JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • תוצאות
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

אנו מתארים הליך כירורגי המשמש כדי לגרום איסכמיה היקפית בארנבים עם היפרליפידמיה וסוכרת. ניתוח זה משמש כמודל טרום קליני לתנאים המנוסים במחלות עורק היקפי בחולים. אנגיוגרפיה מתואר גם אמצעי כדי למדוד את היקף הוכנסו איסכמיה והתאוששות של perfusion.

Abstract

מחלת כלי דם היקפיים היא בעיה קלינית נפוצה המשפיעה על מיליוני מטופלים ברחבי העולם. התוצאה העיקרית של מחלת כלי דם היקפיים היא התפתחות של איסכמיה. במקרים חמורים, חולים יכולים לפתח איסכמיה האיבר קריטי שבו הם חווים כאב תמידי וסיכון מוגבר של קטיעה האיבר. הטיפולים הנוכחיים עבור איסכמיה היקפיים כוללים ניתוח מעקפים או התערבויות הפרעורית כגון אנגיופלסטיקה עם הסטטינג או כריתת atherectomy כדי לשקם את זרימת הדם. עם זאת, טיפולים אלה לעתים קרובות להיכשל התקדמות המשך של מחלות כלי דם או היצרות מחדש או התווית בשל הבריאות הכללית הכוללת של המטופל. גישה פוטנציאלית מבטיח לטיפול באיסכמיה היקפית כרוכה האינדוקציה של ניאוואסקולריזציה טיפולית כדי לאפשר לחולה לפתח ובנטלטורה העירבון. רשת זו שנוצרה לאחרונה מקלה על איסכמיה היקפית על ידי שחזור זלוף לאזור המושפע. מודל טרום קלינית הנפוצות ביותר עבור איסכמיה היקפית מנצל את היצירה של איסכמיה הגפיים האחוריות בארנבים בריאים באמצעות העברת עורק הירך. בעבר, עם זאת, יש כבר ניתוק חזק בין ההצלחה של מחקרים פרה-קליניים וכישלון של ניסויים קליניים לגבי טיפולים עבור איסכמיה היקפית. בעלי חיים בריאים בדרך כלל יש התחדשות כלי דם חזקים בתגובה לאיסכמיה בניתוח המושרה, בניגוד והתחדשות מופחתת ורגנרציה בחולים עם איסכמיה היקפית כרונית. כאן, אנו מתארים דגם בעלי חיים אופטימיזציה עבור איסכמיה היקפית בארנבים הכולל היפרליפידמיה וסוכרת. מודל זה יש מופחת היווצרות והתאוששות לחץ דם בהשוואה למודל עם דיאטה כולסטרול גבוה יותר. כך, המודל עשוי לספק מתאם טוב יותר עם חולים אנושיים עם אנגיוגנזה פרוץ מן המשותף co-morbidities המלווים מחלות כלי דם היקפיים.

Introduction

מחלת עורקים היקפית (PAD) היא הפרעת מחזור הדם הנפוצה שבה ההתקדמות של היווצרות פלאק טרשת עורקים מובילה לצמצום כלי הדם בגפיים של הגוף. העלייה האחרונה בגורמי סיכון טרשת עורקים, כולל סוכרת, השמנה, חוסר פעילות, הובילה להגברת השכיחות של מחלת כלי דם1. כיום, ההערכה היא כי 12% – 20% של האוכלוסייה הכללית מעל 60 שנים יש מחלת עורקים היקפית2. התוצאה העיקרית של מחלת עורקים היקפיים היא פיתוח של איסכמיה היקפית, הנפוץ ביותר בגפיים התחתונות. במקרים חמורים, חולים יכולים לפתח איסכמיה הגפיים קריטי, מצב שבו יש כאב תמידי עקב חוסר זרימת הדם. חולים עם איסכמיה הגפיים קריטי יש 50% הסבירות שיש איבר אחד הקטוע בתוך שנה אחת של אבחון. יתר על כן, חולים עם סוכרת יש שכיחות גבוהה יותר של מחלות עורקים היקפיים ותוצאות עניות לאחר התערבויות עבור revascularization3,4. הטיפולים הנוכחיים לאיסכמיה היקפיים כוללים התערבויות מפרעורית כגון כריתת atherectomy ומעקף כירורגי. עם זאת, עבור חולים רבים טיפולים אלה רק לספק הטבות לטווח קצר, רבים אינם בריאים מספיק עבור הליכים כירורגיים עיקריים. בעבודה זו, אנו מתארים מודל טרום קלינית בעלי חיים לבדיקת טיפולים חדשים מיקוד מחלת כלי דם היקפיים המשלבת את הדור של איסכמיה היקפית בארנבים באמצעות הקשר כירורגי בהקשר של מצב מחלת סוכרתית.

המודל איסכמיה הגפיים האחוריות בארנבים כבר שימש כמודל פיזיולוגי עבור מחלות כלי דם חסימתית ו-פרה מראש למחקרים אנושיים במשך יותר מחצי מאה5,6. הארנבים הם לעתים קרובות זן מועדף למחקרים על איסכמיה היקפית בשל השרירים המפותחים של הקרסול ושריר העגל, בניגוד למודלים בעלי חיים גדולים שאינם מאוגולטים (בעלי חיים עם פרסות). כמה ביקורות אחרונות התייחסו לשימוש של מודל זה ואחרים במידול מחלת כלי דם היקפיים בבני אדם7,8. דגמים דומים באמצעות איסכמיה הגפיים האחוריות בארנבים שימשו במחקרים פרה-קליניים של גורמי גדילה9,10,11,12,13,14, 15,16,17,18,19,20, טיפול גנטי21,22,23, 24,25,26,27,28,29,30,31,32, 33,34,35,36,37,38,39,40,41, 42,43,44, ותאי גזע45,46,47,48,49,50 ,51לטיפול בנינובאסקולריזציה טיפולית בגפיים. למרבה הצער, ניסויים קליניים שלאחר מחקרים אלה בעלי חיים מוצלחים לא הראו הטבות משמעותיות עבור מטופלים52.

הסבר אחד הציע את הסיבה לכישלון זה הטרנסלבותית הוא כי המצב של איסכמיה היקפית בחולים אנושיים היא אחת הכוללת עמידות לאותות אנגיוגנטיים53,54,55, 56 , 57 , 58 , 59. מספר מחקרים הראו פגמים במסלולי איתות מגנטיים בסוכרת ובהירגליקמיה. סוכרת ו היפרליפידמיה להוביל לאובדן של הפאראן סולפט פרוטאוגליקנים וגידול באנזימים שחתכו הפאראן גופרתי, הצגת מנגנון פוטנציאלי לעמידות באנגיוגנזה/הריויוגנזה טיפולית עם גורמי גידול60 , 61. לכן, תכונה מרכזית של מודל לאיסכמיה היקפית צריכה לכלול היבט של התנגדות טיפולית כך שטיפולים עשויים להיות מוערכים בהקשר של מצב המחלה הקיים בחולים אנושיים.

בעבודה זו, אנו מתארים מודל ארנב של איסכמיה היקפית באמצעות הארכה כירורגית של עורקי הירך. תקופת ההובלה עם אינדוקציה של סוכרת ו היפרליפידמיה משולבים במודל. השוונו את המודל הזה למודל אחר המשלב דיאטה שומן גבוה יותר ללא סוכרת ומצא כי המודל עם סוכרת ורמה נמוכה יותר של היפרליפידמיה היה יעיל יותר בהפחתת הצמיחה של כלי הדם. המודל שלנו משלב התקדמויות ששימשו קבוצות נפרדות, עם המטרה של מתן שיטה מעשית וסטנדרטית כדי להשיג תוצאות עקביות במחקר היקפי כלי הדם מחלות.

Protocol

מחקרים מעורבים בעלי חיים בוצעו עם אישור של אוניברסיטת טקסס באוסטין ומרכז המדע UTHealth ביוסטון טיפול בבעלי חיים מוסדיים והשתמש הוועדה (IACUC), טיפול בעלי חיים ולהשתמש במשרד סקירה (ACURO) של צבא ארצות הברית מחקר רפואי ומשרד הפיקוד של הגנות מחקר, ובהתאם הנחיות NIH לטיפול בבעלי חיים.

1. אינדוקציה של סוכרת והיפרליפידמיה

  1. מעבר הארנבונים ניו זילנד (4 – 6 חודשים) מספל אחד של אספסת רגיל כדי 0.1% האוכל כולסטרול במהלך ארבעה ימים. במשך ימים 1 – 5, להשתמש באוכל רגיל ליחס האוכל כולסטרול של 1:0, 3:1, 1:1, 1:3, ו 0:1, בהתאמה. לאחר שבועיים על 0.1% האוכל כולסטרול, לגרום לארנבים לקבל סוכרת באמצעות הזרקת אלוסן כפי שמתואר בשלבים הבאים
  2. הרגעה הארנבים באמצעות 35 – 75 מ"ג/ml קטמין ו 1 – 2 מ"ג/ml איזופרומאזין באמצעות הזרקה תת עורית ולהתכונן הזרקת IV על ידי החדרת קטטר לתוך הווריד האוזן השמאלית שולית באמצעות צנתר 22 גרם.
  3. לאסוף טיפת דם ארנבים דרך הרכזת של קטטר וריד האוזן עבור רמת הגלוקוז בדם בסיסית (BGL) מדידה. ניתן להשתמש בכל הגלופה רגיל. רמות גלוקוז נורמלי ארנב הם בדרך כלל בטווח של 80 כדי 150 mg/dL.
  4. הכנס את האלוסן ב 100 מ"ג/ק"ג מחדש בתמיסת מלח לנפח של 8 מ ל דרך קטטר האוזן באיטיות על פני תקופה של 8 דקות באמצעות משאבת מזרק.
  5. בדוק את ה-BGL בכל שעה עבור 12 השעות הבאות באמצעות גלוקומיטר רגיל כדי לפקח על היפוגליקמיה.
    1. . הצב את הארנב ברסן
    2. מורדם האוזן עם 2.5% לידוקאין/2.5% שמנת prilocaine.
    3. לקחת דם מווריד האוזן לרוחב באמצעות מחט 27 G ולמדוד BGL באמצעות מטר סטנדרטי.
  6. למדוד את BGL פעמיים ביום במשך 7 הימים הראשונים. תן את הארנבים זריקה של אינסולין אם BGL מגיע או חורג 350 mg/dL.
  7. הכינו כדור נירוסטה 3-מ"מ לשרשה כסמן גודל במהלך אנגיוגרמות לפני יום הניתוח.
    1. חותכים פיסת מעגלי של 10 מ"מ של ציפוי סילסטי מתוך גיליון גדול יותר באמצעות פונץ ' ביופסיה.
    2. הר את הכדור במרכז הסדין באמצעות איטום סיליקון ברור.
    3. מכסים לחלוטין את הכדור עם איטום. הניחו לאיטום להירפא למינימום של 24 שעות.
    4. מניחים את הכדור פתוח 2 אינץ ' x 3 אינץ ' שקית פוליאתילן בצפיפות נמוכה ומניחים אותו בשקית עיקור להיות מעוקר עם תחמוצת אתילן גז.

2. הכנת ארנב לניתוח

  1. שיכהים את הארנב באמצעות 20 – 40 מ"ג/ק ג קטמין ו 2 מ"ג/ק"ג midazolam באמצעות הזרקה תת עורית. מניחים את הארנב על 1.5% – 3% איזוofלהלנה (בדרך כלל 2%) לאורך ההרדמה הראשונית באמצעות מסכה. לתת זריקה של alfaxalone בדו כדי לשמור על הרדמה באמצעות הזרקה תוך שרירי של 3 מ"ג/ק"ג.
  2. לאחר שהיה מורדם, להסיר את המסכה ולהכניס צינור שפופרת כבולות, לתוך נתיב האוויר ולהתחבר למכונת הנשמה. המשיכו לנהל את הטיפול באיזופלוט ב-1.5% – 3%.
  3. לאסוף דם מן העורק המרכזי מכל אוזן ללוח כימיה בסיסית.
  4. הניחו צנתר וריד האוזן באורך 22 גרם, בווריד האוזן הרוחבי, לעירוי של תמיסת הרטמן במהלך הניתוח הכירורגי. לחילופין, ניתן להשתמש בתמיסת מלח רגילה (0.9% נתרן כלוריד).
  5. באמצעות וריד לרוחב באוזן הפוכה, מניחים קטטר בווריד ולספק alfaxalone ב 6 מ"ג/ק"ג/h. בהדרגה להגדיל את alfaxalone 8 מ"ג/ק"ג/h בעוד הפחתת isof, כדי 0.6% במהלך תקופת ההכנה.
  6. כדי להגביל את הכאב ואת הסיכון של זיהום, ניהול בופרנורטין (0.01 מ"ג/ק"ג) ו enrofloxacin (5 מ"ג/ק"ג) באמצעות הזרקה תת עורית עם מחט של 25 גרם.
  7. חתוך את השיער על הצוואר, ימין ושמאל הירכיים הפנימיות, ובחזרה באמצעות קוצץ (40 להב). השיער מוסר מאחור כדי לשמור על קשר עם פד ההארקה.
  8. מניחים את השרוול לחץ הדם על כל הגפיים האחוריות ולמדוד לחץ דם הראשונית. מניחים את השרוול ממש מתחת לברך עם המקדח ממש מעל המשכן על פני השטח הרוחבי.
  9. הצב את הארנב על שולחן הניתוחים בגב, והמשך לשפשף ולעטוף את אתרי הניתוח. זה כולל את הצוואר לגישה עורק הראש ואת הירך הימנית הפנימית לגישה עורק הירך. לבצע את הקרצוף עיקור עם חלוקים לסירוגין של 2% כלורהקאיצין ו 70% אתיל אלכוהול. חזור על זה שלוש פעמים, ולאחר מכן להחיל תרסיס הסופי עם 2% כלורהקאיטין פתרון.
  10. מקום 3-mm כדור פלדת אל-חלד כי כבר מעוקר בתוך שקית פוליאתילן בצפיפות נמוכה על גבי הימנית (מקורעת) הרגל ליד החלק העליון של הירך כדי לשמש התייחסות גודל במהלך מדידות אנגיוגרפיה. הניחו את העטוף על הרגל עד לזמן הניתוח. השאירו את הכדור בתוך שקית פלסטיק סטרילית במהלך האנגיוגרפיה הראשונה.

3. אנגיוגרפיה

  1. לחשוף את עורק הראש המשותף הנכון
    1. בצע חתך של 4 – 5 ס מ בדיוק לרוחב קנה הנשימה באמצעות אזמל עם להב15.
    2. השתמש בניתוח קהה כדי לחשוף את עורק הראש ולפתוח את החתך באמצעות מחדש Weitlaner קטנים. לבודד בזהירות את העורק הראשי. מווריד הצוואר והעצב התועה בדרך כלל, מספריים מטזנבאום מעוקל ומיקרו יתושים עקומים משמשים לניתוח קהה. הקפד לקבל הפרדה מלאה של עורק הראש מפני וריד הצוואר כדי לגרום לליגטורות רק לקחת את העורק.
  2. מניחים ליגטורה בעזרת תפר משי 4-0. בקצה הבית והחלק המרוחק של העורק החשוף עם קשר של מנתח. ואחריו ארבעה קשרים רבועים בקצה הבית, השתמש בליגהופ כדי לאפשר לו להיות מתהדק או משתחררו לפי הצורך. השימוש ligaloop ממוקם בקצה האבובית של העורק החשוף יכול לעזור לאבטח את הבואה ואת הצנתר.
  3. ניהול 500 IU של הפארין דרך העירוי. השתמש כ 0.5 מ ל של 1% לידוקאין לאורך העורק החשוף להתרחב הספינה. טיפול אחד הוא בדרך כלל מספיק, אבל זה יכול לחזור לפי הצורך. חותכים בערך במחצית הדרך העורק הראשי באמצעות אזמל או מספריים איריס, ואז למקם את הכלי 4 אינץ ' החדרת חוט לתוך העורק.
  4. להאכיל 0.014 בגודל אינץ ' x 185 ס מ הנחיה דרך כלי הכניסה אל הבילייון של אבי העורקים ב ציצה כסל באבי העורקים יורד. הסירו את כלי ההכנסה והכניסו צנתר שחור-זנב באורך 3F על החוט.
  5. מראש קטטר הזנב להיות 2 ס מ האבובית של אבי העורקים בפסגת כסל באבי העורקים יורד.
  6. מקמו את קצה הצנתר בין חוליות המותן השביעית לחוליה הראשונה. בדוק את מיקום הקטטר על ידי הזרקת ידנית של 2 – 4 מ ל של סוכן ניגודיות.
  7. ניהול הזרקה אינטרה-עורקים של 100 μg ניטרוגליצרין דרך הצנתר כדי להגדיל את הכלי.
  8. ניהול 0.8 מ ל של 1% לידוקאין אל הארנב דרך הקטטר כדי לסייע עם האנגיוגרפיה. לצרף את אבובים עבור מזרק את הצנתר ולהסיר בועות אוויר בקו. הכנס 8-9 mL של מדיה בניגוד באמצעות מזרק אנגיוגרפית אוטומטי דרך הקטטר.
  9. הקלטת תמונות סדרתיות של הגפיים האחוריות באמצעות אנגיוגרפיה.
    1. הגדר את מזרק כוח להזריק ניגודיות ב 3 מ ל/שניה עבור סך של 8-9 mL. ביצוע האנגגרפיה של חיסור דיגיטלי ב-6 מסגרות לשניה.
    2. בחר את התמונות הסדרתיות שנוצרו ושנה תמונה של כל אנגיוגרפיה באמצעות הגדרה של כ-40% כדי למזער את המראה של העצם וללכוד תמונה מלאה של הכלי הפרזיה עם הניגודיות. דוגמה לאנגיוגרפיה של זרימת כלי הדם לאחר הארכה/כריתה של עורק הירך מוצגת באיור 1.

4. בידוד עורק הירך

  1. לעשות חתך האורך בעור מעל עורק הירך הימני באמצעות אזמל (להב15). ודא כי החתך משתרע מתוך הרצועה האינסופית המסתיימת באזור הקרוב ביותר אל הפטלה (כ 6 ס מ).
  2. השתמש בחיתוך קהה עם מספריים מטזנבאום מעוקלים או מיקרו יתוש עקום כדי לחשוף את עורק הירך.
  3. השתמשו בטרקטורים. כדי להחזיק את החתך פתוח
  4. הוסף 0.5 mL של 1% לידוקאין באופן מקומי כדי להפחית את גירוי העצבים ולקדם את המשחה.
  5. המשיכו בניתוח קהה של הרקמות כדי לשחרר את כל האורך של עורק הירך יחד עם כל הענפים של עורק הירך, כולל האפיקיבה הנחותה, הירך העמוקה, הרוחב הרוחבי, והעורקים השטחית שטחיים (איור 2A) .
  6. בנוסף לאורך העורקים הפויקמיים והספניתים, כמו גם את עורק כסל החיצוני (איור 2a). מדי פעם מויסטן את האזור עם תמיסת מלח כדי להגן על נזק לרקמות. אם הניתוח בוטה מבוצע לאורך החריץ הירך (בין השרירים) אין צורך לחתוך את השריר.
  7. הפרד בזהירות את העורק מווריד ומהעצב כפי שמוצג באיור 2B, C. ליגייט את העורקים המסומנים על ידי הדיאגרמה עם 4.0 תפרים משי על ידי הצבת שני קשרים עם מספיק מקום ביניהם כדי לחתוך את העורק. קשרים אלה מבוצעים עם קשר של המנתח ואחריו ארבעה קשרים רבועים.
  8. חותכים בין שתי העניבות על העורקים המספריים בעזרת מספריים מטזנבאום קטנים. בלו את עורק הירך מהמקור הראשי שלה כענף של העורק כסל החיצוני לנקודה קרוב שבו הוא ביקק ליצור את העורקים saphenous והפוציטיל.

5. חזור על האנגיוגרפיה

  1. השתמש 4-0 תפר משי לצרף את גיליון טייסים עם 3-mm כדור נירוסטה אל החלק העליון של השריר הארבע-ראשי. משוך את העור מעל הכדור לאחר שהוא במקומו.
  2. ניהול הזרקה אינטרה-עורקים של 100 μg ניטרוגליצרין דרך הצנתר כדי להגדיל את הכלי.
  3. במידת הצורך, יש לנהל עוד 0.8 mL של 1% לידוקאין לארנב דרך הקטטר כדי לסייע עם האנגיוגרפיה.
  4. הכנס 8-9 mL של מדיה בניגוד באמצעות מזרק אנגיוגרפית אוטומטי.
  5. בצע האנגגרפיה כמתואר בשלב 3.9.

6. סגירת הפצע וההחלמה

  1. . תסיר את הצנתר מעורק הימני לקשור את העורק באמצעות תפר המשי 4-0 כי הוא כבר במקום סביב העורק.
  2. . תפר את שני הפצעים סגורים סגור שרירים ושכבות subcuticular באמצעות 4-0 polydioxanone או 3-0 polyglactin 910 על מחט להתחדד (ראה טבלת חומרים) בתבנית תפר רציפה. סגור את העור באמצעות 4-0 polydioxanone או 4-0 polyglactin 910 על המחט חיתוך הפוכה (ראה טבלת חומרים) בתבנית תפר תת מתמשך מתמשכת.
    הערה: אם זמין, polydioxanone הוא המועדף עבור שניהם.
  3. ניהול זריקות העורי של 0.25% בוטטין ליד החתכים באמצעות מזרק עם מחט 25 G. הכנס את המחט והכנס 0.5 mL בעוד המחט משכה לאחור. לתת זריקה אחת בכל צד של הפצע לחתך על הצוואר (שתי זריקות על הצוואר) ושתי זריקות בכל צד של הפצע לחתך על הרגל (ארבע זריקות על הרגל; שש זריקות בסך הכל). הנפח הכולל הוזרק הוא 3 מ ל (0.5 mL x 6 זריקות).
  4. ניהול זריקות תת עורית של 0.5 מ"ג/ק"ג מלוקסיעם ושחרור מתמשך בופרנורפין ב 0.12 מ"ג/ק"ג.
  5. לעקוב אחר הארנב כפי שהוא מתאושש מן ההרדמה. הארנב באופן אוטומטי מתחיל לבלוע כפי שהוא מתעורר מן ההרדמה. לאחר התגובה בליעה מתרחשת, להסיר את הצינור האנדוקנה. לספק פיקוח צמוד ותמיכה תרמית עד הארנב הוא מסוגל לשמור על תפקוד לב וכלי דם וטמפרטורת הגוף. החזר את הארנב למתחם שלו ברגע שהוא מסוגל לambulate.
  6. להעסיק ירקות טריים ו/או האכלה מזרק של דיאטה קריטי יחד עם זריקות מלוחים תת עורית אם הארנב לא לסבול אוכל לאחר הניתוח. כרוב, ברוקולי, כרובית, גזרים, או אחרים בירקות עונתיים ניתן להשתמש. לגרוס את הירקות ולערבב אותם יחד כדי לסייע הארנב חוזר לאכול.

7. ניטור

  1. להשאת הארנבים מדי שבועיים לקבל לחץ דם על שתי הרגליים כפי שמתואר בשלב 2.8. מסיק דם מעורק מרכזי של האוזן לשימוש בכימיה של דם. לחילופין, קחו דם מווריד המים. קח כ 2 מ ל בכל פעם. השתמש בלוח כימיה רגילה של דם לניתוח. במידת הצורך, הוסף בדיקות ליפופרוטאין בצפיפות נמוכה (LDL), ליפופרוטאין בצפיפות גבוהה (HDL), או המוגלובין A1c (HbA1c).
  2. קח כמות קטנה מאוד של דם. בשביל מדידות ה-BGL

8. טיפול

  1. הכינו עשרה מזרקים עם טיפול, מנשא, וקרוקשר. למלא כל מזרק רק לפני שימוש עם 100 μl של סידן סולפט לאחר מכן 100 μl של 2% נתרן קילוף פלסטיצידיות עם גורמי גדילה או טיפולים אחרים כגון קילוף פלסטיצידיות הוא הקרוב ביותר קצה המזרק.
  2. לפני שאתם מכינים. את הזריקה הבאה זה מפחית את הזמן כי האלגיאט מקיים אינטראקציה עם סידן גופרתי במזרק. מרחב הזריקות באופן שווה לאורך שני הצדדים של עורק הירך על הירך. כדי להשיג זריקות מדים, ליצור גיליון סיליקון עם חורים כדי להנחות את הזריקה, כפי שמתואר במחקרים אחרים19. זה יכול להיות מוכן בקלות באמצעות פונץ ביופסיה כדי ליצור חורים ביריעות סיליקון זמין מסחרית.

9. אנגיוגרפיה של נקודת קצה, המתת חסד, קיבוע רקמות וקציר רקמה

  1. בתאריך נקודת הקצה, בצע את האנגגרפיה כמתואר בשלב 3 אך השתמש בעורק הראשי השמאלי לשם גישה.
  2. לאחר אנגיוגרפיה, להעביר את החיה לשולחן נמק ולבצע קיבעון זלוף כדי לשמר את רקמות הגפיים האחוריות:
    1. להגדיל את isof, כדי 3% – 4% ולבצע קמצוץ הבוהן כדי לאשר את ההרדמה היא עמוקה מספיק.
    2. ניהול 1000-2000 IU של הפארין באופן פנימי.
    3. ליצור חתך לאורך קו האמצע של הצלעות ולאורך הסרעפת באמצעות אזמל עם להב20.
    4. עם כלוב הצלעות חשוף, חותכים את הצלעות. שנותרו מאמצע הדרך בעזרת חותכי צלעות השתמשו בטרקטורים. כדי לחשוף את הלב
    5. הגדר את המשאבה עם אבובים הפלט עם קוטר פנימי של 1/8 אינץ ומחט 18G בסוף. טעינת קו עם תמיסת מלח יש לפחות 600 mL של מלוחים ו פורמלין מוכן מכולות נפרדות עבור perfusion.
    6. הכנס את המחט של 18 גרם מחובר המשאבה לתוך החדר השמאלי דרך קודקוד הלב. הכנס עוד 18 גרם מחט (לא מחוברת לשום דבר) לתוך האטריום הימני ולאפשר לדם לזרום החוצה את הטיוטה של השולחן נקרופסי.
    7. השתמש משאבת זלוף לשלוט בזרימת של כ 500 מ ל של תמיסת מלח לתוך הלב. השתמש בהגדרת משאבה להזרמת 110 mL/min.
    8. ברגע שהנוזל המגיע מהלב הוא ברור, להעביר את אבובים מן המאגר מלוחים לאחד מלא בפתרון פורמלין 10%. העווית תתרחש בכל ארבעת הגפיים אם הפרפיוז פועל כראוי. משאבת כ 500 mL של פתרון פורמלין לתוך החדר השמאלי.
    9. כבו את המשאבה והוציאו את המחטים מהלב.
  3. הסירו את שתי הגפיים האחוריות בירך על ידי חיתוך סביב המפרק הירך עם אזמל עם להב20. השתמש בחותך צלעות קטן כדי להסיר את הגפיים. השתמש באיבר שאינו איסכמי כפקד.
  4. אחסן את הגפיים בפורמאלין עבור 24 שעות ב -4 ° צ' ולאחר מכן מאוחסן ב-70% אתנול ב -4 ° c.
  5. לניתוח היסטולוגית, קחו. מספר ביופסיות מהגפיים השתמשנו בביופסיות של שמונה שישה מ"מ שנלקחו באזורים מעבר לירך ולעגל בשתי הגפיים.
    הערה: בעוד לחץ דם קרסול מדידה ו-אנגיוגרפיה הן השיטות הנפוצות ביותר למדידת שחזור זרימת הדם, שיטות אחרות ניתן להשתמש כדי לעקוב אחר התאוששות של בעלי חיים כולל אולטרסאונד דופלר, הדמיה דופלר לייזר, אינפרא אדום תרמוגרפיה62, ננו-ספירה נקבע זלוף63,64, טומוגרפיה ממוחשבת (CT) הדמיה, ו תהודה מגנטית (MRI)65.

תוצאות

בעקבות אינדוקציה של סוכרת וחניכה של 0.1% הדיאטה כולסטרול, את הכולסטרול הכולל לארנבים עם סוכרת וכולסטרול היתה 123.3 ± 35.1 mg/dL (n = 6 ארנבים זכרים) בממוצע נקודות זמן וארנבים. רמת BGL עבור ארנבונים אלה היה 248.3 ± 50.4 mg/dL (n = 6 ארנבים זכריים). קורס זמן לchemistries דם ויחס לחץ דם ברגל בארנב אופייני...

Discussion

הצגנו מודל טרום קליני לגרימת איסכמיה הגפיים האחוריות בארנבים עם סוכרת ו hyperlipidemia. במחקרים רבים, אין בהירות לטכניקה המשמשת ליצירת איסכמיה הגפיים האחוריות בארנבים. בעכברים, החומרה וההתאוששות של איסכמיה הגפיים האחוריות תלויה מאוד במיקום לקשור את הטכניקה המשמש כדי לגרום איסכמיה. המשמעות של ה...

Disclosures

. למחברים אין מה לגלות

Acknowledgements

המחברים הכירו בהכרת תודה באמצעות תוכנית המחקר של משרד הביטחון Congressionally בבימויו של המשרד (משרד ההגנה CDMRP; W81XWH-16-1-0582) לאב-הגון ו-RS. המחברים גם להכיר מימון באמצעות איגוד הלב האמריקני (17IRG33410888), משרד ההגנה CDMRP (W81XWH-16-1-0580) ואת המוסדות הלאומיים לבריאות (1R21EB023551-01; 1R21EB023551-01A1; 1R21EB023551-01) אל אב.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
0.9% Sodium ChlorideHenry Schein Medical1537468 / 1531434250 mL bag / 1000 mL irrigation btl
1 mL SyringeVWRBD309628
10 mL SyringeVWRBD309695
10% FormalinFisher-Scientific23-245684
18G NeedleVWR89219-294
20G NeedleVWR89219-340
25G NeedleVWR89219-290
27G NeedleVWR89219-288
5 mL SyringeVWRBD309646
5% DextrosePatterson Veterinary07-800-9689
AcepromazinePatterson VeterinaryVEDC207
AlfaxalonePatterson Veterinary07-891-6051
AlginateSigma-AldrichPHR1471-1G
Alloxan MonohydrateSigma-AldrichA7413
Angiography EquipmentToshibaInfinix-i
Angiography InjectorMedrad
Anti-Mouse Ab Alexa 594Thermo Fisher ScientificA-11032Secondary Antibody for IHC
Anti-Rabbit Ab Alexa 488Thermo Fisher ScientificA-11008Secondary Antibody for IHC
a-SMA AntibodyAbcamab5694Primary Antibody for IHC
BaytrilBayer Animal Health724089904201Enrofloxacin
Blood Chemistry PanelIDEXX2616Rabbit Panel
Blood Pressure CuffWelchAllynFlexiport Disposable BP Cuff-infant size 7
Blood Pressure MonitorVmed TechnologyVmed Vet-Dop2
BupivacaineHenry Schein Medical6023287
BuprenorphinePatterson Veterinary42023017905
Buprenorphine SRZooPharm
Calcium SulfateCB MineralsFood and Pharmaceutical Grade USP and FCC
Chlorhexidine ScrubPatterson Veterinary07-888-4598
ChloroformFisher-ScientificC298-4
CholesterolSigma-AldrichC8503
DAPIThermo Fisher Scientific62248
Ear Vein CatheterPatterson VeterinarySR-OX165Surflo IV catheters
Endotracheal tubePatterson VeterinarySheridan Brand, Depends on Rabbit Size
GlucometerAmazonB001A67WH2Accu-Chek Aviva
Glucometer Test StripsMcKesson Medical-Surgical788222Accu-Chek Aviva Plus
GuidewireBoston Scientific39122-01
Hair ClippersAmazonB000CQZI3QOster #40 blade
Heating PadCincinnati Subzero273
Heating Pad PumpGaymarGaymar T/Pump
HemostatFine Science Tools13009-12Curved Mosquito Hemostat
HeparinPatterson Veterinary
Insertion ToolMerit Medical SystemsMAP550metal wire insertion tool
InsulinHPB PharmacyNovalin R & Novalin N
Insulin SyringesMcKesson Medical-Surgical942674
IntroducerCook MedicalG289543F Check Flo Performer Introducer
IsofluraneHenry Schein Medical1100734
KetaminePatterson Veterinary856440301
Lactated RingersMcKesson Medical-Surgical186662
LidocaineMcKesson Medical-Surgical239936
Lidocaine/Prilocaine creamMcKesson Medical-Surgical761240
LigaloopV. MuellerCH117 / CH116White Mini / Yellow Mini
Mazola Corn OilAmazonB0049IIVCI
Medrad SyringeMcKesson Medical-Surgical346920150 mL
MeloxicamPatterson Veterinary
Metal ball suturesEthicon-Johnson & JohnsonK891H4-0 silk C-1 30"
Metzenbaum ScissorsFine Science Tools14019-13
MidazolamHenry Schein Medical1215470
NitroglycerinMcKesson Medical-Surgical927528
PECAM AntibodyNovus BiologicalsNB600-562Primary Antibody for IHC
Perfusion PumpMasterflex
Pigtail CatheterMerit Medical Systems1310-21-00533F pigtail
Polydioxanone (PDS II) sutureMcKesson Medical-Surgical1292714-0 taper RB-1 (needle comes on suture)
Polydioxanone (PDS II) sutureMcKesson Medical-Surgical1290314-0 reverse cutting FS-2
Polyglactin 910 (Vicryl) sutureButler7233-413-0 taper RB-1
Polyglactin 910 (Vicryl) sutureMcKesson1043734-0 reverse cutting FS-2
Rabbit Chow (Alfalfa)LabDiet5321
Rabbit RestrainerVWR10718-000
Rib CuttersV. Mueller
ScalpelFine Science Tools10003-12
Scalpel BladeFine Science Tools10015-00#15 blade
Silk SuturesEthicon-Johnson & JohnsonA183H4-0 silk ties 18"
Stainless Steel BallMcMaster-Carr1598K233-mm diameter
Surgical DrapesGepco8204S
Syringe PumpDRE VeterinaryVersaflow VF-300
Visipaque contrast mediaMcKesson Medical-Surgical509055
Weitlaner RetractorFine Science Tools17012-13

References

  1. Mozaffarian, D., et al. Heart Disease and Stroke Statistics-2016 Update: A Report From the American Heart Association. Circulation. 133 (4), e38-e360 (2016).
  2. Roger, V. L., et al. Heart disease and stroke statistics--2011 update: a report from the American Heart Association. Circulation. 123 (4), e18-e209 (2011).
  3. Shammas, A. N., et al. Limb Outcomes Following Lower Extremity Endovascular Revascularization in Patients With and Without Diabetes Mellitus. Journal of Endovascular Therapy. 24 (3), 376-382 (2017).
  4. Tunstall-Pedoe, H., Peters, S. A. E., Woodward, M., Struthers, A. D., Belch, J. J. F. Twenty-Year Predictors of Peripheral Arterial Disease Compared With Coronary Heart Disease in the Scottish Heart Health Extended Cohort (SHHEC). Journal of the American Heart Association. 6 (9), (2017).
  5. Whiteley, H. J., Stoner, H. B., Threlfall, C. J. The effect of hind limb ischaemia on the physiological activity of rabbit skin). British Journal of Experimental Pathology. 34 (4), 365-375 (1953).
  6. Longland, C. J. Collateral circulation in the limb. Postgraduate Medical Journal. 29 (335), 456-458 (1953).
  7. Waters, R. E., Terjung, R. L., Peters, K. G., Annex, B. H. Preclinical models of human peripheral arterial occlusive disease: implications for investigation of therapeutic agents. Journal of Applied Physiology. 97 (2), 773-780 (2004).
  8. Krishna, S. M., Omer, S. M., Golledge, J. Evaluation of the clinical relevance and limitations of current pre-clinical models of peripheral artery disease. Clinical Science (London. 130 (3), 127-150 (2016).
  9. Zhou, J., et al. Therapeutic angiogenesis using basic fibroblast growth factor in combination with a collagen matrix in chronic hindlimb ischemia). ScientificWorldJournal. , 652794 (2012).
  10. Prochazka, V., et al. Therapeutic Potential of Adipose-Derived Therapeutic Factor Concentrate for Treating Critical Limb Ischemia. Cell Transplantation. 25 (9), 1623-1633 (2016).
  11. Cao, R., et al. Angiogenic synergism, vascular stability and improvement of hind-limb ischemia by a combination of PDGF-BB and FGF-2. Nature Medicine. 9 (5), 604-613 (2003).
  12. Doi, K., et al. Enhanced angiogenesis by gelatin hydrogels incorporating basic fibroblast growth factor in rabbit model of hind limb ischemia. Heart and Vessels. 22 (2), 104-108 (2007).
  13. Nitta, N., et al. Vascular regeneration by pinpoint delivery of growth factors using a microcatheter reservoir system in a rabbit hind-limb ischemia model. Experimental and Therapeutic. 4 (2), 201-204 (2012).
  14. Karatzas, A., et al. NGF promotes hemodynamic recovery in a rabbit hindlimb ischemic model through trkA- and VEGFR2-dependent pathways. Journal of Cardiovascular Pharmacology. 62 (3), 270-277 (2013).
  15. Stachel, G., et al. SDF-1 fused to a fractalkine stalk and a GPI anchor enables functional neovascularization. Stem Cells. 31 (9), 1795-1805 (2013).
  16. Asahara, T., et al. Synergistic effect of vascular endothelial growth factor and basic fibroblast growth factor on angiogenesis in vivo. Circulation. 92, 365 (1995).
  17. Morishita, R., et al. Therapeutic angiogenesis induced by human recombinant hepatocyte growth factor in rabbit hind limb ischemia model as cytokine supplement therapy. Hypertension. 33 (6), 1379-1384 (1999).
  18. Walder, C. E., et al. Vascular endothelial growth factor augments muscle blood flow and function in a rabbit model of chronic hindlimb ischemia. Journal of Cardiovascular Pharmacology. 27 (1), 91-98 (1996).
  19. Anderson, E. M., et al. VEGF and IGF Delivered from Alginate Hydrogels Promote Stable Perfusion Recovery in Ischemic Hind Limbs of Aged Mice and Young Rabbits. Journal of Vascular Research. 54 (5), 288-298 (2017).
  20. Xie, J., et al. Induction of angiogenesis by controlled delivery of vascular endothelial growth factor using nanoparticles. Cardiovascular Therapeutics. 31 (3), e12-e18 (2013).
  21. Olea, F. D., et al. Vascular endothelial growth factor overexpression does not enhance adipose stromal cell-induced protection on muscle damage in critical limb ischemia. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 35 (1), 184-188 (2015).
  22. Ohara, N., et al. Adenovirus-mediated ex vivo gene transfer of basic fibroblast growth factor promotes collateral development in a rabbit model of hind limb ischemia. Gene Therapy. 8 (11), 837-845 (2001).
  23. Pyun, W. B., et al. Naked DNA expressing two isoforms of hepatocyte growth factor induces collateral artery augmentation in a rabbit model of limb ischemia. Gene Therapy. 17 (12), 1442-1452 (2010).
  24. Kupatt, C., et al. Cotransfection of vascular endothelial growth factor-A and platelet-derived growth factor-B via recombinant adeno-associated virus resolves chronic ischemic malperfusion role of vessel maturation. Journal of the American College of Cardiology. 56 (5), 414-422 (2010).
  25. Olea, F. D., et al. but not single, VEGF gene transfer affords protection against ischemic muscle lesions in rabbits with hindlimb ischemia. Gene Therapy. 16 (6), 716-723 (2009).
  26. Pinkenburg, O., et al. Recombinant adeno-associated virus-based gene transfer of cathelicidin induces therapeutic neovascularization preferentially via potent collateral growth. Human Gene Therapy. 20 (2), 159-167 (2009).
  27. Katsu, M., et al. Ex vivo gene delivery of ephrin-B2 induces development of functional collateral vessels in a rabbit model of hind limb ischemia. Journal of Vascular Surgery. 49 (1), 192-198 (2009).
  28. Korpisalo, P., et al. Therapeutic angiogenesis with placental growth factor improves exercise tolerance of ischaemic rabbit hindlimbs. Cardiovascular Research. 80 (2), 263-270 (2008).
  29. Chen, F., Tan, Z., Dong, C. Y., Chen, X., Guo, S. F. Adeno-associated virus vectors simultaneously encoding VEGF and angiopoietin-1 enhances neovascularization in ischemic rabbit hind-limbs. Acta Pharmacologica Sinica. 28 (4), 493-502 (2007).
  30. Kobayashi, K., et al. Combination of in vivo angiopoietin-1 gene transfer and autologous bone marrow cell implantation for functional therapeutic angiogenesis. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 26 (7), 1465-1472 (2006).
  31. Lee, J. U., et al. A novel adenoviral gutless vector encoding sphingosine kinase promotes arteriogenesis and improves perfusion in a rabbit hindlimb ischemia model. Coronary Artery Disease. 16 (7), 451-456 (2005).
  32. Nishikage, S., et al. In vivo electroporation enhances plasmid-based gene transfer of basic fibroblast growth factor for the treatment of ischemic limb. Journal of Surgical Research. 120 (1), 37-46 (2004).
  33. Ishii, S., et al. Appropriate control of ex vivo gene therapy delivering basic fibroblast growth factor promotes successful and safe development of collateral vessels in rabbit model of hind limb ischemia. Journal of Vascular Surgery. 39 (3), 629-638 (2004).
  34. Tokunaga, N., et al. Adrenomedullin gene transfer induces therapeutic angiogenesis in a rabbit model of chronic hind limb ischemia: benefits of a novel nonviral vector, gelatin. Circulation. 109 (4), 526-531 (2004).
  35. Yamauchi, A., et al. Pre-administration of angiopoietin-1 followed by VEGF induces functional and mature vascular formation in a rabbit ischemic model. Journal of Gene Medicine. 5 (11), 994-1004 (2003).
  36. Zhong, J., et al. Neovascularization of ischemic tissues by gene delivery of the extracellular matrix protein Del-1. Journal of Clinical Investigation. 112 (1), 30-41 (2003).
  37. Shyu, K. G., Chang, H., Isner, J. M. Synergistic effect of angiopoietin-1 and vascular endothelial growth factor on neoangiogenesis in hypercholesterolemic rabbit model with acute hindlimb ischemia. Life Sciences. 73 (5), 563-579 (2003).
  38. Kasahara, H., et al. Biodegradable gelatin hydrogel potentiates the angiogenic effect of fibroblast growth factor 4 plasmid in rabbit hindlimb ischemia. The Journal of the American College of Cardiology. 41 (6), 1056-1062 (2003).
  39. Rissanen, T. T., et al. Fibroblast growth factor 4 induces vascular permeability, angiogenesis and arteriogenesis in a rabbit hindlimb ischemia model. FASEB Journal. 17 (1), 100-102 (2003).
  40. Taniyama, Y., et al. Therapeutic angiogenesis induced by human hepatocyte growth factor gene in rat and rabbit hindlimb ischemia models: preclinical study for treatment of peripheral arterial disease. Gene Therapy. 8 (3), 181-189 (2001).
  41. Vincent, K. A., et al. Angiogenesis is induced in a rabbit model of hindlimb ischemia by naked DNA encoding an HIF-1alpha/VP16 hybrid transcription factor. Circulation. 102 (18), 2255-2261 (2000).
  42. Gowdak, L. H., et al. Induction of angiogenesis by cationic lipid-mediated VEGF165 gene transfer in the rabbit ischemic hindlimb model. Journal of Vascular Surgery. 32 (2), 343-352 (2000).
  43. Shyu, K. G., Manor, O., Magner, M., Yancopoulos, G. D., Isner, J. M. Direct intramuscular injection of plasmid DNA encoding angiopoietin-1 but not angiopoietin-2 augments revascularization in the rabbit ischemic hindlimb. Circulation. 98 (19), 2081-2087 (1998).
  44. Witzenbichler, B., et al. Vascular endothelial growth factor-C (VEGF-C/VEGF-2) promotes angiogenesis in the setting of tissue ischemia. The American Journal of Pathology. 153 (2), 381-394 (1998).
  45. Prochazka, V., et al. The Role of miR-126 in Critical Limb Ischemia Treatment Using Adipose-Derived Stem Cell Therapeutic Factor Concentrate and Extracellular Matrix Microparticles. Medical Science Monitor. 24, 511-522 (2018).
  46. Wang, J., et al. A cellular delivery system fabricated with autologous BMSCs and collagen scaffold enhances angiogenesis and perfusion in ischemic hind limb. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 100 (6), 1438-1447 (2012).
  47. Hao, C., et al. Therapeutic angiogenesis by autologous adipose-derived regenerative cells: comparison with bone marrow mononuclear cells. American Journal of Physiology - Heart and Circulatory Physiology. 307 (6), H869-H879 (2014).
  48. Nemoto, M., et al. Adequate Selection of a Therapeutic Site Enables Efficient Development of Collateral Vessels in Angiogenic Treatment With Bone Marrow Mononuclear Cells. Journal of the American Heart Association. 4 (9), (2015).
  49. Mikami, S., et al. Autologous bone-marrow mesenchymal stem cell implantation and endothelial function in a rabbit ischemic limb model. PLoS One. 8 (7), (2013).
  50. Wang, S., et al. Transplantation of vascular endothelial growth factor 165transfected endothelial progenitor cells for the treatment of limb ischemia. Molecular Medicine Reports. 12 (4), 4967-4974 (2015).
  51. Yin, T., et al. Genetically modified human placentaderived mesenchymal stem cells with FGF2 and PDGFBB enhance neovascularization in a model of hindlimb ischemia. Molecular Medicine Reports. 12 (4), 5093-5099 (2015).
  52. Annex, B. H. Therapeutic angiogenesis for critical limb ischaemia. Nature Reviews Cardiology. 10 (7), 387-396 (2013).
  53. Das, S., et al. Syndesome Therapeutics for Enhancing Diabetic Wound Healing. Advanced Healthcare Materials. 5 (17), 2248-2260 (2016).
  54. Jang, E., Albadawi, H., Watkins, M. T., Edelman, E. R., Baker, A. B. Syndecan-4 proteoliposomes enhance fibroblast growth factor-2 (FGF-2)-induced proliferation, migration, and neovascularization of ischemic muscle. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109 (5), 1679-1684 (2012).
  55. Monteforte, A. J., et al. Glypican-1 nanoliposomes for potentiating growth factor activity in therapeutic angiogenesis. Biomaterials. 94, 45-56 (2016).
  56. Das, S., et al. Syndecan-4 Enhances Therapeutic Angiogenesis after Hind limb Ischemia in Mice with Type 2 Diabetes. Advanced Healthcare Materials. 5 (9), 1008-1013 (2016).
  57. Das, S., Majid, M., Baker, A. B. Syndecan-4 enhances PDGF-BB activity in diabetic wound healing. Acta Biomaterialia. 42, 56-65 (2016).
  58. Das, S., Singh, G., Baker, A. B. Overcoming disease-induced growth factor resistance in therapeutic angiogenesis using recombinant co-receptors delivered by a liposomal system. Biomaterials. 35 (1), 196-205 (2014).
  59. Kikuchi, R., et al. An antiangiogenic isoform of VEGF-A contributes to impaired vascularization in peripheral artery disease. Nature Medicine. 20 (12), 1464-1471 (2014).
  60. Shafat, I., Ilan, N., Zoabi, S., Vlodavsky, I., Nakhoul, F. Heparanase levels are elevated in the urine and plasma of type 2 diabetes patients and associate with blood glucose levels. PLoS One. 6 (2), (2011).
  61. Wang, Y., et al. Endothelial cell heparanase taken up by cardiomyocytes regulates lipoprotein lipase transfer to the coronary lumen after diabetes. Diabetes. 63 (8), 2643-2655 (2014).
  62. Fan, C. L., et al. Therapeutic angiogenesis by intramuscular injection of fibrin particles into ischaemic hindlimbs. Clinical and Experimental Pharmacology and Physiology. 33 (7), 617-622 (2006).
  63. Liddell, R. P., et al. Endovascular model of rabbit hindlimb ischemia: a platform to evaluate therapeutic angiogenesis. Journal of Vascular Interventional Radiology. 16 (7), 991-998 (2005).
  64. Gowdak, L. H., et al. Adenovirus-mediated VEGF(121) gene transfer stimulates angiogenesis in normoperfused skeletal muscle and preserves tissue perfusion after induction of ischemia. Circulation. 102 (121), 565-571 (2000).
  65. Zhang, H., Wang, X., Guan, M., Li, C., Luo, L. Skeletal muscle evaluation by MRI in a rabbit model of acute ischaemia. The British Journal of Radiology. 86 (1026), 20120042 (2013).
  66. Jang, E., Albadawi, H., Watkins, M. T., Edelman, E. R., Baker, A. B. Syndecan-4 proteoliposomes enhance fibroblast growth factor-2 (FGF-2)-induced proliferation, migration, and neovascularization of ischemic muscle. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109 (5), 1679-1684 (2012).
  67. Das, S., et al. Syndesome Therapeutics for Enhancing Diabetic Wound Healing. Advanced Healthcare Materials. 5 (17), 2248-2260 (2016).
  68. Das, S., Majid, M., Baker, A. B. Syndecan-4 enhances PDGF-BB activity in diabetic wound healing. Acta Biomateriala. 42, 56-65 (2016).
  69. Baker, A. B., et al. Regulation of heparanase expression in coronary artery disease in diabetic, hyperlipidemic swine. Atherosclerosis. 213 (2), 436-442 (2010).
  70. Das, S., et al. Syndecan-4 Enhances Therapeutic Angiogenesis after Hind Limb Ischemia in Mice with Type 2 Diabetes. Advanced Healthcare Materials. 5 (9), 1008-1013 (2016).
  71. Popesko, P., Rajtová, V., Ji Horák, . . A Colour Atlas of the Anatomy of Small Laboratory Animals. , (1992).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

148hyperlipidemia

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved