JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • תוצאות
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

הגירת neuroblast היא אירוע מהותי בנוירוגנזה לאחר לידה. אנו מתארים פרוטוקול תיוג יעיל של neuroblasts ידי in vivo electroporation לאחר לידה ולאחר מכן להדמיה של ההגירה שלהם באמצעות זמן לשגות הדמיה של פרוסות מוח חריפות. אנו כוללים תיאור לניתוח כמותי של דינמיקת neuroblast ידי מעקב וידאו.

Abstract

אזור subventricular (SVZ) הוא אחת מהנישות העצביות העיקריות במוח לאחר הלידה. כאן, אבות עצביים להתרבות ולהצמיח neuroblasts מסוגל לנוע לאורך הנחל מקורי נודד (RMS) לכיוון הנורה חוש הריח (OB). נדידה למרחקים ארוכים זו נדרשת להבשלה המאוחרת של נוירונים יילוד בOB, אבל המנגנונים המולקולריים המסדירים את התהליך הזה עדיין אינם ברורים. חוקר את מסלולי איתות שליטה תנועתיות neuroblast יכול לא רק לעזור להבין צעד מהותי בנוירוגנזה, אבל יש גם פוטנציאל התחדשות טיפולי, בהתחשב ביכולת של neuroblasts אלה כדי למקד לאתרים במוח מושפעים מפציעה, שבץ מוחי או ניוון.

בכתב היד הזה אנו מתארים פרוטוקול מפורט לin vivo electroporation לאחר הלידה והזמן לשגות ההדמיה הבאה של הגירת neuroblast בRMS העכבר. electroporation אחרי הלידה יכול ביעילות transfect אב SVZתאים, אשר בתורו ליצור neuroblasts נודד לאורך RMS. באמצעות confocal ספינינג מיקרוסקופיה זמן לשגות דיסק בתרבויות פרוסה מוח חריפים, הגירת neuroblast ניתן לנטר בסביבה הדומה למצב in vivo בשיתוף פעולה הדוק. יתר על כן, תנועתיות neuroblast יכולות להיות במעקב וכמותית מנותחת. כדוגמא, אנו מתארים כיצד להשתמש בvivo electroporation לאחר הלידה של פלסמיד-GFP-לבטא לתייג ולדמיין neuroblasts נודד לאורך RMS. גם electroporation של פלסמידים-להביע recombinase shRNA או CRE בעכברים בנוקאאוט מותנים העסקת מערכת LoxP יכול לשמש יעד הגנים של עניין. מניפולציה תרופתית של תרבויות פרוסה מוח חריפות ניתן לבצע כדי לחקור את התפקיד של מולקולות איתות שונות בהגירה neuroblast. על ידי צימוד ב electroporation vivo עם הזמן לשגות הדמיה, אנו מקווים להבין את המנגנונים המולקולריים שליטה תנועתיות neuroblast ולתרום לפיתוחment של גישות חדשות כדי לקדם את תיקון מוח.

Introduction

במוח של היונקים, הדור של נוירונים חדשים (נוירוגנזה) מתרחש לאחר לידה בעיקר בשני אזורים, אזור subventricular (SVZ) של החדרים לרוחב ואזור subgranular ברכס משוננת של ההיפוקמפוס 1. ראיות רבות שנאספו בשנים האחרונות תומכת בתפקיד קריטי לנוירוגנזה לאחר לידה בתפקודי זיכרון הנורה בהיפוקמפוס וחוש ריח 1-3. חשוב לציין, נוירוגנזה לאחר הלידה גם בעל פוטנציאל טיפולי בגלל מערכת היחסים שלה עם הפרעות נוירולוגיות ניווניות, ואת היכולת של neuroblasts להגר לאתרים פגועים במוח 4-6.

אזור subventricular (SVZ) התפתחה לאחרונה כנישת נוירוגנית מכרעת. neuroblasts נגזרת SVZ נודדות לכיוון הנורה חוש הריח (OB) דרך הזרם מקורי נודד (RMS), מה שהופך את זה לתהליך ההגירה הארוך ביותר ב1,7,8 המוח לאחר הלידה. / RMS / מערכת OB היונקים SVZ הפכהמודל שימושי ללמוד צעדים שונים בנוירוגנזה, כגון התפשטות, הגירה ו1,8 בידול. גורמי גדילה רבים ורמזים תאיים להסדיר נוירוגנזה SVZ והגירה לאורך RMS, אבל המנגנונים המולקולריים תאיים רחוקים מלהיות באופן מלא הבינו 1,9. הגירה נכונה לאורך RMS היא קריטית להבשלה המאוחרת של נוירונים יילוד 10. בנוסף, חלק מהמחקרים הראו כי neuroblasts נגזרת SVZ יכולה להעביר מתוך RMS לאתרי פגיעה מוחית 4-6,11-13. לכן, חוקר את נדידת neuroblast ויסות מנגנוני איתות הוא יסוד לא רק להבין נוירוגנזה אלא גם ליישומים טיפוליים פוטנציאליים.

כאן אנו מתארים פרוטוקול מפורט לתייג אבות עצביים SVZ ידי in vivo electroporation לאחר הלידה ולעקוב אחר הנדידה שלהם לאורך RMS בתרבויות פרוס מוח חריפות באמצעות microsco confocal הדיסק מסתובב זמן לשגותpy. Electroporation נעשה שימוש נרחב במחקרים התפתחותיים מעובריים לשלבים בוגרים 14-18. זהו כלים רבי עוצמה כדי לכוון ולתפעל אבות עצביים SVZ ומהווה חלופה זולה יותר והרבה יותר מהר להזרקת stereotactic של וקטורים או דור ויראלי של מודלים מהונדסים 1,15,19,20. זהו הליך פשוט יחסית, שאינו זקוק לניתוח ויש לו שיעורי הישרדות גבוהים. Electroporation של shRNA או פלסמידים-להביע recombinase CRE במודלים גנטיים עכבר העסקת מערכת LoxP יכול לשמש יעד גנים של עניין או להשיג תיוג קבוע של אבות SVZ, ובכך מייצג את כלי שימושי ללימודי neurogenesis למבוגרים 21,22.

הגירת neuroblast RMS הדמיה במוח השלמה היא עדיין מאתגרת בשל מגבלות טכניות הנוכחיות. עם זאת, ניתן לנטר את התהליך הזה באמצעות מיקרוסקופיה זמן לשגות ספינינג confocal דיסק של פרוסות מוח חריפות, המספקות syst מתאיםשלהם דומים מאוד מצב in vivo גם נתונים למניפולציה תרופתית 23,24. הצימוד ב electroporation vivo לאחר הלידה עם הזמן לשגות הדמיה יקל על ההבנה של המנגנונים המולקולריים שליטה תנועתיות neuroblast ולתרום לפיתוח גישות חדשות כדי לקדם את תיקון מוח.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

הליך זה הנו בהתאם לתקנות בבריטניה המשרד הביתית (חוק נהלי בעלי החיים מדעיים, 1986). מדענים צריכים לעקוב אחר ההנחיות שנקבעו ואושרו על ידי ארגוני בעלי החיים שלהם מוסדיים ולאומיים רגולציה.

1. אחרי הלידה Electroporation

1.1. הכנת זכוכית נימים, ה-DNA הפתרון וelectroporator

  1. הכן את הנימים משכו זכוכית (OD: 1.5 מ"מ, מק"ט: 0.86 מ"מ) להזרקת ה-DNA. (הגדרות אינדיקטיביים לחולץ נימי סאטר P-97 הן: חום 283; משכו 50; Velocity 90; זמן 50). להטביע את חותמו על הנימים המקביל להיקף של כ 2 μl.
  2. הגדר את המתח של electroporator ל5 פולסים מרובעים, 50 msec / דופק ב100 V, עם 850 מרווחים אלפיות שניים (100V, דופק על 50 אלפיות שני, דופק OFF 850 ​​אלפיות שני, דופק 5).
  3. לדלל טוהר גבוה (OD 260/280> 1.80) פלסמיד דנ"א ללא רעלן פנימי לריכוז סופי של 1-2 מיקרוגרם / μlעם רעלן פנימי לשחרר חיץ טריס-EDTA או PBS. מומלץ להוסיף 0.1% ירוקים מהירה לפתרון ה-DNA (הצבע צריך להתפשט בחדר כאשר הוא מוזרק בהצלחה).
  4. הכן את האלקטרודות מ"מ 5-7, ג'ל האלקטרודה ולחמם את כרית החימום.

1.2. Electroporation

  1. הסר את גור עכבר לאחר לידה יום 2 מכלוב ולהרדים אותו על ידי שאיפת isoflurane (בזרימה ~ 0.6 L / min).
  2. לאחר כ 1 דקות, לקבוע את המצב של הרדמה באמצעות תגובת דחק רגל. אם אין תנועה מתרחשת, להמשיך בהזרקה תוך חדרי.
  3. טען מחט נימים עם 1-2 μl של ה-DNA באמצעות צינור aspirator מחובר לנימים.
  4. תחת מקור אור קר, להחזיק את הראש של הגור בין אגודל ואצבע מורה של היד פחות הדומיננטית שלך. מעט למשוך את העור בחזרה על הראש כדי לעזור לזיהוי של נקודת ההזרקה הנכונה.
  5. קחו למשל קו וירטואלי בין העין ולאהוא craniometric מבדה ציון הדרך (איור 1 א). הכנס את מחט נימים כבשליש מאורכו של קו זה ממבדה (כ 1 מ"מ מנקודת אמצע הקו) 15. הכנס את הנימים על 2 מ"מ עמוק, והקפד להימנע מחדירה עמוקה במוח.
  6. הזרק פלסמיד על ידי נשיפה לאט דרך פה (יכול לשמש גם מזרק מחובר לנימים). במהלך הליך זה, וודא שאצבעותיך אינן הפעלת לחץ רב מדי על המוח, כמו זה יכול למנוע הזרקת פלסמיד מוצלחת.
  7. תפסיק הזרקה כאשר כמות מינימאלית של פתרון ה-DNA נשארה בנימים. מומלץ להזריק פחות מ 1 μl כדי למנוע עלייה מזיקה בלחץ תוך גולגולתי.
  8. מעיל שני אלקטרודות עם הג'ל ומניחים אותם בצד החיובי בצד הלטרלי של האונה שבו את ה-DNA שהוזרקה (איור 1 א). לשילוב ה-DNA לתוך SVZ מקורי, אלקטרודות מקום מקורי מעטנקודת הזרקה. משתנה עמדת האלקטרודה יכול להשיג סגוליות אזורית של electroporation באזורים שונים של SVZ 22,25.
  9. ליזום העברה שוטפת על ידי לחיצה על דוושת footswitch הדופק. כאשר electroporation יושלם, לבדוק את המתח בתצוגת electroporator (ערכי מתח לא צריכים להיות מתחת 90 ​​V, שכן ערכי מתח נמוך לתאם עם יעילות electroporation עני).
  10. להחיות מחדש את הגור תחת חמצן בכרית חימום לכמה דקות ולהחזיר אותו לכלוב, להניח אותו מאמו. ודא האם מאחזרת את הגור ומתאחדת זה עם שאר האשפה. לאחר electroporation, להשאיר גורים עם אמם ל4-7 ימים לפני השלב הבא.

2. הכנת תרבויות חריפות המוח פרוס

2.1. הכנה של פתרונות וכלים

  1. הפתרונות הבאים נדרשים (אפשר גם להשתמש DMEM גבוה של גלוקוז ללנתח והדמיה17):
    נתיחה בינונית (500 מיליליטר)
    התקשורת מאוזנת של הגיי - 500ml
    גלוקוז 45% - 5 מ"ל
    סרט בינוני (10 מיליליטר)
    גלוקוז 45% - 0.110 מיליליטר
    1 HEPES M - 0.100 מיליליטר
    פן / סטרפטוקוקוס - 0.100 מיליליטר
    FCS - 0.500 מיליליטר
    B27 - 0.100 מיליליטר
    גלוטמין - 0.200 מיליליטר
    נשר בינוני Dulbecco שונה (אדום ללא פנול) - 8.89 מיליליטר
  2. להתחמם בינוני סרט ב 37 ° C.
  3. הנח Millicell מוסיף למנת תרבות תחתית כוס 35 מ"מ המכילה 1 מיליליטר של מדיום קולנוע ומקום בחממה humidified על 37 ° C / 5% CO 2.
  4. הכן vibratome אביזרים (מברג, קאמרי, סכיני גילוח, דבק).
  5. הכן את הכלים לנתיחה: מספריים, מרית קטנה, מלקחיים ישרים.
  6. הכן את הכלים לטיפול בפרוסות: מכחול קטן או inoculating לולאה רכה (גודל: 10 μl), טפטפות פסטר מפלסטיק, תיבת קרח וכמה צלחות פלסטיק 6 סנטימטר.
  7. Precool המדיום לנתיחהב2-4 ° C.

2.2. הכנת פרוסות המוח

  1. למלא צלחת 6 סנטימטר עם מדיום לנתיחה precooled ולמקם אותו על קרח (כדי לשמור על פרוסות טריות חתוך).
  2. בעקבות נקע בצוואר הרחם, להשתמש במספריים כדי לערוף את גור העכבר. הסר את הקרקפת עם אזמל, לחתוך את הגולגולת לאורך תפר אמצע sagittal מOB למוח הקטן ולהסיר בעדינות את דשי הגולגולת באמצעות מלקחיים. ודא שכל המוח חשוף ובזהירות לנתח אותו בעזרת מרית, מטפלת מיוחדת שלא לפגוע ברקמות. הנתיחה צריכה להיעשות בזהירות, אבל באותו הזמן מהר מאוד (פחות מדקה במידת האפשר). נקע בצוואר הרחם הוא השיטה המועדפת שלנו בגלל הרדמה מסוף עם הרדמה סמים / גז יכולה להשפיע על מאפייני הנדידה של neuroblasts והמצב בריא של התרבויות הפרוסה המוח, אשר צריכה להיות צילמו במהירות יחסית לאחר הקרבת בעלי החיים.
  3. Hemisect המוח עם רזאו להב (איור 2). השלך חצי כדור uninjected או להשתמש בניסויים אחרים.
  4. מניחים חתיכה קטנה של סרט על בעל vibratome ולהשתמש בכמות המינימלית הכרחית של דבק לצרף את האונה במוח על גבי זה (איור 2). זה מונע פגיעה של פני השטח בעל בשל יישומי דבק חוזרים ונשנים.
  5. תן לדבק להתייבש במשך כמה שניות.
  6. הנח בעל במגש vibratome מלא פתרון לנתיחה precooled. כוון את הנורה חוש הריח לכיוון הלהב (איור 2).
  7. בגין חיתוך האונה המוח באמצעות הגדרות מתאימות. הפרמטרים הבאים מומלצים: עובי פרוס 300 מיקרומטר; מהירות ~ 3-5; תדירות ~ 9. תדר גבוה ומהירות נמוכה מומלצים כדי למנוע נזק לפרוסה.
  8. לאסוף פרוסות באמצעות מכחול קטן או inoculating לולאה רכה. לשמור רק פרוסות עם OB הגלוי (בדרך כלל 2-3 פרוסות / מוח). בדרך כלל, ca הפרוסה המכילה את רוב RMSn ניתן למצוא ב ~ 300 מיקרומטר מהמשטח התחתון.
  9. בדקו פרוסות תחת מיקרוסקופ פלואורסצנטי סטנדרטי עבור אות ה-GFP (לוודא כדי להעיף אותם כדי לבדוק את הקרינה משני הצדדים), ולבחור את אלה המראים הקרינה בהירה לאורך רוב RMS.

2.3. פרוסות מוח Culturing

  1. במכסת מנוע בתרבית תאים, לחתוך את הזנב השלישי ביותר של פרוסת המוח ולהסיר כל עקבות דבק באמצעות פינצטה ישר קנס או אזמל microdissection.
  2. בעדינות לשאוב פרוסה בעזרת פיפטה פסטר מפלסטיק (לחתוך את הקצה של פיפטה כדי ליצור פתח גדול יותר, זה לא לגרום הניזק לפרוסה) ולמקם אותו במרכזו של Millicell prewarmed להוסיף.
  3. ודא שהצד עם אות הניאון הבהירה ממוקם במגע עם Millicell להכניס (להדמיה עם מיקרוסקופ הפוך).
  4. הסר פתרון לנתיחה עודף על גבי להכניס את עם טפטפת.
  5. השאר תרבויות פרוסה ללהתיישב בC / 5% CO 2 באינקובטור 37 מעלות במשך שעה לפחות 1 לפני ההדמיה.

3. זמן לשגות הדמיה של הגירת neuroblast

  1. לפחות 2 שעות לפני ההדמיה, להפעיל את מערכת פרקין אלמר UltraViewVoX ספינינג confocal הדיסק, מיקרוסקופ ניקון Ti-E ההפוך, האמאמטסו C10600-10B (ORCA-R2) מקוררת מצלמת CCD דיגיטלית, ומערכת חימום (Solent המדעית) נקבעה על הקבוע טמפרטורה של 37 ° C.
  2. פתח את המודול רכישת תוכנת Volocity ולחץ על כפתור "דהינו" ובחר את הלייזר (ים) להדמיה.
  3. תוך 2 שעות של הכנת פרוסה מוח, למקם את צלחת תחתית זכוכית המכילה פרוסת המוח בחדר ההדמיה על הבמה מיקרוסקופ.
  4. השתמש אובייקטיבי Nikon CFI Super תכנית פלואוריד ELWD 20X/0.45 תחת אור הניאון המתאים כדי לבחור ולהתמקד באזור של הפרוסה שיהיה צילם (למשל חלק יורד הראשון של RMS רק לאחר הזריקה, או אלבוw האזור של RMS, או רק אחרי המרפק לפני neuroblasts להיכנס OB).
  5. הגדר את הזמן לשגות הדמיה עם הפעולות הבאות:
    1. במיקרוסקופ, לחץ על כפתור L100 כדי לאפשר סריקת לייזר של המדגם.
    2. בVolocity, פתח UltraView לייזר מחלף על ידי בחירה בלייזר המתאים (למשל לייזר ננומטר 488 לGFP).
    3. קבע את זמן החשיפה (בדרך כלל בין 100-500 האלפיות שני) ואת עוצמת הלייזר (בדרך כלל 20-30%) בהתאם לעוצמת אות הניאון.
    4. התאם את הרווח דיגיטלי תמונה כדי לשפר את ההדמיה נייד.
    5. בחר את מרווח Z-מחסנית לתמונה בתוך פרוסת המוח (בדרך כלל מעל 100-120 מרווח מיקרומטר). בחר מרווח עם מספר מתאים של תאים מבודדים, כדי למנוע אפשרי חופף ככל האפשר (זה יקל על ניתוח מעקב לאחר מכן).
    6. בחר את המרווח בין כל תמונת Z-מחסנית (בדרך כלל 2-4 מיקרומטר).
    7. בחר int הזמןerval בין כל לכידת Z-מחסנית (למשל 3 דקות) ומשך ההדמיה הכולל (לדוגמא 3 שעות).
    8. לחץ על האייקון של "השמור" כדי לשמור את השינויים בפרמטרי ההדמיה.
    9. לחץ על לחצן ההקלטה כדי להתחיל הדמיה.
  6. הדמיה חלופית של דגימות בקרה וניסוי (למשל רכב / טיפול תרופתי או פלסמידים שונים electroporated) לאורך כל אותו היום.

4. ניתוח הגירת neuroblast

  1. במודול Volocity Quantitation, פתח את הספרייה הרצויה שנוצרה לאחר שסיים את ניסוי הזמן לשגות. בחר "פוקוס מורחב" מהתיבה השמאלית העליונה (איור 4 א, ​​שלב 1).
  2. לחץ על הלשונית "מדידות" כדי להציג את חלון המדידה (איור 4 א, ​​שלב 2).
  3. רשימת המשימות גלויה בפינה השמאלית התחתונה של המסך. גרור "מסלול" (הווה תחת "שונים" כותרת בתחתיתהרשימה) על השטח הנ"ל. פעולה זו תנחה את הפתיחה של חלון חדש בשם "מסלול" בחלקו השמאלי העליון של המסך (איור 4 א, ​​שלב 3).
  4. בחר "נקודות" מכרטיסיית "הקלט" בחלון המסלול (איור 4 א, ​​שלב 4).
  5. לחץ על כלי הנקודות (איור 4 א, ​​שלב 5).
  6. להתחיל מעקב neuroblast נודד על ידי לחיצה עם העכבר על האזור של גוף התא המרכזי ולשמור על מעקב אחר תנועת התא עד לנקודת הזמן האחרונה של הזמן לשגות הוא הגיע (לדוגמה מספר נקודה 61 לסרט באורך שעות 3) .
  7. כדי לקבל נתונים לבחור "הפוך פריט מדידה" מתפריט המדידות (איור 4 ב ', על השלבים 6-7). חלון יופיע במרכז המסך.
  8. בחלון זה, בחר "פריט חדש מדידה הנקרא:" והקלד שם (איור 4C, שלב 8). זכור לבחור באפשרות "כל הנקודות הזמן" לפני יחסי הציבורEssing על אישור (איור 4C, שלב 9). קובץ פריט מדידה יופיע תחת קובץ הזמן לשגות ויכיל פרמטרים לניתוח כמוני (לדוגמא מרחק הגירה, מהירות, עקירה, ושיעור תזוזה).
  9. לחץ לחיצה כפולה על קובץ פריט מדידה כדי לפתוח אותו כמו חלון (איור 4D, צעד 10).
  10. כדי להמחיש את שירים, אחד של תאים נותחו, לבחור "נקודת מעקב" מהאפשרויות "התצוגה" (איור 4D, צעד 11).
  11. לחץ לחיצה ימנית על קובץ פריט המדידה ולייצא אותו כקובץ טקסט, אשר לאחר מכן ניתן לייבא בתוכניות כמו Excel לניתוח פרמטרים הגירה.
  12. כדי למדוד תנועות בין מסגרות רצופות והפסקות שנעשו על ידי כל תא בתקופת הצילומים, בקובץ פריט המדידה בחרו מבין האפשרויות "התצוגה" "נקודה" או "אוכלוסיות" ולחצו על זיהוי (לכל מסלול זיהוי ייחודי). לייצא את הקובץ שנוצר על ידי להמשיךing כמוסבר בשלב 4.10.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

תוצאות

תיוג של neuroblasts נודד נגזר SVZ ניתן לצפות יחד RMS, בדרך כלל 4-8 ימים לאחר electroporation מוצלח (איור 1). יכולות להיות גם שנבחרו נקודות זמן ארוכות יותר, אך פחות תאים יימצאו בRMS מאחר שרובם יהיה נכנסו OB. Neuroblasts להתחיל לרכוש מורפולוגיה ותכונות אופייניות של תאי גרגיר בוגרים בOB סבי...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

הגירה יעילה של אבות עצביים לאורך RMS מבטיחה ההתבגרות הבאה שלהם לתוך הנוירונים פונקציונליים 10. בולטים זרמים של אבות עצביים מכוונים OB גלויים בינקות אדם ועשויים לשחק תפקיד חשוב בהתפתחות המוח האנושי לאחר לידה המוקדמת 27. יתר על כן, תאים אלה מסוגלים למקד לאתרים ?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

יש המחברים אין לחשוף.

Acknowledgements

טרשת נפוצה וYZ נתמכים על ידי studentships PhD KCL וKCL-סין. MO מומן על ידי מלגת לימודי דוקטורט ביוטכנולוגיה ומחקר מדעי הביולוגיה מועצה. אנו מודים מאסארו Okabe ויוני ichi מיאזאקי לפלסמיד PCX-EGFP ואלן Chedotal ויתנה Ypsilanti לייעוץ רב ערך על electroporation.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
MillicellMilliporePICM0RG50
35 mm Glass bottom culture dishMatTekP35G-0-14-C
Gey's Balanced mediaSigmaG9779-500ML
Glucose, 45%SigmaG8769-100ML
HEPESSigmaH3375-25G
Pen/StrepGIBCO15140-122
FCSGIBCO10109-163
B27 supplementInvitrogen Life Technologies17504044
L-GlutamineInvitrogen Life Technologies25030-081
DMEM (phenol red-free)GIBCO31053-028
Fast GreenSigmaF7252-5G
Glass capillaries for injectionHarvard Apparatus30-0057
Aspirator tubeSigmaA5177
Sutter P-97 capillary pullerSutter InstrumentP-97
ECM830 Square Wave ElectroporatorHarvard Apparatus45-0052
Platinum Tweezertrodes 7 mmHarvard Apparatus45-0488
Footswitch Model 1250FHarvard Apparatus45-0211
Gel for electrodesCefar Compex6602048
IsofluraneMerialAP/DRUGS/220/96
VibratomeLeicaVT1000S
GlueRoti collRoti coll 1
UltraViEW VoX spinning disk systemPerkin ElmerCustomized setup (multiple laser sources can be used) equipped with Hamamatsu ORCA R2 C10600-10B CCD camera
Volocity softwarePerkin ElmerAcquisition, Quantitation, Visualization Modules
Environmental chamber for microscopySolent ScientificCustom-made
Ti-E inverted microscopeNikonCFI Super Plan Fluor ELWD 20X/0.45 NA objective is recommended for the application described in this paper

References

  1. Ming, G. L., Song, H. Adult neurogenesis in the mammalian brain: significant answers and significant questions. Neuron. 70, 687-702 (2011).
  2. Deng, W., Aimone, J. B., Gage, F. H. New neurons and new memories: how does adult hippocampal neurogenesis affect learning and. 11, 339-350 (2010).
  3. Lazarini, F., Lledo, P. M. Is adult neurogenesis essential for olfaction? Trends Neurosci. 34, 20-30 (2011).
  4. Arvidsson, A., Collin, T., Kirik, D., Kokaia, Z., Lindvall, O. Neuronal replacement from endogenous precursors in the adult brain after stroke. Nat. Med. 8, 963-970 (2002).
  5. Emsley, J. G., Hagg, T. alpha6beta1 integrin directs migration of neuronal precursors in adult mouse forebrain. Exp. Neurol. 183, 273-285 (2003).
  6. Sundholm-Peters, N. L., Yang, H. K., Goings, G. E., Walker, A. S., Szele, F. G. Subventricular zone neuroblasts emigrate toward cortical lesions. J. Neuropathol. Exp. Neurol. 64, 1089-1100 (2005).
  7. Doetsch, F., Alvarez-Buylla, A. Network of tangential pathways for neuronal migration in adult mammalian brain. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 93, 14895-14900 (1996).
  8. Ming, G. L., Song, H. Adult neurogenesis in the mammalian central nervous system. Annu. Rev. Neurosci. 28, 223-250 (2005).
  9. Pathania, M., Yan, L. D., Bordey, A. A symphony of signals conducts early and late stages of adult neurogenesis. Neuropharmacology. 58, 865-876 (2010).
  10. Belvindrah, R., Nissant, A., Lledo, P. M. Abnormal neuronal migration changes the fate of developing neurons in the postnatal olfactory bulb. J. Neurosci. 31, 7551-7562 (2011).
  11. Gotts, J. E., Chesselet, M. F. Mechanisms of subventricular zone expansion after focal cortical ischemic injury. J. Comp. Neurol. 488, 201-214 (2005).
  12. Goings, G. E., Sahni, V., Szele, F. G. Migration patterns of subventricular zone cells in adult mice change after cerebral cortex injury. Brain Res. 996, 213-226 (2004).
  13. Romanko, M. J., et al. Roles of the mammalian subventricular zone in cell replacement after brain injury. Prog. Neurobiol. 74, 77-99 (2004).
  14. Saito, T. In vivo electroporation in the embryonic mouse central nervous system. Nat. Protoc. 1, 1552-1558 (2006).
  15. Boutin, C., Diestel, S., Desoeuvre, A., Tiveron, M. C., Cremer, H. Efficient in vivo electroporation of the postnatal rodent forebrain. PloS One. 3, e1883(2008).
  16. Barnabe-Heider, F., et al. Genetic manipulation of adult mouse neurogenic niches by in vivo electroporation. Nat. Methods. 5, 189-196 (2008).
  17. Platel, J. C., et al. NMDA receptors activated by subventricular zone astrocytic glutamate are critical for neuroblast survival prior to entering a synaptic network. Neuron. 65, 859-872 (2010).
  18. Pathania, M., et al. miR-132 enhances dendritic morphogenesis, spine density, synaptic integration, and survival of newborn olfactory bulb neurons. PloS One. 7, e38174(2012).
  19. dal Maschio, M., M,, et al. High-performance and site-directed in utero electroporation by a triple-electrode probe. Nat. Commun. 3, 960(2012).
  20. Oudin, M. J., et al. Endocannabinoids regulate the migration of subventricular zone-derived neuroblasts in the postnatal brain. J. Neurosci. 31, 4000-4011 (2011).
  21. Lacar, B., Young, S. Z., Platel, J. C., Bordey, A. Imaging and recording subventricular zone progenitor cells in live tissue of postnatal mice. Front. Neurosci. 4, (2010).
  22. Feliciano, D. M., Lafourcade, C. A., Bordey, A. Neonatal subventricular zone electroporation. J. Vis. Exp. (72), e50197(2013).
  23. Nam, S. C., et al. Dynamic features of postnatal subventricular zone cell motility: a two-photon time-lapse study. J. Comp. Neurol. 505, 190-208 (2007).
  24. James, R., Kim, Y., Hockberger, P. E., Szele, F. G. Subventricular zone cell migration: lessons from quantitative two-photon microscopy. Front. Neurosci. 5, 30(2011).
  25. Fernandez, M. E., Croce, S., Boutin, C., Cremer, H., Raineteau, O. Targeted electroporation of defined lateral ventricular walls: a novel and rapid method to study fate specification during postnatal forebrain neurogenesis. Neural Dev. 6, 13(2011).
  26. Saha, B., Ypsilanti, A. R., Boutin, C., Cremer, H., Chedotal, A. Plexin-b2 regulates the proliferation and migration of neuroblasts in the postnatal and adult subventricular zone. J. Neurosci. 32, 16892-16905 (2012).
  27. Sanai, N., et al. Corridors of migrating neurons in the human brain and their decline during infancy. Nature. 478, 382-386 (2011).
  28. Tattersfield, A. S., et al. Neurogenesis in the striatum of the quinolinic acid lesion model of Huntington's disease. Neuroscience. 127, 319-332 (2004).
  29. Niwa, H., Yamamura, K., Miyazaki, J. Efficient selection for high-expression transfectants with a novel eukaryotic vector. Gene. 108, 193-199 (1991).
  30. Lledo, P. M., Alonso, M., Grubb, M. S. Adult neurogenesis and functional plasticity in neuronal circuits. Nat. Rev. Neurosci. 7, 179-193 (2006).
  31. Khlghatyan, J., Saghatelyan, A. Time-lapse imaging of neuroblast migration in acute slices of the adult mouse forebrain. J. Vis. Exp. (67), e4061(2012).
  32. Snapyan, M., et al. Vasculature guides migrating neuronal precursors in the adult mammalian forebrain via brain-derived neurotrophic factor signaling. J. Neurosci. 29, 4172-4188 (2009).
  33. Platel, J. C., Heintz, T., Young, S., Gordon, V., Bordey, A. Tonic activation of GLUK5 kainate receptors decreases neuroblast migration in whole-mounts of the subventricular zone. J. Physiol. 586, 3783-3793 (2008).
  34. Schaar, B. T., McConnell, S. K. Cytoskeletal coordination during neuronal migration. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 102, 13652-13657 (2005).
  35. Valiente, M., Marin, O. Neuronal migration mechanisms in development and disease. Curr.Opin. Neurobiol. 20, 68-78 (2010).
  36. Comte, I., et al. Galectin-3 maintains cell motility from the subventricular zone to the olfactory bulb. J. Cell Sci. 124, 2438-2447 (2011).
  37. Sonego, M., et al. Fascin regulates the migration of subventricular zone-derived neuroblasts in the postnatal brain. J. Neurosci. 33, 12171-12185 (2013).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

Neuroscience81electroporationneuroblastsubventricular SVZRMSelectroporation

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved