אפיון המודינמי של מודלים מכרסמים של יתר לחץ דם ריאתי עורקי

Summary

Pulmonary arterial hypertension (PAH) is a disease of pulmonary arterioles that leads to their obliteration and the development of right ventricular failure. Rodent models of PAH are critical in understanding the pathophysiology of PAH. Here we demonstrate hemodynamic characterization, with right heart catheterization and echocardiography, in the mouse and rat.

Abstract

Pulmonary arterial hypertension (PAH) is a rare disease of the pulmonary vasculature characterized by endothelial cell apoptosis, smooth muscle proliferation and obliteration of pulmonary arterioles. This in turn results in right ventricular (RV) failure, with significant morbidity and mortality. Rodent models of PAH, in the mouse and the rat, are important for understanding the pathophysiology underlying this rare disease. Notably, different models of PAH may be associated with different degrees of pulmonary hypertension, RV hypertrophy and RV failure. Therefore, a complete hemodynamic characterization of mice and rats with PAH is critical in determining the effects of drugs or genetic modifications on the disease.

Here we demonstrate standard procedures for assessment of right ventricular function and hemodynamics in both rat and mouse PAH models. Echocardiography is useful in determining RV function in rats, although obtaining standard views of the right ventricle is challenging in the awake mouse. Access for right heart catheterization is obtained by the internal jugular vein in closed-chest mice and rats. Pressures can be measured using polyethylene tubing with a fluid pressure transducer or a miniature micromanometer pressure catheter. Pressure-volume loop analysis can be performed in the open chest. After obtaining hemodynamics, the rodent is euthanized. The heart can be dissected to separate the RV free wall from the left ventricle (LV) and septum, allowing an assessment of RV hypertrophy using the Fulton index (RV/(LV+S)). Then samples can be harvested from the heart, lungs and other tissues as needed.

Introduction

יתר לחץ דם עורקי ריאתי (PAH) הוא מחלה של כלי הדם הריאתי הקשורים חדיר לתא דלקתי, התפשטות שרירי חלקי אפופטוזיס תא האנדותל. שינויים אלה לגרום להכחדה של arterioles ריאתי, ובהמשך המוביל החדר הימני (RV) תפקוד לקוי ואי ספיקת לב. על מנת להבין את פתופיזיולוגיה שבבסיס PAH וכישלון קרוואנים PAH, מספר דגמים שונים, כולל מודלים גנטיים תרופתי, ללימוד מחלה זו פותחו (הנסקרת במקום אחר ^1,2).

מודלים אלה, הפופולריים ביותר הם הנגרמת היפוקסיה (Hx) PAH בתוך העכבר ואת monocrotaline (MCT) ו SU5416-היפוקסיה (SuHx) מודלים בחולדה. במודל Hx עכבר, עכברים נחשפים 4 שבועות של היפוקסיה (או normobaric או hypobaric, המתאים לגובה של 18,000 רגל עם FiO2 של 0.10), עם התפתחות כתוצאה מהפצה המדיאלי, גדל syst RVלחצי olic והתפתחות RV היפרטרופיה ^3. MCT במינון יחיד של 60 מ"ג / ק"ג תוצאות בפציעתם של תאי האנדותל ריאתי באמצעות מנגנון ברור כי התוצאות אז בפיתוח ⁴ PAH. SU5416 הוא מעכב של קולטנים גורמים (vascular endothelial growth VEGFR) 1 ו -2 חוסם, וטיפול עם זריקה תת עורית אחת של 60 מ"ג / ק"ג ואחריו חשיפה היפוקסיה כרונית 3 תוצאות שבועות יתר לחץ דם ריאתי קבוע עם שינויים פתולוגיים דומים לזה לראות המחלה האנושית, עם הקמתה של נגעים וסקולריים סוֹתֵם ^5. בשנים האחרונות, מספר דגמי עכבר מהונדסים עבור יתר לחץ דם ריאתי פותחו. אלה כוללים בנוקאאוט ומוטציות של הקולטן חלבון העצם המוךפו"גנטי שהולך 2 (BMPR2), כמו מוטציות גנטיות BMPR2 נמצאות בשני צורות משפחתיות אידיופטית של PAH, בנוקאאוט heme oxygenase-1 ו- IL-6 ביטוי יתר (נסקר במקום אחר ^1,2).

במודלים של מכרסמים שונים אלה של PH יש רמות שונות של יתר לחץ דם ריאתי, היפרטרופיה RV וכישלון RV. בעוד היפוקסיה ומודלים עכבר מהונדס שונים לגרום PAH קלה יותר מאשר חולדה או מודל ^1, היא תאפשר בדיקה של מוטציות גנטיות שונות מסלולי איתות מולקולריים הקשורים בהם. המודל MCT אין לגרום PAH חמור, אם כי MCT שנראה רעילים לתאי אנדותל ב מרובות רקמות ^4. מודל SuHx מאופיין וסקולרית משתנה מהר יותר דומה לזה לראות PAH אידיופטית בבני אדם, למרות דורש הוא חשיפת מניפולצית היפוקסיה תרופתית. יתר על כן, בכל אחד מן המודלים האלה, ייתכן שיש ניתוק בין השינויים histopathologic, לחצים ריאתי ותפקוד RV קשור להתפתחות של PAH. זאת בניגוד למחלה האנושית, שבו בדרך כלל יש יחס מידתי בין השינויים histopathologic, חומרת pulmonיתר לחץ דם האר"י ומידת כישלון RV. לפיכך, אפיון מקיף של במודלים של מכרסמים אלה של PH נדרש, כרוכה בהערכות של תפקוד RV (בדרך כלל על ידי אקו), ופרמטרים המודינמיים (על ידי צנתור) ו histopathology של הלב והריאות (למסוק רקמות).

בפרוטוקול זה, אנו מתארים את הטכניקות הבסיסיות המשמשות לאפיון המודינמי של מודלי PAH בחולדה והעכבר. טכניקות כלליות אלו יכולות להיות מיושמות על כל מחקר של החדר ממני ואת כלי הדם הריאתי אינו מוגבלת מודלים של PAH. לדמיין את RV על ידי אקו הוא פשוט יחסית בחולדות, אבל היא אתגר גדול יותר בעכברים בשל גודלן ואת הגיאומטריה המורכבת של RV. יתר על כן, חלק ממלאי מקום המשמש פונקצית RV לכימות, כגון TAPSE, עורק ריאה (PA) זמן אץ חרוק waveform רשות דופלר, אינם תקפים גם בבני אדם ובבעלי לתאם רק חלש עם הערכה של פויתר לחץ דם ו RV lmonary פונקציה ידי ופרמטרים המודינמיים פולשנית. קביעת והפרמטרים המודינמיים RV נעשית בצורה טובה ביותר עם חזה סגור, כדי לשמור על ההשפעות של לחץ intrathoracic שלילי עם השראה, אם כי צנתור חזה פתוח עם קטטר עכבה מאפשר קביעה של לחץ-נפח (PV) לולאות אפיון המודינמי מפורט יותר . כמו בכל הליך, פיתוח ניסיון לנהלים הוא קריטי להצלחה ניסיונית.

Protocol

כל ההליכים המתוארים פעל בהתאם להנחיות לטיפול בבעלי חיים של אוניברסיטת Duke of Medicine.

1. לפני שמתחילים את ההליך

הערה: לפני כל נהלים בעלי חיים, להבטיח כי רשות מוסדית מתאימה התקבלה. כמו לגבי כל הפרוצדורה, השתמשו משככי כאבים מתאימים כדי להבטיח כי אין סבל לבעלי חיים.

1. צנתרים לשטוף עם מי מלח סטרילית heparinized (100 U / ml) כדי להבטיח את patency. מארק נקודה מקצה המקבילה קטטר אורך מהלב עד אמצע הצוואר (כ -4 ס"מ לחולדות ו -2 ס"מ עבור עכברים).
2. להרדים את העכבר או החולדה. מבחר של הרדמה כוללים isoflurane (אינדוקציה 3-4% אחזקה 1.5% מעורבב עם 100% חמצן), קטמין / xylazine (80-120 / 10 מ"ג / ק"ג) ו pentobarbital (40-80 מ"ג / ק"ג) ^6.
   1. לדוגמה, עם קטמין: xylazine (80-120 מ"ג / ק"ג: 10-16 מ"ג / ק"ג IP עבור עכברים 80-100 מ"ג / ק"ג: 5-10 מ 'g / ק"ג IP לחולדות), מנה בודדת נמשך 20-50 דקות של הרדמה. עבור אקו, להרדים עכבר או חולדה עם isoflurane (3-4% לזירוז ו -1.5% לצורך התחזוקה). הערכת עומק ההרדמה על ידי צביטת מכרסמים באזור כירורגית כדי לאשר הרפלקסים נסיגה נעדרים. השתמש במשחה וטרינריים המשפיעים על העיניים כדי למנוע יובש לאחר הרדמה.
      הערה: סוכנים הרדמה שונים שניתן להשתמש בהם כדי לקבל תוצאות אמינות עם שימוש נכון ואופטימיזציה (הנסקרת במקום אחר ^6). העדפת הצנתור שלנו היא להשתמש קטמין: xylazine. מנת יתר עם קטמין / xylazine עשוי עמוקות להקטין את קצב לב ואת תפקוד לב, ולכן הוא קריטי כדי לשמור על טמפרטורה נכונה ושליטת נשימה. כדי לשמור על קצב הלב (> 400 / min) בעכברים, אנו מבצעים vagotomy הבילטרליים שגרתי. סכום של קטמין / xylazine כאן יהיה בדרך כלל האחרון 20-30 דקות, וזה מספיק כדי לבצע גם פעורי או צנתור לב-חזה סגור ואחריווהרדמת חסד בבעלי החיים.
3. הכן את העכברוש / עכבר עבור ההליך הכירורגי (איור 1).
   1. לגלח את הפרווה מהחזה (כדי לאפשר אקו) ואת מאזור כירורגית, בצוואר תקין.
   2. שפשפו את האזורים כירורגית מגולח בהינף עגול מהמרכז כלפי חוץ באמצעות בבטאדין, ואחריו ניקוי עם ספוגית אלכוהול 70%.
   3. מניח את החיה על פלטפורמה כירורגית עם כרית חימום מתחת. הגדר את רמת החימום כדי לשמור על טמפרטורת גוף של C ° 37-37.5. מעקב אחר טמפרטורת גוף עם בדיקה רקטלית. היפותרמיה יכול לגרום תוצאות ברדיקרדיה ו היפרתרמיה משמעותי טכיקרדיה משמעותי.

2. אקו

הערה: תיאור מלא של אקו מכרסם מתואר במקומות אחרים ^7. עבור העכבר, לפני ההרדמה, תמונות ניתן להשיג על ערה, החיה המאופקת באופן ידני. עבור החולדה,הרדמה לפני אקוקרדיוגרפיה עדיפה כמו חולדות הם גדולים מדי כדי להיות מאופק באופן ידני בהקיץ).

1. Parasternal ארוכה ציר (PLAX) צפייה.
   1. מניח את החיה במצב שכיבה על הפלטפורמה או לרסן אותה באופן ידני.
   2. בחר מצב B להקרין תדמית 2D חייה.
   3. יישר מתמר אולטרסאונד בתדירות של 40 מגה-הרץ לעכבר או 25 MHz לחולדות לקו parasternal שמאל, ולאחר מכן לסובב את מתמר השעון 30 ° עם מחוון בדיקה מצביע לכיוון הזנב (5 עד 11 השעה מיקום הקו) . זווית מתמרת מעט (נדנדה לאורך הציר הקצר של מתמר באותו המטוס טומוגרפית) כדי לקבל מבט קאמרי מלא LV במרכז המסך.
   4. אתר ולהציג מבנים אנטומיים אלה (איור 2 א): לומן של החדר השמאלי (LV); מחצה Interventricular (IVS); לומן של החדר הימני (RV); אבי העורקים עולה (AO); והשמאל אטריום (LA).
   5. החלף ל M Mode, פעם סטרוקטורות אלה הם דמיינו בבירור. מניחים את קו מחוון דרך החלק הרחב ביותר של לומן LV באמצעות AO כנקודת התייחסות וגם לעשות את השקר עומק המוקד במרכז לשכת LV (איור 2 ב). הפוך מדידות דומות של RV על ידי שינוי הזווית של המתמר וקבלת מדידות מצב M.
   6. השתמש חנות cine ליצור לולאה וידאו כדי להקליט את הנתונים למדידת מחובר (מימד תא LV, עובי דופן FS ו LV).
   7. השג מעקב דופלר של יצוא אבי העורקים ב PW דופלר מצב על ידי הצבת הסמן PW ב האאורטה הקלטה (איור 2 ג).
2. Parasternal קצר ציר צפה (PSAX) ברמת אבי העורקים.
   1. עבור למצב B.
   2. סובב עם כיוון השעון מתמר 90 ° מתצוגת ציר זמן parasternal להשיג מזווית חדה ציר parasternal (איור 3). הזז וזווית מתמר לכיוון הגולגולת כדי identify הנוף חתך מסתם אאורטלי.
   3. זהה את דרכי יצוא החדר הימני (RVOT) כמבנה בצורת חצי סהר מקומי כדי הימנית העליונה אל אבי העורקים, המשיך עם עלונים שסתום ריאתי עורק הריאה.
   4. החזק יציב באותו מיקום באופן ידני. עבור למצב דופלר PW.
      הערה: הרציף להחזקת מכרסמים בדיקה שניתן להשתמש בהם כדי למזער את התנועה ואת וריאציה בעמדה מתמר.
   5. מניחים את הפרוקסימלי מדגם עוצמת הקול לרמה של המסתם הריאתי במרכז בדרכי יצוא החדר הימני ולאחר מכן מקם את הסמן במקביל לכיוון זרימת הדם דרך כלי (איור 3 ב).
      הערה: חשוב להתאים את זווית הדגימה לכיוון זרימת דם או להשתמש בתוכנת אולטרסאונד לתקן לשינוי זווית. ללא תיקון, זווית מקסימלית של האונייה תהיה 30 מעלות, אשר תואמת ~ 15% חסרים של המהירות.
   6. adjust הסקאלה (מהירות זרימת דם) לפי צורך כדי לקבל מעטפת דופלר "טובה", אשר יש גבולות לבנים זרימת דם למינרית חלולה חשוכה מציין (איור 3 ג). רשום את העקיבה דופלר.
      הערה: מעטפת דופלר "רעה" אינה יכולה להכיל שולים לבנים מספיקים חלול כהים.
   7. אם הצנתור לא מבוצע בשלב זה, לאפשר מכרסם להתאושש אם ההרדמה הייתה בשימוש. אל תשאיר את המכרסם ללא השגחה עד שהוא שב להכרתו מספיק כדי לשמור שכיבה sternal ואינו להחזירו לחברה של בעלי חיים אחרים עד שהוא התאושש לחלוטין. אם הצנתור מבוצע, המשך לסעיף 3.

3. Right לב צנתור

1. גישה סגור חזה למדידת לחץ RV
   1. להכין:
      1. חבר מתמר לחץ לערוץ קלט 1. בתוך התוכנה, הערוץ מוגדר 1 עבור לחץ channאל 2 עבור קצב לב.
      2. כדי להמיר יחידות מ"מ כספית, להקליט את עקבות המחקר, לבצע כיול לחץ ידני באמצעות מד לחץ (אם באמצעות מתמר לחץ הדם ואת צינורות PE). ואז לבצע יחידות המרה בסכום נמוך ערוץ 1.
      3. כדי להגדיר את קצב לב, לכבות את הקלט של ערוץ 2. בחרו מדידות מחזוריות תחת ערוץ 2 ולבחור ערוץ 1 עבור מקור וקצב למדידה.
   2. מניחים את העכבר / חולדה מתחת למיקרוסקופ לנתיחה עם מוקד לעומק בהגדלה של 5x.
   3. לחתוך את העור מפני הלסת התחתונה אל עצם החזה (איור 1). מניח זוג כתיבה לכל צד של החתך לחשוף באזור צוואר הרחם באופן מלא.
   4. בבוטות לנתח כדי להפריד את בלוטות הרוק לחשוף את הצוואר חיצוני תקין וריד באמצעות מלקחיים קצה קהה קנס (איור 4 א, ​​ב).
   5. בזהירות לבודד את וריד הצוואר התקין חיצוני מרקמת החיבור המקיפה.
   6. מניחים שתי חתיכות של תפר משי (4-0 לחולדות; 6-0 עכברים) מתחת וריד הצוואר הימני חיצוני, ולקשור את הווריד distally (קרוב הלסת התחתונה ככל האפשר), ולאחר מכן לקשור קשר רופף proximally ( 4C איור).
   7. השתמש במספרי איריס לעשות הפרוקסימלי קטן "ניק" (חתך) אל הקשר קשר דיסטלי.
   8. החזק את הקטטר עם מלקחיים והכנס קטטר לתוך החתך של הווריד, ואז להדק את הקשר הפרוקסימלי.
      הערה: אנו משתמשים בדרך כלל פוליאתילן (PE) -10 צינורות (~ 2 גודל ו') עבור עכברי PE-50 (~ 3 Fr גודל) לחולדות, אשר מחובר מתמר לחץ הסדיר דרך 31 G או 21 G מחט מְכוּיָל. סמן את הקטטר עם סמן באורך בערך המתאים למיקום של קצה החדר הימני. כחלופה צינורות PE, קטטר micromanometer ניתן להשתמש. בעדינות מושך את קשר דיסטלי יכול לעזור להציג את הקטטר.
   9. דחף בעדינות את קטטר לתוך הלב הזכות לפקחעומק קידום על פי סימן. לפקח על עקבות לחץ בתוכנה כדי לאמת את המיקום הקטטר ולזהות את לחץ RV (איור 5).
   10. שמור את הקטטר נייח לאסוף את הנתונים (נתונים לעבור הקלטה לצד לחצן התחל) למשך 2 דקות.
   11. המשך לדגום אוסף (סעיף 4).
2. גישה פתוח-חזה עבור RV PV Loop ניתוח.
   הערה: ניתוח הלולאה PV של החדר הימני לא יכול להתבצע עם גישה סגור החזה בשל הנוקשות של קטטר המוליכות, אשר אינו עובר מן SVC אל RA. מסחרי צנתרי מוליכות זמינים מיועדים ניתוח לולאת PV LV.
   1. ב התוכנה להגדיר ערוץ 1 עבור מוליכות; ערוץ 2 ללחץ; וערוץ 3 עבור קצב לב.
   2. לצנרר החולדות עם צינור 16 G טפלון ולחבר את הצינור כדי מאוורר מכני. חישוב וכן להגדיר את הפרמטרים אוורור עבור עכברים או חולדות באמצעות מעקבing נוסחאות ^6: נפח גאות (V _t, מ"ל) = 6.2 x ^1.01 M ^(M = מסה חיה, ק"ג); קצב הנשימה (RR, דק ^-1) = 53.5 x ^-0.26 M (איור 6 א).
   3. מורח 70% אלכוהול על הפרווה כדי לצמצם את ההתפשטות של פרווה על שדה הניתוח.
   4. עושים חתך מתחת תהליך xyphoid ו בילטרלי לנתח את העור עם מספריים לכיוון האגף.
   5. חותכים דרך דופן הבטן ולפתוח את חלל הבטן על ידי לנתיחה הבילטראליים לאורך הסרעפת.
   6. פתח את הסרעפת לחשוף את שיאו של הלב בילטרלי לחתוך כלוב הצלעות (איור 6 א). למנוע התייבשות אידוי ורקמות על ידי ריסוס תמיסת מלח לתוך החללים ובית החזה הצפק באמצעות מזרק.
      הערה: אנו משתמשים בדרך כלל מספריים לנתיחה כדי לפתוח את כלוב חלל צלע הבטן. הדימום הוא בדרך כלל לא משמעותי, אבל אם יש דימום, electrocautery יכול לשמש.
   7. בזהירות לבודד הדואר נחות הווריד הנבוב (IVC) מרקמת חיבור המקיפה.
   8. מניחים פיסת תפר משי (4-0 לחולדות; 6-0 עכברים) סביב IVC, ולאחר מכן לקשור קשר רופף (או חוט תפר דרך צינורית 16 G טפלון) (6B איור).
   9. לנקב את הקיר חינם RV הפסגה עם מקבילים מחט 27-30 מד אל הקיר חינם RV ולהסיר את המחט. היזהר שלא לדחוף את המחט בלמעלה מ -4 מ"מ.
      הערה: לחילופין, פיסה קטנה של צינורות PE-60 יכול לשמש מדריך ניקוב הקטטר המוליכות לתוך איפקס RV.
   10. הכנס את קצה צנתר מוליכות דרך הדקירה פצע על הקיר חינם RV הפסגה עד שכל האלקטרודות בתוך החדר (איור 6 ג).
   11. צג לולאת לחץ הנפח בתוכנה ולאחר מכן להתאים את המיקום של הקטטר להשיג לולאות בצורה בעקביות כי לא להפגין וריאצית נשימה משמעותית (איור 7 ב, ג).
   12. רשומההבסיס PV לולאות (נתונים לעבור הקלטה לצד לחצן התחל) לפחות 10 שניות כדי לקבל מספר של PV לולאות.
   13. משוך את התפר להציב סביב IVC לשנות את מבצע הטעינה המוקדמת ולהקליט לולאות PV. לנתח את הנתונים off-line ולהפיק פרמטרים שונים של תפקוד סיסטולי RV (איור 7D). ניתוח זה תואר בעבר ^8.
       הערה: IVC ניתן occluded לחילופין על ידי מלקחיים. לפקח על עקבות לחץ RV לאשר הפחתת preload.
   14. בצע כיולים מליחים קובט כפי שתואר לעיל כדי לאפשר המרה מיחידות המוליכות ליחידות נפח ^6.
   15. לאחר הקלטת הנתונים, משוך בעדינות את הקטטר החוצה למקם את קצה הצנתר מיד לתוך אמבט מים עם מלח. עם סיום, לנקות את הקטטר לפי הוראות היצרן.

אוסף 4. דוגמאות ללב וריאות

הערה: ככל הנהלים כאןמחדש מתואר מסוף, החיה חייבת להיות מורדמת לאחר או סגור או צנתור לב ימני פתוח חזה.

1. להרדים את העכברים על ידי פתיחת בית החזה (פתיחת בית החזה בין שתי מדינות) אם גישה סגור חזה שמשה, exanguination, או על-ידי כיבוי ההנשמה לאחר מנת יתר הרדמה.
   הערה: נקע בצוואר רחם אינו מומלץ.
2. כדי לבצע זלוף אינפלציה של הריאה, לחבר את צינורות אינפלציה על גבי ringstand מוגדר לנפח את הריאות עם לחץ של 20 CMH ₂ O (אבל לא לפתוח את השסתום עדיין לנפח את הריאות).
3. בבוטות לנתח את קנה הנשימה מקיף שרירים ורקמות חיבור.
4. מניחים פיסת תפר משי (4-0 לחולדות; 6-0 עכברים) סביב קנה הנשימה, ולאחר מכן לקשור קשר רופף.
5. בעדינות למתוח את קנה הנשימה על ידי לחיצה על הראש ולעשות חתך (70% של היקף) קרוב הלסת התחתונה.
6. שמור על מתיחה עדינה והכנס את צינורית לקנה הנשימה (20 G עבור עכברים או 16 G לחולדות).אבטח את הצינורית באמצעות התפר. חבר את הצינורית על צינורות האינפלציה ולקשור את התפר סביב הצינורית כדי למנוע הזרימה החוזרת של fixatives.
7. שטוף את הריאות עם PBS באמצעות מזרק 10 מ"ל לדקור הקיר חינם RV ולהזריק לעבר עורק הריאה. ניק שמאל אטריום פעם הריאות מתחילות להלבין.
8. קציר את הלב על ידי חיתוך בשורש האאורטה.
9. הצמד את האונה הימנית התחתונה של הריאה באמצעות hemostat יתוש וחתך את האונה הימנית התחתונה. מניח את החתיכות לתוך צינורות microcentrifuge ולהצמיד הקפאה בחנקן נוזלי.
10. לנפח את הריאות עם 10% פורמלין שנאגרו נייטרלי למשך 5 דקות ולהסיר את צינורית לקנה הנשימה ואחריו ligating קנה הנשימה.
11. לנתח את הריאה מן החזה ולתקן עם 10% פורמלין שנאגרו נייטרלי.
    הערה: לחלופין, לנפח את הריאות עם תקשורת חיתוך האופטימלית (OCT, מדולל 1: 1 עם PBS) ולהקפיא ב אוקטובר חי להכנה מאוחר יותר של חלקים קפואים.
12. בקפידהלהפריד בין הפרוזדורים מן החדרים ולבודד את הקיר בחינם החדר הימני ידי לנתח לצד מחצה interventricular.
13. לשקול את RV ו מחצה LV + (LV + S) כדי לחשב את מדד פולטון (RV / LV + S) ^9, אשר מכמת את מידת היפרטרופיה RV.
    הערה: TheFulton מדד משתנה במודלים שונים של PH. עכברוש ^10: שליטה, 0.28 ± 0.01; היפוקסיה המושרית, 0.57 ± 0.02; MCT-מטופל, 0.51 ± 0.03. C57BL6 / J עכבר ^11: שליטה, 0.26 ± 0.01; SuHx (14 ימים), 0.40 ± 0.02; SuHx (21 ימים), 0.43 ± 0.01; SuHx (28 ימים), 0.44 ± 0.03.
14. הצמד להקפיא את RV ו LV + S בחנקן נוזלי או לתקן ב 10% שנאגרו נייטרלי פורמלין.

תוצאות

כמו צנתור הלב הימני במכרסמים הוא בדרך כלל הליך סופני כי זה אינו חל על מעקב האורך, אקו מהווה חלופה לא פולשנית מעולה לסינון ומעקב ^12. בעוד הלחץ הסיסטולי בעורק הריאה ב PAH האדם על אקו בדרך כלל נגזר regurgitation tricuspid כי הוא בדרך כלל פשוט שיופק בתצוגת הפסגה, נוף כזה לא מתקבל ב?...

Discussion

The protocols outlined here describe a comprehensive characterization of hemodynamics and right ventricular function in rodent models of pulmonary hypertension. While right heart catheterization as described here is a terminal procedure, the mortality associated with echocardiography is minimal, which allows for screening and follow-up of disease progression. However, similar to patients with PH having markedly increased mortality with anesthesia¹⁷, in our experience, rats with severe PH do not tolerate anesth...

Materials

Name	Company	Catalog Number	Comments
Vevo 2100 Imaging System (120V)	VisualSonics, inc.	VS-11945
Vevo 2100 Imaging Station	VisualSonics, inc.
High-frequency Mechanical Transducers	VisualSonics, inc.	MS250, MS550D, MS400
Ultrasound Gel Parker	Laboratories Inc.	01-08
PowerLab 4/35	ADInstruments	ML765
Labchart 8	ADInstruments
BP transducer with stopcock and cable	ADInstruments	MLT1199
BP transducer calibration kit	ADInstruments	MLA1052
Mikro-Tip Pressure Catheter for mouse	Millar	SPR-1000	Alternative catheter available from Scisense FT111B (mouse) and FT211B (rat)
Mikro-Tip Pressure Catheter for rat	Millar	SPR-513	Alternative catheter available from Scisense FT111B (mouse) and FT211B (rat)
Millar Mikro-Tip ultra-miniature PV loop catheter for mice	Millar	PVR-1035	Alternative catheter available from Scisense FT112 (mouse)
Millar Mikro-Tip ultra miniature PV loop catheter for rats	Millar	SPR-869	Alternative catheter available from Scisense FT112 (mouse)
Millar PV system MPVS-300	Millar	MPVS-300
4-0 Silk Black Braid 100 Yard Spool	Roboz Surgical	SUT-15-2
6-0 Silk Black Braid 100 Yard Spool	Roboz Surgical	SUT-14-1
Iris Scissors, Delicate, Integra Miltex	VWR	21909-248
VWR Dissecting Scissors, Sharp/Blunt Tip	VWR	82027-588
VWR Delicate Scissors, 4 1/2"	VWR	82027-582
Two star Hemostats, Excelta	VWR	63042-090
Neutral-buffered formalin	VWR	89370-094
Crotaline	Sigma	C2401
SU5416	Tocris Biosciences	3037
3.5X-45X Boom Stand Trinocular Zoom Stereo Microscope	AmScope	SM-3BX
PE (Polyethylene Tubing)-10	Braintree Scientific Inc	PE10 36 FT
PE (Polyethylene Tubing)-50	Braintree Scientific Inc	PE50 36 FT
PE (Polyethylene Tubing)-60	Braintree Scientific Inc	PE60 36 FT
Tabletop Isoflurane Anesthesia Unit	Kent Scientific	ACV-1205S
Surgisuite multi-functional surgical platform	Kent Scientific	Surgisuite
Retractor set	Kent Scientific	SURGI-5002
Anesthesia induction chamber	VetEquip	941443
Anesthesia Gas filter canister	Kent Scientific	ACV-2001
Rodent nose cone	VetEquip	921431