דור של תת עורי וintrahepatic אדם xenografts קרצינומה hepatocellular בעכברים עם מערכת חיסון חלשים

Summary

xenografts גידול האנושי בעכברים עם מערכת חיסון חלשים הם כלים רבי ערך כדי ללמוד ביולוגיה בסרטן. פרוטוקולים ספציפיים כדי ליצור xenografts תת עורי וintrahepatic מתאי אנושיים hepatocellular קרצינומה או שברי גידול מתוארים. התחדשות כבד הנגרמת על ידי כריתה חלקית בעכברי נמען מוצגת כאסטרטגיה כדי להקל על קליטתם intrahepatic.

Abstract

In vivo מודלים ניסיוניים של קרצינומה hepatocellular (HCC) כי לשחזר את המחלה האנושית מספקים פלטפורמה רבת ערך למחקר להפתופיזיולוגיה מחלה ולהערכה קליני של טיפולים חדשניים. אנו מציגים מגוון רחב של שיטות ליצירה תת עורית או xenografts HCC האנושי בעכברים עם מערכת חיסון חלשים orthotopic שיכול להיות מנוצל במגוון רחב של יישומי מחקר. עם דגש על השימוש ברקמת גידול ראשונית מחולים שעברו כריתה כירורגית כנקודת התחלה, אנו מתארים את ההכנה של השעיות תא או שברי גידול לxenografting. אנו מתארים טכניקות ספציפיות לxenograft רקמות אלה תת עורי), או ii) intrahepatically, או על ידי השתלה ישירה של תאים סרטניים או שברים בכבד, או בעקיפין על ידי הזרקה של תאים לתוך טחול העכבר. אנו גם מתארים את השימוש של כריתה החלקית של כבד עכבר הילידים בזמן xenografting כאסטרטגיה ללגרום למצב של התחדשות כבד פעילה בעכבר הנמען שעשוי להקל על קליטתם intrahepatic של תאים סרטניים אנושיים ראשוניים. התוצאות הצפויות של טכניקות אלה באים לידי ביטוי. הפרוטוקולים שתוארו אומתו באמצעות דגימות אנושיות ראשוני HCC וxenografts, אשר בדרך כלל לבצע פחות וחסונה יותר משורות תאי HCC האנושי המבוססות היטב כי נמצא בשימוש נרחב ומצוטטות לעתים קרובות בספרות. בהשוואה לשורות תאים, אנו דנים גורמים אשר עשוי לתרום לסיכוי הנמוך יחסית של engraftment HCC העיקרי במודלי xenotransplantation ולהגיב על בעיות טכניות שעלולות להשפיע על קינטיקה של צמיחת xenograft. אנחנו גם מציעים שיטות שיש ליישם כדי להבטיח שxenografts השיגה במדויק דומה רקמות HCC הורה.

Introduction

קרצינומה hepatocellular (HCC) היא הסרטן החמישי הנפוץ ביותר בעולם והסיבה הכי בקצב המואץ למוות מסרטן בצפון אמריקה. גורם הסיכון הנפוץ ביותר עבור HCC הוא שחמת כבד, בתדירות הגבוהה ביותר מתרחש עקב דלקת כבד כרונית נגיפית, שימוש לרעה באלכוהול, מחלות אוטואימוניות, או הפרעות מטבוליות תורשתיות ^1.

למרות נטל מחלת הכבד שהוטל על ידי HCC על אוכלוסיות ברחבי העולם, הפתופיזיולוגיה של HCC מובנת יחסית גרוע בהשוואה לסוגי סרטן שכיח אחרים כגון מעי גס, שד, או סרטן הערמונית. לדוגמא, אירועים מולקולריים ותאיים ספציפיים נהיגה tumorigenesis להישאר להיות מוגדרים ² באופן ברור. כמו רוב סוגי סרטן אפיתל מוצקים אחרים, גישות הגנומי חשפו את ההטרוגניות בסטיות קשורות עם HCC ^3. מספר המחקרים גילו פעילות מסודרות של מגוון רחב של מסלולי איתות מעורבים בהתפשטות תאים, survival, בידול ואנגיוגנזה ^4. בנוסף, תפקידם של תאי גזע סרטני בpathobiology HCC נשאר להתברר ^5.

עם הבנה מוגבלת של הפתופיזיולוגיה HCC, בארסנל של טיפולים יעילים לHCC גם נשאר מוגבל יחסית. חולים בשלב מוקדם, עם גידולים מוגבלים לכבד הם מועמדים לטיפול מרפא באמצעות אבלציה גידול או כריתה כירורגית, אם כי ההישנות היא שכיחה. עבור חולים עם מחלה מתקדמת יותר, כימותרפיה והקרנות הם בעלי יעילות מוגבלת ומשמשים בעיקר לבקרת מחלות בכוונה פליאטיבי ^6.

באיכות גבוהה במודלי ניסויי vivo של HCC האנושי ובכך מספקת פלטפורמה רבת ערך למחקר בסיסי נחוץ להפתופיזיולוגיה של HCC האנושי, כמו גם להערכה של גישות טיפוליות חדשניות. בהשוואה לשימוש בשורות תאים או מודלים עכבר מוגדרים מאוד, xenografts של פריגידולים אנושיים בעכברים עם מערכת חיסון חלשים מרי צמחו ככלים רבי ערך למחקרים מסוג זה שכן הם מסוגלים משחזרים מחלות של בני אדם עם נאמנות גבוהה גם בעת לכידת הטרוגניות שקיימת בתוך ובין חולים השונים ^7,8. לשם כך, פיתחנו מגוון רחב של שיטות להקמת xenografts HCC האנושית בעכברים עם מערכת חיסון חלש. בעוד שרוב המחקרים שפורסמו מעורבים xenografts HCC לתאר את השימוש בשורות תאי HCC האנושי מבוססות היטב למטרה זו, אנו מתמקדים באופטימיזציה של מבחני שלנו כדי ליצור xenografts מדגימות HCC עיקריות מתקבלת מייד לאחר כריתה כירורגית של חולים.

טכניקות xenografting שונות עשויות להידרש למחקר יישומים שונים. לדוגמא, xenografts תת עורי שנוצרה מתוך שברי גידול נוצרות במהירות, נמצאת במעקב בקלות, ועשוי להיות מתאים יותר לממשל מקומי של הרפוי רומן עם נוחניטור של תגובת גידול. xenografts intrahepatic עשויה להיות רלוונטית יותר למחקרים הנוגעים לתפקידו של המיקרו בכבד בביולוגיה HCC. Xenografts שנוצרה מהשעיות תא גידול נחוצות לזיהוי והאפיון של תת תא ייזום גידול או לניסויים הדורשים במניפולציות מבחנה של תאים סרטניים לפני xenotransplantation. וכך פיתחנו ומאומתים הפרוטוקולים הבאים להקים תת עורית או xenografts intrahepatic מהשעיות תא או שברי גידול נבעו מדגימות HCC האנושי ראשוניות.

Protocol

סקירה סכמטי של הפרוטוקול מוצגת באיור 1.

1. עיבוד של דוגמאות HCC האנושי

להשיג דגימות HCC האנושי ראשוניות בהסכמת מטופל בכתב ובאישור של ועדת האתיקה במחקר המוסדית. פרוטוקולים אלה בוצעו במוסד שלנו עם אישור מרשת הבריאות באוניברסיטת מחקר האתיקה המועצה בהתאם לכל הנחיות מוסדיות, לאומיים ובינלאומיות לרווחת אדם.

לאסוף דגימות HCC טריות בהקדם האפשרי לאחר ההליך כירורגי דגימות פעם אחת מתאימות ננקטו לצורך קליני. באופן אידיאלי זה אמור להתרחש בתוך 30 דקות לאחר הסרת הרקמה מהמטופל. כפי שמודגם באיור 2, מדגם של לפחות 1 סנטימטר ³ המתקבל מהפריפריה של הגידול הוא אופטימלי, שכן החלק מהגידול המרכזי עשוי להיות נמקים.גידולים שלא קיבלו כל טיפול לפני כריתה כגון קרינה, כימותרפיה, או אבלציה עדיפים על מנת למקסם את הסיכוי שתאים סרטניים הם בת קיימא. ידית רקמות אנושיות ראשוניות בהתאם לפרוטוקולי מגן אישיים סטנדרטיים לחומר ביולוגי מסוכן. לבצע את כל המניפולציות במעבדה של רקמות גידול והכנות תא בארון בטיחות ביולוגית בכיתה השנייה תוך שימוש בטכניקות מזוהמות.

1. מניחים את מדגם HCC הטרי ב10-25 מיליליטר F12 של Dulbecco סרום ללא שינוי הנשר בינוני / של חזיר על 4 מעלות צלזיוס ולהעביר על קרח למעבדה לעיבוד והכנה של שברים ו / או תאי רקמות לxenografting לעכברים מיידיים.
2. בעזרת מלקחיים סטריליות, למקם את מדגם הגידול בx 20 מ"מ צלחת פטרי 100 מ"מ או משטח עבודה אחר מתאים סטרילי. מחלקים את מדגם גידול לרסיסים של כ 2-3 מ"מ ³ באמצעות סכין אזמל כירורגי No.10. בשלב זה, לשקול Snap-הקפאה או של תיקון פורמליןשתי ברי גידול לניסויים אחרים או ניתוחים כנדרש.
3. לxenografting של שברי גידול, למקם כמה שברי HCC לתוך צינורות microcentrifuge אחד או יותר המכילים מספיק Matrigel לאפשר לברים להישאר מתחת למים. שמור על צינורות אלה על קרח.
4. להכנת תרחיף תאים סרטניים, השתמש בלהב סכין המנתחים כירורגית כדי לקצץ את רקמת HCC שנותר ככל האפשר ולערבב עם 5-10 מיליליטר של DMEM-F12 בצינור חרוטי 50 מיליליטר תלוי בנפח של הרקמה הטחון.
5. הוספת סוג IV collagenase וdispase השני בריכוזים סופיים של 200 יחידות / מיליליטר ו0.8 יחידות / בהתאמה מ"ל. פיפטה את התערובת למעלה ולמטה גם באמצעות פיפטה 25 מיליליטר.
6. לאטום צינור דגירה את התערובת משלב 1.6 על 37 מעלות צלזיוס ב5% חממת פחמן דו חמצני ל30-60 דקות בהתאם לרכות של רקמת הגידול. פיפטה את התערובת למעלה ולמטה כמה פעמים כל 10 דקות כדי להעריך את ההתקדמות של עיכול אנזימטי.
7. לאחר diGestion הושלם, להעביר את פתרון הגידול דרך מסננת 100 תא מיקרומטר. בעדינות מועך את הרקמות שנותרו במסננת התא באמצעות פיפטה קצה 25 מיליליטר כדי לאפשר למספר המרבי של תאים סרטניים לעבור. אסוף את ההשעיה התא המתוחה בצינור חרוטי 15 מיליליטר.
8. צנטריפוגה ההשעיה תא הגידול ב1,200 סל"ד במשך 5 דקות ב 4 ° C.
9. בעדינות למזוג supernatant. בהתאם לגודל של גלולה, להוסיף 2-5 מיליליטר של תאי דם אדומים 1x הקר כקרח (RBC) תמוגה חיץ ופיפטה בעדינות מעלה ומטה כדי resuspend את הכדור. שמור על קרח למשך 5 דקות.
10. הוספת DMEM-F12 בהיקף כולל של 15 מיליליטר ו צנטריפוגות ב 1,000 סל"ד במשך 5 דקות ב 4 ° C כדי לשטוף את מאגר תמוגה RBC.
11. בעדינות למזוג supernatant ו resuspend תא גלולה גידול RBC-החופשי בDMEM-F12.
12. ספירת תאי קיימא באמצעות הרחקת trypan כחולה באופן ידני או עם דלפק תא אוטומטי.
13. aliquots תאים סרטניים צנטריפוגה המכילים את numbe הרצויr של תאים להזרקה כפי שתואר לעיל, resuspend את הכדור וכתוצאה מכך התא ב30 μl של Matrigel קר כקרח, ולאחסן על קרח.

אופציונאלי: לאחר שלב 1.11, אנו ימוצה באופן שיגרתי CD45 + תאים אנושיים (לויקוציטים) מהשעית תא גידול בתפוצה רחבה ו / או לטהר תת קבוצות של תאים סרטניים באמצעות cytometry זרימה או חרוזים immunomagnetic. פרוטוקולים מפורטים לטכניקות אלו מתוארים היטב על ידי היצרנים של נוגדנים הרלוונטיים, חרוזים, וזרימת cytometers.

הערה: הפרוטוקול שתואר לעיל יכול לשמש גם כדי לעבד xenografts גידול האדם נבצר מעכברים על מנת לבצע השתלת סדרתי, החלפת רקמת xenograft לרקמות HCC האנושי ראשוניות בשלב 1.1. במצב זה, לאחר שלב 1.11, אנחנו באופן שיגרתי לרוק חדירת תאים עכבריים מהשעית התא באמצעות נוגדן כנגד אנטיגן histocompatibility העכבר H2K.

2.Xenografting

לנהל את כל הליכים בבעלי החיים בהתאם לפרוטוקולים שאושרו על ידי ועדת טיפול בבעלי חיים המוסדי. ההליכים המתוארים במסמך זה הושלמו בשימוש בבעלי החיים לפרוטוקול ספציפי שאושר על ידי ועדת הטיפול בבעלי חיים ברשת בריאות באוניברסיטה בהתאם ועמידה בכל סוכנויות הרלוונטיות הרגולציה ומוסדיות, תקנות והנחיות.

מכשור לאספקה ​​של חומרי הרדמה נדיפים שאיפה לבעלי חיים קטנים צריך להיות מנוצל על פי נהלי הפעלה סטנדרטיים של מתקן בעלי החיים ומכון מחקר. לבצע את כל ההליכים כירורגיים באמצעות טכניקת aseptic וכלים סטריליים בארון בטיחות ביולוגי בכיתה השנייה. לנצל כשל חיסוני חמור סוכרתי שאינה סובל מהשמנת יתר בשילוב (NOD / SCID) או NOD SCID / אינטרלוקין 2 null שרשרת גאמא קולט זנים / (NSG) של עכברים משני מינים ב6-8 שבועות של גיל (המעבדה ג'קסון, בר הרבור, ME) ^9,10. אלהעכברים חייבים להיות מאוחסנים ונשמרו במתקן מסוגל לספק תנאי הפתוגן ללא מתאימים לבעלי חיים עם מערכת חיסון חלש.

הכן את העכברים לניתוח בתא אספקת 5% (v / v) Isoflurane בשאיפה ב1 ליטר / דקה של חמצן. לשמור על הרדמה עד שיש אובדן של רפלקס קרני ובוהן בבעלי החיים (ים). לxenografting תת עורית, לגלח אזורים קטנים אחד או יותר על dorsum של החיה (ים) ולנקות את העור עם 70% אתנול. לxenografting intrahepatic, לגלח את החזה והבטן הגחון של החיה (ים) מהשחי למטה לאזור המפשעה ולנקות את העור עם 70% אתנול.

2.1 השרשה תת עורי של שברי גידול

1. מניחים את העכבר המורדם נוטה, שמירה על ההרדמה שאיפת Isoflurane (2% (v / v) ב1 ליטר / דקה O ₂₎ עם שופר. החל Tear-ג'ל כדי להגן על העיניים של בעל החיים מפגיעה טראומטית.
2. לחטא את אזור הגב המגולח (ים) עם פולידיןלקרצף כירורגית אחרי 70% אתנול ולבסוף עם פתרון povidone-יוד.
3. לעשות חתך בעור 5 מ"מ באמצעות מספריים חדים סטרילי.
4. הכנס מספריים קהים סגרו בעדינות לתוך החלל תת עורי והתפשט בעדינות לפתח כיס גדול מספיק כדי להכיל שבר גידול.
5. הכנס את בר הגידול מוכן בשלב 1.3 לכיס תת עורית באמצעות מלקחיים בסדר סטרילי.
6. לסגור את החתך בעור באמצעות תפרים או קליפים.
7. לספק טיפול לאחר ניתוח לעכבר כמתואר להלן.

2.2 הזרקה תת עורית של תאים סרטניים

1. הכן את בעלי החיים כפי שמתואר בשלבי 2.1.1 ו 2.1.2.
2. טען את ההשעיה של תאים סרטניים בMatrigel מוכן בשלב 1.13 לתוך מזרק אינסולין עם 29 G 1/2 במחט.
3. הכנס את המחט לתוך החלל תת עורי ולפרוק את תכולת המזרק. קידום מספר מילימטרים המחט במישור תת עורי משם frאום אתר ניקור העור מונע דליפה של ההשעיה התאים הסרטניים מחוץ לאתר לנקב עם נסיגה של המחט.
4. לספק טיפול לאחר ניתוח לעכבר כמתואר להלן.

2.3 השרשה intrahepatic של שברי גידול

1. שימוש 27 G 1/2 במחט במזרק 1 מיליליטר, לנהל 350 μl של תת עורי תמיסת מלח הרגיל סטרילי בdorsum של צווארו של בעל החיים המורדמים, כדי לפצות על הפסדי נוזלים במהלך ניתוח. לשיכוך כאבים, לנהל 350 μl של עצירות סטרילי הנורמלית מלח המכיל (0.1 מ"ג / קילוגרם) תת עורי באגף של בעלי החיים, באמצעות מחט 1/2-in 27 G במזרק 1 מיליליטר.
2. הנח את פרקדן העכבר על משטח מחומם מראש עם האף והפה ממוקם בתוך השופר, כדי לספק תחזוקת הרדמה שאיפת Isoflurane (2% (v / v) ב1 ליטר / דקת O _2).
3. להאריך את הגפיים ולאבטח אותם עם קלטת למשטח ההפעלה כדי לייעל את החשיפה שלבטן הגחון ובית החזה.
4. בצע את ההליך תחת מנורת מגדלת כדי לייעל את ההדמיה.
5. לעקר את העור המגולח בבטן ובבית החזה הגחון עם לקרצף כירורגית פולידין ואחרי 70% אתנול ולבסוף עם פתרון povidone-יוד.
6. בעזרת מספריים חדים סטרילי, לעשות חתך בעור רוחבי בין שתי המדינות subcostal ולחלק את שכבות השרירים להיכנס לחלל הצפק כדי לאפשר חשיפה נאותה של כל הכבד.
7. הנח תפר בעור מעל לתהליך xiphoid ולאבטח אותו לשופר עם קלטת על מנת לאפשר חשיפה טובה יותר של הכבד ומבנים סמוכים.
8. השתמש בשני אפליקטורים כותנה שקצה סמוכים ואחורית אל הכבד כדי לייצב אותו.
9. עושה חתך באורך 3 מ"מ ועומק על פני השטח של הכבד באמצעות להב אזמל סטרילי מס '10.
10. מייד להחיל Surgicel ולחץ עדין לאתר החתך כדי להשיג עצירת דימום; להסיר אחרי 60-90 שניותולהמשיך רק אם עצירת דימום מוחלטת הושגה.
11. הנח צעד שבר גידול 1.3 לתוך חתך הכבד עם מלקחיים בסדר סטרילי או עם מחט 18 G.
12. החל חתיכה קטנה של Surgicel על החתך הכבד כדי למנוע תזוזה של שבר הגידול ולהבטיח עצירת דימום מתמשכת.
13. סגירת החתך עם תפרים או קליפים.
14. לספק טיפול לאחר ניתוח כמתואר להלן

2.4 השרשה intrahepatic של תאים סרטניים באמצעות הזרקה ישירה לתוך הכבד

1. הכן את העכבר כמתואר ב2.3.1 שלבי 2.3.7 לעיל.
2. טען את ההשעיה התא הסרטני (מוכן בשלב 1.13) לתוך מזרק אינסולין באמצעות 29 G 1/2 במחט.
3. עם הכבד התייצב באמצעות מטוש צמר גפן-קצה, להכניס את מחט מזרק האינסולין לתוך הכבד ולקדם את הקצה כמה מילימטרים מעבר לאתר לנקב לאורך מטוס subcapsular.
4. בעדינות לפרוק את תכולת המזרק ולאתרנגולת להסיר את המחט מהכבד.
5. Surgicel מקום על האתר לנקב והפעיל לחץ עדין עם המוליך כותנה שקצה כדי למנוע דליפה של ההשעיה התא הסרטני וכדי להשיג עצירת דימום מוחלטת.
6. סגירת החתך עם תפרים או קליפים ולספק טיפול שלאחר ניתוח, כמתואר להלן.

2.5 Xenografting intrahepatic של תאים סרטניים באמצעות הזרקה לתוך הטחול

1. הכן את העכבר כמתואר ב2.3.1 צעדים ל2.3.5 לעיל.
2. בעזרת מספריים חדים סטרילי, לעשות 1 סנטימטר עזב חתך subcostal להיכנס לחלל הצפק.
3. השתמש המוליך כותנה שקצה על מנת לשקף את הבטן cranially ולצד ימינו של בעל החיים במטרה לחשוף את הטחול.
4. על ידי טיפול ברקמות שומן מסביב עם מלקחיים atraumatic בסדר סטרילי, לספק את הטחול לתוך החתך ומקום המוליך כותנה שקצה מאחורי הטחול כדי לייצב אותו.
5. באמצעות 5-0 תפר משי, מקוםקשר רופף קשור מראש סביב הטחול מעל הקוטב התחתון.
6. טען את ההשעיה התא הסרטני (מוכן בשלב 1.13) לתוך מזרק אינסולין באמצעות 29 G 1/2 במחט.
7. הכנס את מחט מזרק האינסולין לקוטב התחתון של הטחול ולקדם את זה בעבר ברמה של הקשר קשור מראש הרופף.
8. לאט לפרוק את תכולת המזרק, להוציא את המחט מהטחול, ולהדק את הקשר כדי למנוע כל דליפה של ההשעיה התא הסרטני המוזרק.
9. החלף את הטחול לתוך חלל הצפק.
10. סגירת החתך עם תפרים או קליפים ולספק טיפול שלאחר ניתוח, כמתואר להלן.

2.6 כריתה חלקית כדי להקל על קליטתם intrahepatic של רקמת גידול אדם

1. הכן את העכבר כמתואר ב2.3.1 צעדים ל2.3.7.
2. עם מספריים חדים סטרילי, לחלק את רצועת falciform המצורפת לאונה החציוני של הכבד.
3. באמצעות המוליך כותנה שקצה, לגייסהאונה השמאלית של קשר קשור מראש כבד ועמדה רופף של 5-0 תפר משי סביב האונה השמאלית. לקדם את הקשר הרופף הקרוב ככל האפשר לכיוון גבעול bilio וכלי דם של האונה השמאלית ולהדק את הקשר.
4. בלו דיסטלי האונה השמאלי לקשירה באמצעות מספריים סטרילי, ומשאיר גדם קטן כדי למנוע החלקה של הקשר ודימום שלאחר מכן.
5. שימוש בטכניקה דומה, לקשור ולכרות את רוב האונה החציוני של הכבד, הימנעות כיס המרה.
6. השימוש Surgicel ולחץ עדין עם המוליך כותנה שקצה לאורך פני שטח החתך של parenchyma הכבד כדי להשיג עצירת דימום מוחלטת.
7. לxenografting intrahepatic של שבר או גידול תאים סרטניים, להמשיך בצעדים 2.3.8 ל2.3.11 או 2.4.2 ל2.4.5 כפי שתואר לעיל.
8. לxenografting intrahepatic של תאים סרטניים באמצעות הזרקת הטחול, לנצל אפליקטורים כותנה שקצהו כדי לשקף בעדינות את הבטן cranially ולצד ימינו של בעל החיים, exposing הטחול. להמשיך עם צעדים 2.5.4 ל2.5.9 כפי שתואר לעיל.
9. סגירת החתך עם תפרים או קליפים ולספק טיפול שלאחר ניתוח, כמתואר להלן.

טיפול לאחר ניתוח 2.7

1. הסר את העכבר משופר ההרדמה שהאיפה.
2. מניחים את העכבר בכלוב תחת מנורת חום למשך כ 20 דקות עד שהתאושש מהרדמה וגיוס באופן מלא.
3. חזור על מינון עצירות כל שעות 8-12 במהלך 2-3 הימים לאחר הניתוח הראשון.

תוצאות

איור 3 מדגים את המראה האופייני של xenograft HCC האנושי תת עורי ואת מראה histopathological המקביל של הגידול. ההתפתחות והצמיחה של xenografts תת עורית ניתן לפקח בקלות על ידי בחינה יומית של עכברי נמען. מרווח הזמן בין xenografting ופיתוח של גידול עשוי להשתנות במידה רבה בהתאם לסוג של רקמה (ש...

Discussion

יש לנו תארנו מגוון של טכניקות כדי להקים תת עורי וxenografts HCC האנושי בעכברים עם מערכת חיסון חלשים intrahepatic שיכול להיות מיושמים על מגוון רחב של שאלות ומבחנים ניסיוניים. בעוד xenografts תת עורי הייתה בשימוש נרחב ללמוד היבטים שונים של הביולוגיה HCC, xenografts intrahepatic מתוארות בספרות רק לע...

Materials

Name	Company	Catalog Number	Comments
Dulbecco’s Mod. Eagle Medium/Ham’s F12 50/50 Mix x1(DMEM-F12)	WISENT Bioproducts	319-075-CL
Collagenase TypeIV	Sigma-Aldrich	C5138
Dispase II	Stemcell Technologies	7923
Matrigel Matrix	Becton-Dickinson Biosciences	354234
10 % Buffered Formalin solution	Sigma-Aldrich	HT501128
0.9 % Saline Solution (NaCl), sterile	House Brand	1011-L8001
Betadine surgical scrub	Purdue Pharma	NPN 00158313
Buprenorphine (Temegesic) NR 0.3 mg/ml	Reckitt Benckiser
Isoflurane USP, 99.9 %, inhalation anesthetic	Pharmaceutical Partners of Canada Inc.	M60302
Tear-Gel	Novartis Pharmaceuticals
Frozen section compound	VWR	95057-838
Cryomold, Tissue -Tek	Sakura Finetek	4566
Precision Glide Needle 18G 1 ½	Becton-Dickinson Biosciences	305196
Precision Glide Needle 27G ½	Becton-Dickinson Biosciences	305109
Insulin syringe, 3/10 cc U-100, 29G½	Becton-Dickinson Biosciences	309301
Surgical blade No.10	Feather Safety Razor Co.	08-916-5A
#5-0 Soft silk surgical suture, 3/8" taper point needle	Syneture	VS-880
Transpore surgical tape	3M Health care	1577-1
Cotton applicator	Medpro	018-425
Surgicel, oxidized regenerated cellulose	Ethicon	1951
Cell strainer 100 μm nylon	Becton-Dickinson Biosciences	352360
Magnification lighting with mobile base	Benson medical Industries Inc.	model: RLM-CLT-120V
Petridish sterile 100x20 mm	Sarstedt	821474
Tissue forcep, 1x2 teeth, 4-1/2"	Almedic	A10-302
Adson dressing forcep 4-3/4"	Almedic	A10-220
Eye dressing forcep, serrated, straight, 4"	Almedic	A19-560
Hartman Hemostatic Forceps, curved, 3-1/2"	Almedic	A12-142
Iris scissor, curved, 4-1/4"	Almedic	A8-690
Iris scissor, straight, 4-1/2"	Almedic	A8-684
Olsen-Hegan needle driver, 5-1/2"	Almedic	A17-228