Гемодинамические характеристика моделях грызунов легочная артериальная гипертензия

Резюме

Pulmonary arterial hypertension (PAH) is a disease of pulmonary arterioles that leads to their obliteration and the development of right ventricular failure. Rodent models of PAH are critical in understanding the pathophysiology of PAH. Here we demonstrate hemodynamic characterization, with right heart catheterization and echocardiography, in the mouse and rat.

Аннотация

Pulmonary arterial hypertension (PAH) is a rare disease of the pulmonary vasculature characterized by endothelial cell apoptosis, smooth muscle proliferation and obliteration of pulmonary arterioles. This in turn results in right ventricular (RV) failure, with significant morbidity and mortality. Rodent models of PAH, in the mouse and the rat, are important for understanding the pathophysiology underlying this rare disease. Notably, different models of PAH may be associated with different degrees of pulmonary hypertension, RV hypertrophy and RV failure. Therefore, a complete hemodynamic characterization of mice and rats with PAH is critical in determining the effects of drugs or genetic modifications on the disease.

Here we demonstrate standard procedures for assessment of right ventricular function and hemodynamics in both rat and mouse PAH models. Echocardiography is useful in determining RV function in rats, although obtaining standard views of the right ventricle is challenging in the awake mouse. Access for right heart catheterization is obtained by the internal jugular vein in closed-chest mice and rats. Pressures can be measured using polyethylene tubing with a fluid pressure transducer or a miniature micromanometer pressure catheter. Pressure-volume loop analysis can be performed in the open chest. After obtaining hemodynamics, the rodent is euthanized. The heart can be dissected to separate the RV free wall from the left ventricle (LV) and septum, allowing an assessment of RV hypertrophy using the Fulton index (RV/(LV+S)). Then samples can be harvested from the heart, lungs and other tissues as needed.

Введение

Легочной артериальной гипертензии (ЛАГ) является заболеванием легочной сосудистой связанной с инфильтрация воспалительных клеток, пролиферации гладкомышечных клеток и апоптоза эндотелиальных клеток. Эти изменения приводят к облитерации легочных артериол, впоследствии приводит к правого желудочка (ПЖ) дисфункции и сердечной недостаточности. Для того , чтобы понять патофизиологии , лежащей в основе ПАУ и недостаточность ПЖ при ЛАГ, целый ряд различных моделей, в том числе генетических и фармакологических моделей, для изучения этого заболевания были разработаны (рассмотрены в другом месте ^1,2).

Из этих моделей, наиболее популярными являются гипоксия-индуцированный (Гк) ФАГ у мышей и monocrotaline (MCT) и SU5416-гипоксия (SuHx) модели у крыс. У мышей Hx модели, мышей подвергаются 4-х недель гипоксии (либо нормобарических или гипобарических, что соответствует высоте 18000 футов с FiO2 0,10), с результирующее развитие медиальной пролиферации, увеличение RV систОлич давления и развитие RV гипертрофии ^3. МСТ в разовой дозе 60 мг / кг приводит к травмированию легочных эндотелиальных клетках через неясным механизмом , который затем приводит к развитию PAH ^4. SU5416 является ингибитором сосудистых эндотелиальных рецепторов фактора роста (VEGFR) 1 и 2 блокаторами, и лечение с помощью однократной подкожной инъекции 60 мг / кг с последующим воздействием хронической гипоксии в течение 3-х недель приводит к постоянной легочной гипертензии с патологическими изменениями, аналогичными , наблюдаемым в болезни человека, с образованием облитерирующими сосудистых поражений ^5. В последние годы, несколько трансгенные мышиные модели для легочной гипертензии были разработаны. К ним относятся Выбивное и мутации костного морфогенетического белка рецептора 2 (BMPR2), а мутации гена BMPR2 встречаются в обеих семейных и идиопатических формах ЛАГ, гемоксигеназы-1 нокаут и IL-6 суперэкспрессия (обзор других ^1,2).

Эти различные модели на грызунах ЛГ имеют различные уровни легочной гипертензии, гипертрофии ПЖ и недостаточности ПЖ. В то время как гипоксия и различные трансгенные модели мыши приводит к гораздо более умеренный , чем PAH либо крысиной модели ^1, она позволяет тестирование различных генетических мутаций и связанных с ними путей молекулярной сигнализации. Модель МСТ действительно приводит к серьезным PAH, хотя МСТ по- видимому, токсична для эндотелиальных клеток во многих тканях ^4. Модель SuHx характеризуется сосудистыми изменениями больше похожа на что наблюдается при идиопатической ЛАГ у людей, хотя и требует как фармакологического манипуляции и гипоксия экспозиции. Кроме того, во всех этих моделях, может быть разъединение между гистологических изменений, легочного давления и функции ПЖ, связанные с развитием PAH. Это в отличие от болезни человека, где, как правило, пропорциональное соотношение между гистологических изменений, тяжесть pulmonичных гипертензия и степень недостаточности ПЖ. Таким образом, комплексная характеристика этих моделей на грызунах ЛГ требуется, и включает в себя оценку функции ПЖ (как правило, с помощью эхокардиографии), гемодинамику (катетеризацией сердца) и гистопатологии сердца и легких (от сбора ткани).

В этом протоколе мы опишем основные приемы, используемые для гемодинамических характеристик моделей PAH у крыс и мышей. Эти общие методы могут быть применены к любому исследованию правого желудочка и легочной сосудистой сети и не ограничивается моделями PAH. Визуализируя RV с помощью эхокардиографии относительно проста в крысах, но является более сложным, у мышей из-за их размеров и сложной геометрией RV. Кроме того, некоторые суррогаты, используемые для количественной оценки функции ПЖ, такие как TAPSE, легочной артерии (ПА) время ускорения и PA доплеровский сигнал насечка, не очень хорошо проверены в организме человека и коррелируют слабо с оценкой о.е.lmonary гипертензия и функция RV инвазивными гемодинамику. Определение RV гемодинамику лучше всего делать с закрытой грудью, чтобы сохранить влияние отрицательного внутригрудного давления с вдохновением, хотя открытая грудь катетеризацию с катетером импеданса позволяет определить давление-объем (PV) петли и более детальное гемодинамические характеристики , Как и с любой процедурой, опыт разработки с процедурами, имеет решающее значение для экспериментального успеха.

протокол

Все процедуры, описанные следовать рекомендациям по уходу за животными из Duke University школы медицины.

1. Перед началом процедуры

Примечание: Перед любыми процедурами на животных, убедитесь, что соответствующие институциональные разрешение было получено. Как и со всеми процедурами, используйте соответствующие обезболивающее, чтобы убедиться, что нет страданий животных.

1. Флеш катетеров с гепарином стерильным солевым раствором (100 ед / мл), чтобы обеспечить проходимость. Отметьте точку от кончика катетера, эквивалентной длине от сердца к середине шеи (приблизительно 4 см для крыс и 2 см для мышей).
2. Обезболить мышь или крыса. Выбор анестетика включают изофлуран (индукционный 3-4%, содержание 1,5% смешивают со 100% кислорода), кетамин / ксилазин (80-120 / 10 мг / кг) и пентобарбитала (40-80 мг / кг) ^6.
   1. Например, с помощью кетамина: ксилазина (80-120 мг / кг: 10-16 мг / кг, внутрибрюшинно для мышей и 80-100 мг / кг: 5-10 мг / кг, внутрибрюшинно для крыс), разовая доза длится в течение 20-50 мин анестезии. Для эхокардиографии, анестезию мыши или крысы с изофлуран (3-4% для индукции и 1,5% для технического обслуживания). Оценка глубины анестезии, зажимая грызуна в хирургической области, чтобы подтвердить, что уход рефлексы отсутствуют. Используйте ветеринарную мазь на глаза, чтобы предотвратить сухость под наркозом.
      Примечание: Различные обезболивающие средства могут быть использованы для получения достоверных результатов при правильном использовании и оптимизации (обзор в другом месте ^6). Наше предпочтение катетеризацией является использование кетамина: ксилазина. Передозировка кетамином / ксилазина может глубоко уменьшить частоту сердечных сокращений и сердечной функции, так что имеет решающее значение для поддержания нормальной температуры и дыхательный контроль. Для поддержания у мышей частота сердечных сокращений (> 400 об / мин), мы регулярно проводить двусторонние ваготомия. Количество кетамина / ксилазина здесь будет обычно длятся 20-30 мин, что достаточно для выполнения либо открытость или закрытые груди катетеризация сердца с последующимэвтаназии животных.
3. Подготовьте крысы / мыши для хирургической процедуры (рисунок 1).
   1. Бритье меха от груди (чтобы позволить эхокардиографии) и из хирургической области, в правой шеи.
   2. Скраб выбритые хирургические участки с круговым взмахом от центра наружу с помощью бетадин, а затем чистки с тампоном, смоченным спиртом 70%.
   3. Поместите животное на хирургическом платформе с согревающим площадку внизу. Установите уровень нагрева для поддержания температуры тела 37-37.5 ° C. Монитор температуры тела с помощью ректального зонда. Переохлаждение может привести к значительным брадикардии и гипертермии приводит к значительному тахикардии.

2. Эхокардиография

Примечание: Полное описание грызунами эхокардиографии описана в другом месте ^7. Для мыши, перед наркозом, изображения могут быть получены на просыпаются, вручную сдержанным животного. Для крыс,анестезии до эхокардиографии является предпочтительным, поскольку крысы слишком велики, чтобы быть вручную сдерживается во время бодрствования).

1. Парастернальной длинной оси (Plax) View.
   1. Поместите животное в положении лежа на спине на платформе или сдерживать его вручную.
   2. Выберите режим B для проецирования живого изображения 2D.
   3. Совместите ультразвуковой преобразователь с частотой 40 МГц для мыши или 25 МГц для Крысы в ​​левой парастернальной линии, а затем поверните датчик против часовой стрелки на 30 ° с индикатор датчика указывает в каудальном направлении (5 К 11 часам положение линии) , Угол датчик слегка (качалки вдоль короткой оси преобразователя в той же плоскости томографического), чтобы получить полное представление LV камеры в центре экрана.
   4. Найдите и просмотреть эти анатомические структуры (рис 2А): просвет левого желудочка (ЛЖ); Межжелудочковой перегородки (IVS); просвет правого желудочка (RV); Восходящую аорту (АО); и левого предсердия (LA).
   5. Переключение в режим M, как только эти вышеупомянутые структуры четко визуализируется. Поместите индикатор линии , проходящей через самую широкую часть полости ЛЖ с использованием AO в качестве исходной точки , а также сделать глубину фокусировки лежат в центре ЛЖ палаты (рис 2В). Сделать аналогичные измерения RV путем изменения ангуляцию преобразователя и получения измерений режим M.
   6. Используйте киношный магазин для того чтобы создать видео цикл для записи данных для измерения в автономном режиме (размер камеры ЛЖ, FS и толщиной стенки ЛЖ).
   7. Получить доплеровский трассировку аорты отток средств в режиме PW Доплера, поместив курсор PW в аорте и записи (рисунок 2в).
2. Парастернальной короткой оси Вид (PSAX) на уровне аортального.
   1. Переключение в режим B.
   2. Поверните датчик на 90 ° по часовой стрелке от парастернальной длинной оси зрения для получения парастернальной вид короткой оси (рисунок 3). Перемещение и датчик угла по направлению к черепу к идентификаторуentify клапана аорты поперечное сечение.
   3. Определить правый желудочек тракт оттока (RVOT) в виде полумесяца структуры, локализуется в верхнем правом углу на аорте, продолжение с легочными створок клапана и легочной артерии.
   4. Hold Steady в том же положении вручную. Переключение в режим PW Доплера.
      Примечание: платформа станции для проведения грызуна и зонд может быть использован, чтобы свести к минимуму перемещение и изменение в положении датчика.
   5. Поместите объем образца проксимально до уровня легочного клапана в центре правого оттока желудочков -кишечного тракта , а затем поместить курсор параллельно направлению потока крови через сосуд (фиг.3В).
      Примечание: Важно, чтобы регулировать угол отбора проб в направлении кровотока или использовать ультразвуковое программное обеспечение для коррекции для изменения угла. Без коррекции, максимальный угол в сосуд составляет 30 °, что соответствует ~ 15% заниженной скорости.
   6. Adjусть масштаб (скорость кровотока) по мере необходимости , чтобы получить «хорошую» Доплера конверт, который имеет белые границы и темный полый внутри , указывающий ламинарный поток крови (рис 3C). Запись трассировку Доплера.
      Примечание: "плохой" Doppler конверт не предусмотрена достаточно белые границы и темная полая.
   7. Если катетеризация не выполняется на данном этапе, позволяют грызунами откатиться назад, если была использована анестезия. Не оставляйте без присмотра грызун, пока он не пришел в сознание достаточное для поддержания грудины лежачее и не вернуть его в компании других животных до тех пор, пока не будет полностью восстановлена. Если катетеризация выполняется, перейдите к разделу 3.

3. катетеризация правых отделов сердца

1. Закрытый груди подход для измерения давления Р.В.
   1. Настроить:
      1. Подключить датчик давления к входному каналу 1. В программном обеспечении, установите канал 1 для давления и Channэль-2 для частоты сердечных сокращений.
      2. Для перевода единиц в мм рт.ст., запись базового следа, выполнить калибровку давления вручную с помощью манометра (при использовании датчика кровяного давления и ПЭ труб). Затем выполняют преобразование единиц по каналу 1.
      3. Для того, чтобы установить частоту сердечных сокращений, отключите вход канала 2. Выберите циклические измерения в канале 2 и выбрать канал 1 для источника и скорости для измерения.
   2. Поместите мышь / крыса под рассечение микроскопом с фокусом в глубину и увеличением 5х.
   3. Надрезать кожу от нижней челюсти к грудине (рисунок 1). Поместите пару втягивания в каждую сторону от разреза, чтобы полностью раскрыть шейную область.
   4. Попросту рассекать отделить слюнные железы , чтобы выставить правую внешнюю яремную вену с помощью тонкой тупым кончиком пинцета (рис 4A, B).
   5. Тщательно изолируют правую внешнюю яремную вену от окружающей соединительной ткани.
   6. Поместите два куска шелковой нити (4-0 для крыс; 6-0 мышей) под правой наружной яремной вены, лигирование вены дистально (как можно ближе к нижней челюсти, насколько это возможно), а затем связать свободный узел проксимально ( Рисунок 4C).
   7. Используйте ирис ножницы, чтобы сделать небольшой "ник" (CUT), ближайшем к дальнему привязанной узел.
   8. Держите катетер с пинцетом и вставьте катетер в разрез вены, а затем затяните проксимальный узел.
      Примечание: Обычно мы используем полиэтилен (ПЭ) -10 насосно-компрессорных труб (~ 2 Fr размер) для мышей и ПЭ-50 (~ 3 Fr размер) для крыс, который подключен к обычному датчику давления через 31 G или 21 G иглу и откалиброван. Отметить катетер с маркером на длине примерно соответствует размещению наконечника в правом желудочке. В качестве альтернативы PE трубки, А микроманометр катетер может быть использован. Осторожно потянув дистальной узел может помочь ввести катетер.
   9. Осторожно вставьте катетер в правую сердца и монитораглубина продвижения в соответствии с меткой. Монитор трассировки давления в программном обеспечении для проверки местоположения катетера и определить давление RV (рисунок 5).
   10. Держите катетер неподвижен и собирать данные (переключение записи данных рядом с кнопкой Пуск) в течение 2 мин.
   11. Перейдите к разделу для сбора проб (раздел 4).
2. Открытый грудной клетки подход для RV PV анализа Loop.
   Примечание: анализ петли PV правого желудочка не может быть выполнена с подход закрытыми грудной вследствие жесткости проводимостей катетера, который не проходит от ВПВ к RA. Коммерчески доступные проводимости катетеры предназначены для анализа петли Л.В. ФВ.
   1. В программном обеспечении установленного канала 1 для проводимости; Канал 2 для давления; и канал 3 для частоты сердечных сокращений.
   2. Интубации крыс с 16 G тефлоновой трубки и подсоединить трубку к механической вентиляции легких. Рассчитать и установить параметры вентиляции для мышей или крыс с помощью последующихИНГ формулы ^6: дыхательный объем (V _т, мл) = 6,2 х М ^{1,01 (М} = животное масса, кг); Частота дыхания (RR, мин ^-1) = 53,5 х M ^-0,26 (6А).
   3. Спред 70% спирта на меха, чтобы уменьшить распространение меха на операционное поле.
   4. Сделайте надрез под мечевидный отросток и на двусторонней основе рассекают кожу с помощью ножниц по направлению к флангу.
   5. Вырезать через брюшную стенку и открыть брюшную полость с помощью двусторонней диссекции вдоль диафрагмы.
   6. Откройте диафрагму , чтобы разоблачить верхушке сердца и на двусторонней основе разрезать грудную клетку (рис 6а). Предотвратить испарение и высушивание ткани путем распыления солевого раствора в грудную и перитонеальных полости с помощью шприца.
      Примечание: Обычно мы используем рассечение ножницами, чтобы открыть брюшной полости и грудной клетки. Кровотечение, как правило, не имеет существенного значения, но если есть кровотечение, электрокоагуляция может быть использован.
   7. Тщательно изолят йе нижней полой вены (НПВ) от окружающей соединительной ткани.
   8. Поместите кусок шелковой нити (4-0 для крыс; 6-0 мышей) вокруг IVC, а затем связать свободный узел (или нить шов через 16 G тефлоновой трубки) (рис 6В).
   9. Прокол верхушечный RV свободную стенку с 27-30 калибра иглы параллельно RV свободной стенки и удалить иглу. Будьте осторожны, чтобы не толкать иглу в более чем 4 мм.
      Примечание: В качестве альтернативы, небольшой кусок ПЭ-60 трубки могут быть использованы для руководства пункцию проводимости катетера в RV вершине.
   10. Вставьте кончик катетера проводимости через ножевое ранение на апикальной RV свободной стенки , пока все электроды не находятся внутри желудочка (рис 6в).
   11. Монитор контура громкости давления в программном обеспечении , а затем отрегулировать положение катетера , чтобы получить последовательно образные петли , которые не демонстрируют существенного изменения органов дыхания (рис 7B, C).
   12. записьБазовый PV петли (переключение записи данных рядом с кнопкой Start) в течение не менее 10 секунд, чтобы получить ряд PV петель.
   13. Потяните шов, расположенных вокруг НПВ изменять и записывать предварительного натяга петли PV. Анализ данных в автономном режиме и получать различные параметры RV систолической функции (Рис 7D). Этот анализ был описан ранее ^8.
       Примечание: В качестве альтернативы ИВК могут быть перекрываемого щипцов. Монитор трассировки давления RV, чтобы подтвердить снижение преднагрузки.
   14. Выполните солевые и кювет калибровок , как описано выше , чтобы обеспечить преобразование из тосопротивления единиц до нужного объема единиц ^6.
   15. После записи данных, осторожно извлеките катетер, и поместить кончик катетера непосредственно в ванну с водой с солевым раствором. После окончания, очистить катетер в соответствии с инструкциями изготовителя.

4. Сбор сердца и легких образцов

Примечание: В качестве процедур здесь сегодняповторно описан как терминал, животное должно быть умерщвлены после того как замкнутому или открытой грудной катетеризация правых отделов сердца.

1. Эвтаназии мышей путем открытия грудной клетки (двусторонняя торакотомии), если подход замкнутого грудь была использована, exanguination, или путем включения и выключения вентилятора после передозировки анестетика.
   Примечание: цервикальной дислокации не рекомендуется.
2. Для выполнения инфляции перфузию легких, соединить накачивания трубки на ringstand в набор для надувания легких с давлением 20 КМЗ ₂ O (но не открывайте клапан пока раздуть легкие).
3. Попросту рассекают трахею из окружающих мышц и соединительной ткани.
4. Поместите кусок шелковой нити (4-0 для крыс, 6-0 для мышей) вокруг трахеи, а затем связать свободный узел.
5. Аккуратно растягивайте трахею, нажав голову и сделать разрез (70% от окружности) близко к нижней челюсти.
6. Держите нежное растяжение и вставьте трахеи канюли (20 г для мышей или 16 г для крыс).Закрепите канюлю с помощью шовного материала. Подключите канюлю на инфляцию трубки и связать нити вокруг канюлей для предотвращения обратного потока фиксаторов.
7. Промыть легкие с PBS с помощью 10 мл шприц, чтобы нанести удар RV свободную стену и впрыснуть в сторону легочной артерии. Ник левое предсердие, как только легкие начинают бланшируют.
8. Урожай сердце резанием в корне аорты.
9. Зажмите правую нижнюю доли легкого с помощью противомоскитной кровоостанавливающего и перерезал правой нижней доле. Поместите части в микропробирок и оснастки замораживание в жидком азоте.
10. Накачайте легкого с 10% забуференном-нейтральном формалине в течение 5 мин и удалить трахею канюлю с последующим лигированием трахеи.
11. Рассеките легкое из грудной клетки и зафиксировать с помощью 10% буферном-нейтральном формалине.
    Примечание: В качестве альтернативы, раздувать легкие с оптимальной резки носителя (ОКТ, разведенным 1: 1 с PBS) и заморозить в неразбавленном развертывания Office для последующего приготовления замороженных срезов.
12. Внимательноотделить предсердия от желудочков и изолировать правого желудочка свободной стенки рассечением вдоль межжелудочковой перегородки.
13. Взвесьте RV и LV + перегородку (LV + S) для вычисления индекса Фултон (RV / LV + S) ^9, которая количественно степень RV гипертрофии.
    Примечание: TheFulton индекс варьируется в разных моделях PH. Крыса ^10: контроль, 0,28 ± 0,01; гипоксия-индуцированный, 0,57 ± 0,02; МСТ-лечению, 0,51 ± 0,03. C57BL6 / J мыши ^11: контроль, 0,26 ± 0,01; SuHx (14 дней), 0,40 ± 0,02; SuHx (21 дней), 0,43 ± 0,01; SuHx (28 дней), 0,44 ± 0,03.
14. Мгновенного замораживания RV и LV + S в жидком азоте или фиксировать в 10% буферном нейтральным формалином.

Результаты

Как катетеризация правых отделов сердца у грызунов , как правило , терминал процедура , которая не относится к продольной последующей деятельности, эхокардиография является отличным неинвазивной альтернативой для скрининга и последующие ^12. В то время как легочное систолическое ...

Обсуждение

The protocols outlined here describe a comprehensive characterization of hemodynamics and right ventricular function in rodent models of pulmonary hypertension. While right heart catheterization as described here is a terminal procedure, the mortality associated with echocardiography is minimal, which allows for screening and follow-up of disease progression. However, similar to patients with PH having markedly increased mortality with anesthesia¹⁷, in our experience, rats with severe PH do not tolerate anesth...

Материалы

Name	Company	Catalog Number	Comments
Vevo 2100 Imaging System (120V)	VisualSonics, inc.	VS-11945
Vevo 2100 Imaging Station	VisualSonics, inc.
High-frequency Mechanical Transducers	VisualSonics, inc.	MS250, MS550D, MS400
Ultrasound Gel Parker	Laboratories Inc.	01-08
PowerLab 4/35	ADInstruments	ML765
Labchart 8	ADInstruments
BP transducer with stopcock and cable	ADInstruments	MLT1199
BP transducer calibration kit	ADInstruments	MLA1052
Mikro-Tip Pressure Catheter for mouse	Millar	SPR-1000	Alternative catheter available from Scisense FT111B (mouse) and FT211B (rat)
Mikro-Tip Pressure Catheter for rat	Millar	SPR-513	Alternative catheter available from Scisense FT111B (mouse) and FT211B (rat)
Millar Mikro-Tip ultra-miniature PV loop catheter for mice	Millar	PVR-1035	Alternative catheter available from Scisense FT112 (mouse)
Millar Mikro-Tip ultra miniature PV loop catheter for rats	Millar	SPR-869	Alternative catheter available from Scisense FT112 (mouse)
Millar PV system MPVS-300	Millar	MPVS-300
4-0 Silk Black Braid 100 Yard Spool	Roboz Surgical	SUT-15-2
6-0 Silk Black Braid 100 Yard Spool	Roboz Surgical	SUT-14-1
Iris Scissors, Delicate, Integra Miltex	VWR	21909-248
VWR Dissecting Scissors, Sharp/Blunt Tip	VWR	82027-588
VWR Delicate Scissors, 4 1/2"	VWR	82027-582
Two star Hemostats, Excelta	VWR	63042-090
Neutral-buffered formalin	VWR	89370-094
Crotaline	Sigma	C2401
SU5416	Tocris Biosciences	3037
3.5X-45X Boom Stand Trinocular Zoom Stereo Microscope	AmScope	SM-3BX
PE (Polyethylene Tubing)-10	Braintree Scientific Inc	PE10 36 FT
PE (Polyethylene Tubing)-50	Braintree Scientific Inc	PE50 36 FT
PE (Polyethylene Tubing)-60	Braintree Scientific Inc	PE60 36 FT
Tabletop Isoflurane Anesthesia Unit	Kent Scientific	ACV-1205S
Surgisuite multi-functional surgical platform	Kent Scientific	Surgisuite
Retractor set	Kent Scientific	SURGI-5002
Anesthesia induction chamber	VetEquip	941443
Anesthesia Gas filter canister	Kent Scientific	ACV-2001
Rodent nose cone	VetEquip	921431