JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Мы описываем хирургическую процедуру, которая используется для индуцирования периферического лечения кроликов с гиперлипидемией и сахарным диабетом. Эта операция действует как Доклиническая модель для условий, испытаных в болезни периферических артерий у пациентов. Ангиография также описывается как средство для измерения степени введения в себя и восстановления перфузии.

Аннотация

Заболевания периферических сосудов является широко распространенной клинической проблемой, которая затрагивает миллионы пациентов во всем мире. Одним из основных следствий заболевания периферических сосудов является развитие ИБС. В тяжелых случаях у пациентов может развиться критическое обезболивание конечностей, в котором они испытывают постоянную боль и повышенный риск ампутацией конечностей. Текущие методы лечения периферической крови включают в себя шунтирование или перкожные вмешательства, такие как ангиопластика с стентирования или атеросклерэктомия для восстановления кровотока. Однако, эти процедуры часто не в состоянии непрерывного прогрессирования сосудистых заболеваний или репениоз или противопоказан из-за общего плохого состояния здоровья пациента. Перспективный потенциальный подход к лечению периферийной терапии является индукцией терапевтической неоваскуляризации, которая позволяет пациенту разрабатывать сопутствующие сосуды. Эта новообразованная сеть облегчает периферическое возвращение, восстанавливая перфузии в пораженный участок. Наиболее часто используемой доклинической моделью для периферической ишемической жизни используется создание ишемической конечности у здоровых кроликов через перевязки бедренной артерии. В прошлом, однако, наблюдается сильная разобщенность между успехом доклинических исследований и неспособностью клинических испытаний в отношении лечения периферической терапии. Здоровые животные, как правило, имеют надежную регенерацию сосудов в ответ на хирургически индуцированное удаление, в отличие от снижения кровоснабжения и регенерации у пациентов с хронической периферийной реакцией. Здесь мы описываем оптимизированную модель животного для периферического лечения кроликов, которая включает гиперлипидемия и диабет. Эта модель сократила залоговое образование и восстановление артериального давления по сравнению с моделью с более высоким содержанием холестерина. Таким образом, модель может обеспечить лучшую корреляцию с человеческими пациентами с нарушенной ангиогенез от общих сопутствующих заболеваний, которые сопровождают заболевания периферических сосудов.

Введение

Периферические артериальные заболевания (PAD) является распространенным нарушением кровообращения, в котором прогрессирование атеросклеротических налет образования приводит к сужению кровеносных сосудов в конечностях тела. Недавнее увеличение факторов риска развития атеросклероза, включая диабет, ожирение и бездействие, привело к увеличению распространенности сосудистых заболеваний1. В настоящее время, подсчитано, что 12%-20% от общей численности населения старше 60 лет имеет периферических артериальных заболеваний2. Одним из основных следствий периферических артериальных заболеваний является развитие периферической болезни, чаще всего встречаем в нижних конечностях. В тяжелых случаях у пациентов может развиться критическое обезболивание конечностей, состояние, при котором возникает постоянная боль из-за недостатка кровотока. У пациентов с критическим диагнозом «лимб» есть 50% вероятность ампутировать одну конечность в течение одного года после постановки диагноза. Кроме того, пациенты с диабетом имеют более высокий уровень заболеваний периферических артерий и более бедные результаты после вмешательства для реваскуляризации3,4. Текущие терапии для периферической лечения включают в себя перкожные вмешательства, такие как атеросклерэктомия и стентирование или хирургическое шунтирование. Тем не менее, для многих пациентов эти процедуры обеспечивают только краткосрочные выгоды, и многие из них не достаточно здоров для крупных хирургических процедур. В этой работе мы описываем модель доклинических животных для тестирования новых методов лечения, ориентированных на периферическое сосудистое заболевание, которое включает в себя генерацию периферической болезни в кроликах через хирургическую перевязка в контексте диабетического состояния заболевания.

В кроликах была использована в качестве физиологической модели для обструктивной сосудистой болезни и доклинических прекурсоров для человеческих исследований в течение более полувека5,6. Кролики часто предпочитаемый вид для исследований на периферийное имуза из-за развитой мускулатуры лодыжки и икроножной мышцы, в отличие от общих больших моделей животных, которые копытных (животных с копытами). Несколько недавних обзоров рассмотрены использование этой модели и другие в моделировании заболеваний периферических сосудов у людей7,8. Похожие модели, использующие в качестве применения в качестве «задних конечностей» в кроликах, были использованы в доклинических исследованиях факторов роста9,10,11,12,13,14, 15,16,17,18,19,20, генная терапия21,22,23, 24,25,26,27,28,29,30,31,32, 33,34,35,36,37, 38,39,40,41, 42,43,44и стволовые клетки45,46,47,48,49,50 ,51для терапевтической неоваскуляризации в конечностях. К сожалению, клинические испытания, которые последовали за этими успешными исследованиями на животных, не показали существенных преимуществ для пациентов52.

Одно из предложенных объяснений причины этого поступательного сбоя заключается в том, что состояние периферической болезни у пациентов является одним, включаем устойчивость к ангиогенными сигналам53,54,55, 56 , 57 , 58 , 59. несколько изучений показывали дефекты в ангиогенных сигнальных путях в мочеизнурении и гипергликемия. Диабет и гиперлипидемия приводят к потере гепарана сульфата протеогликанов и увеличению количества ферментов, которые режут гепариан сульфат, представляя потенциальный механизм резистентности к терапевтическому ангиогенез/артериогенез с факторами роста60 , 61. Таким образом, ключевой особенностью модели периферического лечения может быть аспект терапевтического сопротивления, с тем чтобы можно было оценить терапию в контексте состояния болезни, присутстви у пациентов.

В этой работе мы описываем кроличью модель периферического лечения с помощью хирургической перевязки бедренных артерий. В модель включается свинцовый период с индукцией сахарного диабета и гиперлипидемия. Мы сравнили эту модель с другой моделью, которая включает более жирную диету без диабета и обнаружила, что модель с диабетом и более низким уровнем гиперлипидемии была более эффективна в снижении роста кровеносных сосудов. Наша модель сочетает в себе достижения, которые были использованы отдельными группами, с целью обеспечения практического и стандартизированного метода для достижения последовательных результатов в исследованиях заболеваний периферических сосудов.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

протокол

Исследования с участием животных проводились с одобрения Техасского университета в Остине и научного центра UTHealth в Хьюстонском институциональном уходе за животными и Комитетом по использованию (МАКУК), управлении по обзору и использованию животных (АКУРО) армии Соединенных Штатов Отдел медицинских исследований и командования материальных средств по защите научных исследований и в соответствии с руководящими принципами низ по уходу за животными.

1. индукция сахарного диабета и гиперлипидемия

  1. Переход новозеландских кроликов (4 – 6 месяцев) из одной чашки стандартной люцерны Чау к 0,1% холестерина Чоу в течение четырех дней. Для дней 1-5, использование стандартных Чау для холестерина Чоу коэффициенты 1:0, 3:1, 1:1, 1:3, и 0:1, соответственно. После двух недель на 0,1% холестерина Чоу, побудить кроликов к диабету использованием аллоксиан инъекции, как описано в следующих шагах
  2. Степенный кроликов с использованием 35-75 мг/мл кетамина и 1-2 мг/мл ацетпромазин через подкожной инъекции и приготовительная для внутривенного инъекций путем введения катетера в маргинальных левого уха Вены с помощью 22 г катетера.
  3. Соберите каплю крови из кроликов через концентратор катетера уха Вены для базового уровня глюкозы в крови (BGL) измерение. Любой стандартный глюкомедер может быть использован. Нормальный уровень глюкозы для кролика, как правило, в диапазоне от 80 до 150 мг/дл.
  4. Впрыснуть аллоксиан в 100 мг/кг восстановленный в физиологическим раствором до объема 8 мл через ушной катетер медленно в течение 8-минутного периода с помощью шприца насоса.
  5. Проверьте BGL каждый час в течение следующих 12 ч, используя стандартный глюкомедер для мониторинга гипогликемии.
    1. Поместите кролика в фиксатор.
    2. Обезболив ухо с 2,5% Лидокаин/2,5% прилокаин крем.
    3. Возьмите кровь из боковых ушных вен, используя 27 г иглы и измерить BGL с помощью стандартного метра.
  6. Измерять BGL два раза в день в течение первых 7 дней. Дайте кроликам инъекцию инсулина, если BGL достигнет или превысит 350 мг/дл.
  7. Подготовьте 3-мм шарик из нержавеющей стали для имплантации в качестве маркера размера во время ангиограмм до дня операции.
    1. Вырезать 10-мм круговой кусок силовые пленки из больших листа с помощью биопсии удар.
    2. Установите шарик в центре листа, используя четкий силиконовый герметик.
    3. Полностью покрыть мяч с герметиком. Разрешить герметик для лечения в течение как минимум 24 ч.
    4. Поместите мяч в открытый 2 дюйма х 3 дюйма полиэтиленовый пакет низкой плотности и поместить его в сумку стерилизации для стерилизации с газом этилена оксида.

2. Приготовление кролика для хирургии

  1. Обезболивание кролика с помощью 20 – 40 мг/кг кетамина и 2 мг/кг мидазолама через подкожную инъекцию. Поместите кролика на 1,5%-3% изофлуран (обычно 2%) на протяжении первоначального седации с помощью маски. Дайте инъекцию альфактолько для поддержания анестезии через внутримышечное введение 3 мг/кг.
  2. После анестезированного, снимите маску и вставить наручниками эндотрахеальной трубки, в дыхательные пути и подключиться к искусственной вентиляции легких. Продолжайте управлять изофлуран на 1,5%-3%.
  3. Сбор крови из центральной артерии от любого уха для базовой химии панели.
  4. Поместите 22 г ушной Вены катетер в боковой Вены уха для решения Лакомбинации Рингера капельного всей хирургической процедуры. В качестве альтернативы можно использовать нормальный физиологический раствор (0,9% хлористого натрия).
  5. Используя боковую Вену в противоположном ухе, поместите катетер в Вену и поставьте альфактолько при 6 мг/кг/ч. постепенно увеличивать альфактолько до 8 мг/кг/ч при одновременном снижении изофлуран до 0,6% в период подготовки.
  6. Для ограничения боли и риска заражения, администрирования бупренорфина (0,01 мг/кг) и энрофлоксацина (5 мг/кг) с помощью подкожной инъекции с 25 G иглы.
  7. Обрезать волосы на шее, правой и левой внутренней поверхности бедер, и обратно с помощью Клипперс (#40 лезвие). Волосы удаляются со спины, чтобы поддерживать контакт с заземлением площадки.
  8. Место кровяное давление манжеты на каждом из задних конечностей и измерить начальное кровяное давление. Поместите манжеты чуть ниже колена с зондом чуть выше скакательного на боковой поверхности.
  9. Позиция кролика на хирургическом столе на спине и кустарников и драпировки хирургии сайтов. Это включает в себя шею для доступа сонной артерии и внутреннего правого бедра для доступа бедренную артерию. Выполните стерилизацию скраб с чередованием скрабы 2% хлоргексидин и 70% этилового спирта. Повторите это три раза, а затем нанесите окончательный спрей с 2% раствором хлоргексидин.
  10. Поместите 3-мм нержавеющей стали мяч, который был стерилизовать внутри низкой плотности полесене мешок на верхней части правой (извлечено) ногу вблизи верхней части бедра в качестве эталона размера во время измерений ангиограммы. Поместите стерильную драпировку над ножкой до момента операции. Оставьте шарик внутри стерильного полиэтиленовый пакет во время первой ангиограммы.

3. ангиография

  1. Разоблачить правую общую сонную артерию
    1. Сделайте разрез длиной 4 – 5 см, просто боковой к трахее, используя скальпель с #15 лезвием.
    2. Используйте тупое рассечение, чтобы разоблачить сонную артерию и открыть разрез с помощью небольших ретракторов Вейтулера. Тщательно изолировать сонную артерию от яремной вены и блуждающего нерва. Обычно для тупого рассечения используются изогнутые ножницы Метзенбаум и изогнутый гемостат комаров. Будьте уверены, чтобы получить полное разделение сонной артерии от нерва и яремной вены, чтобы сделать лигутуры только лигатуры артерии.
  2. Место вязью использованием 4-0 Шелковый шов на проксимальных и дистальных концах подвергается артерии. Галстук с дистальной конец сонной артерии с узлом хирурга следуют четыре квадратных узлов. На проксимальных конца, использовать лигалооп, чтобы позволить ему быть ужесточены или ослаблены по мере необходимости. Использование лигалопа, помещенных в проксимальных конце облученных артерий может помочь обеспечить интрор и катетер.
  3. Администрирование 500 ме гепарина через IV. Используйте приблизительно 0,5 mL 1% лидокаин применяется вдоль облученных сонной, чтобы расширять сосуд. Один лечения, как правило, достаточно, но он может быть повторен по мере необходимости. Вырезать примерно половину пути через сонную артерию с помощью скальпеля или радужной оболочки глаза ножницы, затем поместите 4-дюймовый провод вставки инструмент в артерию.
  4. Кормить 0,014 дюйма х 185 см проводку через инструмент вставки к бифуркации аорты на гребне подвздошной кости в нисходящей аорты. Удалите инструмент вставки и вставьте Ангиографический катетер 3F по проводу.
  5. Заранее косичкой катетер, чтобы быть 2 см проксимально к бифуркации аорты на гребне подвздошной кости в нисходящей аорты.
  6. Расположение кончика катетера между седьмым поясничного и первого крестцовых позвонков. Проверьте местоположение катетера, вручную впрыскивая 2-4 мл контрастного вещества.
  7. Администрирование внутриартериальной инъекции 100 мкг нитроглицерина через катетер, чтобы увеличить вазодилатацию.
  8. Администрирование 0,8 mL 1% лидокаин к кролику через катетер, чтобы помочь с вазодилатацию во время ангиограммы. Прикрепите трубку для инжектора к катетера и удалите пузырьки воздуха в линии. Впрыснуть 8-9 мл контрастных носителей с помощью автоматизированного ангиографического инжектора через катетер.
  9. Записывать серийные изображения задних конечностей с помощью ангиографии.
    1. Установите инжектор питания, чтобы придать контраст по 3 мл/сек в общей сложности 8-9 mL. Выполните цифровое вычитание ангиография на 6 кадров в секунду.
    2. Выберите последовательные образы, созданные и изменять фото каждой ангиограммы, используя приблизительно-40% настройки, чтобы минимизировать появление кости и захватить полную картину перфузии сосуда с контрастом. Пример ангиограммы сосудистого потока после перевязки бедренных артерий/эксцизии показан на рисунке 1.

4. изоляция бедренная артерия

  1. Сделать продольный разрез в коже над правой бедренной артерии с помощью скальпеля (#15 лезвие). Убедитесь, что разрез простирается книзу от паховой связки, заканчивающиеся в области просто проксимальных к коленной чашечки (около 6 см).
  2. Используйте тупым рассечение с изогнутыми Метзенбаум ножницы или изогнутые гемостат комаров подвергать бедренную артерию.
  3. Используйте тягачи Вайланера, чтобы удерживать разрез открытым.
  4. Добавить 0,5 мл 1% лидокаина локально, чтобы уменьшить раздражение нерва и способствовать вазодилатацию.
  5. Продолжайте тупую рассечение тканей, чтобы освободить всю длину бедренную артерию вместе со всеми ветвями бедренную артерию, в том числе нижней эпигастральной, глубокой бедренной, боковой окружности, и поверхностные эпигастральной артерии (рис. 2A) .
  6. Проанализируем далее вдоль полицих и подкожной артерии, а также внешние подвздошной артерии (рис. 2A). Периодически увлажняют область физиологическим раствором для защиты от повреждений тканей. Если тупую рассечение выполняется вдоль бедренного канавки (между мышцами) нет необходимости резать мышцу.
  7. Тщательно отделить артерию от Вены и нерва, как показано на рисунке 2B, C. Ligate артерий, указанных на диаграмме с 4,0 шелковых швов путем размещения двух связей с достаточным пространством между ними, чтобы вырезать артерии. Эти связи выполняются с узлом хирурга, за которым следуют четыре квадратных узла.
  8. Вырезать между двумя связями на лигирован артерий с использованием малых ножницы метзенбаум. Акцизная бедренная артерия от ее проксимального происхождения, как ветвь внешней подвздошной артерии к точке дивально, где он раздодит для формирования подкожной и поплитальной артерий.

5. повторить ангиографию

  1. Используйте 4-0 Шелковый шов, чтобы прикрепить силовой лист, с 3-мм нержавеющей стальной шарик в верхнюю часть четырехглавой мышцы. Вытяните кожу над шариком после того как оно в месте.
  2. Администрирование внутриартериальной инъекции 100 мкг нитроглицерина через катетер, чтобы увеличить вазодилатацию.
  3. При необходимости, вводить еще 0,8 мл 1% лидокаин к кролику через катетер, чтобы помочь с вазодилатацию во время ангиограммы.
  4. Впрыснуть 8-9 мл контрастных носителей с помощью автоматизированного ангиографического инжектора.
  5. Выполните ангиографию, как описано в шаге 3,9.

6. Закрытие и восстановление ран

  1. Выньте катетер из правой артерии. Галстук от артерии, используя 4-0 Шелковый шов, который уже на месте вокруг артерии.
  2. Шов обе раны закрыты. Близкие мышцы и подкутикулярные слои с использованием 4-0 рассасывающихся или 3-0 polyglactin 910 на конусообразной иглой (см. таблицу материалов) в непрерывном шовном шаблоне. Закройте кожу с помощью 4-0 рассасывающихся или 4-0 polyglactin 910 на реверсе режущей иглы (см. таблицу материалов) в захороненной непрерывной шаблообразной шовной схеме.
    Примечание: при наличии рассасывающихся предпочтительна для обоих.
  3. Администрирование внутрикожные инъекции 0,25% бупивакаин возле разрезов с помощью шприца с 25 G иглы. Вставьте иглу и впрысните 0,5 mL пока игла вытягивается назад. Дайте одну инъекцию на сторону раны для разреза на шее (две инъекции на шее) и две инъекции в сторону раны для разреза на ноге (четыре инъекции на ноге; шесть инъекций в общей сложности). Общий объем вводится 3 мл (0,5 мл х 6 инъекций).
  4. Администрирование подкожной инъекции 0,5 мг/кг мелоксикама и устойчивый выброс бупренорфина на 0,12 мг/кг.
  5. Монитор кролика, как он восстанавливается от анестезии. Кролик будет автоматически начинают глотать, как он просыпается от анестезии. После того, как происходит глотание, удалите эндотрахеальной трубки. Обеспечить тщательный мониторинг и тепловую поддержку, пока кролик не в состоянии поддерживать сердечно-сосудистую функцию и температуру тела. Верните кролика в его корпус, как только он сможет передвигаться.
  6. Используйте свежие овощи и/или шприц кормления критической диеты вместе с инъекциями подкожный раствор, если кролик не потерпит Чау после операции. Можно использовать капусту, брокколи, цветную капусту, морковь или другие сезонные овощи. Измельчите овощи и смешайте их вместе, чтобы помочь в кролика возвращаются к еде.

7. Мониторинг

  1. Обезболивать кроликов каждые две недели, чтобы приобрести кровяное давление на обе ноги, как описано в шаге 2,8. Урожай крови из центральной артерии уха для использования в анализы крови химии. Кроме того, берут кровь из подкожной вены или головной Вены. Принимайте приблизительно 2 mL в каждой точке времени. Используйте стандартную панель химии крови для анализа. При необходимости, добавить тесты для липопротеинов низкой плотности (ЛПНП), липопротеинов высокой плотности (ЛПВГ), или Гемоглобин A1C (HbA1c).
  2. Возьмите очень небольшое количество крови для измерений BGL.

8. лечение

  1. Приготовьте десять шприцов с лечением, перевозчиком и трансвестит. Заполните каждый шприц незадолго до использования с 100 мкл кальция сульфат суспензии, а затем 100 мкл 2% альгината натрия с факторами роста или другие процедуры, такие, что альгинат ближайший кончик шприца.
  2. Администрирование один приготовленный инъекции в мышцу перед подготовкой следующего. Это уменьшает время, что альгинат взаимодействует с сульфат кальция в шприце. Пространство инъекции равномерно по обе стороны от бедренная артерия на бедре. Для достижения равномерной инъекции, создайте силиконовый лист с отверстиями для руководства инъекцией, как описано в других исследованиях19. Это может быть легко подготовлен с помощью биопсии удар для создания отверстий в коммерчески доступных силиконовые пленки.

9. энточка ангиография, эвтаназия, фиксация перфузии и тканевой урожай

  1. В дату конечной точки выполните ангиографию, как описано в шаге 3, но используйте левую сонную артерию для доступа.
  2. После ангиографии переместите животное к столу некрпсии и выполняйте фиксацию перфузии для сохранения тканей задних конечностей:
    1. Увеличьте изофлуран до 3%-4% и выполните щепотку пальца ноги, чтобы убедиться, что анестезия достаточно глубокая.
    2. Администрирование 1000-2000 МЕ гепарина внутривенно.
    3. Создайте разрез вдоль средней линии грудной клетки и охватите длину диафрагмы, используя скальпель с #20 лезвием.
    4. С грудной клеткой подвергаются, вырезать ребра просто слева от средней линии с помощью ребер резаки. Используйте тягачи Вайланера, чтобы разоблачить сердце.
    5. Настройка насоса с выходом трубы с внутренним диаметром 1/8 дюйма и 18G иглы в конце. Предварительно загрузите линию с физиологическим раствором и, по крайней мере, 600 мл физиологического раствора и формалина, приготовленную в отдельных контейнерах для перфузии.
    6. Вставьте 18 G иглы подключен к насосу в левый желудочек через вершины сердца. Вставить еще 18 G иглы (привязан к чему-либо) в правое предсердие и позволяют крови вытекать в нисходящего проекта некрпсии таблицы.
    7. Используйте насос перфузии для управления потоком приблизительно 500 мл физиологического раствора в сердце. Используйте установку насоса для потока 110 мл/мин.
    8. После того, как жидкость исходит от сердца ясно, переместите трубопровод из солевого резервуара в один заполненный 10%-ным решением формалина. Подергивание будет происходить во всех четырех конечностей, если перфузии работает должным образом. Насос примерно 500 mL из формалин раствор в левый желудочек.
    9. Выключите насос и удалите иглы из сердца.
  3. Удалите обе задние конечности на бедре, разрезав вокруг тазобедренного сустава скальпелем с #20 лезвием. Используйте небольшой резак ребра, чтобы удалить конечности. Используйте неишемическую конечность в качестве элемента управления.
  4. Храните конечности в формалине в течение 24 ч при температуре 4 °C и затем Храните в 70% этанола при температуре 4 °C.
  5. Для гистологического анализа, принимать множественные биопсии из конечностей. Мы использовали 8 6-мм биопсий, взятых в регионах через бедро и теленка в обеих конечностях.
    Примечание: в то время как измерение артериального давления и ангиография являются наиболее часто используемыми методами измерения восстановления кровотока, другие методы могут использоваться для отслеживания восстановления животных, включая ультразвуковое Доплер, Лазерная доплеровская томография, инфракрасная Термография62, Микросфера определяется перфузии63,64, компьютерная томография (КТ) изображений, и магнитно-резонансной томографии (МРТ)65.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Результаты

После индукции диабета и инициирования 0,1% холестерина диета, общий уровень холестерина для кроликов с диабетом и холестерина диета 123,3 ± 35,1 mg/dL (n = 6 мужчин кроликов) усредненные общие временные точки и кроликов. Уровень BGL для этих кроликов составлял 248,3 ± 50,4 мг/дл (n = 6 му?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Обсуждение

Мы представили доклинические модели для индуцирования Хинд конечностей в кроликах с диабетом и гиперлипидемии. Во многих исследованиях, есть двусмысленность в методе, который используется для создания у задних конечностей в кроликах. У мышей, тяжесть и восстановление из задних конечн...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Авторы благодарно признают финансирование через Министерство обороны Конгрессом направленная научно-исследовательская программа (ДМО КДМРП; W81XWH-16-1-0582) в АББ и РС. Авторы также признают финансирование через Американскую ассоциацию сердца (17IRG33410888), Министерство обороны (W81XWH-16-1-0580) и национальные институты здравоохранения (1R21EB023551-01; 1R21EB023551-01A1; 1R21EB023551-01) в АББ.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
0.9% Sodium ChlorideHenry Schein Medical1537468 / 1531434250 mL bag / 1000 mL irrigation btl
1 mL SyringeVWRBD309628
10 mL SyringeVWRBD309695
10% FormalinFisher-Scientific23-245684
18G NeedleVWR89219-294
20G NeedleVWR89219-340
25G NeedleVWR89219-290
27G NeedleVWR89219-288
5 mL SyringeVWRBD309646
5% DextrosePatterson Veterinary07-800-9689
AcepromazinePatterson VeterinaryVEDC207
AlfaxalonePatterson Veterinary07-891-6051
AlginateSigma-AldrichPHR1471-1G
Alloxan MonohydrateSigma-AldrichA7413
Angiography EquipmentToshibaInfinix-i
Angiography InjectorMedrad
Anti-Mouse Ab Alexa 594Thermo Fisher ScientificA-11032Secondary Antibody for IHC
Anti-Rabbit Ab Alexa 488Thermo Fisher ScientificA-11008Secondary Antibody for IHC
a-SMA AntibodyAbcamab5694Primary Antibody for IHC
BaytrilBayer Animal Health724089904201Enrofloxacin
Blood Chemistry PanelIDEXX2616Rabbit Panel
Blood Pressure CuffWelchAllynFlexiport Disposable BP Cuff-infant size 7
Blood Pressure MonitorVmed TechnologyVmed Vet-Dop2
BupivacaineHenry Schein Medical6023287
BuprenorphinePatterson Veterinary42023017905
Buprenorphine SRZooPharm
Calcium SulfateCB MineralsFood and Pharmaceutical Grade USP and FCC
Chlorhexidine ScrubPatterson Veterinary07-888-4598
ChloroformFisher-ScientificC298-4
CholesterolSigma-AldrichC8503
DAPIThermo Fisher Scientific62248
Ear Vein CatheterPatterson VeterinarySR-OX165Surflo IV catheters
Endotracheal tubePatterson VeterinarySheridan Brand, Depends on Rabbit Size
GlucometerAmazonB001A67WH2Accu-Chek Aviva
Glucometer Test StripsMcKesson Medical-Surgical788222Accu-Chek Aviva Plus
GuidewireBoston Scientific39122-01
Hair ClippersAmazonB000CQZI3QOster #40 blade
Heating PadCincinnati Subzero273
Heating Pad PumpGaymarGaymar T/Pump
HemostatFine Science Tools13009-12Curved Mosquito Hemostat
HeparinPatterson Veterinary
Insertion ToolMerit Medical SystemsMAP550metal wire insertion tool
InsulinHPB PharmacyNovalin R & Novalin N
Insulin SyringesMcKesson Medical-Surgical942674
IntroducerCook MedicalG289543F Check Flo Performer Introducer
IsofluraneHenry Schein Medical1100734
KetaminePatterson Veterinary856440301
Lactated RingersMcKesson Medical-Surgical186662
LidocaineMcKesson Medical-Surgical239936
Lidocaine/Prilocaine creamMcKesson Medical-Surgical761240
LigaloopV. MuellerCH117 / CH116White Mini / Yellow Mini
Mazola Corn OilAmazonB0049IIVCI
Medrad SyringeMcKesson Medical-Surgical346920150 mL
MeloxicamPatterson Veterinary
Metal ball suturesEthicon-Johnson & JohnsonK891H4-0 silk C-1 30"
Metzenbaum ScissorsFine Science Tools14019-13
MidazolamHenry Schein Medical1215470
NitroglycerinMcKesson Medical-Surgical927528
PECAM AntibodyNovus BiologicalsNB600-562Primary Antibody for IHC
Perfusion PumpMasterflex
Pigtail CatheterMerit Medical Systems1310-21-00533F pigtail
Polydioxanone (PDS II) sutureMcKesson Medical-Surgical1292714-0 taper RB-1 (needle comes on suture)
Polydioxanone (PDS II) sutureMcKesson Medical-Surgical1290314-0 reverse cutting FS-2
Polyglactin 910 (Vicryl) sutureButler7233-413-0 taper RB-1
Polyglactin 910 (Vicryl) sutureMcKesson1043734-0 reverse cutting FS-2
Rabbit Chow (Alfalfa)LabDiet5321
Rabbit RestrainerVWR10718-000
Rib CuttersV. Mueller
ScalpelFine Science Tools10003-12
Scalpel BladeFine Science Tools10015-00#15 blade
Silk SuturesEthicon-Johnson & JohnsonA183H4-0 silk ties 18"
Stainless Steel BallMcMaster-Carr1598K233-mm diameter
Surgical DrapesGepco8204S
Syringe PumpDRE VeterinaryVersaflow VF-300
Visipaque contrast mediaMcKesson Medical-Surgical509055
Weitlaner RetractorFine Science Tools17012-13

Ссылки

  1. Mozaffarian, D., et al. Heart Disease and Stroke Statistics-2016 Update: A Report From the American Heart Association. Circulation. 133 (4), e38-e360 (2016).
  2. Roger, V. L., et al. Heart disease and stroke statistics--2011 update: a report from the American Heart Association. Circulation. 123 (4), e18-e209 (2011).
  3. Shammas, A. N., et al. Limb Outcomes Following Lower Extremity Endovascular Revascularization in Patients With and Without Diabetes Mellitus. Journal of Endovascular Therapy. 24 (3), 376-382 (2017).
  4. Tunstall-Pedoe, H., Peters, S. A. E., Woodward, M., Struthers, A. D., Belch, J. J. F. Twenty-Year Predictors of Peripheral Arterial Disease Compared With Coronary Heart Disease in the Scottish Heart Health Extended Cohort (SHHEC). Journal of the American Heart Association. 6 (9), (2017).
  5. Whiteley, H. J., Stoner, H. B., Threlfall, C. J. The effect of hind limb ischaemia on the physiological activity of rabbit skin). British Journal of Experimental Pathology. 34 (4), 365-375 (1953).
  6. Longland, C. J. Collateral circulation in the limb. Postgraduate Medical Journal. 29 (335), 456-458 (1953).
  7. Waters, R. E., Terjung, R. L., Peters, K. G., Annex, B. H. Preclinical models of human peripheral arterial occlusive disease: implications for investigation of therapeutic agents. Journal of Applied Physiology. 97 (2), 773-780 (2004).
  8. Krishna, S. M., Omer, S. M., Golledge, J. Evaluation of the clinical relevance and limitations of current pre-clinical models of peripheral artery disease. Clinical Science (London. 130 (3), 127-150 (2016).
  9. Zhou, J., et al. Therapeutic angiogenesis using basic fibroblast growth factor in combination with a collagen matrix in chronic hindlimb ischemia). ScientificWorldJournal. , 652794(2012).
  10. Prochazka, V., et al. Therapeutic Potential of Adipose-Derived Therapeutic Factor Concentrate for Treating Critical Limb Ischemia. Cell Transplantation. 25 (9), 1623-1633 (2016).
  11. Cao, R., et al. Angiogenic synergism, vascular stability and improvement of hind-limb ischemia by a combination of PDGF-BB and FGF-2. Nature Medicine. 9 (5), 604-613 (2003).
  12. Doi, K., et al. Enhanced angiogenesis by gelatin hydrogels incorporating basic fibroblast growth factor in rabbit model of hind limb ischemia. Heart and Vessels. 22 (2), 104-108 (2007).
  13. Nitta, N., et al. Vascular regeneration by pinpoint delivery of growth factors using a microcatheter reservoir system in a rabbit hind-limb ischemia model. Experimental and Therapeutic. 4 (2), 201-204 (2012).
  14. Karatzas, A., et al. NGF promotes hemodynamic recovery in a rabbit hindlimb ischemic model through trkA- and VEGFR2-dependent pathways. Journal of Cardiovascular Pharmacology. 62 (3), 270-277 (2013).
  15. Stachel, G., et al. SDF-1 fused to a fractalkine stalk and a GPI anchor enables functional neovascularization. Stem Cells. 31 (9), 1795-1805 (2013).
  16. Asahara, T., et al. Synergistic effect of vascular endothelial growth factor and basic fibroblast growth factor on angiogenesis in vivo. Circulation. 92, 365(1995).
  17. Morishita, R., et al. Therapeutic angiogenesis induced by human recombinant hepatocyte growth factor in rabbit hind limb ischemia model as cytokine supplement therapy. Hypertension. 33 (6), 1379-1384 (1999).
  18. Walder, C. E., et al. Vascular endothelial growth factor augments muscle blood flow and function in a rabbit model of chronic hindlimb ischemia. Journal of Cardiovascular Pharmacology. 27 (1), 91-98 (1996).
  19. Anderson, E. M., et al. VEGF and IGF Delivered from Alginate Hydrogels Promote Stable Perfusion Recovery in Ischemic Hind Limbs of Aged Mice and Young Rabbits. Journal of Vascular Research. 54 (5), 288-298 (2017).
  20. Xie, J., et al. Induction of angiogenesis by controlled delivery of vascular endothelial growth factor using nanoparticles. Cardiovascular Therapeutics. 31 (3), e12-e18 (2013).
  21. Olea, F. D., et al. Vascular endothelial growth factor overexpression does not enhance adipose stromal cell-induced protection on muscle damage in critical limb ischemia. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 35 (1), 184-188 (2015).
  22. Ohara, N., et al. Adenovirus-mediated ex vivo gene transfer of basic fibroblast growth factor promotes collateral development in a rabbit model of hind limb ischemia. Gene Therapy. 8 (11), 837-845 (2001).
  23. Pyun, W. B., et al. Naked DNA expressing two isoforms of hepatocyte growth factor induces collateral artery augmentation in a rabbit model of limb ischemia. Gene Therapy. 17 (12), 1442-1452 (2010).
  24. Kupatt, C., et al. Cotransfection of vascular endothelial growth factor-A and platelet-derived growth factor-B via recombinant adeno-associated virus resolves chronic ischemic malperfusion role of vessel maturation. Journal of the American College of Cardiology. 56 (5), 414-422 (2010).
  25. Olea, F. D., et al. but not single, VEGF gene transfer affords protection against ischemic muscle lesions in rabbits with hindlimb ischemia. Gene Therapy. 16 (6), 716-723 (2009).
  26. Pinkenburg, O., et al. Recombinant adeno-associated virus-based gene transfer of cathelicidin induces therapeutic neovascularization preferentially via potent collateral growth. Human Gene Therapy. 20 (2), 159-167 (2009).
  27. Katsu, M., et al. Ex vivo gene delivery of ephrin-B2 induces development of functional collateral vessels in a rabbit model of hind limb ischemia. Journal of Vascular Surgery. 49 (1), 192-198 (2009).
  28. Korpisalo, P., et al. Therapeutic angiogenesis with placental growth factor improves exercise tolerance of ischaemic rabbit hindlimbs. Cardiovascular Research. 80 (2), 263-270 (2008).
  29. Chen, F., Tan, Z., Dong, C. Y., Chen, X., Guo, S. F. Adeno-associated virus vectors simultaneously encoding VEGF and angiopoietin-1 enhances neovascularization in ischemic rabbit hind-limbs. Acta Pharmacologica Sinica. 28 (4), 493-502 (2007).
  30. Kobayashi, K., et al. Combination of in vivo angiopoietin-1 gene transfer and autologous bone marrow cell implantation for functional therapeutic angiogenesis. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 26 (7), 1465-1472 (2006).
  31. Lee, J. U., et al. A novel adenoviral gutless vector encoding sphingosine kinase promotes arteriogenesis and improves perfusion in a rabbit hindlimb ischemia model. Coronary Artery Disease. 16 (7), 451-456 (2005).
  32. Nishikage, S., et al. In vivo electroporation enhances plasmid-based gene transfer of basic fibroblast growth factor for the treatment of ischemic limb. Journal of Surgical Research. 120 (1), 37-46 (2004).
  33. Ishii, S., et al. Appropriate control of ex vivo gene therapy delivering basic fibroblast growth factor promotes successful and safe development of collateral vessels in rabbit model of hind limb ischemia. Journal of Vascular Surgery. 39 (3), 629-638 (2004).
  34. Tokunaga, N., et al. Adrenomedullin gene transfer induces therapeutic angiogenesis in a rabbit model of chronic hind limb ischemia: benefits of a novel nonviral vector, gelatin. Circulation. 109 (4), 526-531 (2004).
  35. Yamauchi, A., et al. Pre-administration of angiopoietin-1 followed by VEGF induces functional and mature vascular formation in a rabbit ischemic model. Journal of Gene Medicine. 5 (11), 994-1004 (2003).
  36. Zhong, J., et al. Neovascularization of ischemic tissues by gene delivery of the extracellular matrix protein Del-1. Journal of Clinical Investigation. 112 (1), 30-41 (2003).
  37. Shyu, K. G., Chang, H., Isner, J. M. Synergistic effect of angiopoietin-1 and vascular endothelial growth factor on neoangiogenesis in hypercholesterolemic rabbit model with acute hindlimb ischemia. Life Sciences. 73 (5), 563-579 (2003).
  38. Kasahara, H., et al. Biodegradable gelatin hydrogel potentiates the angiogenic effect of fibroblast growth factor 4 plasmid in rabbit hindlimb ischemia. The Journal of the American College of Cardiology. 41 (6), 1056-1062 (2003).
  39. Rissanen, T. T., et al. Fibroblast growth factor 4 induces vascular permeability, angiogenesis and arteriogenesis in a rabbit hindlimb ischemia model. FASEB Journal. 17 (1), 100-102 (2003).
  40. Taniyama, Y., et al. Therapeutic angiogenesis induced by human hepatocyte growth factor gene in rat and rabbit hindlimb ischemia models: preclinical study for treatment of peripheral arterial disease. Gene Therapy. 8 (3), 181-189 (2001).
  41. Vincent, K. A., et al. Angiogenesis is induced in a rabbit model of hindlimb ischemia by naked DNA encoding an HIF-1alpha/VP16 hybrid transcription factor. Circulation. 102 (18), 2255-2261 (2000).
  42. Gowdak, L. H., et al. Induction of angiogenesis by cationic lipid-mediated VEGF165 gene transfer in the rabbit ischemic hindlimb model. Journal of Vascular Surgery. 32 (2), 343-352 (2000).
  43. Shyu, K. G., Manor, O., Magner, M., Yancopoulos, G. D., Isner, J. M. Direct intramuscular injection of plasmid DNA encoding angiopoietin-1 but not angiopoietin-2 augments revascularization in the rabbit ischemic hindlimb. Circulation. 98 (19), 2081-2087 (1998).
  44. Witzenbichler, B., et al. Vascular endothelial growth factor-C (VEGF-C/VEGF-2) promotes angiogenesis in the setting of tissue ischemia. The American Journal of Pathology. 153 (2), 381-394 (1998).
  45. Prochazka, V., et al. The Role of miR-126 in Critical Limb Ischemia Treatment Using Adipose-Derived Stem Cell Therapeutic Factor Concentrate and Extracellular Matrix Microparticles. Medical Science Monitor. 24, 511-522 (2018).
  46. Wang, J., et al. A cellular delivery system fabricated with autologous BMSCs and collagen scaffold enhances angiogenesis and perfusion in ischemic hind limb. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 100 (6), 1438-1447 (2012).
  47. Hao, C., et al. Therapeutic angiogenesis by autologous adipose-derived regenerative cells: comparison with bone marrow mononuclear cells. American Journal of Physiology - Heart and Circulatory Physiology. 307 (6), H869-H879 (2014).
  48. Nemoto, M., et al. Adequate Selection of a Therapeutic Site Enables Efficient Development of Collateral Vessels in Angiogenic Treatment With Bone Marrow Mononuclear Cells. Journal of the American Heart Association. 4 (9), (2015).
  49. Mikami, S., et al. Autologous bone-marrow mesenchymal stem cell implantation and endothelial function in a rabbit ischemic limb model. PLoS One. 8 (7), (2013).
  50. Wang, S., et al. Transplantation of vascular endothelial growth factor 165transfected endothelial progenitor cells for the treatment of limb ischemia. Molecular Medicine Reports. 12 (4), 4967-4974 (2015).
  51. Yin, T., et al. Genetically modified human placentaderived mesenchymal stem cells with FGF2 and PDGFBB enhance neovascularization in a model of hindlimb ischemia. Molecular Medicine Reports. 12 (4), 5093-5099 (2015).
  52. Annex, B. H. Therapeutic angiogenesis for critical limb ischaemia. Nature Reviews Cardiology. 10 (7), 387-396 (2013).
  53. Das, S., et al. Syndesome Therapeutics for Enhancing Diabetic Wound Healing. Advanced Healthcare Materials. 5 (17), 2248-2260 (2016).
  54. Jang, E., Albadawi, H., Watkins, M. T., Edelman, E. R., Baker, A. B. Syndecan-4 proteoliposomes enhance fibroblast growth factor-2 (FGF-2)-induced proliferation, migration, and neovascularization of ischemic muscle. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109 (5), 1679-1684 (2012).
  55. Monteforte, A. J., et al. Glypican-1 nanoliposomes for potentiating growth factor activity in therapeutic angiogenesis. Biomaterials. 94, 45-56 (2016).
  56. Das, S., et al. Syndecan-4 Enhances Therapeutic Angiogenesis after Hind limb Ischemia in Mice with Type 2 Diabetes. Advanced Healthcare Materials. 5 (9), 1008-1013 (2016).
  57. Das, S., Majid, M., Baker, A. B. Syndecan-4 enhances PDGF-BB activity in diabetic wound healing. Acta Biomaterialia. 42, 56-65 (2016).
  58. Das, S., Singh, G., Baker, A. B. Overcoming disease-induced growth factor resistance in therapeutic angiogenesis using recombinant co-receptors delivered by a liposomal system. Biomaterials. 35 (1), 196-205 (2014).
  59. Kikuchi, R., et al. An antiangiogenic isoform of VEGF-A contributes to impaired vascularization in peripheral artery disease. Nature Medicine. 20 (12), 1464-1471 (2014).
  60. Shafat, I., Ilan, N., Zoabi, S., Vlodavsky, I., Nakhoul, F. Heparanase levels are elevated in the urine and plasma of type 2 diabetes patients and associate with blood glucose levels. PLoS One. 6 (2), (2011).
  61. Wang, Y., et al. Endothelial cell heparanase taken up by cardiomyocytes regulates lipoprotein lipase transfer to the coronary lumen after diabetes. Diabetes. 63 (8), 2643-2655 (2014).
  62. Fan, C. L., et al. Therapeutic angiogenesis by intramuscular injection of fibrin particles into ischaemic hindlimbs. Clinical and Experimental Pharmacology and Physiology. 33 (7), 617-622 (2006).
  63. Liddell, R. P., et al. Endovascular model of rabbit hindlimb ischemia: a platform to evaluate therapeutic angiogenesis. Journal of Vascular Interventional Radiology. 16 (7), 991-998 (2005).
  64. Gowdak, L. H., et al. Adenovirus-mediated VEGF(121) gene transfer stimulates angiogenesis in normoperfused skeletal muscle and preserves tissue perfusion after induction of ischemia. Circulation. 102 (121), 565-571 (2000).
  65. Zhang, H., Wang, X., Guan, M., Li, C., Luo, L. Skeletal muscle evaluation by MRI in a rabbit model of acute ischaemia. The British Journal of Radiology. 86 (1026), 20120042(2013).
  66. Jang, E., Albadawi, H., Watkins, M. T., Edelman, E. R., Baker, A. B. Syndecan-4 proteoliposomes enhance fibroblast growth factor-2 (FGF-2)-induced proliferation, migration, and neovascularization of ischemic muscle. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109 (5), 1679-1684 (2012).
  67. Das, S., et al. Syndesome Therapeutics for Enhancing Diabetic Wound Healing. Advanced Healthcare Materials. 5 (17), 2248-2260 (2016).
  68. Das, S., Majid, M., Baker, A. B. Syndecan-4 enhances PDGF-BB activity in diabetic wound healing. Acta Biomateriala. 42, 56-65 (2016).
  69. Baker, A. B., et al. Regulation of heparanase expression in coronary artery disease in diabetic, hyperlipidemic swine. Atherosclerosis. 213 (2), 436-442 (2010).
  70. Das, S., et al. Syndecan-4 Enhances Therapeutic Angiogenesis after Hind Limb Ischemia in Mice with Type 2 Diabetes. Advanced Healthcare Materials. 5 (9), 1008-1013 (2016).
  71. Popesko, P., Rajtová, V., Ji Horák, A Colour Atlas of the Anatomy of Small Laboratory Animals. , Wolfe Publishing. London. (1992).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

148

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены