Hemodinâmica Caracterização de roedores modelos de Hipertensão Arterial Pulmonar

Resumo

Pulmonary arterial hypertension (PAH) is a disease of pulmonary arterioles that leads to their obliteration and the development of right ventricular failure. Rodent models of PAH are critical in understanding the pathophysiology of PAH. Here we demonstrate hemodynamic characterization, with right heart catheterization and echocardiography, in the mouse and rat.

Resumo

Pulmonary arterial hypertension (PAH) is a rare disease of the pulmonary vasculature characterized by endothelial cell apoptosis, smooth muscle proliferation and obliteration of pulmonary arterioles. This in turn results in right ventricular (RV) failure, with significant morbidity and mortality. Rodent models of PAH, in the mouse and the rat, are important for understanding the pathophysiology underlying this rare disease. Notably, different models of PAH may be associated with different degrees of pulmonary hypertension, RV hypertrophy and RV failure. Therefore, a complete hemodynamic characterization of mice and rats with PAH is critical in determining the effects of drugs or genetic modifications on the disease.

Here we demonstrate standard procedures for assessment of right ventricular function and hemodynamics in both rat and mouse PAH models. Echocardiography is useful in determining RV function in rats, although obtaining standard views of the right ventricle is challenging in the awake mouse. Access for right heart catheterization is obtained by the internal jugular vein in closed-chest mice and rats. Pressures can be measured using polyethylene tubing with a fluid pressure transducer or a miniature micromanometer pressure catheter. Pressure-volume loop analysis can be performed in the open chest. After obtaining hemodynamics, the rodent is euthanized. The heart can be dissected to separate the RV free wall from the left ventricle (LV) and septum, allowing an assessment of RV hypertrophy using the Fulton index (RV/(LV+S)). Then samples can be harvested from the heart, lungs and other tissues as needed.

Introdução

A hipertensão arterial pulmonar (HAP) é uma doença da vasculatura pulmonar associada a infiltração de células inflamatórias, a proliferação do músculo liso e a apoptose de células endoteliais. Estas alterações resultam em obliteração das arteríolas pulmonares, posteriormente, levando à ventrículo direito (RV) disfunção e insuficiência cardíaca. A fim de compreender a fisiopatologia subjacente PAH e falência do VD na HAP, um número de diferentes modelos, incluindo modelos genéticos e farmacológicos, para estudar esta doença têm sido desenvolvidos (revisto em outros lugares ^1,2).

Destes modelos, os mais populares são (Hx) HAP induzida por hipoxia no mouse ea monocrotalina (MCT) e modelos SU5416-hipoxia (SuHx) no rato. No modelo de rato Hx, os ratinhos são expostos a 4 semanas de hipóxia (quer normobáricas ou hipobárica, o que corresponde a uma altitude de 18.000 pés com uma FiO2 de 0,10), com o desenvolvimento resultante de proliferação medial, o aumento da RV Systpressões Olic e o desenvolvimento de hipertrofia do VD ^3. MCT numa dose única de 60 mg / kg resulta em lesão para as células endoteliais pulmonares através de um mecanismo claro que, em seguida, resulta no desenvolvimento de HAP ^4. SU5416 é um inibidor dos receptores vasculares factor de crescimento endotelial (VEGFR) 1 e 2 bloqueador, e o tratamento com uma única injecção subcutânea de 60 mg / kg, seguida de exposição a hipoxia crónica durante 3 semanas resulta em hipertensão pulmonar permanente com alterações patológicas similares à observada na doença humana, com a formação de lesões vasculares obliterante ^5. Nos últimos anos, diversos modelos de ratinho transgénicos para a hipertensão pulmonar tem sido desenvolvido. Estes incluem nocaute e mutações do receptor de proteína morfogenética óssea 2 (BMPR2), como mutações genéticas BMPR2 são encontrados em ambas as formas familiares e idiopática da HAP, heme oxigenase-1 nocaute e IL-6 superexpressão (revisto em outros lugares ^1,2).

Estes modelos de roedores diferentes de PH têm diferentes níveis de hipertensão pulmonar, hipertrofia RV e falência do VD. Enquanto a hipóxia e vários modelos de camundongos transgênicos resultar em PAH muito mais suave do que a qualquer modelo de rato ^1, permite que testes de diferentes mutações genéticas e suas vias de sinalização molecular associados. O modelo MCT não resultar na HAP grave, embora MCT parece ser tóxico para as células endoteliais em diversos tecidos ^4. O modelo SuHx é caracterizada por alterações vasculares mais semelhante ao observado em HAP idiopática em seres humanos, embora tanto a exposição requer manipulação e hipóxia farmacológico. Além disso, em todos estes modelos, pode haver uma separação entre as alterações histopatológicas, as pressões pulmonares e função do VD associados com o desenvolvimento de hipertensão arterial pulmonar. Isto está em contraste com a doença humana, onde há normalmente uma relação proporcional entre as alterações histopatológicas, a gravidade da pulmonhipertensão ary e do grau de falência do VD. Assim, uma caracterização detalhada destes modelos de roedores de PH é necessária, e envolve avaliações da função RV (tipicamente por ecocardiografia), hemodinâmica (por cateterismo cardíaco) e histopatologia do coração e pulmões (de colheita de tecidos).

Neste protocolo, descrevemos as técnicas básicas usadas para a caracterização hemodinâmica de modelos de HAP no rato e do rato. Estas técnicas gerais pode ser aplicado a qualquer estudo do ventrículo direito e vasculatura pulmonar e não está limitado aos modelos de HAP. Visualizando o RV por ecocardiografia é relativamente simples em ratos, mas é mais desafiador em camundongos devido ao seu tamanho e da geometria complexa da RV. Além disso, alguns substitutos utilizados para quantificar a função do VD, como TAPSE, artéria pulmonar (AP) tempo de aceleração e PA Doppler onda chan, não são bem validadas em humanos e correlacionar apenas fracamente com a avaliação de puhipertensão lmonary e função RV por hemodinâmica invasiva. Determinação dos hemodinâmica RV é o melhor feito com um de tórax fechado, para manter os efeitos de uma pressão negativa intratorácica com a inspiração, embora cateterismo peito aberto com um cateter de impedância permite a determinação da pressão-volume (PV) loops e uma caracterização hemodinâmica mais detalhada . Como com qualquer procedimento, desenvolver a experiência com os procedimentos é fundamental para o sucesso experimental.

Protocolo

Todos os procedimentos descritos seguir as orientações de cuidados de animais de Duke University School of Medicine.

1. Antes de iniciar o procedimento

Nota: Antes de quaisquer procedimentos com animais, garantir que a permissão institucional adequado foi obtido. Tal como acontece com todos os procedimentos, usar medicação para a dor adequado para garantir que não há sofrimento animal.

1. cateteres nivelada com solução salina estéril heparinizado (100 U / ml) para assegurar a desobstrução. Marca um ponto a partir da ponta do cateter equivalente ao comprimento do coração para o meio do gargalo (aproximadamente 4 cm para ratos e 2 cm de ratos).
2. Anestesiar o mouse ou rato. As escolhas do anestésico incluem isoflurano (3-4% de indução, manutenção 1,5% misturado com 100% de oxigénio), a cetamina / xilazina (80-120 / 10 mg / kg) e pentobarbital (40-80 mg / kg) ^6.
   1. Por exemplo, com cetamina: xilazina (80-120 mg / kg: 10-16 mg / kg IP para ratinhos e 80-100 mg / kg: 5-10 mg / kg IP para ratos), uma dose única dura 20-50 minutos de anestesia. Para ecocardiografia, anestesiar ratinho ou um rato com isoflurano (3-4% para a indução e 1,5% para manutenção). Avaliar a profundidade da anestesia por beliscar o roedor na área cirúrgica para confirmar que os reflexos de retirada estão ausentes. Use pomada veterinária nos olhos para evitar a secura e sob anestesia.
      Nota: agentes anestésicos diferentes podem ser usados ​​para obter resultados confiáveis ​​com o uso adequado e otimização (revisto em outros lugares ^6). Nossa preferência por cateterismo é usar a cetamina: xilazina. Overdose com cetamina / xilazina pode profundamente diminuir a frequência cardíaca e da função cardíaca, por isso é fundamental para manter a temperatura adequada e controle respiratório. Para manter a frequência cardíaca (> 400 / min) em camundongos, que rotineiramente vagotomia bilateral. A quantidade de cetamina / xilazina aqui vai geralmente duram de 20-30 min, que é suficiente para executar qualquer aberto ou com tórax fechado coração cateterismo seguido deeutanásia do animal.
3. Prepare o rat / mouse para o procedimento cirúrgico (Figura 1).
   1. Raspar a pele do peito (para permitir a ecocardiografia) e da região cirúrgica, no pescoço direita.
   2. Esfregue as regiões cirúrgicos raspadas com um movimento circular do centro para fora usando betadine, seguido por limpeza com um algodão embebido em álcool 70%.
   3. Colocar o animal em uma plataforma cirúrgica com uma almofada de aquecimento por baixo. Definir o nível de aquecimento para manter uma temperatura corporal de 37-37,5 ° C. Monitorar a temperatura do corpo com uma sonda retal. A hipotermia pode resultar em bradicardia e hipertermia significativos resulta em taquicardia significativa.

2. Ecocardiografia

Nota: A descrição completa da ecocardiografia roedor é descrito em outros lugares ^7. Para o mouse, antes da anestesia, as imagens podem ser obtidas na, animal contido manualmente acordado. Para o rato,anestesia antes da ecocardiografia é preferido como ratos são grandes demais para ser contido manualmente enquanto acordado).

1. Paraesternal eixo longo (PLAX) View.
   1. Colocar o animal em decúbito dorsal sobre a plataforma ou restringi-lo manualmente.
   2. Selecione Modo B para projetar uma imagem ao vivo 2D.
   3. Alinhar o transdutor de ultra-som com uma frequência de 40 MHz para mouse ou 25 MHz para ratos para a linha paraesternal esquerda e gire o transdutor sentido anti-horário de 30 ° com o indicador de sonda apontando na direção caudal (5 a 11 horas posição de linha) . Ângulo do transdutor ligeiramente (de balanço ao longo do eixo curto do transdutor no mesmo plano tomográfico) para se obter uma vista completa da câmara LV no centro da tela.
   4. Localizar e visualizar estas estruturas anatômicas (Figura 2A): o lúmen do ventrículo esquerdo (VE); septo interventricular (IVS); o lúmen do ventrículo direito (RV); aorta ascendente (AO); e átrio esquerdo (LA).
   5. Mudar para o modo M, uma vez que estas estruturas acima são claramente visualizados. Coloque a linha do indicador através da parte mais larga do lúmen do VE usando AO como ponto de referência e também fazer a mentira profundidade de foco no centro da LV Câmara (Figura 2B). Fazer medições similares da RV, alterando angulação do transdutor e obtenção de medidas do modo M.
   6. Use loja de cine para criar um loop de vídeo para gravar os dados de medição off-line (dimensão câmara de LV, FS e espessura da parede).
   7. Obter um traçado Doppler do fluxo de saída aórtico em PW modo de Doppler, colocando o cursor PW na aorta e a gravação (Figura 2C).
2. -Esternal curto eixo Vista (PSAX) no nível da aorta.
   1. Alternar para o modo B.
   2. Gire o transdutor de 90 ° no sentido horário a partir da vista eixo longo paraesternal para obter o ponto de vista paraesternal eixo menor (Figura 3). Mover e ângulo do transdutor em direção ao crânio para identify da válvula aórtica corte transversal.
   3. Identificar a via de saída do ventrículo direito (VSVD) como uma estrutura em forma de meia-lua localizada no canto superior direito para a aorta, continuou com folhetos da válvula pulmonar e artéria pulmonar.
   4. Manter estável na mesma posição manualmente. Mudar para PW modo Doppler.
      Nota: uma plataforma da estação para a realização do roedor e a sonda pode ser utilizado para minimizar a movimentação e variação na posição do transdutor.
   5. Colocar o volume de amostra proximal ao nível da válvula pulmonar no centro da via de saída do ventrículo direito e, em seguida, posicionar o cursor paralelo à direcção do fluxo sanguíneo através do vaso (Figura 3B).
      Nota: É importante ajustar o ângulo de amostragem para a direcção do fluxo de sangue ou usar o software de ultra-som para corrigir uma alteração no ângulo. Sem correcção, o ângulo máximo para o recipiente é de 30 °, o que corresponde a ~ 15% subestimativa da velocidade.
   6. AdjUst a escala (a velocidade do fluxo sanguíneo) conforme necessário para obter um "bom" envelope Doppler, que tem bordas brancas e um interior que indica o fluxo sanguíneo laminar oco escuro (Figura 3C). Grave o traçado Doppler.
      Nota: A "má" envelope Doppler não acomoda bordas brancas suficientes e um buraco escuro.
   7. Se cateterismo não é realizada neste momento, permitir que o roedor a recuperar se foi utilizada anestesia. Não deixe o roedor autônoma até que tenha recuperado a consciência suficiente para manter decúbito esternal e não devolvê-lo para a companhia de outros animais até que esteja totalmente recuperado. Se cateterismo é realizado, prossiga para a Secção 3.

3. Direito cateterismo cardíaco

1. abordagem fechado no peito para medição de pressão RV
   1. Configuração:
      1. Ligue o transdutor de pressão para o canal de entrada 1. No software, defina o canal 1 para pressão e eláel 2 para a frequência cardíaca.
      2. Para converter unidades para mmHg, gravar o traço da linha de base, efectuar uma calibração de pressão manualmente utilizando um medidor de pressão (se estiver usando um transdutor de pressão arterial e tubos PE). Em seguida, executar a conversão de unidades sob o canal 1.
      3. Para definir a frequência cardíaca, desligue a entrada do canal 2. Selecione medições cíclicas sob o canal 2 e escolha o canal 1 para fonte e taxa para a medição.
   2. Posicione o mouse / rato debaixo de um microscópio de dissecação com o foco em profundidade e uma ampliação de 5x.
   3. Faça uma incisão na pele a partir da mandíbula para o esterno (Figura 1). Coloque um par de afastadores de cada lado da incisão para expor totalmente a área do colo do útero.
   4. Bluntly dissecar para separar as glândulas salivares para expor a veia jugular externa direita usando uma pinça fina ponta romba (Figura 4A, B).
   5. Cuidadosamente isolar a veia jugular externa direita a partir do tecido conjuntivo circundante.
   6. Coloque dois pedaços de fio de seda (4-0 para os ratos; 6-0 para ratos) por baixo da veia jugular externa direita, ligadura da veia para distal (mais próximo à mandíbula quanto possível), e depois amarrar um nó frouxo proximal ( A Figura 4C).
   7. Use íris tesoura para fazer um pequeno (corte) proximal "nick" ao nó amarrado distal.
   8. Segure o cateter com uma pinça e inserir o cateter na corte da veia, e depois apertar o nó proximal.
      Nota: normalmente Usamos polietileno (PE) -10 tubagem (~ 2 Pe tamanho) para ratinhos e PE-50 (~ 3 Pe tamanho) para ratos, o qual está ligado ao transdutor de pressão regular, através de uma agulha G 31, G ou 21 e calibrado. Marcar o cateter com um marcador em um comprimento que corresponde aproximadamente à colocação da ponta do ventrículo direito. Como uma alternativa ao tubo de PE, um cateter de micromanómetro pode ser usado. Puxando o nó distal pode ajudar a introduzir o cateter.
   9. Empurre cuidadosamente o cateter no coração e o monitor direitoa profundidade de avanço de acordo com a marca. Monitorar o traçado da pressão no software para verificar a localização de cateter e identificar a pressão RV (Figura 5).
   10. Mantenha o cateter imóvel e recolher os dados (dados de alternância de gravação ao lado do botão Iniciar) por 2 min.
   11. Proceda da coleta da amostra (Seção 4).
2. Abordagem Open-peito por RV PV Análise Loop.
   Nota: análise do lacete PV do ventrículo direito não pode ser realizada com uma abordagem de tórax fechado, devido à rigidez do cateter de condutância, que não passe a partir do VPC para a RA. Comercialmente cateteres condutância disponíveis são projetados para análise do lacete LV PV.
   1. No software definir o canal 1 para a condutância; Canal 2 da pressão; e Canal 3 para a frequência cardíaca.
   2. Entubar os ratos com um tubo de 16 G Teflon e ligar o tubo de um ventilador mecânico. Calcular e definir os parâmetros de ventilação para camundongos ou ratos usando o following fórmulas ^6: volume corrente (V _t, ml) = 6,2 x M ^{1,01 (massa} M = animal, kg); taxa de respiração (RR, min ^-1) = 53,5 x M ^-0.26 (Figura 6A).
   3. Espalhe álcool a 70% para a pele para reduzir a propagação da pele para o campo cirúrgico.
   4. Faça uma incisão abaixo do processo xifóide e bilateralmente dissecar a pele com uma tesoura em direção ao flanco.
   5. Cortar através da parede abdominal e abrir a cavidade abdominal por dissecação bilateral ao longo do diafragma.
   6. Abra o diafragma para expor a ponta do coração e bilateralmente cortar a caixa torácica (Figura 6A). Evitar a evaporação e secagem por pulverização salina tecido dentro das cavidades torácica e peritoneais utilizando uma seringa.
      Nota: Normalmente, usamos uma tesoura de dissecção para abrir a cavidade e costela abdominal gaiola. O sangramento geralmente não é significativa, mas se houver sangramento, eletrocautério pode ser usado.
   7. th cuidadosamente isoladoe veia cava inferior (IVC) a partir do tecido conjuntivo circundante.
   8. Coloque um pedaço de fio de seda (4-0 para os ratos; 6-0 para ratos) em torno do IVC, e depois amarrar um nó frouxo (ou passe a sutura através de um tubo 16 G Teflon) (Figura 6B).
   9. Perfurar a parede livre do VD apical com uma agulha de calibre 27-30 paralela à parede livre do VD e remover a agulha. Tenha cuidado para não empurrar a agulha em mais de 4 mm.
      Nota: Em alternativa, uma pequena peça de tubagem PE-60 pode ser utilizado para guiar a punção do cateter de condutância para o ápice do VD.
   10. Insira a ponta da condutância cateter através da facada ferida na parede livre do VD apical até que todos os eletrodos estão dentro do ventrículo (Figura 6C).
   11. Monitorar o ciclo de volume pressão no software e, em seguida, ajuste a posição do cateter para obter alças em forma consistente que não demonstram a variação respiratória significativa (Figura 7B, C).
   12. Registrobaseline PV laços (dados de alternância de gravação ao lado do botão Iniciar) durante pelo menos 10 segundos para obter um número de PV laços.
   13. Puxe a sutura colocada ao redor do IVC para alterar as pré-cargas e gravar os loops PV. Analisar os dados off-line e obter vários parâmetros de função sistólica do VD (Figura 7D). Esta análise foi previamente descrita ^8.
       Nota: IVC pode, alternativamente, ser obstruída por fórceps. Monitorar o traçado da pressão RV para confirmar a redução da pré-carga.
   14. Realizar salina e cuvete calibrações como anteriormente descrito para permitir a conversão de unidades de condutância em unidades de volume ^6.
   15. Depois de gravar os dados, puxe o cateter para fora e coloque a ponta do cateter imediatamente em um banho de água com solução salina. Ao terminar, limpe o cateter de acordo com as instruções do fabricante.

4. Recolha de coração e pulmão Amostras

Observação: Como os procedimentos aqui umre descrito como terminal, o animal deve ser sacrificado após uma fechada ou de tórax aberto coração direito cateterismo.

1. Eutanásia os ratos, abrindo o tórax (toracotomia bilateral) se foi utilizada uma abordagem de tórax fechado, Exsanguinação, ou desligando o ventilador após a overdose do anestésico.
   Nota: Deslocação cervical não é recomendado.
2. Para realizar perfusão inflação do pulmão, ligar o tubo de inflação para um ringstand definido para inflar os pulmões a uma pressão de 20 cm H ₂ O (mas não abra a válvula ainda para inflar os pulmões).
3. Sem rodeios dissecar a traqueia de circundante músculo e tecido conjuntivo.
4. Coloque um pedaço de fio de seda (4-0 para os ratos; 6-0 para ratos) em torno da traqueia, e depois amarrar um nó frouxo.
5. Delicadamente esticar a traqueia, pressionando a cabeça e fazer um corte (70% da circunferência) perto da mandíbula.
6. Mantenha o alongamento suave e inserir a cânula traqueal (20 G para ratos ou 16 G para ratos).Segurar a cânula usando o fio de sutura. Conectar-se a cânula no tubo de inflação e amarrar a sutura ao redor da cânula para impedir o refluxo de fixadores.
7. Lave os pulmões com PBS usando uma seringa de 10 ml para apunhalar parede livre do VD e injetar em direção à artéria pulmonar. Nick átrio esquerdo uma vez que os pulmões começam a branquear.
8. Colher o coração, cortando na raiz da aorta.
9. Prender o lobo inferior direito do pulmão usando uma pinça hemostática mosquito e cortar o lobo inferior direito. Coloque os pedaços em microtubos e encaixe congelamento em nitrogênio líquido.
10. Inflar o pulmão com 10% de formalina tamponada neutra por 5 min e remover a cânula de traqueia seguida por ligação da traqueia.
11. Dissecar o pulmão para fora do tórax e corrigir com 10% de formalina tamponada neutra.
    Nota: Em alternativa, inflar o pulmão com os meios de corte óptima (OCT, diluída 1: 1 com PBS) e congelar em OCT não diluída para uma preparação mais tarde de secções congeladas.
12. Cuidadosamenteseparar os átrios dos ventrículos e isolar a parede livre do ventrículo direito dissecando ao lado do septo interventricular.
13. Pesar a RV e LV + septo (LV + S) para calcular um índice de Fulton (RV / LV + S) ^9, que quantifica o grau de hipertrofia do VD.
    Nota: TheFulton índice varia em diferentes modelos de PH. Rat ^10: controle, 0,28 ± 0,01; induzida por hipoxia, 0,57 ± 0,02; tratados com MCT, 0,51 ± 0,03. Rato C57BL6 / J ^11: controle, 0,26 ± 0,01; SuHx (14 dias), 0,40 ± 0,02; SuHx (21 dias), 0,43 ± 0,01; SuHx (28 dias), 0,44 ± 0,03.
14. Snap congelar a RV e LV + S em nitrogênio líquido ou fixar em 10% de formalina tamponada neutra.

Resultados

Como cateterismo cardíaco direito em roedores é tipicamente um procedimento terminal que não é aplicável ao acompanhamento longitudinal, a ecocardiografia é uma excelente alternativa não invasiva para o rastreio e seguimento ^12. Enquanto a pressão sistólica da artéria pulmonar em PAH humana no ecocardiograma geralmente é derivada de insuficiência tricúspide que normalmente é fácil de ser obtido na vista apical, tal visão não é obtido de forma confiável em roedores, impedindo que a estimativ...

Discussão

The protocols outlined here describe a comprehensive characterization of hemodynamics and right ventricular function in rodent models of pulmonary hypertension. While right heart catheterization as described here is a terminal procedure, the mortality associated with echocardiography is minimal, which allows for screening and follow-up of disease progression. However, similar to patients with PH having markedly increased mortality with anesthesia¹⁷, in our experience, rats with severe PH do not tolerate anesth...

Materiais

Name	Company	Catalog Number	Comments
Vevo 2100 Imaging System (120V)	VisualSonics, inc.	VS-11945
Vevo 2100 Imaging Station	VisualSonics, inc.
High-frequency Mechanical Transducers	VisualSonics, inc.	MS250, MS550D, MS400
Ultrasound Gel Parker	Laboratories Inc.	01-08
PowerLab 4/35	ADInstruments	ML765
Labchart 8	ADInstruments
BP transducer with stopcock and cable	ADInstruments	MLT1199
BP transducer calibration kit	ADInstruments	MLA1052
Mikro-Tip Pressure Catheter for mouse	Millar	SPR-1000	Alternative catheter available from Scisense FT111B (mouse) and FT211B (rat)
Mikro-Tip Pressure Catheter for rat	Millar	SPR-513	Alternative catheter available from Scisense FT111B (mouse) and FT211B (rat)
Millar Mikro-Tip ultra-miniature PV loop catheter for mice	Millar	PVR-1035	Alternative catheter available from Scisense FT112 (mouse)
Millar Mikro-Tip ultra miniature PV loop catheter for rats	Millar	SPR-869	Alternative catheter available from Scisense FT112 (mouse)
Millar PV system MPVS-300	Millar	MPVS-300
4-0 Silk Black Braid 100 Yard Spool	Roboz Surgical	SUT-15-2
6-0 Silk Black Braid 100 Yard Spool	Roboz Surgical	SUT-14-1
Iris Scissors, Delicate, Integra Miltex	VWR	21909-248
VWR Dissecting Scissors, Sharp/Blunt Tip	VWR	82027-588
VWR Delicate Scissors, 4 1/2"	VWR	82027-582
Two star Hemostats, Excelta	VWR	63042-090
Neutral-buffered formalin	VWR	89370-094
Crotaline	Sigma	C2401
SU5416	Tocris Biosciences	3037
3.5X-45X Boom Stand Trinocular Zoom Stereo Microscope	AmScope	SM-3BX
PE (Polyethylene Tubing)-10	Braintree Scientific Inc	PE10 36 FT
PE (Polyethylene Tubing)-50	Braintree Scientific Inc	PE50 36 FT
PE (Polyethylene Tubing)-60	Braintree Scientific Inc	PE60 36 FT
Tabletop Isoflurane Anesthesia Unit	Kent Scientific	ACV-1205S
Surgisuite multi-functional surgical platform	Kent Scientific	Surgisuite
Retractor set	Kent Scientific	SURGI-5002
Anesthesia induction chamber	VetEquip	941443
Anesthesia Gas filter canister	Kent Scientific	ACV-2001
Rodent nose cone	VetEquip	921431