Génération de sous-cutanée et intra-hépatique droits de carcinome hépatocellulaire xénogreffes chez la souris immunodéficientes

Résumé

Xénogreffes de tumeurs humaines dans des souris immunodéficientes sont des outils précieux pour étudier la biologie du cancer. Des protocoles spécifiques pour générer des xénogreffes sous-cutanées et intra-hépatiques à partir de cellules humaines de carcinome hépatocellulaire ou des fragments de tumeur sont décrits. La régénération du foie induite par une hépatectomie partielle dans les souris receveuses sont présentées en tant que stratégie pour faciliter la prise de greffe intrahépatique.

Résumé

In vivo sur des modèles expérimentaux de carcinome hépatocellulaire (HCC) qui récapitulent la maladie humaine fournissent une plate-forme précieuse pour la recherche dans la physiopathologie de la maladie et pour l'évaluation préclinique de nouvelles thérapies. Nous présentons une variété de méthodes pour générer des sous-cutanée ou orthotopique xénogreffes de HCC humain dans des souris immunodéficientes qui pourrait être utilisé dans une variété d'applications de recherche. En mettant l'accent sur l'utilisation de tissu de tumeur primaire provenant de patients subissant une résection chirurgicale en tant que point de départ, nous décrivons la préparation de suspensions de cellules ou fragments de tumeurs de xénogreffes. Nous décrivons des techniques spécifiques pour ces tissus xénogreffe i) par voie sous cutanée, ou ii) intrahepatically, soit par implantation directe des cellules tumorales ou des fragments dans le foie, ou indirectement par l'injection des cellules dans la rate de la souris. Nous décrivons également l'utilisation d'une résection partielle du foie de la souris native au moment de la xénogreffe comme stratégie pourinduire un état de régénération active du foie chez la souris de destinataire qui peut faciliter la prise de greffe intrahépatique de cellules primaires de tumeurs humaines. Les résultats attendus de ces techniques sont illustrées. Les protocoles décrits ont été validées avec des droits primaire échantillons et les xénogreffes HCC, qui effectuent généralement moins robuste que les lignées de cellules HCC humain bien établies qui sont largement utilisés et souvent citées dans la littérature. En comparaison avec des lignées cellulaires, nous discutons des facteurs qui peuvent contribuer à la relativement faible chance de greffe de HCC primaire dans les modèles de xénotransplantation et de commenter sur les questions techniques qui peuvent influencer la cinétique de la croissance de xénogreffes. Nous proposons également des méthodes qui devraient être appliquées pour s'assurer que les xénogreffes obtenus ressemblent précisément tissus HCC mères.

Introduction

Le carcinome hépatocellulaire (CHC) est le cinquième cancer le plus répandu dans le monde et la cause la plus rapidement croissante de décès par cancer en Amérique du Nord. Le facteur de risque le plus répandu pour le HCC est la cirrhose du foie, survenant le plus souvent due à l'hépatite virale chronique, l'abus d'alcool, maladie auto-immune, ou de troubles métaboliques héréditaires ^1.

En dépit de la lourde charge de morbidité imposé par HCC sur les populations à travers le monde, la physiopathologie de la HCC est relativement mal compris par rapport à d'autres cancers communs tels que colorectal, du sein ou le cancer de la prostate. Par exemple, les événements moléculaires et cellulaires spécifiques tumorigenèse route restent à être clairement définies ^2. Comme la plupart des autres cancers épithéliaux solides, des approches génomiques ont révélé une hétérogénéité dans les aberrations associées à HCC ^3. Un certain nombre d'études ont mis en évidence l'activité d'une variété de troubles des voies de signalisation impliquées dans la prolifération cellulaire, sursurvie, la différenciation, l'angiogenèse et ^4. En outre, le rôle des cellules souches du cancer dans le CHC pathobiology reste à préciser ^5.

Avec une compréhension limitée de la HCC physiopathologie, l'arsenal des traitements efficaces pour HCC est également restée relativement limitée. Patients à un stade précoce avec des tumeurs confinées au foie sont candidats à un traitement curatif par ablation de la tumeur ou une résection chirurgicale, mais les récidives sont fréquentes. Pour les patients atteints de la maladie plus avancé, chimiothérapie et la radiothérapie sont d'une efficacité limitée et sont utilisés principalement pour le contrôle de la maladie avec l'intention palliatifs ^6.

De haute qualité in vivo sur des modèles expérimentaux de CHC humain fournit ainsi une plate-forme précieuse pour la recherche de base indispensable dans la physiopathologie de la HCC humaine ainsi que pour l'évaluation de nouvelles approches thérapeutiques. Par rapport à l'utilisation de lignées cellulaires ou des modèles de souris hautement définis, de xénogreffes de priMary les tumeurs humaines chez des souris immunodéficientes sont apparus comme des outils précieux pour de telles études, car ils sont capables de récapituler la maladie humaine avec une grande fidélité, tout en capturant l'hétérogénéité qui est présente dans et entre les différents patients ^7,8. À cette fin, nous avons développé une variété de méthodes pour établir des xénogreffes de HCC humaines dans des souris immunodéficientes. Alors que la majorité des études publiées portant sur des xénogreffes HCC décrivent l'utilisation de lignées de cellules HCC humain bien établies à cet effet, nous nous sommes concentrés sur l'optimisation de nos analyses pour générer des xénogreffes de spécimens de HCC primaires obtenues immédiatement après la résection chirurgicale des patients.

Différentes techniques de la xénogreffe peut être nécessaire pour différentes applications de recherche. Par exemple, les xénogreffes sous-cutanées générés à partir de fragments de tumeurs sont générées rapidement, sont faciles à suivre, et peut-être plus approprié pour l'administration locale de nouvelles thérapies avec pratiquela surveillance de la réponse tumorale. Xénogreffes intra-hépatiques peuvent être plus pertinentes pour les études relatives au rôle du microenvironnement hépatique chez HCC biologie. Xénogreffes générés à partir des suspensions de cellules tumorales sont nécessaires pour l'identification et la caractérisation des sous-populations de cellules tumorales, ou pour initier expériences exigeant manipulations in vitro de cellules tumorales avant la xénotransplantation. Nous avons donc mis au point et validé les protocoles suivants pour établir des xénogreffes sous-cutanées ou intra-hépatiques à partir de suspensions de cellules ou de fragments de tumeurs provenant de spécimens de HCC humain primaire.

Protocole

Un aperçu schématique du protocole est présenté dans la figure 1.

Une. Traitement des échantillons HCC humain

Obtenir primaires échantillons de CHC humain avec le consentement écrit du patient et avec l'approbation du conseil institutionnel d'éthique de la recherche. Ces protocoles ont été réalisées dans notre institution avec l'approbation du Comité d'éthique de la recherche du University Health Network en conformité avec toutes les directives institutionnelles, nationales et internationales pour le bien-être humain.

Prélever des échantillons de CHC frais dès que possible après l'intervention chirurgicale échantillons fois appropriées ont été prises à des fins cliniques. Idéalement, cela devrait avoir lieu dans les 30 minutes après l'ablation du tissu du patient. Comme illustré sur la Figure 2, un échantillon d'au moins 1 cm ³ obtenue à partir de la périphérie de la tumeur est optimale, car la partie centrale de la tumeur peut être nécrotique.Les tumeurs qui n'ont pas reçu de traitement préalable à la résection tel que radiothérapie, la chimiothérapie ou l'ablation sont préférés en vue de maximiser la probabilité que les cellules tumorales sont viables. Manipuler les tissus humains primaires conformément aux protocoles de protection individuelle standard pour matières infectieuses. Effectuez toutes les manipulations de laboratoire de tissus tumoraux et des préparations de cellules dans une enceinte de sécurité biologique de classe II en utilisant des techniques aseptiques.

1. Placer l'échantillon de HCC frais dans 10-25 ml de modification F12 de Eagle Medium / Ham Dulbecco sans sérum à 4 ° C et transférer sur la glace au laboratoire pour traitement immédiat et la préparation des fragments et / ou des cellules de tissus pour xénogreffes chez la souris.
2. En utilisant une pince stérile, placer l'échantillon de la tumeur dans un 100 mm x 20 mm boîte de Pétri ou d'une autre surface de travail stérile approprié. Diviser l'échantillon en fragments de tumeur d'environ 2 à 3 mm ³ à l'aide d'une lame de scalpel chirurgical No.10. À ce stade, envisager enfichable gel ou formol fixation sertains fragments de tumeurs à d'autres expériences ou analyses si nécessaire.
3. Pour xénogreffe de fragments de tumeur, placer une partie des fragments HCC en un ou plusieurs tubes de microcentrifugation contenant suffisamment de Matrigel pour permettre aux fragments de rester submergées. Gardez ces tubes sur la glace.
4. Pour la préparation d'une suspension de cellules tumorales, en utilisant la lame de scalpel chirurgical pour hacher le tissu HCC restant le plus possible et mélanger avec de 5 à 10 ml de DMEM-F12 dans un tube conique de 50 ml en fonction du volume du tissu haché.
5. Ajouter la collagénase de type IV et la dispase II, à des concentrations finales de 200 unités / ml et de 0,8 unités / ml, respectivement. Introduire à la pipette le mélange de haut en bas et en utilisant une pipette de 25 ml.
6. Sceller le tube et incuber le mélange de l'étape 1.6 à 37 ° C dans un incubateur à dioxyde de carbone à 5% pendant 30 à 60 min en fonction de la douceur du tissu tumoral. Introduire à la pipette le mélange de haut en bas plusieurs fois toutes les 10 min pour évaluer les progrès de la digestion enzymatique.
7. Après diGestion est terminée, passer la solution de la tumeur à travers une passoire de 100 cellules um. Écraser doucement le tissu restant sur le tamis cellulaire en utilisant un embout de pipette de 25 ml pour activer le nombre maximal de cellules tumorales de passer à travers. Recueillir la suspension cellulaire dans un tube tendu conique de 15 ml.
8. Centrifuger la suspension de cellules tumorales à 1200 rpm pendant 5 min à 4 ° C.
9. Décanter doucement le surnageant. Selon la taille de la pastille, ajouter 2-5 ml de glace 1x froid de globules rouges (RBC) tampon de lyse et doucement pipette de haut en bas pour remettre le culot. Garder sur la glace pendant 5 min.
10. Ajouter DMEM-F12 pour un volume total de 15 ml et centrifuger à 1000 rpm pendant 5 min à 4 ° C pour laver le tampon de lyse RBC.
11. Décanter doucement le surnageant et remettre en suspension le culot cellulaire tumorale RBC-libre dans DMEM-F12.
12. Comptez le nombre de cellules viables à l'aide exclusion au bleu trypan soit manuellement ou avec un compteur de cellules automatisé.
13. Des aliquotes de cellules de tumeur centrifugeuse contenant le numbe désiréer des cellules pour injection tel que décrit ci-dessus, remettre en suspension le culot cellulaire résultant dans 30 pl de Matrigel glacée, et conserver dans la glace.

Facultatif: Après l'étape 1.11, nous épuisons régulièrement CD45 + des cellules humaines (leucocytes) de la suspension de cellules tumorales en vrac et / ou purifier sous-ensembles de cellules tumorales par cytométrie de flux ou billes immunomagnétiques. Des protocoles détaillés de ces techniques sont bien décrites par les fabricants des anticorps pertinents, des perles et cytométrie de flux.

Remarque: Le protocole décrit ci-dessus peut également être utilisé pour traiter des xénogreffes de tumeurs humaines récoltées à partir de souris afin d'effectuer la transplantation de série, en remplaçant le tissu de xénogreffe de tissu de la première HCC humain dans l'étape 1.1. Dans ce cas, après l'étape 1.11, nous épuiser en routine d'infiltration des cellules murines de la suspension de cellules en utilisant un anticorps contre l'antigène d'histocompatibilité de souris H2k.

2.Xénogreffes

Effectuer toutes les procédures sur les animaux dans le respect des protocoles approuvés par le comité de protection des animaux. Les procédures décrites ci-dessus ont été accomplies sous un protocole spécifique d'utilisation des animaux approuvé par le Comité de protection des animaux du University Health Network et selon le respect de tous les organismes compétents réglementaires et institutionnels, des règlements et des lignes directrices.

Equipement pour l'administration d'agents anesthésiques volatiles inhalation de petits animaux doit être utilisé conformément aux procédures normalisées d'exploitation de l'installation de l'animal et de l'institut de recherche. Effectuer toutes les procédures chirurgicales utilisant une technique aseptique et des instruments stériles dans une enceinte de sécurité biologique de classe II. Utiliser non obèse diabétique immunodéficience combinée sévère (NOD / SCID) ou NOD / SCID / interleukine 2 récepteur gamma chaîne null (NSG) souches de souris des deux sexes à 6-8 semaines d'âge (The Jackson Laboratory, Bar Harbor, ME) ^9,10. Cessouris doit être installé et maintenu dans un établissement capable de fournir des conditions exemptes d'agents pathogènes adaptés aux animaux immunodéficients.

Préparer les souris pour la chirurgie dans une chambre d'alimentation 5% (v / v) d'inhalation d'isoflurane dans 1 L / min d'oxygène. Maintenir l'anesthésie jusqu'à ce que la perte du réflexe cornéen et des orteils chez l'animal (s). Pour xénogreffe sous-cutanée, raser un ou plusieurs petites zones sur le dos de l'animal (s) et nettoyer la peau avec 70% d'éthanol. Pour xénogreffe intrahépatique, raser le thorax et l'abdomen ventral de l'animal (s) à partir du creux axillaire jusqu'à la région inguinale et nettoyer la peau avec 70% d'éthanol.

2.1 Implantation sous-cutanée de fragments de tumeur

1. Placer la souris anesthésiée prédisposé maintien de l'anesthésie par inhalation d'isoflurane (2% (v / v) dans 1 L / min O ₂₎ avec un embout buccal. Appliquer Tear-Gel pour protéger les yeux de l'animal d'une blessure traumatique.
2. Stériliser la zone rasée du dos (s) à la Bétadinelavage chirurgical suivi d'éthanol à 70% et enfin avec une solution de povidone-iode.
3. Faire une incision de 5 mm de la peau avec des ciseaux aiguisés stériles.
4. Insérez un ciseau émoussé fermé doucement dans l'espace sous-cutané et écartez doucement à développer une poche assez grande pour accueillir un fragment de la tumeur.
5. Insérez le fragment de la tumeur préparé à l'étape 1.3 dans la poche sous-cutanée à l'aide de pinces fines stériles.
6. Fermer l'incision de la peau en utilisant des sutures ou des agrafes.
7. Fournir des soins postopératoires à la souris, comme décrit ci-dessous.

2.2 Injection sous-cutanée de cellules tumorales

1. Préparer l'animal tel que décrit dans les étapes 2.1.1 et 2.1.2.
2. Charger la suspension de cellules tumorales dans le Matrigel préparés à l'étape 1.13 dans une seringue d'insuline avec un 29 G 1/2 dans l'aiguille.
3. Insérez l'aiguille dans l'espace sous-cutané et décharger le contenu de la seringue. Avancer les aiguilles de quelques millimètres le long du plan sous-cutané de distance from le lieu de la ponction de la peau qui empêche les fuites de la suspension de cellules tumorales sur le site de ponction lors du retrait de l'aiguille.
4. Fournir des soins postopératoires à la souris, comme décrit ci-dessous.

2.3 Implantation intrahépatique de fragments de tumeurs

1. L'utilisation d'un 27 G 1/2 dans l'aiguille sur une seringue de 1 ml, 350 pi d'administrer par voie sous cutanée d'une solution stérile de sérum physiologique normal à la face dorsale du cou de l'animal anesthésié pour compenser les pertes de fluide peropératoires. Pour l'analgésie, l'administration de 350 ul de solution saline normale stérile contenant de la buprénorphine (0,1 mg / kg) par voie sous cutanée sur le flanc de l'animal, en utilisant une aiguille de 27 G 1/2-in sur une seringue de 1 ml.
2. Placez le décubitus dorsal de la souris sur un tampon de pré-chauffé avec le nez et la bouche placée à l'intérieur de l'embout buccal pour délivrer entretien de l'anesthésie par inhalation d'isoflurane (2% (v / v) à 1 L / min O _2).
3. Elargir les membres et les fixer avec du ruban adhésif à la surface d'exploitation pour optimiser l'exposition del'abdomen et le thorax ventral.
4. Effectuez la procédure sous une lampe loupe pour optimiser la visualisation.
5. Stériliser la peau rasée de l'abdomen et du thorax ventral avec lavage chirurgical Betadine suivie par 70% d'éthanol et enfin avec une solution de povidone-iode.
6. Avec des ciseaux pointus stériles, faire une incision transversale de la peau sous-costale bilatérale et diviser les couches musculaires à entrer dans la cavité péritonéale pour permettre une exposition suffisante de l'ensemble du foie.
7. Placez un point dans la peau au-dessus de la pointe du sternum et le fixer à l'embouchure avec du ruban afin de permettre une meilleure exposition du foie et les structures environnantes.
8. Utilisez deux applicateurs de coton-tige adjacentes et postérieure au foie pour le stabiliser.
9. Faire une incision de 3 mm de longueur et de la profondeur à la surface du foie en utilisant une lame de scalpel n ° 10 stérile.
10. Appliquer immédiatement Surgicel et une légère pression sur le site de l'incision pour atteindre l'hémostase; retirer après 60-90 secet procéder seulement si l'hémostase complète a été atteint.
11. Placez un fragment de la tumeur étape 1.3 dans l'incision du foie avec des pinces fines stériles ou avec une aiguille 18 G.
12. Application d'un petit morceau de Surgicel sur l'incision du foie pour empêcher le déplacement du fragment de la tumeur et d'assurer l'hémostase suite.
13. Fermer l'incision avec des sutures ou des agrafes.
14. Fournir des soins post-opératoires tel que décrit ci-dessous

2.4 Implantation intrahépatique des cellules tumorales par injection directe dans le foie

1. Préparer la souris comme décrit dans les étapes 2.3.1 à 2.3.7 ci-dessus.
2. Charger la suspension de cellules tumorales (préparé à l'étape 1.13) dans une seringue d'insuline en utilisant un 29 G 1/2 dans l'aiguille.
3. Avec le foie stabilisée à l'aide d'un applicateur coton-tige, insérer l'aiguille de la seringue de l'insuline dans le foie et de faire avancer la pointe de quelques millimètres au-delà du site de ponction selon un plan sous-capsulaire.
4. Décharger doucement le contenu de la seringue et tpoule supprimer l'aiguille du foie.
5. Lieu Surgicel-dessus du site de ponction et appliquer une légère pression avec un coton-tige pour empêcher une fuite de la suspension de cellules tumorales et de réaliser une hémostase complète.
6. Fermer l'incision avec des sutures ou des agrafes et de fournir des soins post-opératoires tel que décrit ci-dessous.

2.5 xénogreffe intrahépatique des cellules tumorales par injection dans le Spleen

1. Préparer la souris comme décrit dans les étapes 2.3.1 à 2.3.5 ci-dessus.
2. Avec des ciseaux pointus stériles, font 1 cm à gauche incision sous-costale à entrer dans la cavité péritonéale.
3. Utilisez un coton-tige pour tenir compte de l'estomac crânienne et à droite de l'animal afin d'exposer la rate.
4. En manipulant les tissus adipeux entourant avec des pinces atraumatiques fines stériles, fournir la rate dans l'incision et placer un coton-tige derrière la rate pour le stabiliser.
5. En utilisant 5-0 suture de soie, le lieuun nœud pré-noué lâche autour de la rate au-dessus du pôle inférieur.
6. Charger la suspension de cellules tumorales (préparé à l'étape 1.13) dans une seringue d'insuline en utilisant un 29 G 1/2 dans l'aiguille.
7. Insérez l'aiguille de la seringue de l'insuline dans le pôle inférieur de la rate et avancer au-delà du niveau du nœud pré-noué lâche.
8. Décharger lentement le contenu de la seringue, retirez l'aiguille de la rate, et serrer le nœud pour empêcher toute fuite de la suspension de cellules tumorales injectées.
9. Remplacer la rate dans la cavité péritonéale.
10. Fermer l'incision avec des sutures ou des agrafes et de fournir des soins post-opératoires tel que décrit ci-dessous.

2.6 hépatectomie partielle pour faciliter intrahépatique prise de greffe de tissu tumoral humain

1. Préparer la souris comme décrit dans les étapes 2.3.1 à 2.3.7.
2. Avec des ciseaux pointus stériles, diviser le ligament falciforme attaché au lobe médian du foie.
3. En utilisant un coton-tige, mobiliserle lobe gauche du foie et de la position d'un noeud lâche pré-noué de 5-0 suture en soie autour du lobe gauche. Avancer le noeud lâche aussi près que possible vers le pédicule bilio-vasculaire du lobe gauche et serrer le noeud.
4. Exciser le lobe distal gauche à la ligature à l'aide de ciseaux stériles, laissant un petit moignon pour empêcher le glissement du nœud et l'hémorragie subséquente.
5. En utilisant une technique similaire, et ligaturer réséquer la majorité du lobe médian du foie, ce qui évite la vésicule biliaire.
6. Utilisation Surgicel et une légère pression avec un coton-tige le long des surfaces du parenchyme hépatique de coupe pour réaliser une hémostase complète.
7. Pour xénogreffe intrahépatique d'un fragment de la tumeur ou les cellules tumorales, procéder aux étapes 2.3.8 à 2.3.11 ou 2.4.2 à 2.4.5, comme décrit ci-dessus.
8. Pour xénogreffe intrahépatique des cellules tumorales par injection splénique, utiliser des applicateurs de coton-tige pour refléter doucement l'estomac crânienne et à droite de l'animal, exposing la rate. Suivre les étapes 2.5.4 à 2.5.9, comme décrit ci-dessus.
9. Fermer l'incision avec des sutures ou des agrafes et de fournir des soins post-opératoires tel que décrit ci-dessous.

2.7 Soins postopératoires

1. Débranchez la souris de l'anesthésie par inhalation porte-parole.
2. Placez la souris dans une cage sous une lampe chauffante pendant environ 20 min jusqu'à ce que récupéré de l'anesthésie et de mobiliser pleinement.
3. Répétez la dose de buprénorphine chaque 8-12 heures pendant les 2-3 premiers jours postopératoires.

Résultats

La figure 3 montre l'aspect typique d'une xénogreffe de carcinome hépatocellulaire humain sous-cutané et l'apparition correspondante histopathologique de la tumeur. Le développement et la croissance de xénogreffes sous-cutanées peuvent être facilement suivies par l'examen quotidien des souris receveuses. L'intervalle de temps entre la xénogreffe et le développement d'une tumeur peut varier considérablement en fonction du type de tissu (fragment de tumeur par rapport à ...

Discussion

Nous avons décrit une variété de techniques pour mettre en place sous-cutanée et intra-hépatiques xénogreffes de HCC humain dans des souris immunodéficientes qui peut être appliquée à une grande variété de questions et des dosages expérimentaux. Bien que des xénogreffes sous-cutanées ont été largement utilisés pour étudier les différents aspects de la biologie HCC, xénogreffes intra-hépatiques sont rarement décrites dans la littérature. En outre, la majorité des études décrivant l'utilisat...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
Dulbecco’s Mod. Eagle Medium/Ham’s F12 50/50 Mix x1(DMEM-F12)	WISENT Bioproducts	319-075-CL
Collagenase TypeIV	Sigma-Aldrich	C5138
Dispase II	Stemcell Technologies	7923
Matrigel Matrix	Becton-Dickinson Biosciences	354234
10 % Buffered Formalin solution	Sigma-Aldrich	HT501128
0.9 % Saline Solution (NaCl), sterile	House Brand	1011-L8001
Betadine surgical scrub	Purdue Pharma	NPN 00158313
Buprenorphine (Temegesic) NR 0.3 mg/ml	Reckitt Benckiser
Isoflurane USP, 99.9 %, inhalation anesthetic	Pharmaceutical Partners of Canada Inc.	M60302
Tear-Gel	Novartis Pharmaceuticals
Frozen section compound	VWR	95057-838
Cryomold, Tissue -Tek	Sakura Finetek	4566
Precision Glide Needle 18G 1 ½	Becton-Dickinson Biosciences	305196
Precision Glide Needle 27G ½	Becton-Dickinson Biosciences	305109
Insulin syringe, 3/10 cc U-100, 29G½	Becton-Dickinson Biosciences	309301
Surgical blade No.10	Feather Safety Razor Co.	08-916-5A
#5-0 Soft silk surgical suture, 3/8" taper point needle	Syneture	VS-880
Transpore surgical tape	3M Health care	1577-1
Cotton applicator	Medpro	018-425
Surgicel, oxidized regenerated cellulose	Ethicon	1951
Cell strainer 100 μm nylon	Becton-Dickinson Biosciences	352360
Magnification lighting with mobile base	Benson medical Industries Inc.	model: RLM-CLT-120V
Petridish sterile 100x20 mm	Sarstedt	821474
Tissue forcep, 1x2 teeth, 4-1/2"	Almedic	A10-302
Adson dressing forcep 4-3/4"	Almedic	A10-220
Eye dressing forcep, serrated, straight, 4"	Almedic	A19-560
Hartman Hemostatic Forceps, curved, 3-1/2"	Almedic	A12-142
Iris scissor, curved, 4-1/4"	Almedic	A8-690
Iris scissor, straight, 4-1/2"	Almedic	A8-684
Olsen-Hegan needle driver, 5-1/2"	Almedic	A17-228