JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • תוצאות
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

כאן, אנו מדגימים תהודה מגנטית (MR)-הסעה מודרך משופרת משלוח (משופר) של וקטורים ויראלי לתוך קליפת המוח כגישה יעילה ומפושטת להשגת ביטוי אלקטרואופטיקה על פני אזורים קורטיקליים גדולים במוחו של מקוק.

Abstract

בפרימטים שאינם אנושיים (NHP) אלקטרואופטיקה, הדבקת אזורים קורטיקליים גדולים עם וקטורים ויראליות היא לעתים קרובות משימה קשה זמן רב. כאן, אנו מדגימים את השימוש של תהודה מגנטית (MR)-הסעה מודרך משופר משלוח (למעלה) של אלקטרואופטיקה וקטורים ויראלי לתוך המגע הראשוני (S1) ו מנוע (M1) ממדקים של קופי לקבל יעיל, ביטוי קליפת המין הנרחב של ערוצי יונים רגישים לאור. Adeno-הקשורים ויראלי (aav) וקטורים קידוד האדום העביר אופסין C1V1 התמזגו חלבון פלורסנט צהוב (eyfp) הוזרקו לתוך קליפת התוכי רזוס ques תחת MR-מונחה על. שלושה חודשים פוסט אינפוזיה, הדמיה אפיפלורנטית אישר אזורים גדולים של ביטוי אלקטרואופטיקה (> 130 מ"מ2) ב M1 ו S1 בשני מקופי. יתר על כן, הצלחנו להקליט אמין אור מעורר התגובות האלקטרופיזיולוגיה מאזורי הביטוי באמצעות מיקרו-electrocorticographic מערכים. ניתוח היסטולוגית מאוחר יותר וכנגד העיתונאי חשף ביטוי אופגנטי נרחב וצפוף ב-M1 ו-S1 המתאימים להפצה המצוינת על ידי הדמיה אפיפלורנטית. טכניקה זו מאפשרת לנו להשיג ביטוי על פני אזורים גדולים של קליפת המוח בתוך תקופה קצרה יותר של זמן עם נזק מינימלי לעומת טכניקות מסורתיות והוא יכול להיות גישה אופטימלית עבור אלקטרואופטיקה משלוח נגיפי בעלי חיים גדולים כגון NHPs. גישה זו ממחישה פוטנציאל רב לתפעול ברמת הרשת של מעגלים עצביים עם ספציפיות לסוג התא במודלים של בעלי חיים הקרובים ביותר לבני אדם.

Introduction

אלקטרואופטיקה היא כלי רב עוצמה המאפשר מניפולציה של פעילות עצבית וחקר חיבורי הרשת במוח. יישום טכניקה זו בפרימטים לא אנושיים (NHPs) יש את הפוטנציאל לשפר את הבנתנו את ההבנה שלנו של חישוביות עצבית בקנה מידה גדול, קוגניציה והתנהגות במוח הפרימטים. למרות אלקטרואופטיקה יושמה בהצלחה nhps בשנים האחרונות1,2,3,4,5,6,7, אתגר כי פנים החוקרים משיג רמות גבוהות של ביטוי על פני אזורי מוח גדולים בבעלי חיים אלה. כאן, אנו מספקים גישה יעילה ופשוטה כדי להשיג רמות גבוהות של ביטוי אלקטרואופטיקה על פני אזורים גדולים של קליפת המוח בקופי. טכניקה זו יש פוטנציאל גדול לשפר את המחקרים אלקטרואופטיקה הנוכחי בבעלי חיים אלה בשילוב עם הקלטת המדינה האמנות8,9 ו גירוי אופטי10 טכנולוגיות.

הסעה משופרת משלוח (למעלה) היא שיטה הוקמה של משלוח של סוכני תרופתי ומולקולות גדולות אחרות, כולל וקטורים ויראלי, למערכת העצבים המרכזית11,12,13. בעוד שיטות המסירה המקובלת כרוכות במספר חליטות של נפח נמוך מספר מפוזרים על פני אזורים קטנים במוח, משרד הרישוי יכול להשיג הפצה רחבה יותר ואפילו יותר של הסוכן עם פחות חליטות. זרימת נוזל בצובר מונחה לחץ (הסעה) במהלך האינפוזיה מאפשר התמרה נרחבת יותר ואחידה מופץ של רקמת היעד בעת אספקת וקטורים ויראלי עם לח. במחקרים שנעשו לאחרונה, הדגמנו את התמרה ואת הביטוי האופגנטי העוקב של אזורים גדולים של מנוע ראשי (M1) והסוחושי (S1) הקורמיתיים9 ו תלמוס14 באמצעות תהודה מגנטית (MR)-מונחה.

כאן, אנו מתווה את השימוש ב-, כדי להשיג ביטוי אלקטרואופטיקה על פני אזורים קורטיקליים גדולים עם רק כמה זריקות קורטיקלית.

Protocol

כל ההליכים אושרו על ידי אוניברסיטת קליפורניה, סן פרנסיסקו מוסדיים טיפול בעלי חיים הוועדה השימוש (IACUC) והם תואמים את המדריך לטיפול ושימוש בחיות מעבדה. ההליך הבא נעשה באמצעות שני רזוס קופי מבוגר הזכר של 8 ו 7 שנים של גיל, במשקל 17.5 ק"ג ו 16.5 ק"ג (קוף G ו-J קוף), בהתאמה.

הערה: השתמש בטכניקות התקן אספטי עבור כל ההליכים כירורגי.

1. הדמיה בסיסית

  1. הרגעה וצנרור החיה ושמירה על הרדמה כללית תחת isof, הריכוז השתנה בין 0 ל -5% לפי הצורך, תלוי בסימנים חיוניים כגון קצב הנשימה וקצב הלב. עקוב אחר טמפרטורת החיה, קצב הלב, רווית החמצן, תגובות אלקטרוקרדיוגרפיות, והלחץ החלקי בקצה השני של CO2 לכל אורך התהליך.
  2. הנח את החיה במסגרת סטריאוטקאית תואמת MR (עיין בטבלת החומרים) שבה היא תישאר לאורך כל התהליך. חבר את בעל החיים למכונת התאמה למחשב הנייד התואם ל-MR, והרכב אותו לסורק ה-MRI (3 T).
  3. לרכוש T1 סטנדרטי (להעיף זווית = 9 °, זמן חזרה/הד זמן = 668.6, מטריצה גודל = 192 x 192 x 80, עובי פרוסה = 1 מ"מ) ו T2 (להעיף זווית = 130 °, זמן חזרה/הד זמן = 52.5, גודל מטריצה = 256 x 256 x 45, עובי פרוסה = 1 מ"מ) האנטומיה התמונות MR כבסיס התייחסות ותכנון כירורגי.
  4. לשחזר את החיה מהרדמה ולהעביר אותו לאזור המגורים בעלי חיים.
  5. השתמש בתמונות T1 ו-T2 שנרכשו כדי לקבוע את המיקום של פתיחת הגולגולת. המיקום של פתיחת הגולגולת ניתן לקבוע בדיוק על ידי התאמת האזור הקליפת המוח של העניין MR עם אטלס המח מקוק (Paxinos, חואנג , פטרידה, טוגה 2 מהדורה). בנוסף, תמונות בסיסיות אלה יכולות לספק אומדן עבור מיקומי העירוי הנגיפי. אזורי העניין הקורטיקליים. הפגינו כאן הם M1 ו-S1

2. MR-השתלת הקאמרית התואמת

  1. הרגעה וצנרור החיה ושמירה על הרדמה כללית עם ניטור סטנדרטי הרדמה כמו ב 1.1.
  2. הנח את בעל החיים במסגרת הסטריאוטקאית התואמת ל-MR, בה הוא יישאר במהלך השרשה קאמרית ומשלוח וקטורי ויראלי. חברו את בעל החיים למכונת. התאמה למחשב הנייד של מר מיסטר
  3. צור חתך משונן כ 2 ס מ מקו האמצע עם אורך של כ 5 ס מ עם אזמל.
  4. הסירו את הרקמה הרכה הבסיסית מהגולגולת באמצעות מעליות (ראו טבלת חומרים).
  5. צור פיום גולגולת עגול (2.5 ס מ) כדי לכסות את התוואי המתוכנן מראש לזריקות באמצעות טרפין (ראו טבלת חומרים).
    1. הנמך את נקודת המרכוז של הטרפין מעבר לקצה הטרפין. צרו כניסה במרכז פתיחת הגולגולת המתוכננת בצורה מספקת בתוך הראש כדי לעגן את הטרפין באמצעות נקודת המרכוז הניתנת לכוונון של הטרפין. היזהרו כדי למנוע חדירה לחלוטין דרך עומק הגולגולת כמו זה יכול לגרום נזק לרקמות העצביות הבסיסית.
    2. מדי פעם מרוקן את האזור עם תמיסת מלח לפי הצורך כדי לשמור על לחות הרקמה במהלך פתיחת הגולגולת.
    3. ברגע שהמרכז נעשה, הנמך את הטרפין על הגולגולת וסובב את הטרפין בכיוון השעון ונגד כיוון השעון בזמן החלת לחץ כלפי מטה עד שמכסה העצם ניתן להסרה באמצעות מלקחיים. היזהרו להימנע מפגיעה ברקמה הבסיסית עם הטרפין.
  6. הפתיל תפר דק (גודל 6-0) דרך הדורא במרכז פתיחת הגולגולת והרימו את הדורה על ידי משיכת בעדינות את התפר ממשטח המוח היוצר אוהל במרכז פתיחת הגולגולת.
  7. לאחר מכן, נקב את השכבה בסמוך למרכז האוהל באמצעות מספריים אופטלמולוגיות משובחים כדי למנוע פגיעה במוח. לאחר מכן חותכים את הדורא מהמרכז עד לקצה הפיום וממשיכים לאורך הקצה בעזרת מספריים בעלי אופלית.
  8. הר הגלילי מותאם אישית (איור 1; ראה סעיף 4 לקבלת הוראות הפקה) לגולגולת על גבי פתיחת הגולגולת כדי לספק תמיכה בצינורית במהלך עירוי לח כגון העקמומיות של האוגן הקאמרית מיישרת טוב. עם העקמומיות של הגולגולת
  9. לאבטח את השתלים לגולגולת באמצעות ברגים פלסטיק ואקריליק שיניים או כמה ברגים טיטניום.

3. משלוח וקטורי נגיפי

  1. זמן קצר לאחר השתלת החדר תואם MR והכנסת צינורית הזרקה (איור 1A-B, איור משלים 1) לתוך החדר, למלא את הרשת עם תמיסת מלח (0.9% הנאל) להמחיש את מיקומי ההזרקה באמצעות תמונות אנטומיים MR ו ממלאים את החללים הקאמריים בג שנספג בלחות רטובה כדי לשמור על לחות המוח (איור 1F).
  2. מכסים את העור ואת הצילינדר עם כיסוי מיקרוביאלית סטרילי לשמור על עקרות של צילינדרים במהלך הובלה וחליטות מר. מניחים קפסולת ויטמין E כדי לסמן את החלק העליון של רשת ההזרקה לזיהוי חיובי.
  3. בעוד שהחיה נשארת מטוצרת, מנתק את הצינורית האנדוקנה ממעגל ההרדמה ומחבר אותו למכונת מחשב מותאמת מאוד לMR, ומשגר את החיה לסורק ה-MRI.
  4. רכישת תמונות T1 (זווית היפוך = 9 °, זמן חזרה/הד זמן = 668.6, גודל מטריצה = 192 x 192, עובי פרוסה = 1 מ"מ, 80 פרוסות) כדי לחשב את המרחק מראש רשת ההזרקה ואת משטח קליפת הדופן. הקפסולה ויטמין E הוא גלוי בבירור תמונות T1 ויש להשתמש בו כסמן עבור החלק העליון של רשת ההזרקה (איור 2A). השתמש בכלי הסרגל של תוכנת הדימות של MR כדי למדוד את המרחק בין החלק העליון של רשת ההזרקה לבין משטח קליפת האדמה.
  5. לרכוש תמונות T2 (זווית היפוך = 130 °, זמן חזרה/הד זמן = 52.5, גודל מטריצה = 256 x 256, עובי פרוסה = 1 מ"מ, 45 פרוסות) כדי לקבוע את מדריכי הצינורית האופטימליים עבור כל אתר המבוסס על אתר ייעודי של אינפוזיה (איור 2B-C). כפי שהוזכר קודם לכן, רשת הצינורית מלאה בתמיסת מלח, שהיא הטובה ביותר הנראית בתמונות T2. באמצעות תוכנת הדמיה MR, לגלול דרך מטוסי ילתית ו משונן למצוא את מיקום היעד של אינפוזיה.
  6. לאחר הפשרה וקטור ויראלי למשך כמה שעות בטמפרטורת החדר, לערבב את וקטור ויראלי עם הסוכן הניגודיות MR gadoteridol (יחס של 250:1; 2mM Gd-DTPA, ראה טבלת חומרים) על ידי פיפטה או מערבולת ערבוב.
    הערה: הטכניקה המוצגת נבדקה עבור וקטורים AAV עם ביטוי הנהיגה CamKIIa מיזם של C1V1 התמזגו כדי EYFP (AAV 2.5-Camkiia-C1V1-EYFP, titer: 2.5 x 1012 מולקולות וירוס/mL; ראה טבלה של חומרים).
  7. לטעון את הווירוס מעורב לתוך 0.2 mL לחץ גבוה העירוי צינורות (ראה טבלת חומרים).
  8. הקמת שדה סטרילי מחוץ לסורק MR להכנת קו העירוי הנגיפי.
  9. באמצעות צינורות העירוי בלחץ גבוה, לחבר קו הארכה ארוך (כ 3-5 מטרים, בהתאם למיקום של משאבת האינפוזיה ביחס MR נשא) למזרק תואם MR 3 מ ל ו הראשי עם תמיסת מלח.
  10. לחבר את הקצה המרוחק של קו השלוחה הארוכה אל הקצה החזיתי של הצינורות 0.2 mL IV טעון עם הווירוס ולצרף את הצינורית עמידים לריפלוקס עם טיפ 1 מ"מ צעד (איור 2D; ראה סעיף 5 לקבלת הוראות הפקה) עד הסוף של הרכבה עם מחבר קטטר סגנון התפס (ראה טבלת חומרים) (איור 2e).
  11. לבסוף, הגדר את המזרק במשאבה תואמת MR (ראה טבלת חומרים). הנח את בקר המשאבה בחדר הבקרה של הסורק כפי שהוא אינו תואם ל-MR.
  12. באמצעות התמונות האנטומיות בסיסית MR שהתקבלו לפני, בחר את מיקום רשת ההזרקה ועומק ההכנסה הדרושים כדי להגיע לאתר העירוי של היעד. סמן את עומק ההכנסה על הצינורית באמצעות קלטת סטרילית.
  13. התחילו את העירוי בקצב של 1 μL/min ומאמתים באופן חזותי את זרימת הנוזל בקו האינפוזיה על ידי התבוננות בפליטה של נוזלים מהצינורית.
  14. הכנס את הצינורית באופן ידני דרך רשת ההזרקה לעומק היעד תוך שמירה על הזרימה בקו העירוי, מאחר שפעולה זו תמנע מהרקמה המוחדרת לסתימת הצינורית במהלך ההכנסה.
  15. לרכוש מהר (2 דקות) פלאש T1 משוקלל תמונות (להעיף זווית = 30 °, זמן חזרה/הד זמן = 3.05, גודל מטריצה = 128 x 128, פרוסה עובי = 1 מ"מ, 64 פרוסות) עבור ניטור מקוון של עירוי וקטורי ויראלי.
  16. לאחר החדרת החוצה ~ 10 μL של וקטור כזה וירוס מספיק מוחדרת לזהות בסורק MR, להשיג תמונות MR כדי לוודא את המיקום הנכון צינורית כפי שניכר על ידי התפשטות נצפתה של הווירוס. אם העומק של הצינורית שנוספה שגויה, כוונן את העומק בהתאם או הוצא לאט את הצינורית ונסה שוב לבצע את ההוספה כמו ב-3.12.
  17. ניטור האינפוזיה באמצעות הדרכה של תמונות MR מקוונת (פלאש T1 משוקלל) ולהגדיל את קצב העירוי ל 5 μL/min על ידי 1 μL/min צעדים מדי כמה דקות (איור 3A).
  18. לאחר החדרת כ 40 μL של וקטור ויראלי, להתחיל להקטין את קצב האינפוזיה על ידי 1 μL/min שלבים ולעצור את האינפוזיה לאחר ~ 50 μL מוזרק ולהשאיר את הצינורית במקום 10 דקות.
  19. הסר את הצינורית באיטיות מהמוח ועבור למיקום הבא. חזור על שלבים 3.9 עד 3.19 עבור כל מיקום.
  20. לכסות את הצילינדר עם כיסוי סטרילי בסוף הזריקות, לפני הובלה בעלי חיים. ואז להעביר את החיה. לחדר הניתוח
  21. או לחקור את התא תואם MR ולסגור את החתך כירורגי על ידי החלפת כנף העצם ושריר על גבי ואת העור באמצעות טכניקות אספטי סטנדרטי או להחליף את החדר עם גליל טיטניום ודורה מלאכותי (ראה יזדדן-שאהורל ואח ' 20169) להקלטה עצבית ולגירוי.

4. הפקה קאמרית מותאמת לMR

  1. הרכיבו צינורית ניילון ברשת ההזרקה (איור 1A-B) בעיבוד שבבי לפי המידות שצוינו (איור משלים 1).
  2. 3D להדפיס את הצילינדר תואם MR מתוך יריעות אקרילוניטריל בוטריפן (ABS0 פלסטיק (איור 1C-E) (ראה קובץ משלים 1 – 3; ראה טבלת חומרים עבור מדפסת תלת-ממד וחומרים).
    הערה: עיצוב אחד שומר על רשת הזרקת צינורית קבועה בתוך גליל תואם MR (איור 1C), בעוד אחרת מאפשר סיבוב של הרשת, הרחבת אזור ההזרקה (איור 1C-E).
  3. הפתיל רשת הזרקת צינורית ולהקיש על החלל המקביל של התא תואם MR, כך ששתי החתיכות מוצג השחלה זהה.
    הערה: ניתן להשתמש בכל סוג של השחלה בתנאי שלשני הרכיבים יש את אותו השרשור.
  4. הכנס צינורית ניילון הזרקת הרשת על ידי לתוך החור הקיש של גליל תואם MR.

5. הפקת צינורית עמיד בפני הריפלוקס13

  1. לגזור צינורות סיליקה 30 ס מ עם 0.32 מ"מ מזהה ו 0.43 mm OD עבור צינורות סיליקה הפנימי (ראה טבלת חומרים) באמצעות להב תער.
  2. חותכים 7.5 ס מ ארוך ו 5 ס"מ-סיליקה אבובים עם מזהה 0.45 מ"מ ו 0.76 mm OD עבור צינורות סיליקה החיצוני (ראה טבלת חומרים).
  3. לדבוק את צינורות 7.5 ס מ החיצוני לצינורות הפנימי 30 ס מ עם ציאנואקריאקרילי כגון הצינור הפנימי מרחיב 1 מ"מ מעבר לצינור החיצוני, מה שהופך את הצעד עמידים לריפלוקס (איור 2D). כדי לוודא כי הציאנואקריאקרילי אינו נכנס לתוך הצינורות הפנימיים, מניחים את הציאנואקריאקרילי על החלק החיצוני של הצינורות הפנימיים הרחוקים מהצינורית.
  4. הדבק את הצינורות באורך 5 ס מ לקצה השני של אבובים הפנימי עבור מצורף בסגנון קלאמפ מחבר קטטר (ראה שלב 3.10).

תוצאות

הסעה משופרת משלוח (לח) תחת הדרכה MRI

התפשטות של וקטור ויראלי היה מפוקח במהלך עירוי מתחת להדרכה של תמונות MR באינטרנט (איור 3A). במחקר זה, S1 ו M1 של שני קופים היו ממוקדות (איור 3B). אמצעי ההפצה התלת-ממדיים הו...

Discussion

כאן, אנו מתווה טכניקה אפשרית ויעילה להשגת ביטוי האופגנטי בקנה מידה גדול ב-NHP המוח העיקרי של התפקוד המוטורי וקליפת המנוע של MR-מונחה. השימוש MR-מונחה מציג יתרונות משמעותיים על שיטות מסורתיות של עירוי ויראלי במוח NHP. יתרון אחד כזה הוא היכולת להשיג ביטוי על פני אזורים גדולים ובעלי חליטות פחות נד?...

Disclosures

להיקפית יש אינטרס פיננסי בחברת נוירולינק, חברה המפתחת טיפולים קליניים באמצעות גירוי מוחי.

Acknowledgements

עבודה זו נתמכת על ידי האגודה האמריקנית למחקר בתר-דוקטורט (AY), הגנה מתקדמים מחקר פרויקטים הסוכנות (DARPA) התארגנות ופלסטיות כדי להאיץ שחזור פציעה (תיקון; N66001-10-C-2010), R01. NS073940, ועל ידי המרכז לדימות מדעי המוח. עבודה זו נתמכת גם על ידי המכון הלאומי של יוניס קנדי רעד של בריאות הילד & התפתחות האדם של המכון הלאומי לבריאות תחת הפרס מספר K12HD073945, המרכז הלאומי לחקר הפרימטים של וושינגטון (WaNPCR, וסטנג p51 OD010425), ו המרכז למדעי המוח (CNT, מרכז המדע הלאומי לחקר הנדסת בסיס במסגרת גרנט EEC-1028725). אנו מודים לקאמילו דיאז-בוטיה, טים הנסון, ויקטור ח'אזייה, דניאל סילברסמית ', קארן ג'יי מקלאוד, ג'וליאנה, ובלייקלי אנדרוס על עזרתם בניסויים ובנאן טיאן, ג'יווי הוא, פיטר לדוצ'ניש, מישל מהריביז, וטוני האון לעזרה טכנית.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
0.2 mL High Pressure IV TubingSmiths Medical Inc., Dublin, OH, USA533640
0.32 mm ID, 0.43 mm OD Silica TubingPolymicro Technologies1068150027
0.45 mm ID, 0.76 mm OD Silica TubingPolymicro Technologies1068150625
AAV2.5-CamKII-C1V1-EYFPPenn Vector Core, University of Pennsylvania
ABS plasticStratasys, MN, USAABSplus-P430
Antimicrobial incise drape3M6650EZIoban Drape
Dental AcrylicHenry Schein, Inc.1013117Acrylic Bonding Agent
ElevatorsVWR International, LLC.10196-564Langenbeck Elevator, Wide Tip
Fine sutureMcKesson Medical-Surgical Inc.1034505
GadoteridolProhance, Bracco Diagnostics, Princeton, NJ0270-1111-04
Laser for light stimulationOmicron-Laserage, GermanyPhoxX 488-60
MR compatible 3 cc syringeHarvard apparatus, Holliston, MA, USA59-8377
MR Imaging SoftwarePixmeoOsiriX MD 10.0
MR-Compatible PumpHarvard apparatus, Holliston, MA, USAHarvard PHD 2000
MR-compatible stereotaxic frameKOPF1430M MRI
Perifix Clamp Style Catheter ConnectorB-Braun, Bethlehem, PA, USAN/A
Plastic ScrewsPlastics 10-80 x 1/8NNylon screws
Titanium screwsCrist Instrument Co., Inc.6-YCX-0312Self-tapping bone screws
TrephineGerMedUSA Inc,SKU:GV70-42
uPrinter SE 3D printerStratasys, MN, USAN/A
Vitamin E CapsulePure Encapsulations, LLC.DE1
Wet sterile absorbable gelatinPfizer Inc.AZL0009034201Gelfoam

References

  1. Ruiz, O., et al. Optogenetics through windows on the brain in the nonhuman primate. Journal of Neurophysiology. 110 (6), 1455-1467 (2013).
  2. Diester, I., et al. An optogenetic toolbox designed for primates. Nature Neuroscience. 14 (3), 387-397 (2011).
  3. Ohayon, S., Grimaldi, P., Schweers, N., Tsao, D. Y. Saccade modulation by optical and electrical stimulation in the macaque frontal eye field. Journal of Neuroscience. 33 (42), 16684-16697 (2013).
  4. Gerits, A., et al. Optogenetically induced behavioral and functional network changes in primates. Current Biology. 22 (18), 1722-1726 (2012).
  5. Jazayeri, M., Lindbloom-Brown, Z., Horwitz, G. D. Saccadic eye movements evoked by optogenetic activation of primate V1. Nature Neuroscience. 15 (10), 1368-1370 (2012).
  6. Dai, J., Brooks, D. I., Sheinberg, D. L. Optogenetic and electrical microstimulation systematically bias visuospatial choice in primates. Current Biology. 24 (1), 63-69 (2014).
  7. Afraz, A., Boyden, E. S., DiCarlo, J. J. Optogenetic and pharmacological suppression of spatial clusters of face neurons reveal their causal role in face gender discrimination. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 112 (21), 6730-6735 (2015).
  8. Ledochowitsch, P., et al. Strategies for optical control and simultaneous electrical readout of extended cortical circuits. Journal of Neuroscience Methods. 256, 220-231 (2015).
  9. Yazdan-Shahmorad, A., et al. A Large-Scale Interface for Optogenetic Stimulation and Recording in Nonhuman Primates. Neuron. 89 (5), 927-939 (2016).
  10. Ju, N., Jiang, R., Macknik, S. L., Martinez-Conde, S., Tang, S. Long-term all-optical interrogation of cortical neurons in awake-behaving nonhuman primates. PLoS Biology. 16 (8), e2005839 (2018).
  11. Bankiewicz, K. S., et al. Convection-enhanced delivery of AAV vector in parkinsonian monkeys; in vivo detection of gene expression and restoration of dopaminergic function using pro-drug approach. Experimental Neurology. 164 (1), 2-14 (2000).
  12. Kells, A. P., et al. Efficient gene therapy-based method for the delivery of therapeutics to primate cortex. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 106 (7), 2407-2411 (2009).
  13. Krauze, M. T., et al. Reflux-free cannula for convection-enhanced high-speed delivery of therapeutic agents. Journal of Neurosurgery. 103 (5), 923-929 (2005).
  14. Yazdan-Shahmorad, A., et al. Widespread optogenetic expression in macaque cortex obtained with MR-guided, convection enhanced delivery (CED) of AAV vector to the thalamus. Journal of Neuroscience Methods. 293, 347-358 (2018).
  15. Yazdan-Shahmorad, A., Silversmith, D. B., Kharazia, V., Sabes, P. N. Targeted cortical reorganization using optogenetics in non-human primates. Elife. 7, (2018).
  16. Yazdan-Shahmorad, A., et al. Demonstration of a setup for chronic optogenetic stimulation and recording across cortical areas in non-human primates. SPIE BiOS. , (2015).
  17. Lerchner, W., Corgiat, B., Der Minassian, V., Saunders, R. C., Richmond, B. J. Injection parameters and virus dependent choice of promoters to improve neuron targeting in the nonhuman primate brain. Gene Therapy. 21 (3), 233-241 (2014).
  18. Acker, L., Pino, E. N., Boyden, E. S., Desimone, R. FEF inactivation with improved optogenetic methods. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 113 (46), (2016).
  19. Bobo, R. H., et al. Convection-enhanced delivery of macromolecules in the brain. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 91 (6), 2076-2080 (1994).
  20. Lieberman, D. M., Laske, D. W., Morrison, P. F., Bankiewicz, K. S., Oldfield, E. H. Convection-enhanced distribution of large molecules in gray matter during interstitial drug infusion. Journal of Neurosurgery. 82 (6), 1021-1029 (1995).
  21. Lonser, R. R., Gogate, N., Morrison, P. F., Wood, J. D., Oldfield, E. H. Direct convective delivery of macromolecules to the spinal cord. Journal of Neurosurgery. 89 (4), 616-622 (1998).
  22. Szerlip, N. J., et al. Real-time imaging of convection-enhanced delivery of viruses and virus-sized particles. Journal of Neurosurgery. 107 (3), 560-567 (2007).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

147Opsin

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved