Modelo pré-clínico de isquemia de membros posteriores em coelhos diabéticos

Resumo

Nós descrevemos um procedimento cirúrgico usado para induzir a isquemia periférica nos coelhos com hiperlipidemia e diabetes. Esta cirurgia actua como um modelo pré-clínico para as circunstâncias experimentadas na doença de artéria periférica nos pacientes. A angiografia também é descrita como um meio de medir a extensão da isquemia introduzida e a recuperação da perfusão.

Resumo

A doença vascular periférica é um problema clínico generalizado que afeta milhões de pacientes em todo o mundo. Uma consequência importante da doença vascular periférica é o desenvolvimento de isquemia. Em casos graves, os pacientes podem desenvolver isquemia crítica do membro em que experimentam a dor constante e um risco aumentado de amputação do membro. As terapias atuais para isquemia periférica incluem cirurgia de bypass ou intervenções percutâneas, como angioplastia com stent ou aterectomia para restaurar o fluxo sanguíneo. Entretanto, estes tratamentos falham frequentemente à progressão continuada da doença vascular ou do reestenose ou são contra-indicado devido à saúde pobre total do paciente. Uma abordagem potencial promissora para tratar a isquemia periférica envolve a indução de neovascularização terapêutica para permitir que o paciente desenvolva vasculatura colateral. Esta rede recém-formada alivia a isquemia periférica, restaurando a perfusão para a área afetada. O modelo pré-clínico mais freqüentemente empregado para isquemia periférica utiliza a criação de isquemia de membros posteriores em coelhos sadios através da ligadura da artéria femoral. No passado, no entanto, houve uma forte desconexão entre o sucesso dos estudos pré-clínicos e o fracasso dos ensaios clínicos em relação aos tratamentos para isquemia periférica. Os animais sadios têm tipicamente regeneração vascular robusta em resposta à isquemia cirurgicamente induzida, em contraste com a redução da vascularização e regeneração em pacientes com isquemia periférica crônica. Aqui, nós descrevemos um modelo animal aperfeiçoado para a isquemia periférica nos coelhos que inclui o hiperlipidemia e o diabetes. Este modelo reduziu a formação colateral e a recuperação da pressão sanguínea em comparação com um modelo com uma dieta mais elevada do colesterol. Assim, o modelo pode proporcionar melhor correlação com pacientes humanos com angiogênese comprometida a partir das comorbidades comuns que acompanham a doença vascular periférica.

Introdução

A doença arterial periférica (PAD) é um distúrbio circulatório comum em que a progressão da formação da placa aterosclerótica leva a um estreitamento dos vasos sanguíneos nos membros do corpo. O recente aumento dos fatores de risco para a aterosclerose, incluindo diabetes, obesidade e inatividade, tem levado ao aumento da prevalência de doença vascular¹. Atualmente, estima-se que 12% – 20% da população geral acima de 60 anos de idade tenha doença arterial periférica². Uma consequência importante da doença arterial periférica é o desenvolvimento de isquemia periférica, mais comumente encontrada nos membros inferiores. Em casos graves, os pacientes podem desenvolver isquemia crítica do membro, um estado em que há dor constante devido à falta de fluxo sanguíneo. Os pacientes com isquemia crítica do membro têm uma probabilidade de 50% de ter um membro amputado dentro de um ano do diagnóstico. Além disso, pacientes com diabetes apresentam maior incidência de doença arterial periférica e desfechos mais pobres após intervenções para revascularização^3,4. As terapias atuais para a isquemia periférica incluem intervenções percutaneous tais como o aterectomia e stenting ou o desvio cirúrgico. Entretanto, para muitos pacientes estes tratamentos fornecem somente benefícios a curto prazo e muitos não são saudáveis bastante para procedimentos cirúrgicos principais. Neste trabalho, descrevemos um modelo animal pré-clínico para testar novos tratamentos visando a doença vascular periférica que incorpora a geração de isquemia periférica em coelhos através da ligadura cirúrgica no contexto do estado da doença diabética.

O modelo de isquemia do membro Hind em coelhos tem sido utilizado como modelo fisiológico para doença vascular obstrutiva e precursor pré-clínico para estudos humanos há mais de meio século^5,6. Os coelhos são muitas vezes uma espécie preferida para estudos sobre isquemia periférica devido à musculatura desenvolvida do tornozelo e do músculo da panturrilha, em contraste com grandes modelos animais comuns que são ungulados (animais com cascos). Várias revisões recentes abordaram o uso desse modelo e outros na modelagem da doença vascular periférica em humanos^7,8. Modelos semelhantes, utilizando isquemia de membro posterior em coelhos, foram utilizados em estudos pré-clínicos de fatores de crescimento^{9,10,11,12,13,14, 15,16,17,18,19,20}, terapia genética^{21,22,23, 24,25,26},^{27,28,29,30,31,32, 33,34,35,36,37},³⁸,^39,40,^{41, 42,43,44}, e células-tronco^45,46,47,48,^{49,50 ,51}para neovascularização terapêutica nos membros. Infelizmente, os ensaios clínicos que seguiram estes estudos animais bem sucedidos não mostraram benefícios significativos para os pacientes⁵².

Uma explanação sugerida da razão para esta falha translacional é que a condição da isquemia periférica em pacientes humanos é uma que inclui a resistência aos sinais angiogênico^{53,54,55, 56 , 57 , 58 , 59}. vários estudos demonstraram defeitos nas vias de sinalização angiogênica em diabetes e hiperglicemia. Diabetes e hiperlipidemia levam a uma perda de proteoglicanos de sulfato de heparan e um aumento de enzimas que cortam o sulfato de heparan, apresentando um potencial mecanismo de resistência à angiogênese terapêutica/arteriogênese com fatores de crescimento^{60 , 61}. assim, uma característica fundamental de um modelo de isquemia periférica deve incluir um aspecto da resistência terapêutica para que as terapias possam ser avaliadas no contexto do estado da doença presente em pacientes humanos.

Neste trabalho, nós descrevemos um modelo do coelho da isquemia periférica com a ligadura cirúrgica das artérias femoral. Um lead-in período com a indução de diabetes e hiperlipidemia é incorporado no modelo. Comparou-se este modelo a outro modelo que incorpora uma dieta mais gorda sem diabetes e constatou que o modelo com diabetes e menor nível de hiperlipidemia foi mais eficaz na redução do crescimento dos vasos sanguíneos. Nosso modelo combina avanços que têm sido utilizados por grupos distintos, com o objetivo de fornecer um método prático e padronizado para alcançar resultados consistentes na pesquisa de doenças vasculares periféricas.

Protocolo

Estudos envolvendo animais foram realizados com a aprovação da Universidade do Texas em Austin e o centro de ciência UTHealth no Comitê de cuidados e uso de animais institucionais de Houston (IACUC), o serviço de revisão de cuidados e uso de animais (ACURO) do exército dos Estados Unidos Pesquisa médica e materiel Command Office de proteções de pesquisa, e de acordo com as diretrizes da NIH para o cuidado dos animais.

1. indução de diabetes e hiperlipidemia

1. Transição dos coelhos da Nova Zelândia (4 – 6 meses de idade) de uma xícara de ração de alfafa padrão para 0,1% de colesterol no decorrer de quatro dias. Para os dias 1 – 5, use a ração padrão para rácios de ração de colesterol de 1:0, 3:1, 1:1, 1:3 e 0:1, respectivamente. Depois de duas semanas em 0,1% de colesterol Chow, induzir coelhos para ter diabetes usando a injeção de aloxana como descrito nas seguintes etapas
2. Sedate os coelhos com 35 – 75 mg/mL de cetamina e 1 – 2 mg/mL de acepromazina através de injeção subcutânea e preparação para uma injeção INTRAVENOSA através da introdução de um cateter na veia marginal da orelha esquerda utilizando um cateter de 22 g.
3. Colete uma gota de sangue dos coelhos através do cubo do cateter da veia da orelha para a medida basal do nível da glicose de sangue (BGL). Qualquer glicosímetro padrão pode ser usado. Níveis normais de glicose para um coelho são tipicamente na faixa de 80 a 150 mg/dL.
4. Injete aloxana em 100 mg/kg reconstituído em soro fisiológico a um volume de 8 ml através do cateter auricular lentamente durante um período de 8 minutos utilizando uma bomba de seringa.
5. Verific o BGL cada hora para os 12 h seguintes usando um glicosímetro padrão para monitorar para o hypoglycemia.
   1. Coloque o coelho em uma contenção.
   2. Anestesie a orelha com 2,5% de lidocaína/2,5% de creme de prilocaína.
   3. Tome o sangue da veia lateral da orelha usando uma agulha de 27 G e meça BGL usando um medidor padrão.
6. Meça o BGL duas vezes por dia durante os primeiros 7 dias. Dê aos coelhos uma injecção de insulina se o BGL atingir ou exceder 350 mg/dL.
7. Prepare uma esfera de aço inoxidável de 3 milímetros para a implantação como um marcador do tamanho durante angiograma antes do dia da cirurgia.
   1. Corte uma parte circular de 10 mm de folhas de Silastic de uma folha maior usando um perfurador da biópsia.
   2. Monte a bola no centro da folha usando selante de silicone transparente.
   3. Cubra completamente a esfera com o vedador. Permita que o selante Cure por um mínimo de 24 h.
   4. Coloque a bola em um aberto 2 polegadas x 3 polegadas de polietileno de baixa densidade saco e colocá-lo em um saco de esterilização para ser esterilizado com gás de óxido de etileno.

2. preparação do coelho para a cirurgia

1. Anestesie o coelho utilizando 20 – 40 mg/kg de cetamina e 2 mg/kg de midazolam através de injeção subcutânea. Coloque o coelho em 1,5% – 3% isoflurano (tipicamente 2%) durante toda a sedação inicial usando uma máscara. Dê uma injecção de Alfaxalona para manter a anestesia através de uma injecção intramuscular de 3 mg/kg.
2. Uma vez anestesiado, retire a máscara e insira um tubo endotraqueal algemado, na via aérea e conecte-se a um ventilador. Continuar a administrar isoflurano em 1,5% – 3%.
3. Colete sangue da artéria central de qualquer orelha para um painel de química basal.
4. Coloque um cateter de veia orelha de 22 G na veia lateral da orelha para gotejamento da solução de Ringer Lactated durante todo o procedimento cirúrgico. Alternativamente, soro fisiológico normal (0,9% cloreto de sódio) pode ser usado.
5. Usando a veia lateral na orelha oposta, coloque um cateter na veia e entregar Alfaxalona em 6 mg/kg/h. Aumente gradualmente o Alfaxalona a 8 MGS/quilograma/h ao diminuir o isoflurano a 0,6% durante o período da preparação.
6. Para limitar a dor e o risco de infeção, administrar buprenorfina (0, 1 mg/kg) e enrofloxacina (5 mg/kg) utilizando uma injecção subcutânea com uma agulha de 25 G.
7. Aparar o cabelo no pescoço, direita e esquerda das coxas internas, e de volta usando cortadores (#40 lâmina). O cabelo é retirado da parte de trás para manter contato com a almofada de aterramento.
8. Coloque uma braçadeira de pressão arterial em cada um dos membros posteriores e medir a pressão arterial inicial. Coloque a braçadeira logo abaixo do joelho com a sonda logo acima do jarrete na superfície lateral.
9. Posicione o coelho na mesa de cirurgia nas costas e esfregue e Drape os locais de cirurgia. Isto inclui a garganta para o acesso da artéria carotídea e a coxa direita interna para o acesso da artéria femoral. Realize a esfoliação de esterilização com esfrega alternada de clorexidina a 2% e álcool etílico a 70%. Repita este três vezes, em seguida, aplique um spray final com solução de clorexidina a 2%.
10. Coloc uma esfera de aço inoxidável de 3 milímetros que seja sterilized dentro de um saco do polyethyene da baixa densidade sobre o pé direito (esfrebbed) perto da parte superior da coxa para serir como uma referência do tamanho durante medidas do angiograma. Coloque um drapejar estéril sobre a perna até o momento da cirurgia. Deixe a bola dentro do saco de plástico estéril durante o primeiro angiograma.

3. angiografia

1. Expor a artéria carótida comum direita
   1. Faça uma incisão de 4 – 5 cm de comprimento apenas lateral para a traquéia usando um bisturi com uma lâmina #15.
   2. Use dissecção sem corte para expor a artéria carótida e abrir a incisão usando pequenos retractores de Weitlaner. Isole cuidadosamente a artéria carótida da veia jugular e do nervo vago. Tipicamente, uma tesoura curvada de Metzenbaum e um hemostat curvado do mosquito são usados para a dissecção sem corte. Seja certo começ a separação cheia da artéria carotídea da veia do nervo e de jugular para fazer as ligaduras somente ligadura a artéria.
2. Coloque uma ligadura usando uma sutura de seda 4-0 nas extremidades proximal e distal da artéria exposta. Amarre a extremidade distal da carótida com o nó de um cirurgião seguido por quatro nós quadrados. Na extremidade proximal, use um ligaloop para permitir que seja apertado ou afrouxado conforme necessário. O uso de um ligaloop colocado na extremidade proximal da artéria exposta pode ajudar a fixar o introdutor e o cateter.
3. Administrar 500 UI de heparina através da IV. Use aproximadamente 0,5 mL de lidocaína a 1% aplicada ao longo da carótida exposta para dilatar o vaso. Um tratamento é geralmente suficiente, mas pode ser repetido conforme necessário. Corte aproximadamente a meio caminho através da artéria carótida usando uma tesoura de bisturi ou íris, em seguida, coloque a ferramenta de inserção de fio de 4 polegadas na artéria.
4. Alimente um fio-guia de 0, 14 polegada x 185 cm através da ferramenta de inserção à bifurcação aórtica na crista ilíaca na aorta descendente. Retire a ferramenta de inserção e insira um cateter angiográfico pigtail 3F sobre o fio.
5. Avance o cateter do pigtail para ser 2 cm proximal à bifurcação aórtica na crista ilíaca na aorta descendente.
6. Posicione a ponta do cateter entre a sétima vértebras lombar e primeira sacral. Teste a localização do cateter injetando manualmente um 2 – 4 mL de agente de contraste.
7. Administrar uma injeção intra-arterial de 100 μg de nitroglicerina através do cateter para aumentar a vasodilatação.
8. Administrar 0,8 mL de lidocaína a 1% ao coelho através do cateter para auxiliar na vasodilatação durante o angiograma. Prenda o tubo para o injector ao cateter e remova todas as bolhas de ar na linha. Injete 8-9 mL de meios de contraste utilizando injetores angiográficos automatizados através do cateter.
9. Grave imagens seriais dos membros posteriores usando angiografia.
   1. Defina o injector de energia para injetar contraste a 3 mL/seg para um total de 8-9 mL. Realize a angiografia digital da subtração em 6 frames por o segundo.
   2. Selecione as imagens seriais criadas e altere uma foto de cada angiograma usando a configuração de aproximadamente-40% para minimizar a aparência do osso e capturar uma imagem completa da perfusão do vaso com contraste. Um exemplo de angiograma do fluxo vascular após a ligadura/excisão da artéria femoral é mostrado na Figura 1.

4. isolamento da artéria femoral

1. Faça uma incisão longitudinal na pele sobre a artéria femoral direita usando um bisturi (lâmina #15). Assegure-se de que a incisão se estende inferiormente do ligamento inguinal terminando na área apenas proximal à patela (aproximadamente 6 cm).
2. Use a dissecção sem corte com tesoura curvada de Metzenbaum ou um hemostat curvado do mosquito para expor a artéria femoral.
3. Use retractores Weitlaner para segurar a incisão aberta.
4. Adicione 0,5 mL de lidocaína a 1% localmente para reduzir a irritação nervosa e promover a vasodilatação.
5. Continuar a dissecção sem corte dos tecidos para libertar todo o comprimento da artéria femoral, juntamente com todos os ramos da artéria femoral, incluindo as artérias epigástrica inferior, femoral profunda, circunflexa lateral e epigástrica superficial (Figura 2a) .
6. Dissecar ainda mais ao longo das artérias poplítea e safena, bem como da artéria ilíaca externa (Figura 2a). Umedecer periodicamente a área com soro fisiológico para proteger dos danos nos tecidos. Se a dissecção contundente é realizada ao longo do sulco femoral (entre os músculos) não há necessidade de cortar o músculo.
7. Separe cuidadosamente a artéria da veia e do nervo, como mostrado na Figura 2b, C. Ligate as artérias indicadas pelo diagrama com 4,0 suturas de seda, colocando dois laços com espaço suficiente entre eles para cortar a artéria. Estes laços são realizados com o nó de um cirurgião seguido por quatro nós quadrados.
8. Corte entre os dois laços nas artérias ligadas usando a tesoura pequena de Metzenbaum. Extirpar a artéria femoral de sua origem proximal como um ramo da artéria ilíaca externa até o ponto distalmente onde se bifurca para formar as artérias safena e poplítea.

5. Repita a angiografia

1. Use 4-0 sutura de seda para fixar a folha de Silastic, com a esfera de aço inoxidável de 3 milímetros à parte superior do músculo do quadríceps. Puxe a pele sobre a bola depois que ele está no lugar.
2. Administrar uma injeção intra-arterial de 100 μg de nitroglicerina através do cateter para aumentar a vasodilatação.
3. Se necessário, administrar outro 0,8 mL de lidocaína a 1% ao coelho através do cateter para auxiliar na vasodilatação durante o angiograma.
4. Injete 8-9 mL de meios de contraste utilizando um injector angiográfico automatizado.
5. Realize a angiografia conforme descrito na etapa 3,9.

6. fechamento e recuperação da ferida

1. Retire o cateter da artéria direita. Amarre a artéria usando a sutura de seda 4-0 que já está no lugar ao redor da artéria.
2. Sutura ambas as feridas fechadas. Feche o músculo e as camadas subcutticular usando 4-0 polidioxanona ou 3-0 Poliglactina 910 em uma agulha do atarraxamento (veja a tabela dos materiais) em um teste padrão contínuo da sutura. Feche a pele usando 4-0 polidioxanona ou 4-0 Poliglactina 910 em uma agulha de corte reversa (ver tabela de materiais) em um padrão de sutura subcubticular contínua enterrado.
   Nota: se disponível, a polidioxanona é preferida para ambos.
3. Administrar injeções intradérmicas de bupivacaína a 0,25% perto das incisões usando uma seringa com agulha de 25 G. Insira a agulha e injete 0,5 mL enquanto a agulha for puxada para trás. Dê uma injeção por lado da ferida para a incisão no pescoço (duas injeções no pescoço) e duas injeções por lado da ferida para a incisão na perna (quatro injeções na perna; seis injeções no total). O volume total injetado é de 3 mL (0,5 mL x 6 injeções).
4. Administrar injeções subcutâneas de 0,5 mg/kg de Meloxicam e buprenorfina de libertação sustentada a 0,12 mg/kg.
5. Monitore o coelho como ele se recupera da anestesia. O coelho começará automaticamente a engolir à medida que acorda da anestesia. Uma vez que a resposta da deglutição ocorra, retire o tubo endotraqueal. Forneça a monitoração próxima e o apoio térmico até que o coelho possa manter a função cardiovascular e a temperatura de corpo. Retorne o coelho a seu cerco uma vez que pode deambulate.
6. Empregar legumes frescos e/ou seringa de alimentação de uma dieta de cuidados críticos, juntamente com injeções Salinas subcutâneas, se o coelho não tolera Chow após a cirurgia. Repolho, brócolis, couve-flor, cenouras, ou outros em legumes sazonais podem ser usados. Shred os legumes e misturá-los juntos para ajudar no coelho voltando a comer.

7. monitorização de

1. Anestesie os coelhos a cada duas semanas para adquirir a pressão arterial em ambas as pernas, conforme descrito na etapa 2,8. Colheita de sangue da artéria central da orelha para uso em ensaios de química do sangue. Alternativamente, tomar sangue da veia safena ou veia cefólica. Tome aproximadamente 2 mL em cada ponto de tempo. Use um painel de química do sangue padrão para análise. Se necessário, adicione testes para lipoproteína de baixa densidade (LDL), lipoproteína de alta densidade (HDL) ou hemoglobina (HbA1c).
2. Tome uma quantidade muito pequena de sangue para medições de BGL.

8. tratamento de

1. Prepare dez seringas com tratamento, portador e crosslinker. Encha cada seringa antes da utilização com 100 μL de pasta de sulfato de cálcio e, em seguida, 100 μL de alginato de sódio a 2% com factores de crescimento ou outros tratamentos, de forma a que o alginato seja mais próximo da ponta da seringa.
2. Administrar uma injeção preparada no músculo antes de preparar o próximo. Isso reduz o tempo que o alginato interage com o sulfato de cálcio na seringa. Espaço as injeções uniformemente ao longo de ambos os lados da artéria femoral na coxa. Para conseguir injeções uniformes, criar uma folha de silicone com furos para orientar a injeção, como descrito em outros estudos¹⁹. Isto pode facilmente ser preparado usando um perfurador da biópsia para criar furos na folha de silicone comercialmente disponível.

9. angiografia do ponto final, eutanásia, fixação da perfusão e colheita do tecido

1. Na data do ponto final, realize a angiografia como descrito em etapa 3 mas use a artéria carotídea esquerda para o acesso.
2. Após a angiografia, mova o animal para a mesa de necropsia e realize a fixação da perfusão para preservar os tecidos dos membros posteriores:
   1. Aumente o isoflurano para 3% – 4% e realize uma pitada de dedo do pé para confirmar que a anestesia é suficientemente profunda.
   2. Administrar 1000-2000 UI de heparina por via intravenosa.
   3. Crie uma incisão ao longo da linha média da nervgaiola e abrangendo o comprimento do diafragma usando um bisturi com uma lâmina #20.
   4. Com a caixa torácica exposta, corte as costelas apenas à esquerda da linha média usando cortadores de costela. Use retractores Weitlaner para expor o coração.
   5. Configurar a bomba com tubo de saída com um diâmetro interno de 1/8 polegadas e uma agulha de 18G no final. Pré-carregue a linha com soro fisiológico e tenha pelo menos 600 mL de soro fisiológico e formalina preparados em recipientes separados para a perfusão.
   6. Insira a agulha de 18 G conectada à bomba no ventrículo esquerdo através do ápice do coração. Insira outra agulha de 18 G (desconectada a qualquer coisa) no átrio direito e permita que o sangue flua para o downdraft da mesa de necropsia.
   7. Use uma bomba de perfusão para controlar o fluxo de aproximadamente 500 mL de soro fisiológico no coração. Use um ajuste da bomba para fluir 110 mL/min.
   8. Uma vez que o fluido proveniente do coração é claro, mova o tubo do reservatório de soro fisiológico para um preenchido com uma solução de formalina a 10%. Twitching ocorrerá em todos os quatro membros se a perfusão está funcionando corretamente. Bombeie aproximadamente 500 mL de solução de formalina para o ventrículo esquerdo.
   9. Desligue a bomba e retire as agulhas do coração.
3. Remova ambos os membros traseiros no quadril cortando em torno da articulação do quadril com um bisturi com lâmina #20. Use um pequeno cortador de costela para remover os membros. Use o membro não-isquêmico como um controle.
4. Guarde os membros em formalina durante 24 h a 4 ° c e, em seguida, armazenado em 70% etanol a 4 ° c.
5. Para a análise histológica, tomar biópsias múltiplas dos membros. Nós usamos oito biópsias de 6 milímetros tomadas em regiões através da coxa e da vitela em ambos os membros.
   Nota: quando a medida e a angiografia da pressão sanguínea do tornozelo forem os métodos os mais geralmente usados para medir a recuperação da circulação sanguínea, outros métodos podem ser usados para controlar a recuperação dos animais que incluem o ultra-som de Doppler, imagem latente do laser Doppler, infravermelho Termografia⁶², microesfera determinou a perfusão^63,64, imagem latente do tomography computado (CT), e imagem latente de ressonância magnética (MRI)⁶⁵.

Resultados

Após a indução do diabetes e a iniciação da dieta do colesterol de 0,1%, o colesterol total para os coelhos com dieta do diabetes e do colesterol era 123,3 ± 35,1 mg/dL (n = 6 coelhos masculinos) média de pontos de tempo totais e coelhos. O nível de BGL para esses coelhos foi de 248,3 ± 50,4 mg/dL (n = 6 coelhos machos). Um curso do tempo para químicas do sangue e relações da pressão sanguínea do pé em um coelho típico é mostrado em Figura 3 em comparaç?...

Discussão

Nós apresentamos um modelo pré-clínico para induzir a isquemia do membro traseiro nos coelhos com diabetes e hyperlipidemia. Em muitos estudos, há ambigüidade à técnica utilizada para criar isquemia de membro posterior em coelhos. Em camundongos, a severidade e a recuperação da isquemia dos membros posteriores é altamente dependente da localização da ligadura e da técnica utilizada para induzir isquemia. O significado da técnica apresentada neste trabalho é que permite a indução consistente da isquemia q...

Materiais

Name	Company	Catalog Number	Comments
0.9% Sodium Chloride	Henry Schein Medical	1537468 / 1531434	250 mL bag / 1000 mL irrigation btl
1 mL Syringe	VWR	BD309628
10 mL Syringe	VWR	BD309695
10% Formalin	Fisher-Scientific	23-245684
18G Needle	VWR	89219-294
20G Needle	VWR	89219-340
25G Needle	VWR	89219-290
27G Needle	VWR	89219-288
5 mL Syringe	VWR	BD309646
5% Dextrose	Patterson Veterinary	07-800-9689
Acepromazine	Patterson Veterinary	VEDC207
Alfaxalone	Patterson Veterinary	07-891-6051
Alginate	Sigma-Aldrich	PHR1471-1G
Alloxan Monohydrate	Sigma-Aldrich	A7413
Angiography Equipment	Toshiba	Infinix-i
Angiography Injector	Medrad
Anti-Mouse Ab Alexa 594	Thermo Fisher Scientific	A-11032	Secondary Antibody for IHC
Anti-Rabbit Ab Alexa 488	Thermo Fisher Scientific	A-11008	Secondary Antibody for IHC
a-SMA Antibody	Abcam	ab5694	Primary Antibody for IHC
Baytril	Bayer Animal Health	724089904201	Enrofloxacin
Blood Chemistry Panel	IDEXX	2616	Rabbit Panel
Blood Pressure Cuff	WelchAllyn		Flexiport Disposable BP Cuff-infant size 7
Blood Pressure Monitor	Vmed Technology		Vmed Vet-Dop2
Bupivacaine	Henry Schein Medical	6023287
Buprenorphine	Patterson Veterinary	42023017905
Buprenorphine SR	ZooPharm
Calcium Sulfate	CB Minerals		Food and Pharmaceutical Grade USP and FCC
Chlorhexidine Scrub	Patterson Veterinary	07-888-4598
Chloroform	Fisher-Scientific	C298-4
Cholesterol	Sigma-Aldrich	C8503
DAPI	Thermo Fisher Scientific	62248
Ear Vein Catheter	Patterson Veterinary	SR-OX165	Surflo IV catheters
Endotracheal tube	Patterson Veterinary		Sheridan Brand, Depends on Rabbit Size
Glucometer	Amazon	B001A67WH2	Accu-Chek Aviva
Glucometer Test Strips	McKesson Medical-Surgical	788222	Accu-Chek Aviva Plus
Guidewire	Boston Scientific	39122-01
Hair Clippers	Amazon	B000CQZI3Q	Oster #40 blade
Heating Pad	Cincinnati Subzero	273
Heating Pad Pump	Gaymar		Gaymar T/Pump
Hemostat	Fine Science Tools	13009-12	Curved Mosquito Hemostat
Heparin	Patterson Veterinary
Insertion Tool	Merit Medical Systems	MAP550	metal wire insertion tool
Insulin	HPB Pharmacy		Novalin R & Novalin N
Insulin Syringes	McKesson Medical-Surgical	942674
Introducer	Cook Medical	G28954	3F Check Flo Performer Introducer
Isoflurane	Henry Schein Medical	1100734
Ketamine	Patterson Veterinary	856440301
Lactated Ringers	McKesson Medical-Surgical	186662
Lidocaine	McKesson Medical-Surgical	239936
Lidocaine/Prilocaine cream	McKesson Medical-Surgical	761240
Ligaloop	V. Mueller	CH117 / CH116	White Mini / Yellow Mini
Mazola Corn Oil	Amazon	B0049IIVCI
Medrad Syringe	McKesson Medical-Surgical	346920	150 mL
Meloxicam	Patterson Veterinary
Metal ball sutures	Ethicon-Johnson & Johnson	K891H	4-0 silk C-1 30"
Metzenbaum Scissors	Fine Science Tools	14019-13
Midazolam	Henry Schein Medical	1215470
Nitroglycerin	McKesson Medical-Surgical	927528
PECAM Antibody	Novus Biologicals	NB600-562	Primary Antibody for IHC
Perfusion Pump	Masterflex
Pigtail Catheter	Merit Medical Systems	1310-21-0053	3F pigtail
Polydioxanone (PDS II) suture	McKesson Medical-Surgical	129271	4-0 taper RB-1 (needle comes on suture)
Polydioxanone (PDS II) suture	McKesson Medical-Surgical	129031	4-0 reverse cutting FS-2
Polyglactin 910 (Vicryl) suture	Butler	7233-41	3-0 taper RB-1
Polyglactin 910 (Vicryl) suture	McKesson	104373	4-0 reverse cutting FS-2
Rabbit Chow (Alfalfa)	LabDiet	5321
Rabbit Restrainer	VWR	10718-000
Rib Cutters	V. Mueller
Scalpel	Fine Science Tools	10003-12
Scalpel Blade	Fine Science Tools	10015-00	#15 blade
Silk Sutures	Ethicon-Johnson & Johnson	A183H	4-0 silk ties 18"
Stainless Steel Ball	McMaster-Carr	1598K23	3-mm diameter
Surgical Drapes	Gepco	8204S
Syringe Pump	DRE Veterinary		Versaflow VF-300
Visipaque contrast media	McKesson Medical-Surgical	509055
Weitlaner Retractor	Fine Science Tools	17012-13