche Peaks auswählt, wählen Sie manuell den Bereich im Chromatogramm aus, der im Überprüfungsfenster angezeigt wird. Navigieren Sie auf der Registerkarte "Chargenverwaltung" zum Fenster "Chargenkonzentration" und geben Sie einen Konzentrationswert für jede zuvor festgelegte Stufe an.
Wenn Sie fertig sind, klicken Sie auf Konzentrationen speichern. Klicken Sie auf Batch quantifizieren und passen Sie die Parameter wie das Modell an die Kalibrierungsdaten an, warten und das Modell zwingen, die Null zu überschreiten. Sobald die Quantifizierung der Mutterkornalkaloide abgeschlossen ist, klicken Sie auf die Registerkarte Quantifizierung, klicken Sie dann mit der rechten Maustaste auf den Chargenordner ganz links und wählen Sie Bericht erstellen.
Wählen Sie abschließend die Analytquantifizierung und exportieren Sie den Bericht im gewünschten Format. Die chromatographische Trennung zeigte deutliche Peaks für jedes EA-Epimerpaar, mit Ausnahme von Ergotamin und Ergotamin, die aufgrund ihrer engen Retentionszeiten eine leichte Überlappung aufwiesen. Die Ionenmobilitätsspektrometrie ermöglichte die Ausgangstrennung von Ergotamin und Ergotamin und lieferte unterscheidbare CCS-Werte.
Die Analyse der Signalunterdrückung oder des Verstärkungseffekts zeigte eine minimale Matrixinterferenz mit einem Bereich von minus 32 % bis 18 %, was eine genaue Quantifizierung anhand der Standardkalibrierungskurve ermöglicht, mit Ausnahme von Ergametranin, das von der matrixangepassten Kalibrierkurve benötigt wird. Die Genauigkeit der Methode wurde durch Wiederfindungsraten für alle Analyten zwischen 72 und 117 % bestätigt, mit Ausnahme von Ergotamin, das Wiederfindungswerte von 43 bis 45 % aufwies. Die Bestimmungsgrenze lag zwischen 0,65 und 2,6 Nanogramm pro Milliliter, was die Empfindlichkeit der Methode bestätigt.
